Artykuł metodologiczny

Obrazowanie luminescencyjne Carenkowa brązowej tkanki tłuszczowej między łopatkami

16.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51790

⸱

7 października 2014

 ,  ,  , 
1Molecular Imaging Laboratory, MGH/MIT/HMS Athinoula A. Martinos Center for Biomedical Imaging, Department of Radiology, Massachusetts General Hospital/Harvard Medical School, 2Center for Drug Discovery, School of Pharmacy, China Pharmaceutical University, 3Perkin Elmer

W tym artykule

Podsumowanie

W tym raporcie wideo pokazujemy zastosowanie obrazowania luminescencyjnego Cerenkov (CLI) do międzyłopatkowej brązowej tkanki tłuszczowej u myszy w warunkach aktywowanych i depresyjnych.

Streszczenie

Brązowa tkanka tłuszczowa (BAT), powszechnie znana jako "dobry tłuszcz", odgrywa kluczową rolę w termogenezie u ssaków. Ta szczególna tkanka jest ściśle związana z metabolizmem i wydatkiem energetycznym, a jej dysfunkcja jest jednym z ważnych czynników przyczyniających się do otyłości i cukrzycy. W przeciwieństwie do wcześniejszych przekonań, ostatnie badania obrazowe PET/CT wykazały, że magazyny BAT są nadal obecne u dorosłych ludzi. Obrazowanie PET wyraźnie pokazuje, że BAT charakteryzuje się znacznie wysokim wychwytem 18F-FDG w pewnych warunkach. W tym raporcie wideo pokazujemy, że obrazowanie luminescencyjne Cerenkowa (CLI) z 18F-FDG może być wykorzystywane do optycznego obrazowania BAT u małych zwierząt. Aktywację BAT obserwuje się po dootrzewnowym wstrzyknięciu noradrenaliny (NE) i leczeniu zimnem, a depresję BAT wywołuje długie znieczulenie. Za pomocą wielofiltrowego obrazowania luminescencyjnego Cerenkowa zademonstrowano rozmieszanie spektralne i rekonstrukcję obrazowania 3D. Nasze wyniki sugerują, że CLI z 18F-FDG jest praktyczną techniką obrazowania BAT u małych zwierząt, a technika ta może być stosowana jako tanie, szybkie i alternatywne narzędzie obrazowania do badań BAT.

Wprowadzenie

Brązowa tkanka tłuszczowa (BAT) jest specjalną tkanką do termogenezy u ssaków, a jedną z jej głównych funkcji jest utrzymanie równowagi energetycznej całego ciała poprzez rozpraszanie dużych ilości energii chemicznej/żywnościowej w postaci ciepła 1. Najbardziej unikalne cechy BAT to obfita ekspresja białka rozprzęgającego-1 (UCP-1), obfite małe kropelki oleju, duża liczba mitochondriów w pojedynczej komórce i znaczne unaczynienie w tkance 2-5. Te unikalne cechy silnie wiążą się z ważną rolą tkanki w metabolizmie i wydatku energetycznym. Wcześniej uważano, że BAT nie występuje już i nie posiada istotnych funkcji fizjologicznych u dorosłych ludzi 1, jednak ostatnie badania obrazowe PET/CT wyraźnie wykazały, że BAT nadal występuje u dorosłych ludzi 2,3,6-9. Odwrotna korelacja między masą BAT a wskaźnikiem masy ciała (BMI) została ustalona na podstawie kilku badań, a ostatnie badania wykazały, że ćwiczenia fizyczne mogą zwiększyć masę BAT. Wyniki te silnie sugerują, że dysfunkcja BAT jest ściśle związana z patologiami otyłości i cukrzycy 2,6,10,11. Ponadto coraz więcej dowodów wskazuje na to, że funkcja BAT jest silnie związana z różnymi innymi patologiami, takimi jak choroby neurodegeneracyjne i nowotwory 3,7,12,13.

Aktywacja BAT, proces zwiększający termogenezę, może być osiągnięta w różnych warunkach, takich jak ekspozycja na zimno, ćwiczenia i leczenie farmakologiczne oraz manipulacja genami 1,14,15. Ekspozycja na zimno i leczenie noradrenaliną są najczęściej stosowanymi metodami aktywacji BAT. Zimno, które może być wyczuwane przez różne mechanizmy, takie jak termoreceptory w skórze, stymuluje nerwy współczulne i prowadzi do uwolnienia noradrenaliny (NE) do BAT. Uwolniony NE wyzwala UCP-1 w celu zainicjowania termogenezy w celu utrzymania normalnej temperatury ciała. W tych warunkach zwiększa się również wychwyt glukozy, aby zapewnić więcej źródeł węgla dla zwiększonego metabolizmu w BAT 1,16,17. Obrazowanie PET za pomocą 18F-FDG potwierdziło, że wychwyt znakowanej glukozy zwiększył się w niskich temperaturach w badaniach na ludziach 6.

Pod względem obrazowania optycznego, BAT jest idealnym celem. BAT międzyłopatkowy ma unikalną lokalizację u myszy, z dala od większych narządów, takich jak wątroba, serce i żołądek. W związku z tym zakłócenia sygnału z tych dużych narządów są nieznaczne (ryc. 1a). Tymczasem płytkie położenie międzyłopatkowego BAT pozwala na uchwycenie większej liczby sygnałów przez kamerę detekcyjną. Co więcej, BAT jest skoncentrowanym narządem masowym, który ogranicza sygnał świetlny w określonych obszarach. Ponadto unikalny trójkątny kształt fizyczny BAT ułatwia jego odróżnienie od innych tkanek (rys. 1a).

Cerenkov luminescence imaging (CLI), nowo powstała technologia obrazowania molekularnego 18-26, wykorzystuje luminescencję generowaną przez rozpady + i - radionuklidów, takich jak 18F i 131I w pożywce. Naładowana cząstka (taka jak + i -) polaryzuje cząsteczki podczas przemieszczania się w ośrodku 18-20, a luminescencja/światło jest emitowane, gdy spolaryzowane cząsteczki rozluźniają się z powrotem do równowagi. Emitowana luminescencja nazywana jest luminescencją Carenkowa (CL). Unikalne właściwości spektralne CL obejmują jego szerokie spektrum w całym widmie ultrafioletowym (UV) i widzialnym 18-20 oraz odwrotną korelację między intensywnością a kwadratem długości fali (λ2). Zarówno promieniowanie UV, jak i widzialne zakresy emitowanego światła mogą być wykorzystywane do różnych zastosowań. Część UV luminescencji Cerenkowa została zastosowana do fotoaktywacji in vivo lucyferyny 21 w klatce, podczas gdy światło emitowane na dłuższej długości fali można wykorzystać do obrazowania optycznego in vivo 18,27-31.

Dla badań na małych zwierzętach, obrazowanie CLI za pomocą systemu obrazowania optycznego jest szybsze i bardziej opłacalne niż PET. Co więcej, CLI może być stosowany do wysokoprzepustowych badań przesiewowych z systemem obrazowania wyposażonym w wysoką przepustowość. Zalety i wady tej technologii zostały omówione w kilku recenzjach 25,32,33. Tomografia 3D CLI była intensywnie badana w kilku grupach 28,34-37, a zastosowania CLI do obrazowania endoskopowego i śródoperacyjnego z powodzeniem wykazano również u myszy 30,38. Ponadto Spinelli i Thorek i wsp. wykazali, że obrazowanie CLI może być stosowane u ludzi, a zatem technologia ta ma również potencjał do zastosowań klinicznych 39,40.

W trakcie ponownego odkrycia BAT u ludzi, obrazy PET wyraźnie wskazywały, że znaczna ilość 18F-FDG nagromadziła się w BAT w pewnych warunkach 2,3,6. Ponadto obrazowanie PET na myszach niewątpliwie wykazało, że BAT można wyróżnić za pomocą 18F-FDG 41 42. W tym raporcie pokazujemy, w jaki sposób luminescencja Carenkowa emitowana z 18F-FDG może być wykorzystana do obrazowania BAT u małych zwierząt za pomocą systemu obrazowania optycznego. Nasze podejście zapewnia szybką, tanią i wygodną metodę obrazowania BAT dla małych zwierząt. Technika ta może być stosowana jako alternatywna metoda obrazowania PET za pomocą 18F-FDG, szczególnie w laboratoriach bez urządzeń PET.

Protokół

Uwaga: Wszystkie badania na zwierzętach powinny być przeprowadzane zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi i wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami.

1. Obrazowanie In Vivo CLI BAT z 18F-FDG

1.1 Obrazowanie tła:

  1. Przed wstrzyknięciem 18F-FDG umieść cztery nagie myszy w komorze indukcyjnej, która została połączona izofluranem zrównoważonym tlenem przez 5 minut w celu wywołania znieczulenia. Następnie umieść cztery znieczulone myszy w aparacie do obrazowania.
  2. Uzyskaj obraz tła z następującymi parametrami: otwarty filtr, f = 1, bin = 8, FOV = D, czas naświetlania = 120 sekund, temperatura stage = 37 °C.

1.2 Obrazowanie BAT z 18F-FGD:

  1. Znieczulonym myszom wstrzyknąć 280 μCi 18F-FDG do PBS dożylnie w żyłę ogonową. Po wstrzyknięciu myszy należy umieścić z powrotem w klatce wyposażonej w jedzenie i wodę.
    Uwaga: Konieczne jest dożylne wstrzyknięcie 18F-FDG, aby uzyskać przyzwoity kontrast wokół obszaru BAT. Tylko bardzo słaby kontrast można zobaczyć przy tej samej ilości 18F-FDG, jeśli stosuje się wstrzyknięcie dootrzewnowe.
  2. Uzyskaj obrazy CLI po 30, 60 i 120 minutach po wstrzyknięciu 18F-FDG o tych samych parametrach, co obrazowanie tła (krok 1.1.2). W przypadku każdej sesji obrazowania należy odczekać 5 minut na reindukcję znieczulenia.
  3. Aby określić ilościowo stosunek sygnału do szumu (S/N), użyj interfejsu oprogramowania do obrazowania, aby narysować dwa zakresy ROI elipsy o równej wielkości nad BAT międzyłopatkowym i obszarem przylegającym do BAT (obszar odniesienia) (rysunek 1b).

1.3 Walidacja źródła CLI:

  1. Znieczulić cztery myszy i wstrzyknąć myszom dożylnie 280 μCi 18F-FDG.
  2. Uśmierc myszy 60 minut po wstrzyknięciu 18F-FDG przez wstrzyknięcie pentobarbitalu sodu (200 mg / kg, IP). Ostrożnie usuń skórę z obszaru międzyłopatkowego. Wyobraź sobie wszystkie myszy z tymi samymi parametrami, co powyżej (1.1.2), w tym samym czasie (Rysunek 2a).
  3. Ostrożnie usuń białą tkankę tłuszczową między łopatkami (WAT) i BAT, a następnie zobrazuj wypreparowane myszy o tych samych parametrach (ryc. 2b).
  4. Na podstawie obrazów CLI oblicz wkład z BAT, używając dwóch ROI z następującym równaniem: R(BAT) = (CLIa-CLI b)(BAT)/(CLIa-CLI b)(BAT-removed), gdzie ROIa dotyczy obszaru międzyłopatkowego, a ROIb dotyczy obszaru odniesienia (rysunek 2b).

2. BAT Aplikacja do obrazowania

2.1 Aktywacja monitorowania za pomocą NE

  1. Podziel nagie myszy na dwie grupy (n = 4 każda).
  2. Wstrzyknąć jednej grupie noradrenalinę (NE) (50 μl, 10 mM) dootrzewnowo. Użyj drugiej grupy jako nieaktywowanej kontrolki. Po 30 minutach znieczulić obie grupy izofluranem przez 5 minut, a następnie wstrzyknąć dożylnie każdej myszy 18F-FDG (220 μCi).
    Uwaga: Wstrzyknięcie dootrzewnowe NE powinno nastąpić 30 minut przed wstrzyknięciem 18F-FDG, aby uniknąć dramatycznego pobudzenia myszy.
  3. Wyobraź sobie myszy 60 minut po wstrzyknięciu 18F-FDG przy użyciu tych samych parametrów, co powyższe protokoły.

2.2 Monitorowanie aktywacji pod wpływem zimna

  1. Zmierz temperaturę ciała myszy w zimnym pomieszczeniu za pomocą termometru doodbytniczego. Temperatura powinna wynosić około 30 °C.
  2. Zobrazuj myszy 60 minut po wstrzyknięciu 18F-FDG, używając tych samych parametrów obrazowania, co powyższe protokoły. Użyj myszy trzymanych w temperaturze pokojowej (25 °C) jako kontroli i zobrazuj je za pomocą tego samego.
  3. W przypadku badania ekspozycji na zimno należy umieścić myszy w zimnym pomieszczeniu (4 °C) na 4 godziny przed wstrzyknięciem 18F-FDG i zwrócić myszy do zimnego pomieszczenia po każdej sesji obrazowania i po wyzdrowieniu ze znieczulenia.
  4. parametry jak wyżej.

2.3 Monitorowanie dezaktywacji BAT w długim znieczuleniu

  1. W przypadku długiego znieczulenia (60 - 70 min) wstrzyknij myszom dootrzewnowo ketaminę/ksylazynę i trzymaj je w znieczuleniu przez 60 - 70 minut w temperaturze pokojowej.
  2. Po znieczuleniu myszy wstrzyknij dożylnie 18F-FDG (220 μCi) przez żyłę ogonową.
  3. Wyobraź sobie myszy 60 minut po wstrzyknięciu 18F-FDG, używając tych samych parametrów, co powyższe protokoły.

3. Badania tomografii luminescencyjnej Cerenkowa i spektralnej

  1. Znieczulij mysz przez 5 minut, a następnie wstrzyknij dożylnie 300 μCi 18F-FDG. Uzyskanie obrazów wielospektralnych po 60 minutach od wstrzyknięcia 18F-FDG od strony grzbietowej zwierzęcia o następujących parametrach: f = 1, bin = 16, czas akwizycji = 300 s na filtr, filtry emisyjne = 580, 600, 620, 640, 660 i 680 nm.
  2. Przeprowadź demiksowanie spektralne za pomocą oprogramowania Living Imaging 4.3.1 i wybierz dwie składowe (BAT i sygnały niespecyficzne) oraz automatyczne rozmieszanie (Rysunek 4).
  3. Przeprowadź rekonstrukcję 3D zgodnie z metodą opisaną przez Kuo i wsp. 28,43. Włącz widmo emisyjne Cerenkowa do modelu propagacji światła rozproszonego, zastosuj regularyzację Tichonowa w optymalizacji NNLS (nieujemne najmniejsze kwadraty) reszt i wygeneruj tomografię powierzchniową (która jest używana do korejestracji obrazu 3D) na podstawie obrazowania światła strukturalnego (Rysunek 5).
    Uwaga: Do wielospektralnego rozmieszania spektralnego CLI i tomografii potrzebnych jest co najmniej 5 obrazów z różnymi filtrami.

Wyniki

Na Rysunku 1 zaznaczono tkankę tłuszczową brunatną (BAT) między łopatkami (Rysunek 1a) we wszystkich punktach czasowych (30, 60, 120 min), a kontrast między BAT a obszarem referencyjnym jest łatwo dostrzegalny (Rysunek 1b). Co istotne, kontur obrazu BAT ściśle odzwierciedlał jej fizyczny wygląd, który ma kształt trójkąta. Stosunki sygnału między BAT a obszarem referencyjnym wynosiły odpowiednio 2,37, 2,49 i 2,53 w 30, 60 i 120 min po wstrzyknięciu (Rysunek 1a).

W eksperymencie z sekcyjną analizą etapową ustalono, że 85% sygnału w obszarze międrolopatkowym pochodziło z BAT (Rysunek 2). Niemniej jednak w pobliżu górnej krawędzi BAT nadal występował pewien sygnał szczątkowy, który prawdopodobnie pochodził z pozostałości tkanki BAT oraz innych sąsiednich tkanek, w tym naczyń krwionośnych i mięśni.

Doniesiono, że aktywację BAT można osiągnąć poprzez podanie norepinefryny (NE) oraz ekspozycję na zimno 3,6. Najpierw zaobserwowano aktywację BAT za pomocą NE w tej samej grupie myszy, z podaniem i bez podawania NE, podczas krótkiej (5 min) anestezji izofluranem. Dane wykazały istotnie wyższy sygnał CLI w warunkach z zastosowaniem NE (1,23-krotnie) niż bez podawania NE (Rysunek 3a).

W badaniach na ludziach obrazowanie PET wykazało, że u osób poddanych działaniu zimna wychwyt 18F-FDG w BAT był znacznie wyższy niż u osób przebywających w temperaturze pokojowej 6. W niniejszym badaniu na myszach zaobserwowano 39% wzrost wychwytu 18F-FDG w BAT zwierząt poddanych działaniu zimna (Rycina 3b).

U myszy aktywność BAT może być pod wpływem różnych schematów znieczulenia 3,41. Na przykład wychwyt 18F-FDG w BAT może ulec znacznemu zmniejszeniu po godzinie znieczulenia ketaminą 41. Porównując wychwyt 18F-FDG w tej samej grupie myszy przy krótkim (5 min izofluranem) i długim schemacie znieczulenia (70 min ketaminą/ksylazyną), zaobserwowano 54% spadek wychwytu 18F-FDG w BAT w grupie znieczulonej ketaminą/ksylazyną (Rysunek 3c).

Powszechnie wiadomo, że białka zawierające hem (takie jak hemoglobina w krwi i cytochrom c w mitochondriach) mogą prowadzić do znacznego pochłaniania światła, i oczekiwano, że liczne naczynia krwionośne w BAT 1 zmienią widmo CLI, a kształt widma z obszaru BAT będzie różnił się od innych obszarów. Można przypuszczać, że techniki rozpletania widmowego (spectral unmixing) pozwalają na rozdzielenie dwóch widm CLI. Na Rysunku 4a żaden konkretny obszar nie został wyróżniony na obrazie rozplecionym dla komponentu nr 1 (Unmix #1), a odpowiadające mu widmo (niebieska linia na Rysunku 4d) ściśle przypominało widmo emisji 18F w czystym medium, w którym intensywność CLI jest odwrotnie proporcjonalna do kwadratu długości fali 18,20. Te dane sugerują, że Unmix #1 reprezentował niespecyficzny sygnał CLI, pochodzący prawdopodobnie z bardzo płytkich głębokości, takich jak akumulacja 18F-FDG w skórze. Szczyt widma rozplecionego nr 2 (czerwona linia) znajdował się wokół 640 nm, co sugeruje, że sygnał pochodził z BAT. Co ciekawe, w przeciwieństwie do znacznego tłumienia intensywności CLI poniżej 640 nm, nie zaobserwowano gwałtownego spadku intensywności po osiągnięciu szczytu (czerwona linia na Rysunku 4), co wskazuje na lepszą penetrację tkanek przez emitowane światło o dłuższych długościach fali.

Do rekonstrukcji 3D wykorzystano wielospektralną tomografię luminescencji Czerenkowa (msCLT). Metoda msCLT została opisana wcześniej przez Kuo et al. 28,43 i polega na tworzeniu obrazów z zestawu dwuwymiarowych obrazów płaskich pozyskanych przy użyciu kilku wąskopasmowych filtrów przepustowych (>5 filtrów). Zrekonstruowane obrazy 3D są zarejestrowane wspólnie z tomografią powierzchni generowaną za pomocą światła strukturalnego; obrazy te wykazują, że znaczna część sygnału CLI pochodziła z międzyłopatkowej tkanki tłuszczowej brunatnej (BAT) (Rysunek 5). Co istotne, obraz w płaszczyźnie czołowej (Rysunek 5a) wyraźnie obrysowuje dwa płaty BAT, które ściśle przypominają trójkątny kontur BAT przedstawiony na Rysunku 5e.

Obrazowanie in vivo tkanki za pomocą pomiarów fotonicznych; schemat przedstawia analizę promieniowania w czasie.
Rycina 1: (a) Trójkątny zarys międzyłopatkowej tkanki tłuszczowej brunatnej (BAT) (niebieska strzałka) u myszy; (lewo) BAT jest pokryta białą tkanką tłuszczową, a (prawo) BAT jest odsłonięta. (b) Obrazy CLI myszy 30 i 60 min po dożylnym wstrzyknięciu 18F-FDG (280 µCi). Obrazy wyraźnie zarysowują kontur BAT. (c) Analiza ilościowa sygnału CLI z obszaru międzyłopatkowej BAT oraz obszaru referencyjnego. Przedruk z referencji 42. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wyniki obrazowania bioluminescencyjnego; po lewej: radiancja u myszy; po prawej: wykres słupkowy, porównanie aktywności BAT.
Rysunek 2: (a) Reprezentatywne obrazy myszy przed (po lewej) i po (po prawej) usunięciu BAT. (b) Ilościowe oznaczenie wskazuje, że >85% CLI pochodziło z BAT. Przedruk z referencji 42. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Wyniki obrazowania bioluminescencyjnego; wykresy słupkowe radiancji; wpływ znieczulenia na myszy; dane eksperymentalne.
Rysunek 3: (a) Reprezentatywne obrazy CLI BAT myszy ze (lewa) i bez (prawa) stymulacji NE podczas krótkiego znieczulenia izofluranem. (b) Analiza ilościowa sygnałów CLI z dwóch grup z punktu (a) (n = 4 dla każdej grupy). (c) Reprezentatywne obrazy CLI BAT myszy ze (lewa) i bez (prawa) stymulacji zimnem podczas krótkiego znieczulenia izofluranem. (d) Analiza ilościowa sygnałów CLI z dwóch grup przedstawionych w punkcie (e) (n = 3 - 4 dla każdej grupy). (e) Reprezentatywne obrazy CLI BAT w 60 min po wstrzyknięciu 18F-FDG podczas krótkiego znieczulenia izofluranem (5 min) (lewa) i znieczulenia ketaminą/ksylazyną (70 min) (prawa). (f) Analiza ilościowa sygnałów CLI z dwóch grup przedstawionych w punkcie (g) (n = 4 dla każdej grupy). Przedruk z referencji 42. Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

Analiza widmowa in vivo; mapowanie emisji, obrazowanie radiancji, wykres intensywności; badanie fluorescencji.
Rycina 4: Rozdzielanie widmowe (spectral unmixing) dla niespecyficznego sygnału CLI oraz CLI z BAT. (a) Rozdzielenie nr 1 pokazuje, że niespecyficzny sygnał CLI z 18F-FDG jest rozłożony w całym organizmie (rozdzielone widmo dla tego obrazu przedstawiono na (d) (linia niebieska)). (b) Rozdzielenie nr 2 wskazuje, że większość sygnału CLI w miejscu międrolopatkowym pochodzi z BAT (rozdzielone widmo przedstawiono na (d) (linia czerwona)). Szczyt CLI przypada na około 640 nm. (c) Obraz scalony z rozdzielenia nr 1 i 2. (d) Widma CLI dla rozdzielenia nr 1 i 2. Przedruk z referencji 42. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Obrazowanie PET/CT szczura; przekroje pokazują rozkład znacznika; widoki czołowy, strzałkowy i poprzeczny.
Rysunek 5: Multispektralna tomografia luminescencyjna Czerenkowa. (a - d) Rekonstrukcja 3D obrazów. Międzylopatkowy BAT jest widoczny w przekroju czołowym (a), strzałkowym (b) i poprzecznym (c), a także na obrazie 3D (d); (e) Przedstawiono fizyczny kształt BAT (niebieska strzałka), który koreluje z obrazami zrekonstruowanymi. Przedruk i adaptacja z referencji 42. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dyskusja

Badania związane z BAT prowadzone są od kilkudziesięciu lat. Wcześniej uważano, że nie ma ona istotnego znaczenia fizjologicznego w wieku dorosłym człowieka 1. Jednak niedawne kliniczne obrazowanie PET na dużą skalę z 18F-FDG i inne badania potwierdziły, że BAT jest nadal obecny w górnej części klatki piersiowej, szyi i innych miejscach u dorosłych 2,3. Ostatnie badania zdecydowanie sugerują, że BAT odgrywa ważną rolę w otyłości i cukrzycy 2,6. Inne badania wskazują również, że BAT odgrywa ważną rolę w procesie starzenia się 12 i że jego aktywność można zwiększyć poprzez ćwiczenia 10,44.

Zarówno w badaniach klinicznych na ludziach, jak i w badaniach przedklinicznych, obrazowanie PET za pomocą 18F-FDG jest najczęściej stosowaną metodą badania BAT. Jednak w przypadku przedklinicznych badań na zwierzętach PET jest na ogół znacznie droższy niż obrazowanie optyczne. W tym protokole pokazujemy, że CLI z 18F-FDG można zastosować do optycznego obrazowania BAT u małych zwierząt. Podobnie jak w przypadku innych technik obrazowania optycznego, ograniczenie penetracji tkanek i niska czułość dla głębokich celów są wewnętrznymi ograniczeniami CLI 25,32. Niemniej jednak ostatnio Spinelli i wsp. wykazali, że przyzwoity sygnał CLI można zaobserwować przy głębokości tkanki 10 mm przy 32P 28,43, a Thorek i wsp. wykazały, że penetrację 16 mm można uzyskać w węzłach chłonnych pacjentów po wstrzyknięciu 18F-FDG 39,40. W porównaniu z obrazowaniem PET, CLI można wykonać za pomocą stosunkowo taniego systemu obrazowania. Ostatnio Thorek i wsp. wykazały, że znacznie wysoką czułość można osiągnąć za pomocą CLI, ponieważ niewielkie ilości 18F-FDG (około 2Ci) kumulowały się w węzłach pacjentów 39,40. Badania in vitro wykazały, że sygnał CLI z 0,01 Ci 90Y był wykrywalny w roztworze 25,32,33. Co więcej, CLI ma również potencjał w zakresie wysokiej rozdzielczości przestrzennej i zdolności do ekranowania o wysokiej przepustowości. Ponadto CLI jest łatwy do nauczenia i użytkowania.

W trakcie eksperymentów stwierdziliśmy, że kontrast CLI BAT z 18F-FDG jest silnie związany z metodami iniekcji. Wstrzyknięcie dożylne 18F-FDG może zapewnić doskonały kontrast dla międzyłopatkowego BAT, podczas gdy wstrzyknięcie dootrzewnowe z tą samą ilością 18F-FDG wykazało jedynie słaby kontrast w obszarze BAT.

Mieszanie spektralne, bardzo praktyczna technika rozdzielania dwóch zestawów sygnałów, jest szeroko stosowana w obrazowaniu fluorescencyjnym. Powszechnie wiadomo, że wychwyt 18F-FDG nie jest wysoce specyficzny dla celu, a różne cele/tkanki mają różne właściwości tłumienia światła. Stwierdziliśmy, że szczyt widma CLI BAT wynosi około 640 nm, a dane te odzwierciedlały rzeczywisty kontekst BAT. Rekonstrukcja 3D tego protokołu jest bardzo funkcjonalna, ponieważ można ją przeprowadzić za pomocą dostępnego na rynku systemu obrazowania optycznego opartego na właściwościach dyfuzyjnych światła o różnych długościach fal. Dzięki takiemu podejściu możemy uniknąć stosowania specjalistycznego systemu obrazowania, który wymaga obrazów z wielu kątów do rekonstrukcji 3D.

Zarówno w przypadku rozmieszania widmowego, jak i rekonstrukcji 3D, wymagane jest co najmniej 600 zliczeń fotonów z każdego obrazu w BAT. W tym celu dla każdego obrazu potrzebne jest duże binningowanie (bin = 16), małe przysłony (f = 1) i długi czas akwizycji (5 min).

Podsumowując, wykorzystując unikalną lokalizację i kształt BAT oraz znacznie wysoki absorpcję 18F-FDG w BAT, pokazujemy, w jaki sposób BAT u małych zwierząt można obrazować optycznie za pomocą 18F-FDG za pomocą techniki CLI. Metoda ta może być niezawodnie stosowana do obrazowania BAT i do monitorowania aktywacji BAT. Dodatkowo wykazaliśmy również, że rozmieszanie spektralne i rekonstrukcja 3D są wykonalne, a kwantyfikacja objętości 3D jest możliwa dla przyszłych badań.

Oświadczenia

Publikacja tego artykułu wideo jest wspierana przez firmę Perkin Elmer.

Podziękowania

Autorzy dziękują firmie Perkin Elmer za wsparcie tej publikacji. Dziękujemy również Alanie Ross, B.S. za korektę tego manuskryptu.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
System obrazowania optycznegoPerkin ElmerIVIS Spectrum to system obrazowania optycznego, który jest wyposażony w bardzo czułą kamerę do luminescencji Carenkova. Niektóre informacje instrumentalne są wymienione poniżej: Czujnik CCD: Tylnie cienki, podświetlany z tyłu
Rozmiar CCD: 2,7 cm x 2,7 cm
Piksele: 2048 x 2048
Wydajność kwantowa: 85%
Min wykrywalne fotony: 70 fotonów/s/sr/cm 2
Ciemny prąd: < 100 elektronów/s/cm 2
Obiektyw: f 0,95 50 mm
CCD Chłodzenie: Chłodzony do 90 stopni. 
18F-FDGIBA Molekularna
noradrenalinaSigmaN5785-250MG
Ketamina/ksylazynaSigmaK113-10ML

Bibliografia

  1. Cannon, B., Nedergaard, J. Brown adipose tissue: function and physiological significance. Physiol. Rev. 84, 277-359 (2004).
  2. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. New Eng. J. Med. 360, 1509-1517 (2009).
  3. Nedergaard, J., Bengtsson, T., Cannon, B. Unexpected evidence for active brown adipose tissue in adult humans. Amer. J. Physiol. Endocrinol. Metabolism. 293, 444-452 (2007).
  4. Tseng, Y. H., et al. New role of bone morphogenetic protein 7 in brown adipogenesis and energy expenditure. Nature. 454, 1000-1004 (2008).
  5. Zhang, H., et al. Cross talk between insulin and bone morphogenetic protein signaling systems in brown adipogenesis. Mol. Cell. Biol. 30, 4224-4233 (2010).
  6. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. New Eng. J. Med. 360, 1500-1508 (2009).
  7. Zingaretti, M. C., et al. The presence of UCP1 demonstrates that metabolically active adipose tissue in the neck of adult humans truly represents brown adipose tissue. FASEB J. 23, 3113-3120 (2009).
  8. Chen, Y. I., et al. Anatomical and Functional Assessment of Brown Adipose Tissue by Magnetic Resonance Imaging. Obesity. 20, 1519-1526 (2012).
  9. Chen, Y. C., et al. Measurement of human brown adipose tissue volume and activity using anatomic MR imaging and functional MR imaging. J. Nucl. Med. 54, 1584-1587 (2013).
  10. Bostrom, P., et al. A PGC1-alpha-dependent myokine that drives brown-fat-like development of white fat and thermogenesis. Nature. 481, 463-468 (2012).
  11. Yoneshiro, T., et al. Age-related decrease in cold-activated brown adipose tissue and accumulation of body fat in healthy humans. Obesity. 19, 1755-1760 (2011).
  12. Mattson, M. P. Perspective: Does brown fat protect against diseases of aging. Ageing Res. Rev. 9, 69-76 (2010).
  13. Stephens, M., Ludgate, M., Rees, D. A. Brown fat and obesity: the next big thing. Clin. endocrinol. 74, 661-670 (2011).
  14. Harms, M., Seale, P. Brown and beige fat: development, function and therapeutic potential. Nat. Med. 19, 1252-1263 (2013).
  15. Farmer, S. R. Obesity: Be cool, lose weight. Nature. 458, 839-840 (2009).
  16. Inokuma, K., et al. Uncoupling protein 1 is necessary for norepinephrine-induced glucose utilization in brown adipose tissue. Diabetes. 54, 1385-1391 (2005).
  17. Isler, D., Hill, H. P., Meier, M. K. Glucose metabolism in isolated brown adipocytes under beta-adrenergic stimulation. Quantitative contribution of glucose to total thermogenesis. Biochem. J. 245, 789-793 (1987).
  18. Robertson, R., et al. Optical imaging of Cerenkov light generation from positron-emitting radiotracers. Phys. Med. Biol. 54, 355-365 (2009).
  19. Spinelli, A. E., et al. Cerenkov radiation allows in vivo optical imaging of positron emitting radiotracers. Phys. Med. Biol. 55, 483-495 (2010).
  20. Liu, H., et al. Molecular optical imaging with radioactive probes. PloS One. 5, e9470(2010).
  21. Ran, C., Zhang, Z., Hooker, J., Moore, A. In vivo photoactivation without 'light': use of Cherenkov radiation to overcome the penetration limit of light. Mol. Imaging. Biol. 14, 156-162 (2012).
  22. Dothager, R. S., Goiffon, R. J., Jackson, E., Harpstrite, S., Piwnica-Worms, D. Cerenkov radiation energy transfer (CRET) imaging: a novel method for optical imaging of PET isotopes in biological systems. PloS One. 5, e13300(2010).
  23. Ruggiero, A., Holland, J. P., Lewis, J. S., Grimm, J. Cerenkov luminescence imaging of medical isotopes. J. Nucl. Med. 51, 1123-1130 (2010).
  24. Lewis, M. A., Kodibagkar, V. D., Oz, O. K., Mason, R. P. On the potential for molecular imaging with Cerenkov luminescence. Optics Letters. 35, 3889-3891 (2010).
  25. Mitchell, G. S., Gill, R. K., Boucher, D. L., Li, C., Cherry, S. R. In vivo Cerenkov luminescence imaging: a new tool for molecular imaging. Philosophical transactions. Series A, Mathematical, physical, and engineering sciences. 369, 4605-4619 (2011).
  26. Thorek, D. L., Ogirala, A., Beattie, B. J., Grimm, J. Quantitative imaging of disease signatures through radioactive decay signal conversion. Nat. Med. 19, 1345-1350 (2013).
  27. Holland, J. P., Normand, G., Ruggiero, A., Lewis, J. S., Grimm, J. Intraoperative imaging of positron emission tomographic radiotracers using cerenkov luminescence emissions. Mol. Imaging. 11, 1-10 (2012).
  28. Spinelli, A. E., et al. Multispectral Cerenkov luminescence tomography for small animal optical imaging. Optics Express. 19, 12605-12618 (2011).
  29. Xu, Y., et al. Proof-of-concept study of monitoring cancer drug therapy with cerenkov luminescence imaging. J. Nucl. Med. 53, 312-317 (2012).
  30. Liu, H., et al. Intraoperative imaging of tumors using cerenkov luminescence endoscopy: a feasibility experimental study. J. Nucl. Med. 53, 1579-1584 (2012).
  31. Thorek, D. L., et al. Positron lymphography: multimodal, high-resolution, dynamic mapping and resection of lymph nodes after intradermal injection of 18F-FDG. J. Nucl. Med. 53, 1438-1445 (2012).
  32. Xu, Y., Liu, H., Cheng, Z. Harnessing the power of radionuclides for optical imaging: Cerenkov luminescence imaging. J. Nucl. Med. 52, 2009-2018 (2011).
  33. Spinelli, A. E., Marengo, M., Calandrino, R., Sbarbati, A., Boschi, F. Optical imaging of radioisotopes: a novel multimodal approach to molecular imaging. Quart. J. Nucl. Med. Mol. Imaging. 56, 280-290 (2012).
  34. Hu, Z., et al. Experimental Cerenkov luminescence tomography of the mouse model with SPECT imaging validation. Optics Express. 18, 24441-24450 (2010).
  35. Hu, Z., et al. Cerenkov luminescence tomography of aminopeptidase N (APN/CD13) expression in mice bearing HT1080 tumors. Mol. Imag. 12, 173-181 (2013).
  36. Zhong, J., et al. Cerenkov luminescence tomography for in vivo radiopharmaceutical imaging. Internatl. J. Biomed. Imaging. 2011, 641618(2011).
  37. Zhong, J., Qin, C., Yang, X., Chen, Z., Tian, J. Fast-specific tomography imaging via Cerenkov emission. Mol. Imaging. Biol. 14, 286-292 (2012).
  38. Kothapalli, S. R., Liu, H., Liao, J. C., Cheng, Z., Gambhir, S. S. Endoscopic imaging of Cerenkov luminescence. Biomed. Optics Express. 3, 1215-1225 (2012).
  39. Spinelli, A. E., et al. First human Cerenkography. J. Biomed. optics. 18, 20502(2013).
  40. Thorek, D. L., Riedl, C., Grimm, J. Clinical Cerenkov Luminescence Imaging of 18F-FDG. J. Nucl. Med. 55, 1345-1350 (2014).
  41. Fueger, B. J., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. J. Nucl. Med. 47, 999-1006 (2006).
  42. Zhang, X., Kuo, C., Moore, A., Ran, C. In vivo optical imaging of interscapular brown adipose tissue with (18)F-FDG via Cerenkov luminescence imaging. PloS One. 8, e62007(2013).
  43. Kuo, C., Coquoz, O., Troy, T. L., Xu, H., Rice, B. W. Three-dimensional reconstruction of in vivo bioluminescent sources based on multispectral imaging. J. Biomed. Optics. 12, 024007(2007).
  44. Xu, X., et al. Exercise ameliorates high-fat diet-induced metabolic and vascular dysfunction, and increases adipocyte progenitor cell population in brown adipose tissue. Amer. J. Physiol. Regulatory, integrative and comparative physiology. 300, 1115-1125 (2011).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

F 18 FDGrozdzielanie widmoweobrazowanie tomograficzne 3Dleczenie norepinefrynąaktywacja zimnemmiędzyłopatkowa tkanka tłuszczowa brunatnaobrazowanie małych zwierzątobrazowanie optyczne
Obrazowanie luminescencyjne Carenkowa brązowej tkanki tłuszczowej między łopatkami
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.