Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Opracowanie urządzenia dielektroforetycznego do elektrod grafenowych 3D

11.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51696

⸱

22 czerwca 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemical Engineering, Michigan Technological University, 2Department of Mechanical Engineering, Michigan Technological University, 3XG Sciences, Inc.

W tym artykule

Podsumowanie

Mikrourządzenie o wysokim potencjale przepustowości jest używane do demonstracji trójwymiarowej (3D) dielektroforezy (DEP) z wykorzystaniem nowych materiałów. Papier z nanopłytek grafenu i taśma dwustronna były na przemian układane w stosy; Wykonano mikrostudnię o średnicy 700 μm w kierunku poprzecznym do warstw. W mikrostudzience wykazano zachowanie DEP kulek polistyrenowych.

Streszczenie

Opisano projekt i wykonanie nowatorskiego mikrourządzenia elektrodowego 3D przy użyciu papieru grafenowego o grubości 50 μm i dwustronnej taśmy 100 μm. Protokół szczegółowo opisuje procedury budowy wszechstronnej, wielowarstwowej, laminowanej komory do dielektroforezy wielokrotnego użytku. W szczególności sześć warstw papieru grafenowego o wymiarach 50 μm x 0,7 cm x 2 cm i pięć warstw taśmy dwustronnej było naprzemiennie układanych razem, a następnie mocowanych do szkiełka podstawowego. Następnie w laminowanej strukturze przewiercono mikrostudnię o średnicy 700 μm za pomocą sterowanej komputerowo mikrowiertarki. Właściwości izolacyjne warstwy taśmy pomiędzy sąsiadującymi warstwami grafenu zostały potwierdzone testami wytrzymałościowymi. Epoksyd przewodzący srebro łączył naprzemienne warstwy papieru grafenowego i tworzył stabilne połączenia między papierem grafenowym a zewnętrznymi elektrodami z drutu miedzianego. Gotowe urządzenie zostało następnie zaciśnięte i uszczelnione do szklanego szkiełka. Gradient pola elektrycznego został zamodelowany w urządzeniu wielowarstwowym. Wykazano zachowania dielektroforetyczne kulek polistyrenowych o grubości 6 μm w mikrostudzience o głębokości 1 mm, o przewodności medium w zakresie od 0,0001 S/m do 1,3 S/m, i zastosowano częstotliwości sygnału od 100 Hz do 10 MHz. Ujemne odpowiedzi dielektroforetyczne zaobserwowano w trzech wymiarach w większości przestrzeni przewodność-częstotliwość, a wartości częstotliwości skrzyżowania są zgodne z wcześniej podawanymi wartościami literaturowymi. Urządzenie nie zapobiegało elektroosmozie prądu przemiennego i przepływom elektrotermicznym, które występowały odpowiednio w obszarach niskiej i wysokiej częstotliwości. Papier grafenowy wykorzystany w tym urządzeniu jest wszechstronny i może następnie działać jako bioczujnik po zakończeniu charakterystyki dielektroforetycznej.

Wprowadzenie

Grafen to nowy materiał znany ze swoich wysokiej jakości właściwości elektronicznych oraz potencjalnych zastosowań chemicznych i biosensorów1. Nanopłytki grafenu zostały wykorzystane do nośnika katalizatora 2,3, biosensorów4, superkondensatorów5 i elektrod kompozytowych, w tym kompozytów grafen/polianilina i nanocząstek krzemu/grafenu6-8. Manuskrypt ten opisuje wykorzystanie papieru grafenowego jako elektrod w unikalnym trójwymiarowym (3D), warstwowym urządzeniu mikroprzepływowym. Elektrody z papieru grafenowego zostały zalaminowane izolacyjną taśmą dwustronną oraz wywiercono komorę, w której wykonano dielektroforezę 3D AC kulek polistyrenowych.

Dielektroforeza (DEP) odnosi się do ruchu polaryzowalnych cząstek pod wpływem niejednorodnych pól elektrycznych. Dodatni DEP (pDEP) lub ujemny DEP (nDEP) występuje, gdy cząstki są mniej lub bardziej polaryzowalne niż otaczający je ośrodek, co powoduje ruch w kierunku odpowiednio najsilniejszego lub najsłabszego pola elektrycznego. To nieliniowe narzędzie elektrokinetyczne zostało użyte do separacji, sortowania, pułapkowania i identyfikacji cząstek i komórek biologicznych9-15. Siła dielektroforetyczna doświadczana przez spolaryzowaną cząstkę jest funkcją gradientu pola elektrycznego, promienia i kształtu cząstek, właściwości dielektrycznych cząstek, w tym przewodności i przenikalności, a także przewodności i przenikalności elektrycznej. W tradycyjnym dwuwymiarowym (2D) DEP ruch cząstek odbywa się w pierwotnej płaszczyźnie gradientu pola elektrycznego, zwykle tworzonego między mikrofabrykowanymi elektrodami powierzchniowymi; Ruch w kierunku pionowym jest znikomy w porównaniu z kierunkami w płaszczyźnie w większości urządzeń. Jednak wykorzystanie tego trzeciego wymiaru gradientów pola elektrycznego dla 3D DEP pozwala na większą przepustowość próbki i zwiększa wszechstronność projektowania nowych i ulepszonych separacji dielektroforetycznych, w których przepływ jest przesyłany do gradientów pola16,17. Inne specyficzne konstrukcje obejmują DEP18 na bazie izolatora 3D, elektrodę węglową 3D DEP 13,19 i galwanizację 3D DEP10. Jak dowiodły badania nad strukturami 3D, takie urządzenia mogą pracować w trybie ciągłego przepływu, aby osiągnąć wyższą przepustowość. Obserwacja ruchu cząstek 3D w naszym warstwowym urządzeniu 3D odbywa się w funkcji częstotliwości i przewodności ośrodka za pomocą mikroskopii świetlnej na różnych wysokościach ogniskowych.

Fatoyinbo et al. po raz pierwszy zgłosili DEP w laminowanej elektrodzie/izolacji 3D przy użyciu alternatywnie ułożonej folii aluminiowej 30 μm i folii z żywicy epoksydowej 150 μm20. Następnie Hübner i wsp. zaprojektowali podobne elektrody laminowane 3D z taśmą miedzianą 35 μm i klejem poliimidowym 118 μm21. Ta praca zapożycza projekt 3D-well 22,23 i w unikalny sposób wykorzystuje wygodę papieru grafenowego 50 μm jako warstw przewodzących i taśmy dwustronnej 100 μm jako warstw izolacyjnych, które osiągnęły uszczelnienie i wystarczające ekranowanie elektryczne. Wszechstronność papieru grafenowego jest wyraźną zaletą dla mikrourządzeń elektrod 3D, ponieważ nanopłytki grafenu mają zdolność do jednoczesnego działania jako bioczujniki, co grupa ta wykazała wcześniej24.

Gradienty pola osiągnięte w mikrourządzeniach 3D z papieru grafenowego/polimeru zależą od wymiarów mikrostudzienki, warstw papieru grafenowego i przyłożonego pola elektrycznego. Krytyczne wymiary obejmują pionowe odstępy między elektrodami (grubości warstwy przewodzącej i izolacyjnej) oraz średnicę i wysokość mikrostudzienki (określone przez warstwy ułożone w stos). Sygnał elektryczny można dostroić za pomocą amplitudy i częstotliwości. Obecna struktura urządzenia jest przeznaczona do pracy wsadowej, ale można ją dostosować do urządzenia o ciągłym przepływie. Opisana tutaj technika wytwarzania urządzenia nadaje się do opracowywania laminowanych elektrod 3D o szerokiej gamie właściwości nanopłytek grafenu po prostu poprzez wymianę użytego papieru grafenowego. Zaletami wykorzystania papieru grafenowego są wszechstronność właściwości fizycznych i chemicznych, zmniejszone koszty, a nanopłytki grafenu mogą jednocześnie działać jako bioczujniki do wykrywania szerokiej gamy bioanalitów24. Długoterminowym celem wysokowydajnych systemów 3D DEP jest szybka identyfikacja typów komórek25-27 lub osiągnięcie bezznacznikowego, elektrycznie zapośredniczonego sortowania chorych komórek z populacji zdrowych komórek28. W artykule przedstawiono optymalizację materiałów oraz przygotowanie i eksploatację urządzeń, a następnie zilustrowano i przeanalizowano typowe wyniki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Wykonanie laminowanej trójwymiarowej struktury elektroda/izolacja

  1. W przypadku urządzenia z 6 warstwami grafenu i 5 warstwami taśmy, wyciąć skalpelem lub podobnym ostrzem oraz linijką sześć prostokątów z papieru grafenowego o wymiarach 0,7 cm x 1,5 cm, a za pomocą nożyczek wyciąć pięć pasków dwustronnej taśmy wrażliwej na nacisk o wymiarach 1,3 cm x ~5 cm.
    UWAGA: Jak pokazano na Rysunku 1a, pozwala to na stworzenie urządzenia z 3 elektrodami uziemiającymi i 3 elektrodami sygnału AC. Szerokość warstwy przewodzącej wynosząca 7 mm jest wystarczająco mała, aby zmieścić się na szkiełku przedmiotowym, a jednocześnie wystarczająco duża, aby ułatwić wiercenie. Długość 2 mm zapobiega łatwemu pękaniu przy wielokrotnym użyciu i zapewnia wystarczającą przestrzeń do przyłączenia miedzianych przewodów. Głębokość urządzenia jest ograniczona głębokością freza palca końcowego.
  2. Położyć pierwszą warstwę papieru grafenowego na czystym szkiełku przedmiotowym. Powoli przykryć jeden koniec papieru grafenowego jednym paskiem taśmy, pozostawiając margines ~2 mm, aby zapewnić izolację między dwiema sąsiednimi warstwami papieru grafenowego (Rysunek 1b).
  3. Umieścić drugą warstwę papieru grafenowego na górze taśmy, z przesunięciem względem pierwszej warstwy papieru grafenowego (Rysunek 1a). Po dodaniu każdej warstwy przewodzącej przyłożyć umiarkowany nacisk (docisnąć równomiernie kciukiem, ~100 N na powierzchni 0,7 cm2), aby zapewnić dobre uszczelnienie między warstwami.
  4. Powtarzać kroki 1.2 i 1.3 dla pozostałych warstw, pozostawiając papier grafenowy jako warstwę wierzchnią i dolną. Przeciąć wzdłuż linii przerywanej pokazanej na Rysunku 1b, aby usunąć nadmiar taśmy z krawędzi urządzenia, pozostawiając mały margines ~1 mm, w celu zapewnienia szczelnej izolacji między warstwami papieru grafenowego (Rysunek 1b).
    UWAGA: Taśmy dwustronnej nie stosuje się jako warstw górnej i dolnej, aby uniknąć gromadzenia się zanieczyszczeń podczas wiercenia tej laminowanej struktury, montowania jej na szkiełku i napełniania próbką.
  5. Przeprowadzić szybki test izolacji za pomocą multimetru (tryb pomiaru rezystancji). Umieścić sondy dodatnią i ujemną po dwóch różnych stronach urządzenia (A i B na Rysunku 1c); wysoka rezystancja (od kilo- do megaomów) wskazuje na dobrą izolację między warstwami. Zdjąć strukturę warstwową ze szkiełka przedmiotowego w celu przygotowania do wiercenia mikrootworów.
    UWAGA: Urządzenie zazwyczaj nie przechodzi testu izolacji, gdy sąsiednie warstwy papieru grafenowego stykają się podczas kroków od 1.2 do 1.4. Takie urządzenia należy odrzucić.

2. Wywiercenie mikrootworu w strukturze laminowanej

  1. Użyj komputerowo sterowanej mechanicznej mikro-frezarki i wybierz frez z końcem o średnicy 700 µm i długości ostrza 2,1 mm. Unieruchom strukturę laminowaną na stole mikro-frezarki za pomocą odpowiednich zacisków (Rysunki 2a i b). Ustaw obroty wrzeciona frezarki na 8 600 rpm, następnie powoli opuść frez do wnętrza i przez środek struktury laminowanej. Poruszaj obracającym się frezem w górę i w dół w obrębie mikro-dołka, aby wygładzić jego wewnętrzną ściankę.
    1. Wybierz średnice mikro-dołków, które są ograniczone dostępnymi stosunkami średnicy do długości ostrza frezów. Upewnij się, że wewnętrzna powierzchnia mikro-dołka jest jak najbardziej pionowa i czysta, aby zapewnić optymalne gradienty pola elektrycznego i przejście światła przez mikro-dołek.
  2. Oczyść mikro-dołek z pozostałości materiału za pomocą sprężonego powietrza. Przeprowadź kolejny test izolacji zgodnie z opisem w punkcie 1.5.

3. Podłączenie przewodów elektrycznych do struktury laminowanej

  1. Zgiąć dwa miedziane druty 32 G o długości 3 cm pod kątem prostym w punkcie 2 cm. Wymieszać ~1,5 ml części A i B srebrowej żywicy epoksydowej.
    UWAGA: Wzór na oporność elektryczną, miedź i żywica epoksydowa ze srebrem; równanie; stosowane w badaniach przewodności.
  2. Ręcznie nanieść wymieszaną żywicę epoksydową na górną powierzchnię i końce wszystkich 3 warstw papieru grafenowego, aby zapewnić dobry kontakt między warstwami po stronie A laminowanej struktury (Rysunek 1c), następnie umieścić 1 cm końcówkę miedzianego drutu w żywicy i pomiędzy dowolnymi dwiema warstwami. Delikatnie ścisnąć warstwy, aby usunąć nadmiar żywicy i zapewnić dobry kontakt elektryczny. Powtórzyć czynność dla strony B laminowanej struktury.
  3. Umieścić całe urządzenie na półce w piekarniku w celu wysuszenia przez noc w temperaturze 70 °C i pod ciśnieniem 1 atm.

4. Przygotowanie próbek i pożywek

  1. Przygotować media izotoniczne o różnych wartościach przewodności, używając konduktometru, roztworu zapasowego mannitolu o stężeniu 290 mM oraz dodając seryjnie izotoniczny bufor fosforanowo-solny (PBS).
    UWAGA: Istnieje liniowa korelacja między przewodnością a stężeniem objętościowym PBS o osmolarności ~290 mOsm/L (przewodzącego) w roztworze mannitolu o osmolarności ~290 mOsm/L (nieprzewodzącym). W materiale wideo przedstawiono medium o przewodności 0,01 S/m.
  2. Zmieszać kulek polistyrenowych z przygotowanymi mediami o określonej przewodności lub wodą e-pure (~5 x 10-6 S/m) w stosunku objętościowym 1:50. Protokół ten można łatwo zaadaptować również do komórek biologicznych.

5. Przygotowanie eksperymentu i obsługa urządzenia

  1. Przymocuj urządzenie do szkiełka przedmiotowego z umiarkowaną siłą (Rycina 2d), używając zmodyfikowanych zacisków papierowych lub ich odpowiedników. Stopki powinny znajdować się wystarczająco blisko mikrosodczka, aby uszczelnić laminowaną strukturę do szkiełka, zapobiegając wyciekowi próbki. Zacisk powinien mieścić się w obrębie stolika mikroskopu, a nacisk należy zoptymalizować tak, aby a) zapobiec odkształceniu laminowanej struktury oraz b) zapewnić brak wycieku płynu z mikrosodczka. Odkształcenie zmienia geometrię studni i drogę światła, co zmniejsza powtarzalność eksperymentu.
  2. Używając mikrosstrzykawki lub jej odpowiednika, powoli wstrzyknij ~1 µl próbki do mikrosodczka, unikając wprowadzania pęcherzyków powietrza. W razie potrzeby powtórz wstrzykiwanie, dbając o to, aby nie uszkodzić ścian mikrosodczka ostrzem igły. Napełnij mikrosodczek z lekkim nadmiarem, a następnie natychmiast nasuń szkiełko nakrywkowe na mikrosodczek, aby usunąć nadmiar płynu, zapobiec parowaniu i zapewnić powtarzalne objętości dla każdego eksperymentu.
    UWAGA: Do nacinania i dopasowania rozmiaru szkiełka nakrywkowego dobrze sprawdza się diamentowy przecinak do szkła.
  3. Zamocuj gotowe laminowane mikrourządzenie do stolika mikroskopu i podłącz przewody elektrod generatora funkcji do dwóch miedzianych wyprowadzeń urządzenia. W programie AxioVision (oprogramowanie Zeiss) kliknij przycisk, aby rozpocząć nagrywanie obrazu w trybie akwizycji wielowymiarowej. Uruchom sygnał generatora funkcji w stałym odstępie czasu po rozpoczęciu nagrywania kamerą CCD, aby udokumentować odpowiedzi z zastosowaniem i bez zastosowania pola elektrycznego.
    UWAGA: W tym przypadku zastosowano częstotliwość od 100 Hz do 10 MHz z sygnałem 15 Vpeak-peak ; eksperymenty obserwowano przy powiększeniu 10X w odległości od 1 do 200 nad powierzchnią szkiełka przedmiotowego przez 2 sec bez pola i ~5 min z zastosowanym polem. Obrazy zapisywano cyfrowo z częstotliwością od 1 do 5 klatek na sekundę (fps) do dalszej analizy.
  4. Po zakończeniu eksperymentu usuń urządzenie i zdejmij zaciski. Zanurz szkiełko przedmiotowe oraz urządzenie w wodzie z mydłem, a następnie dokładnie wypłucz. Urządzenia można ponownie wykorzystać około 30 razy przy zachowaniu stałej wydajności.

6. Analiza danych i przetwarzanie obrazów

  1. Przeanalizuj dane obrazowe za pomocą preferowanego oprogramowania, takiego jak ImageJ. Oblicz prędkość na podstawie przemieszczenia cząsteczek między kolejnymi obrazami w danym kroku czasowym.
  2. Oblicz eksperymentalną siłę DEP oraz natężenie pola na podstawie prędkości, aby zestawić trendy i porównać je z teorią29.
  3. Zmierz prędkość cząsteczek radialnie w geometrii mikroskrutku, zgodnie z kształtem gradientu pola elektrycznego. Od krawędzi mikroskrutku do jego centrum wyznacz 8 koncentrycznych konturów izoelektrycznych (350, 300,…50, 0 µm), co daje 7 obszarów.
    UWAGA: Do obliczenia prędkości wykorzystano czas przejścia cząsteczek przez odległość 50 µm. W przypadku konieczności wynikającej z wariacji geometrycznych, kontury izoelektryczne były nieznacznie korygowane.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Eksperymenty dielektroforetyczne na kulkach polistyrenowych o średnicy 6 µm przeprowadzono w cylindrycznym mikrodobku o objętości 0,38 mm3. Wyniki wykazują, że urządzenie oparte na 3D laminowanym papierze grafenowym może wykazywać sygnatury dielektroforetyczne podobne do urządzeń z laminowaną folią metalową 3D20,21, tradycyjnych elektrod metalowych 2D26,27 oraz urządzeń izolacyjnych 2D25. W poniższych eksperymentach zastosowano sygnał...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Manuskrypt ten szczegółowo opisuje protokoły wytwarzania nowatorskiego mikrourządzenia z 6 warstwami grafenu i 5 warstwami taśmy. Co więcej, działanie urządzenia jest zilustrowane za pomocą obserwowanych zachowań DEP kulek polistyrenowych o średnicy 6,08 μm wraz z unikalnym, geometrycznie istotnym podejściem do analizy prędkości cząstek. To wszechstronne podejście do konstruowania nieliniowych urządzeń elektrokinetycznych jest mniej kosztowne niż techniki mikrowytwarzania elektrod i warstw płynnych, a jednocześnie daje r...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów do ujawnienia.

Podziękowania

Podziękowania dla XG Sciences za hojne darowizny w postaci papieru grafenowego. Dziękujemy dr C. Friedrichowi za hojne umożliwienie nam korzystania ze sprzętu do mikrowiercenia. Specjalne podziękowania kierujemy do Taylorii Adams za narrację w filmie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Koraliki polistyrenoweSpherotech, Inc.PP-60-106.08 μ m średnica
Papier grafenowyXG Sciences, Inc.XG Liść B-072
Taśma dwustronna3MN/A136 taśma biurowa
Srebrna przewodząca żywica epoksydowaMG chemikalia8331-14GCzęść A i B w zestawie
MannitolSigma Aldrich091M0020V
Bufor fosforanowy sól fizjologicznaOmniPur0381C490
Mikroskop (kamera CCD)ZeissAxiovert 200M
Generator funkcji/przebiegówAgilent33250A
StrzykawkaHamilton84505
Zacisk do papieruADAMS3300-50-3848
PiekarnikFisher Scientific280A
MultimetrOMEGAHHM25
MikrofrezarkaAEROTECHABL1500 stopni/A3200 Sterownik
Frez palcowyULTRATOOL708473
AxioVisionZeissWersja 4.8
Npaq

Bibliografia

  1. Geim, A. K., Novoselov, K. S. The rise of graphene. Nature Materials. 6 (3), 183-191 (2007).
  2. Jafri, R. I., Rajalakshmi, N., Ramaprabhu, S. Nitrogen doped graphene nanoplatelets as catalyst support for oxygen reduction reaction in proton exchange membrane fuel cell. Journal of Materials Chemistry. 20 (34), 7114-7117 (2010).
  3. Kavan, L., Yum, J. H., Gratzel, M. Graphene Nanoplatelets Outperforming Platinum as the Electrocatalyst in Co-Bipyridine-Mediated Dye-Sensitized Solar Cells. Nano Letters. 11 (12), 5501-5506 (2011).
  4. Aravind, S. S. J., Baby, A. T. T., Arockiadoss, T., Rakhi, R. B., Ramaprabhu, S. A cholesterol biosensor based on gold nanoparticles decorated functionalized graphene nanoplatelets. Thin Solid Films. 519 (16), 5667-5672 (2011).
  5. Si, P., Ding, S. J., Lou, X. W., Kim, D. H. An electrochemically formed three-dimensional structure of polypyrrole/graphene nanoplatelets for high-performance supercapacitors. Rsc Advances. 1 (7), 1271-1278 (2011).
  6. Wang, D. -W., et al. Fabrication of Graphene/Polyaniline Composite Paper via In Situ Anodic Electropolymerization for High-Performance Flexible Electrode. ACS Nano. 3 (7), 1745-1752 (2009).
  7. Lee, J. K., Smith, K. B., Hayner, C. M., Kung, H. H. Silicon nanoparticles-graphene paper composites for Li ion battery anodes. Chem Commun (Camb). 46 (12), 2025-2027 (2010).
  8. Kavan, L., Yum, J. H., Gratzel, M. Optically Transparent Cathode for Dye-Sensitized Solar Cells Based on Graphene Nanoplatelets. ACS Nano. 5 (1), 165-172 (2011).
  9. Martinez-Duarte, R. Microfabrication technologies in dielectrophoresis applications--a review. Electrophoresis. 33 (21), 3110-3132 (2012).
  10. Yamamoto, M., et al. Patterning with particles using three-dimensional interdigitated array electrodes with negative dielectrophoresis and its application to simple immunosensing. Electrochimica Acta. 82, 35-42 (2012).
  11. Doh, I., Kim, Y., Cho, Y. H. A particle trapping chip using the wide and uniform slit formed by a deformable membrane with air bubble plugs. Current Applied Physics. 13 (5), 902-906 (2013).
  12. Lin, S. C., Lu, J. C., Sung, Y. L., Lin, C. T., Tung, Y. C. A low sample volume particle separation device with electrokinetic pumping based on circular travelling-wave electroosmosis. Lab on a Chip. 13 (15), 3082-3089 (2013).
  13. Martinez-Duarte, R., Camacho-Alanis, F., Renaud, P., Ros, A. Dielectrophoresis of lambda-DNA using 3D carbon electrodes. Electrophoresis. 34 (7), 1113-1122 (2013).
  14. Yang, S. M., Tseng, S. Y., Chen, H. P., Hsu, L., Liu, C. H. Cell patterning via diffraction-induced optoelectronic dielectrophoresis force on an organic photoconductive chip. Lab on a Chip. 13 (19), 3893-3902 (2013).
  15. Srivastava, S. K., Gencoglu, A., Minerick, A. R. DC insulator dielectrophoretic applications in microdevice technology: a review. Anal Bioanal Chem. 399 (1), 301-321 (2011).
  16. Liao, S. H., Cheng, I. F., Chang, H. C. Precisely sized separation of multiple particles based on the dielectrophoresis gradient in the z-direction. Microfluidics and Nanofluidics. 12 (1-4), 1-4 (2012).
  17. Bajaj, P., Marchwiany, D., Duarte, C., Bashir, R. Patterned three-dimensional encapsulation of embryonic stem cells using dielectrophoresis and stereolithography. Adv Healthc Mater. 2 (3), 450-458 (2013).
  18. Braff, W. A., Pignier, A., Buie, C. R. High sensitivity three-dimensional insulator-based dielectrophoresis. Lab Chip. 12 (7), 1327-1331 (2012).
  19. Martinez-Duarte, R., Gorkin 3rd, R. A., Abi-Samra, K., Madou, M. J. The integration of 3D carbon-electrode dielectrophoresis on a CD-like centrifugal microfluidic platform. Lab Chip. 10 (8), 1030-1043 (2010).
  20. Fatoyinbo, H. O., Kamchis, D., Whattingham, R., Ogin, S. L., Hughes, M. P. A high-throughput 3-D composite dielectrophoretic separator. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 52 (7), 1347-1349 (2005).
  21. Hubner, Y., Hoettges, K. F., Kass, G. E. N., Ogin, S. L., Hughes, M. P. Parallel measurements of drug actions on Erythrocytes by dielectrophoresis, using a three-dimensional electrode design. Iee Proceedings-Nanobiotechnology. 152 (4), 150-154 (2005).
  22. Abdul Razak, M. A., Hoettges, K. F., Fatoyinbo, H. O., Labeed, F. H., Hughes, M. P. Efficient dielectrophoretic cell enrichment using a dielectrophoresis-well based system. Biomicrofluidics. 7 (6), (2013).
  23. Hughes, M. P. O. S., Hoettges, K. F., Wattingham, R. Device for Dielectrophoretic Manipulation of Particles. , (2005).
  24. Heldt, C. L., et al. Stacked graphene nanoplatelet paper sensor for protein detection. Sensors and Actuators B-Chemica. 181, 92-98 (2013).
  25. Srivastava, S. K., Artemiou, A., Minerick, A. R. Direct current insulator-based dielectrophoretic characterization of erythrocytes: ABO-Rh human blood typing. Electrophoresis. 32 (18), 2530-2540 (2011).
  26. Leonard, K. M., Minerick, A. R. Explorations of ABO-Rh antigen expressions on erythrocyte dielectrophoresis: Changes in cross-over frequency. Electrophoresis. 32 (18), 2512-2522 (2011).
  27. Srivastava, S. K., Daggolu, P. R., Burgess, S. C., Minerick, A. R. Dielectrophoretic characterization of erythrocytes: Positive ABO blood types. Electrophoresis. 29 (24), 5033-5046 (2008).
  28. Minerick, A. R. The rapidly growing field of micro and nanotechnology to measure living cells. AIChE Journal. 54 (9), 2230-2237 (2008).
  29. Garza-Garcia, L. D., Perez-Gonzalez, V. H., Perez-Sanchez, O. A., Lapizco-Encinas, B. H. Electrokinetic Mobilities Characterization and Rapid Detection of Microorganisms in Glass Microchannels. Chemical Engineering & Technology. 34 (3), 371-378 (2011).
  30. Lopez-de la Fuente, M. S., et al. An electric stimulation system for electrokinetic particle manipulation in microfluidic devices. Rev Sci Instrum. 84 (3), (2013).
  31. Chen, D. F., Du, H., Li, W. H. A 3D paired microelectrode array for accumulation and separation of microparticles. Journal of Micromechanics and Microengineering. 16 (7), 1162-1169 (2006).
  32. Chu, H., Doh, I., Cho, Y. H. A three-dimensional (3D) particle focusing channel using the positive dielectrophoresis (pDEP) guided by a dielectric structure between two planar electrodes. Lab on a Chip. 9 (5), 686-691 (2009).
  33. Millet, L. J., Park, K., Watkins, N. N., Hsia, K. J., Bashir, R. Separating beads and cells in multi-channel microfluidic devices using dielectrophoresis and laminar flow. J Vis Exp. , (2011).
  34. Weiss, N. G., et al. Dielectrophoretic mobility determination in DC insulator-based dielectrophoresis. Electrophoresis. 32 (17), 2292-2297 (2011).
  35. Auerswald, J., Knapp, H. F. Quantitative assessment of dielectrophoresis as a micro fluidic retention and separation technique for beads and human blood erythrocytes. Microelectronic Engineering. 67-8, 879-886 (2003).
  36. Park, S., Zhang, Y., Wang, T. H., Yang, S. Continuous dielectrophoretic bacterial separation and concentration from physiological media of high conductivity. Lab on a Chip. 11 (17), 2893-2900 (2011).
  37. Sun, T., Holmes, D., Gawad, S., Green, N. G., Morgan, H. High speed multi-frequency impedance analysis of single particles in a microfluidic cytometer using maximum length sequences. Lab on a Chip. 7 (8), 1034-1040 (2007).
  38. Hughes, M. P., Morgan, H. Dielectrophoretic Characterization and Separation of Antibody-Coated Submicrometer Latex Spheres. Analytical Chemistry. 71 (16), 3441-3445 (1999).
  39. Liang, W. F., et al. Simultaneous separation and concentration of micro- and nano-particles by optically induced electrokinetics. Sensors and Actuators a-Physical. 193, 103-111 (2013).
  40. White, C. M., Holland, L. A., Famouri, P. Application of capillary electrophoresis to predict crossover frequency of polystyrene particles in dielectrophoresis. Electrophoresis. 31 (15), 2664-2671 (2010).
  41. Wu, J., Ben, Y. X., Battigelli, D., Chang, H. C. Long-range AC electroosmotic trapping and detection of bioparticles. Industrial & Engineering Chemistry Research. 44 (8), 2815-2822 (2005).
  42. Zhou, H., White, L. R., Tilton, R. D. Lateral separation of colloids or cells by dielectrophoresis augmented by AC electroosmosis. J Colloid Interface Sci. 285 (1), 179-191 (2005).
  43. Green, N. G., Ramos, A., Gonzalez, A., Morgan, H., Castellanos, A. Fluid flow induced by nonuniform ac electric fields in electrolytes on microelectrodes I. Experimental measurements. Phys Rev E Stat Phys Plasmas Fluids Relat Interdiscip Topics. 61 (4 Pt B), 4011-4018 (2000).
  44. Green, N. G., Ramos, A., Gonzalez, A., Castellanos, A., Morgan, H. Electrothermally induced fluid flow on microelectrodes. Journal of Electrostatics. 53 (2), 71-87 (2001).
  45. Gonzalez, A., Ramos, A., Morgan, H., Green, N. G., Castellanos, A. Electrothermal flows generated by alternating and rotating electric fields in microsystems. Journal of Fluid Mechanics. 564, 415-433 (2006).
  46. Park, S., Koklu, M., Beskok, A. Particle trapping in high-conductivity media with electrothermally enhanced negative dielectrophoresis. Anal Chem. 81 (6), 2303-2310 (2009).
  47. Sin, M. L., Gau, V., Liao, J. C., Wong, P. K. Electrothermal Fluid Manipulation of High-Conductivity Samples for Laboratory Automation Applications. JALA Charlottesv Va. 15 (6), 426-432 (2010).
  48. Liao, S. -H., Cheng, I. F., Chang, H. -C. Precisely sized separation of multiple particles based on the dielectrophoresis gradient in the z-direction. Microfluidics and Nanofluidics. 12 (1-4), 201-211 (2012).
  49. Gencoglu, A., Minerick, A. Chemical and morphological changes on platinum microelectrode surfaces in AC and DC fields with biological buffer solutions. Lab on a Chip. 9 (13), 1866-1873 (2009).
  50. Bocchi, M., et al. Dielectrophoretic trapping in microwells for manipulation of single cells and small aggregates of particles. Biosensors & Bioelectronics. 24 (5), 1177-1183 (2009).
  51. Li, P., Stratton, Z. S., Dao, M., Ritz, J., Huang, T. J. Probing circulating tumor cells in microfluidics. Lab on a Chip. , (2013).
  52. Rimmele, T., Kellum, J. A. Clinical review: Blood purification for sepsis. Critical Care. 15 (1), (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Elektroda z papieru grafenowegokomora dielektroforetycznamikrowiercenie otwor wprzewodz ca epoksydowa ywica srebrowazawiesina kulek polistyrenowychzastosowanie generatora funkcjigradient pola elektrycznegonegatywna dielektroforezaefekt elektroosmozy pr du przemiennegomonta urz dzenia laminowanego
Opracowanie urządzenia dielektroforetycznego do elektrod grafenowych 3D
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.