Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie i wszczepianie miniaturowych dwuelementowych tensometrów do pomiaru in vivo skurczów przewodu pokarmowego u gryzoni.

9.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51739

⸱

18 września 2014

 ,  , 
1Department of Neural and Behavioral Sciences, Penn State University College of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Pomiar in vivo skurczów mięśni gładkich wzdłuż przewodu pokarmowego zwierząt laboratoryjnych pozostaje potężną, choć niedostatecznie wykorzystywaną techniką. Elastyczne, dwuelementowe tensometry nie są dostępne na rynku i wymagają produkcji. Protokół ten opisuje budowę niezawodnych, niedrogich tensometrów do ostrej lub przewlekłej implantacji u gryzoni.

Streszczenie

Dysfunkcja przewodu pokarmowego pozostaje główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności. Rzeczywiście, ruchliwość przewodu pokarmowego (GI) w zdrowiu i chorobie pozostaje obszarem produktywnych badań, z ponad 1400 opublikowanymi badaniami na zwierzętach w ciągu ostatnich 5 lat. Opracowano wiele technik ilościowego określania aktywności mięśni gładkich żołądka, jelita cienkiego i okrężnicy. Techniki in vitro i ex vivo oferują potężne narzędzia do mechanistycznych badań funkcji przewodu pokarmowego, ale poza kontekstem zintegrowanych systemów nieodłącznie związanych z nienaruszonym organizmem. Zazwyczaj pomiar skurczów mięśni gładkich żołądka in vivo obejmował znieczulenie w połączeniu z wprowadzeniem chirurgicznie umieszczonego czujnika ciśnienia, obciążenia ciśnieniem statycznym, takiego jak łagodnie napompowany balon lub rozdęcia żołądka płynem pod barostatycznie kontrolowanym sprzężeniem zwrotnym. Jednak wiele z tych podejść ma wyjątkowe wady, zarówno jeśli chodzi o interpretację wyników, jak i możliwość zastosowania do stosowania in vivo w świadomych eksperymentalnych modelach zwierzęcych. Zastosowanie dwuelementowych tensometrów, które zostały przymocowane do powierzchni błony surowiczej przewodu pokarmowego, przyniosło wiele korzyści eksperymentalnych, które mogą nadal przeważać nad wadami. Ponieważ te przyrządy pomiarowe nie są dostępne na rynku, ta prezentacja wideo zawiera szczegółowy przewodnik krok po kroku dotyczący produkcji obecnego projektu tych przyrządów. Tensometr opisany w tym protokole jest przeznaczony do rejestrowania motoryki żołądka u szczurów. Ten projekt został zmodyfikowany do rejestrowania aktywności mięśni gładkich wzdłuż całego przewodu pokarmowego i wymaga jedynie subtelnej zmiany w ogólnym wytwarzaniu. Zamieszczono reprezentatywne dane z całego przewodu pokarmowego, a także omówienie metod analizy, interpretacji i prezentacji danych.

Wprowadzenie

Badania eksperymentalne, które rejestrują in vivo ruchliwość przewodu pokarmowego (GI) w wielu warunkach eksperymentalnych, pozostają potężnym narzędziem do zrozumienia leżących u podstaw normalnych i patofizjologicznych procesów niezbędnych do homeostazy składników odżywczych. Tradycyjnie, liczne metodologie eksperymentalne, niektóre z podobieństwami do tych znalezionych w praktyce klinicznej 1, zostały wykorzystane do bezpośredniego ilościowego określenia zmian szybkości skurczu przewodu pokarmowego 2-5, ciśnienia śródświetlnego 6, 7 lub tranzytu przewodu pokarmowego niewchłanialnych markerów 8, 9 lub stabilnych izotopów 10-12. Każda z tych technik ma unikalne zalety i wady, które zostały już wcześniej omówione w literaturze. Na przykład przydatność manometrii balonu do ilościowego określania zmian ciśnienia została zakwestionowana ze względu na nieodłączną podatność materiału balonu, podczas gdy odzyskanie niewchłanialnych markerów w przewodzie pokarmowym wymaga eutanazji zwierzęcia doświadczalnego dla jednego punktu danych. Ostatnio doniesiono o zastosowaniu i walidacji zminiaturyzowanego cewnika do pomiaru ciśnienia tętniczego, który oferuje niechirurgiczną metodę monitorowania kurczliwości żołądka u szczurów i myszy 3. Podczas gdy orogastryczny przetwornik ciśnienia skutecznie eliminuje zmienne zakłócające funkcjonowanie przewodu pokarmowego, unikając inwazyjnych zabiegów chirurgicznych, takie podejście jest odpowiednie tylko dla preparatów znieczulonych. Co więcej, brak wskazówek wizualnych nie pozwala na konsekwentne umieszczanie przetwornika w określonych obszarach żołądka. W związku z tym zastosowanie to jest ograniczone do żołądka lub okrężnicy, ponieważ wizualizacja, w połączeniu ze stosunkowo sztywnym drutem przetwornika, w dwunastnicy lub jelicie krętym nie jest opcją.

Podobnie, technika biomagnetycznej biosusceptometrii prądu przemiennego (ACB) została zweryfikowana do analizy skurczu przewodu pokarmowego 4. Podczas gdy technika ACB zapewnia nieinwazyjne podejście do pomiaru skurczów przewodu pokarmowego, ACB cierpi na podobne ograniczenie polegające na tym, że użycie połkniętych magnetycznych mediów detekcyjnych nie pozwala na precyzyjne rejestrowanie określonych regionów przewodu pokarmowego. To ograniczenie można przezwyciężyć poprzez chirurgiczne wszczepienie markerów magnetycznych. Niemniej jednak technika ACB wymaga, aby zwierzę zostało znieczulone w celu zebrania danych.

Ultrasonomikrometria została wykorzystana w niektórych badaniach GI 13, 14 w celu wykorzystania małych rozmiarów, przestrzennych i czasowych zalet piezoelektrycznych krystalicznych nadajników/odbiorników. Fale skurczu mięśni gładkich żołądka nie są zdarzeniami o wysokiej częstotliwości i występują z szybkością około 3 - 5 cykli/min. W związku z tym czasowe korzyści płynące z ultramikrometrii mogą nie być konieczne do uzasadnienia kosztów. Ponadto, podczas gdy ruch liniowy jest dokładnie mierzony za pomocą sonomikrometrii, przedstawiono ograniczenia dotyczące dokładnej interpretacji danych żołądkowo-jelitowych, które mogą wynikać z wszczepienia niewystarczającej liczby kryształów 14.

Oparty na oryginalnych projektach Bassa i współpracowników 2, 15, ten wizualizacjonowany protokół bardziej szczegółowo dokumentuje krok po kroku produkcję i eksperymentalne zastosowanie miniaturowych, dwuelementowych tensometrów, które mają wysoką czułość i elastyczność do rejestrowania skurczów mięśni gładkich wzdłuż całego przewodu pokarmowego. Wymiary elementów tensometrycznych są odpowiednie dla każdego zastosowania gryzoni, ponieważ czułość i rozmiar gotowego tensometru są najbardziej zależne od silikonowych arkuszy otaczających elementy. Te tensometry są łatwo przystosowane do ostrego i przewlekłego stosowania w znieczulonych i swobodnie zachowujących się laboratoryjnych modelach zwierzęcych, zapewniając w ten sposób jedną technikę ilościowego określania skurczów mięśni gładkich.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury były zgodne z wytycznymi National Institutes of Health i zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee w Penn State Hershey College of Medicine. Szczury były trzymane przy użyciu powszechnych praktyk wiwariowych. Uwaga: W tym protokole wykorzystuje się samce szczurów rasy Wistar w wieku ≥8 tygodni i początkowo ważące 175 - 200 g.

1. Procedury wytwarzania tensometru

  1. Większość oprzyrządowania i komponentów pozostaje dostępna w firmach pierwotnych lub następcach prawnych i jest podsumowana w tabeli 1.
  2. Przygotowanie i klejenie dwóch jednoelementowych tensometrów
    1. Z elementami tensometryczności (EA-06-031-350) należy obchodzić się ostrożnie za pomocą czystych kleszczyków Dumont #5. Aby ograniczyć niepożądane przemieszczanie się elementów, użyj małego, czystego, samoprzylepnego kawałka papieru stroną klejącą do góry, aby przymocować elementy do powierzchni roboczej bez ryzyka zanieczyszczenia lub nadmiernej przyczepności.
    2. Połącz dwa pojedyncze elementy tensometryczne tyłem do siebie, aby utworzyć podwójny element. Oczyść tylną część folii każdego elementu alkoholem izopropylowym i pozwól na wyschnięcie przez odparowanie (suszenie gazą często wprowadza trudne do usunięcia zanieczyszczenia włókniste). Pod kierunkiem mikroskopu stereoskopowego (1 - 3x) i za pomocą czystego pędzla artystycznego (10-0 włosie wielbłąda) nałóż cienką warstwę kleju epoksydowo-fenolowego na tył jednego elementu i natychmiast umieść przeciwległy tył drugiego elementu w kontakcie i wyrównaj siatki foliowe (Rysunek 1A).
    3. Umieść połączone elementy w piekarniku o temperaturze 50 - 60 °C O/N, aby całkowicie utwardzić żywicę epoksydową.
      UWAGA: Nie zaciskaj łączonych elementów, ponieważ nadmiar żywicy epoksydowej może przedostać się na elementy, a ciśnienie może spowodować niewspółosiowość kratek. Dwuskładnikowa żywica epoksydowa ma użyteczną żywotność w lodówce wynoszącą zaledwie 6 tygodni po wymieszaniu. Jednorazowo należy związać i utwardzić wystarczającą ilość elementów, a następnie przechowywać je w czystym, wolnym od kurzu środowisku do późniejszego wykorzystania.
  3. Wymiarowanie i okablowanie dwuelementowych tensometrów
    1. Przytnij połączone podwójne elementy do ostatecznego rozmiaru 3 x 3 mm za pomocą skalpela #11 lub żyletki z pojedynczą krawędzią. W tym momencie należy opóźnić przycinanie najwyższej części podwójnych elementów, aby uzyskać obszar do bezpiecznego obchodzenia się z elementem (Rysunek 1A).
    2. Każdy element wymaga czterożyłowego drutu wykonanego z trójżyłowego, łączalnego drutu izolowanego teflonem (P/N 336-FTE). Zdemontuj jedno 30 cm plecione pasmo przewodu trójżyłowego na trzy druty składowe.
    3. Aby wykonać czterożyłowy, sparuj jeden z powstałych pojedynczych przewodów z przewodem tego samego koloru zawartym w drugim przewodzie trójżyłowym o długości 30 cm. W kolejnych krokach te pasujące kolorowe przewody zostaną połączone na końcu zacisku, tworząc wspólny przewód dla końcowego tensometru (rysunek 1B).
    4. Usuń około 1 mm izolacji teflonowej z obu końców każdego przewodu za pomocą termicznych ściągaczy izolacji. Używając aktywowanego topnika lutowniczego kalafonii i lutu niskotemperaturowego (temperatura topnienia 183 ºC), ocynuj końcówki drutu ołówkiem lutowniczym.
    5. W kolejnym etapie potrzebna jest grot do mikrolutowania, aby utworzyć bardziej dyskretne złącze lutowane, aby zapobiec uszkodzeniom cieplnym warstwy folii elementu (rysunek 1C). Aby wyprodukować mniejszą końcówkę do mikrolutowania, owiń mały kawałek drutu miedzianego (o średnicy ~0,25 mm) wokół standardowej końcówki lutowniczej, upewniając się, że drut miedziany wystaje poza długość standardowej końcówki lutowniczej.
    6. Za pomocą czystej szczotki 10-0 należy spłukać tylko pola lutownicze po jednej stronie połączonego podwójnego elementu i jeden pojedynczy przewód i jeden ze sparowanych wspólnych przewodów do pola lutowniczego (rysunek 1D). Resztki topnika można później usunąć za pomocą czystej szczotki zanurzonej w rozpuszczalniku żywicznym.
    7. Powtórz proces po przeciwnej stronie, upewniając się, że pozostały wspólny przewód przewodu jest przylutowany do podkładki przeciwnej do oryginalnego wspólnego przewodu.
  4. Testowanie i epoksydowanie dwuelementowych tensometrów
    1. złącza ze złotym gniazdem (E363/0) do wolnych końców przewodów. W tym momencie podłącz tensometr do wzmacniacza nagrywającego (opisanego poniżej), aby przetestować integralność zespołu dwuelementowego.
    2. Zmierz rezystancję za pomocą dobrej jakości woltomierza. Pierwiastki rejestrują rezystancję około 350 Ω. Ponownie nieodpowiednie połączenia w tym momencie świeżym lutem.
    3. Jeśli połączenia lutowane i zespół dwuelementowy zostaną uznane za zadowalające, odetnij pozostałą folię elementu.
    4. Zaizoluj połączenia lutowane na polach lutowniczych elementu cienką warstwą dwuskładnikowej żywicy epoksydowej silikonowo-kauczukowej (P/N E211). Aby uzyskać najlepsze wyniki, należy częściowo utwardzić żywicę przez 20 - 30 minut przed aplikacją (Rysunek 1E).
  5. Enkapsulacja dwuelementowych tensometryków w silikonie
    1. Wytnij trzy kawałki arkusza silikonowego o grubości 0,5 mm (P/N 20-20) na 15 mm 2 i wyczyść silikon wodą destylowaną. Wytnij jeden kawałek arkusza silikonu w kształcie litery U, aby pomieścić końcowy zespół dwuelementowy bez deformacji otaczającego silikonu (rysunek 1F).
    2. Pokryj wewnętrzne powierzchnie arkuszy silikonowych bez nacięć przezroczystym klejem silikonowym.
    3. Umieść zespół dwuelementowy w wycięciu i wyrównanych arkuszach zewnętrznych, a następnie delikatnie wyciśnij nadmiar silikonu, a także pęcherzyki powietrza od środka na zewnątrz. Ostrożnie zaciśnij zamknięty zespół między dwoma blokami metalowego pręta na 24 godziny, aby zapewnić jednolitą grubość i nie wystąpić żadne odkształcenia.
    4. Pozwól, aby nadmiar silikonu pozostał wzdłuż granic zespołu i utwardź się. Nadmiar ten zostanie usunięty, gdy arkusz silikonu zostanie przycięty do pożądanych wymiarów końcowych (zwykle 6 mm x 8 mm; Rysunek 1G).
  6. Zakończenie złącza przewodu i kalibracja
    1. Wzmocnij złącze lutowane złączy ze złotym gniazdem na poszczególnych przewodach zaciskowych za pomocą rurki termokurczliwej 3 mm (1/8 cala) i wyrównaj w cokole elektrody z tworzywa sztucznego (MS363, rysunek 1H). Zabezpiecz cokół elektrody i przewody rurkami termokurczliwymi o średnicy 0,125 i 0,25 cala, aby zapobiec rozłączeniu podczas eksperymentu (Rysunek 1I).
    2. Sygnały tensometru są przetwarzane przez wzmacniacz mostkowy o wysokim wzmocnieniu (P/N AMP-01-SG). Podłącz tensometr do amplifier za pomocą z dopasowaną wtyczką (363 - SL/6) pasującą do cokołu elektrody. Gwintowana nasadka zapewnia dodatkowe zabezpieczenie, aby utrzymać nieprzerwane sygnały podczas eksperymentu.
    3. Dostosuj ustawienia mostka, balansu i wzmocnienia we wzmacniaczu do dedykowanego tensometru zgodnie z instrukcjami producenta. Przymocuj koniec tensometru w miejscu, w którym przewody wychodzą poziomo, do sztywnego zacisku i skalibruj, umieszczając obciążenie statyczne 1 g na przeciwległym końcu, jak pierwotnie opisali Pascaud i współpracownicy 2, 16, 17.

2. Zabiegi chirurgiczne w celu ostrej implantacji tensometru

  1. Pielęgnacja i przygotowanie zwierząt:
    1. Zwierzęta doświadczalne pozbawiać pożywienia w noc poprzedzającą implantację chirurgiczną (woda może być podawana ad libitum).
    2. Głęboko znieczulij zwierzę. Tiobutabarbital (100 – 150 mg / kg; i.p. dla szczurów) jest preferowany do terminalnej (tj. nieprzeżywalnej) implantacji i eksperymentów ze względu na utrzymujące się działanie znieczulające i minimalną zmianę odruchów żołądkowych u szczurów 10. Test na brak odruchu szczypania łapy w celu określenia głębokości znieczulenia.
    3. Przygotuj szczura do aseptycznej operacji zgodnie z projektem eksperymentalnym i zatwierdzonymi wytycznymi IACUC, w tym sterylizacji narzędzi chirurgicznych, golenia miejsc nacięć, nakładania maści do oczu weterynarza i dezynfekcji wszystkich obszarów chirurgicznych. UWAGA: Jeśli tensometr jest przystosowany do długotrwałego użytkowania, sterylizuj go wyłącznie za pomocą tlenku etylenu (gazu). Stosowanie technik sterylizacji termicznej lub chemicznej może spowodować uszkodzenie tensometru.
  2. Intubacja tchawicy w eksperymentach terminalnych:
    1. Przez długi czas, terminalny, eksperymenty intubują szczura rurką dotchawiczą, aby utrzymać otwarte drogi oddechowe. Wykonaj 1-2 cm nacięcie w linii środkowej po brzusznej stronie szyi od dolnej granicy żuchwy do wcięcia mostka.
    2. Oddziel leżące pod spodem mięśnie paska, stosując rozwarstwienie w linii środkowej, aby odsłonić tchawicę. Odizoluj tchawicę od leżącego poniżej przełyku i umieść pętlę szwu etylonowego 3-0 między tchawicą a przełykiem, aby utworzyć ligatrę.
    3. Otwórz tchawicę z przodu, wykonując małe nacięcie w błonie między dwoma chrzęstnymi pierścieniami tchawicy tuż dystalnie do tarczycy. Włóż mały kawałek rurki polietylenowej (P/N PE-270) o długości 5 mm (i ściętej na jednym końcu) do tchawicy i zabezpiecz ją na miejscu za pomocą ligatury.
    4. Umieść mięśnie paska z powrotem na miejscu i zszyj leżącą na nim skórę etylonem 3-0.
  3. Oprzyrządowanie tensometryczne do powierzchni przewodu pokarmowego:
    1. Przed zabiegiem nawlecz cztery rogi tensometru za pomocą 4-5 cm długości 4-0 lub mniejszej, sterylnego jedwabiu za pomocą igły #14 o stożku 3/8 przed operacją. Jedwabny szew zapewnia wysoki poziom elastyczności i jest mniej podatny na uszkodzenie silikonu otaczającego element tensometryczny.
      UWAGA: nić jedwabna jest dopuszczalna do operacji niewymagających przeżycia oraz do zastosowań wewnętrznych, gdzie przenikanie bakterii przez barierę nabłonkową nie stanowi ryzyka. W zastosowaniach wymagających chirurgii przeżycia szew prolenowy jest konieczny w celu zmniejszenia ryzyka infekcji związanej z plecionymi włóknami tkaniny jedwabiu.
    2. Wykonaj laparotomię, nacinając skórę brzucha wzdłuż linii środkowej. Przekrój mięśnia prostego brzucha wzdłuż linii łączącej alba (naczyniowej), aby zapobiec krwawieniu. Następnie wykonaj bardzo powierzchowne nacięcie w linii środkowej otrzewnej, aby uniknąć uszkodzenia leżących pod spodem wnętrzności brzusznych.
    3. Zewnętrzizuj żołądek za pomocą aplikatorów nasączonych solą fizjologiczną z bawełnianą końcówką. Utrzymuj żołądek w odpowiedniej pozycji, ostrożnie umieszczając go na gaziku nasączonym solą fizjologiczną na ogonowym końcu nacięcia brzucha.
    4. Wyrównaj siatkę zamkniętego tensometru równolegle do okrągłych włókien mięśni gładkich. Za pomocą wcześniej gwintowanych szwów (krok 2.3.1) przymocuj rogi miernika do brzusznej powierzchni surowiczej ciała żołądkowego za pomocą igły #14 o stożku 3/8. W celu zminimalizowania uszkodzenia tkanek i potencjalnego krwawienia nie należy używać ostrych igieł i nie należy perforować żadnych powierzchownych naczyń krwionośnych na powierzchni żołądka.
    5. Rozpocznij wzór szwów miernika wzdłuż większej krzywizny żołądka w pobliżu granicy dna oka / ciała, a następnie postępuj wzdłuż granicy dna oka / ciała w kierunku mniejszej krzywizny. Surowica leżąca pod tensometrem nie powinna być ani luźna, ani nadmiernie rozciągnięta, aby uzyskać najlepsze wyniki.
    6. Ostrożnie przywróć żołądek do anatomicznej pozycji za pomocą aplikatorów nasączonych solą fizjologiczną z bawełnianą końcówką.
    7. W modelu ostrym należy zewnętrzizować przewody tensometryczne na ogonowym końcu nacięcia linii środkowej przed zamknięciem nacięcia brzusznego. Przymocuj wolne przewody do zwierzęcia (np. tylna łapa), aby odciążyć zwierzę podczas manipulowania zwierzęciem lub złączem przewodu zaciskowego. Zamknij mięśnie proste brzucha i skórę brzucha osobno za pomocą nylonowego szwu 3-0. W modelu przewlekłym zabezpiecz przewody podskórnie wzdłuż grzbietowej strony szczura i ułóż je na zewnątrz powyżej czaszki 18.
    8. Po narzędziu chirurgicznym umieść zwierzęta w stereotaktycznej ramie, aby podeprzeć głowę i unieść górną część tułowia. Ten ostatni krok pomaga zmniejszyć artefakt oddychania podczas nagrywania. Monitoruj temperaturę w odbycie i utrzymuj ją na poziomie 37±1 °C za pomocą poduszki grzewczej sterowanej sprzężeniem zwrotnym.
    9. Po zakończeniu końcowych eksperymentów z zastosowaniem znieczulenia tiobutabarbitalem zwierzę musi zostać poddane eutanazji w sposób zgodny z wytycznymi Amerykańskiego Stowarzyszenia Lekarzy Weterynaryjnych (AVMA) dotyczącymi eutanazji.
  4. Nagrania motoryki żołądka:
    1. Wzmocnij sygnał tensometrycznego za pomocą dowolnego dostępnego na rynku wzmacniacza mostka prądu stałego.
    2. Rejestruj sygnały wyjściowe prądu stałego na komputerze za pomocą funkcji rejestratora wykresów dowolnego dostępnego na rynku systemu akwizycji danych.
      UWAGA: Papierowa kopia amplifier wyjście może być wygenerowane za pomocą rejestratora wykresów wariografu.

3. Reprezentatywny pomiar skurczów żołądka po stymulacji pnia mózgu

  1. Odsłonięcie pnia mózgu i czwartej komory
    1. Po wykonaniu instrumentarium chirurgicznego i umieszczeniu zwierzęcia znieczulonego tiobutabarbitalem w ramie stereotaktycznej, należy wykonać 1,5 - 2 cm nacięcie skóry w linii środkowej od kości potylicznej w kierunku podstawy szyi.
    2. Oddziel tkankę łączną łączącą obustronne brzuchy mięśniowe leżących poniżej mięśni szyi wzdłuż linii środkowej (mięśnie od powierzchownych do głębokich to część czaszkowa dźwigacza auris długiego, część ogonowa dźwigacza auris długiego i część czaszkowa płatysma).
    3. Odłącz dźwigacz długi od kości potylicznej, gdy linia środkowa jest wyraźnie zdefiniowana i odsłonięta.
    4. Ostrożnie odsłoń obszar ogonowy czaszki, używając sekcji, aby odłączyć mięsień platysma od leżącej poniżej opony twardej.
    5. Za pomocą nowej igły o sile 25 G ostrożnie odczepić oponę twardą wzdłuż otworu wielkiego, rozciągając się obustronnie do kłykci potylicznych.
    6. Użyj kleszczy Dumonta #5, aby usunąć opony mózgowe pia i pajęczynówkowe leżące nad czwartą komorą i odsłonić pień mózgu.
  2. Podawanie hormonu uwalniającego tyreotropinę w czwartej komorze lub dożylnego nitroprusydku sodu
    1. Zważyć i rozpuścić hormon uwalniający tyreotropinę (TRH) w sterylnym roztworze soli fizjologicznej, aby osiągnąć końcowe stężenie 50 μM TRH.
    2. Zważyć i rozpuścić nitroprusydek sodu (SNP) w sterylnym roztworze soli fizjologicznej, aby osiągnąć końcowe stężenie 150 μM SNP.
    3. Za pomocą strzykawki o pojemności 10 μl podać 2 μl TRH (dawka końcowa wynosi 100 pmol) na grzbietową powierzchnię czwartej komory pnia mózgu, aby ułatwić rejestrację skurczów żołądka.
    4. Za pomocą sterylnej strzykawki i igły 27 G podać 150 μmol/kg SNP przez żyłę ogonową, aby ułatwić rejestrację relaksu żołądkowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Reprezentatywne dane od szczura znieczulonego tiobutabarbitalem przedstawiono na Rysunku 2. Górny zapis reprezentuje skurcze trzonu żołądka szczura podczas podania do pnia mózgu hormonu uwalniającego tyreotropinę (TRH, 100 pmol), który jest znanym peptydem zwiększającym motorykę 3, 19. Przedstawia on skurcze bazowe przed wzrostem fazowej aktywności mięśni gładkich żołądka. Uwaga: Analiza tych szczytów skurczów żołądka przebiega zgodnie z oryginalnym wzorem opracowanym przez Ormsby’ego i Bassa ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawione tutaj procedury pozwalają poszczególnym laboratoriom na wytwarzanie czułych miniaturowych tensometrów do zastosowań biologicznych, w tym między innymi do motoryki przewodu pokarmowego u małych zwierząt laboratoryjnych. Ponieważ komercyjna produkcja tych tensometrów została wstrzymana, laboratoria badające funkcje przewodu pokarmowego są ograniczone do innych technik, które mogą nie pozwalać na pełny zakres dostępnych zastosowań eksperymentalnych. Niniejszy raport zawiera zaktualizowany i bardziej szczegółow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych. Dostawcy wymienieni w tym manuskrypcie mają charakter wyłącznie informacyjny.

Podziękowania

Fundusze na badania otrzymano za pośrednictwem National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NS049177 i NS087834). Autorzy pragną wyrazić uznanie dla intelektualnego wkładu nieżyjącego już dr Paula Bassa i jego współpracowników w oryginalny projekt tensometrów; oraz Carol Tollefsrud za produkcję i sprzedaż tensometrów aż do zaprzestania produkcji w 2010 roku, a także za jej wnikliwą korespondencję.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Element tensometrycznyMikropomiary (grupa produktów Vishay)EA-06-031-350  Wzór liniowy, folia, tensometr do analizy naprężeń (wymagane 2)
www.vishaypg.com/micro-measurements/
lub
http://www.vishaypg.com/docs/11070/031ce.pdf
Klej epoksydowo-fenolowyM-bond 610Klej ogólnego przeznaczenia do klejenia elementówtensometrycznychhttp://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf
3 przewód izolowany przewodowo336-FTEDrobny, elastyczny drut ogólnego przeznaczeniahttp://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf
Zestaw rozpuszczalnika topnika i kalafoniiZestawFAR-2 M-Flux ARPłynny topnik lutowniczyhttp://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf
Solder361A-20R-25Zoptymalizowany i zalecany do zastosowań tensometrycznychhttp://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf
Złączez gniazdem złotymPlasticsOneE363/0Styk gniazdowy do cokołu elektrody
http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=407
Podstawa elektrodyMS363Bezpieczna platforma do styków przewodowychhttp:// www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=499
6-żyłowy363 WTYCZKA Z WINYLEM SL/6Prefabrykowany pokryty winylem (w niestandardowych długościach) z adapterem wtykowym pasującym do cokołu elektrody i ocynowanymi końcówkami lutowniczymi na końcu
Mieszanka odlewnicza z kauczuku silikonowegoProdukty elektryczne EISElan Tron E211Podłoże zalewowe do połączeń lutowniczych
http://www.eis-inc.com
HOTweezersMeisei CorporationModel 4BSzczypce do ściągania izolacji z przewodów
http://www.impexron.us
Stacja lutowniczaWeller (Apex Tool Group)WES 51Wysokiej jakości sprzęt lutowniczy
http://www.apexhandtools.com/weller/index.cfm
>Dostępne za pośrednictwem http://www.eis-inc.com lub http://www.amazon.com
Arkusz silikonowyTrelleborg Sealing Solutions Northborough-Life SciencesPharmelast 20-20Enkapsulacyjne elementy tensometryczne
10 B Forbes Road Northborough, MA 01532 (800) 634-2000
WzmacniaczExperimetria LtdAMP-01-SGbr/> http://experimetria.com/Biological_amplifiers.php
zacisku<

Bibliografia

  1. Szarka, L. A., Camilleri, M. Methods for measurement of gastric motility. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 296 (3), G461-G475 (2009).
  2. Pascaud XB, F. A. U., Genton, M. J., Bass, P. A miniature transducer for recording intestinal motility in unrestrained chronic rats. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. Gastrointest. Physiol. 4 (5), 532-538 (1978).
  3. Gourcerol, G., Adelson, D. W., Million, M., Wang, L., Tache, Y. Modulation of gastric motility by brain-gut peptides using a novel non-invasive miniaturized pressure transducer method in anesthetized rodents. Peptides. 32 (4), 737-746 (2011).
  4. Américo, M. F., et al. Validation of ACB in vitro and in vivo as a biomagnetic method for measuring stomach contraction. Neurogastroenterol. Motil. 22 (12), 1340-1374 (2010).
  5. Fujitsuka, N., Asakawa, A., Amitani, H., Fujimiya, M., Inui, A. Chapter Eighteen - Ghrelin and Gastrointestinal Movement. Ghrelin and Gastrointestinal Movement. , Academic Press. 289-301 (2012).
  6. Monroe, M. J., Hornby, P. J., Partosoedarso, E. R. Central vagal stimulation evokes gastric volume changes in mice: a novel technique using a miniaturized barostat. Neurogastroenterol. Motil. 16 (1), 5-11 (2004).
  7. Herman, M. A., et al. Characterization of noradrenergic transmission at the dorsal motor nucleus of the vagus involved in reflex control of fundus tone. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 294 (3), 720-729 (2008).
  8. Gondim, F. A., et al. Complete cervical or thoracic spinal cord transections delay gastric emptying and gastrointestinal transit of liquid in awake rats. Spinal Cord. 37 (11), 793-799 (1999).
  9. Van Bree, S. H. W., et al. Systemic inflammation with enhanced brain activation contributes to more severe delay in postoperative ileus. Neurogastroenterol. Motil. 25 (8), 540-549 (2013).
  10. Qualls-Creekmore, E., Tong, M., Holmes, G. M. Gastric emptying of enterally administered liquid meal in conscious rats and during sustained anaesthesia. Neurogastroenterol. Motil. 22 (2), 181-185 (2010).
  11. Qualls-Creekmore, E., Tong, M., Holmes, G. M. Time-course of recovery of gastric emptying and motility in rats with experimental spinal cord injury. Neurogastroenterol. Motil. 22 (1), 62(2010).
  12. Choi, K. M., et al. Determination of gastric emptying in nonobese diabetic mice. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 293 (5), G1039-G1045 (2007).
  13. Adelson, D. W., Million, M., Kanamoto, K., Palanca, T., Tache, Y. Coordinated gastric and sphincter motility evoked by intravenous CCK-8 as monitored by ultrasonomicrometry in rats. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 286 (2), G321-G332 (2004).
  14. Xue, L., et al. Effect of modulation of serotonergic, cholinergic, and nitrergic pathways on murine fundic size and compliance measured by ultrasonomicrometry. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 290 (1), G74-G82 (2005).
  15. Bass, P., Wiley, J. N. Contractile force transducer for recording muscle activity in unanesthetized animals. J. Appl. Physiol. 32 (4), 567-570 (1972).
  16. Holmes, G. M., Browning, K. N., Tong, M., Qualls-Creekmore, E., Travagli, R. A. Vagally mediated effects of glucagon-like peptide 1: in vitro and in vivo gastric actions. J. Physiol. 587 (19), 4749-4759 (2009).
  17. Tong, M., Qualls-Creekmore, E., Browning, K. N., Travagli, R. A., Holmes, G. M. Experimental spinal cord injury in rats diminishes vagally-mediated gastric responses to cholecystokinin-8s. Neurogastroenterol. Motil. 23 (2), e69-e79 (2011).
  18. Miyano, Y., et al. The role of the vagus nerve in the migrating motor complex and ghrelin- and motilin-induced gastric contraction in suncus. PLoS ONE. 8 (5), e64777(2013).
  19. Holmes, G. M., Rogers, R. C., Bresnahan, J. C., Beattie, M. S. Thyrotropin-releasing hormone (TRH) and CNS regulation of anorectal motility in the rat. J Auton. Nerv. Syst. 56, 8-14 (1995).
  20. Ormsbee, H. S., Bass, P. Gastroduodenal motor gradients in the dog after pyloroplasty. Am. J. Physiol. 230, 389-397 (1976).
  21. Fukuda, H., et al. Impaired gastric motor activity after abdominal surgery in rats. Neurogastroenterol. Motil. 17 (2), 245-250 (2005).
  22. Browning, K. N., Babic, T., Holmes, G. M., Swartz, E., Travagli, R. A. A critical re-evaluation of the specificity of action of perivagal capsaicin. J. Physiol. 591 (6), 1563-1580 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Dwuelementowy tensometrprzewód pokarmowy gryzoniprocedura wykonaniaenkapsulacja silikonowaimplantacja za pomocą szwówrejestracja in vivomotoryka żołądkamontaż tensometrulutowanie przewodów
Wytwarzanie i wszczepianie miniaturowych dwuelementowych tensometrów do pomiaru in vivo skurczów przewodu pokarmowego u gryzoni.
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.