Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Procedury biopsji mięśni szkieletowych człowieka z wykorzystaniem zmodyfikowanej techniki Bergströma

44.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51812

⸱

10 września 2014

 ,  ,  ,  ,  , 
1Human Performance Laboratory, North Carolina Research Campus, Appalacian State University, 2College of Health Sciences, Appalachian State University, 3Department of Emergency Medicine, Carolinas Medical Center NorthEast

W tym artykule

Podsumowanie

Celem tego filmu jest przedstawienie zmodyfikowanej techniki biopsji mięśni szkieletowych Bergströma na ludziach.

Streszczenie

Technika przezskórnej biopsji umożliwia badaczom i klinicystom pobieranie próbek tkanki mięśni szkieletowych. Technika jest bezpieczna i wysoce skuteczna. Ten film opisuje technikę biopsji przezskórnej z użyciem zmodyfikowanej igły Bergströma w celu uzyskania próbek tkanki mięśni szkieletowych z mięśnia obszernego bocznego u ludzi. Igła Bergströma składa się z zewnętrznej kaniuli z małym otworem ("okienkiem") z boku końcówki i wewnętrznego trokaru z ostrzem tnącym na dystalnym końcu. W znieczuleniu miejscowym i w warunkach aseptycznych igła jest wprowadzana do mięśnia szkieletowego przez nacięcie w skórze, tkance podskórnej i powięzi. Następnie ssanie jest przykładane do wewnętrznego trokaru, zewnętrzny trokar jest odciągany do tyłu, tkanka mięśni szkieletowych jest wciągana do okna zewnętrznej kaniuli przez ssanie, a wewnętrzny trokar jest szybko zamykany, przecinając w ten sposób lub przycinając próbkę tkanki mięśni szkieletowych. Igła jest obracana o 90° i wykonywane jest kolejne cięcie. Proces ten można powtórzyć jeszcze trzy razy. Ta technika wielokrotnego cięcia zazwyczaj wytwarza próbkę 100-200 mg lub więcej u zdrowych osób i może być wykonana bezpośrednio przed, w trakcie i po treningu lub innej interwencji. Po opatrunku pobiopsyjnym w miejscu nacięcia, pacjenci zazwyczaj od razu wznawiają swoje codzienne czynności i mogą w pełni uczestniczyć w energicznej aktywności fizycznej w ciągu 48-72 godzin. Pacjenci powinni unikać ciężkich ćwiczeń oporowych przez 48 godzin, aby zmniejszyć ryzyko przepukliny mięśnia przez nacięcie w powięzi.

Wprowadzenie

Technika przezskórnej lub 'półotwartej' biopsji jest stosowana do pobierania próbek tkanki mięśni szkieletowych od pacjentów i uczestników badań. Duchenne (1806-1875) jest uznawany za pierwszego, który skonstruował igłę z trokarem w celu uzyskania mięśni szkieletowych od żywych osób za pomocą przezskórnej biopsji1. W latach sześćdziesiątych Bergström wprowadził igłę do biopsji przezskórnej, podobną do tej opisanej przez Duchenne'a2-4. Dwadzieścia lat później Evans i wsp.5 zmodyfikował technikę, stosując odsysanie przez trokar tnący igły Bergströma. Modyfikacja ta może zwiększyć wydajność tkanki od 3 do 5 razy6,7 i jest stosowana w badaniach klinicznych i biomedycznych. Technika ta przyczyniła się i będzie nadal wspierać diagnostykę miopatii oraz nasze zrozumienie struktury i funkcji mięśni szkieletowych.

Technika przezskórnej biopsji mięśni jest prosta. Przy prawidłowym wykonaniu, przy ścisłym przestrzeganiu techniki aseptycznej, związane z tym ryzyko jest minimalne. Procedura biopsji mięśni jest uważana za narzędzie badawcze dla projektów badawczych. Niektóre instytucje akademickie pozwalają wyszkolonym badaczom wydziałowym z doktoratem, pod bezpośrednim nadzorem lekarza, na uzyskanie biopsji mięśni, a inne wymagają certyfikowanego lekarza do wykonania tej techniki. Zespół biopsji ASU z powodzeniem przeprowadził ponad 1600 biopsji mięśni w ciągu ostatnich 13 lat(8-15). Celem tego filmu jest opisanie zmodyfikowanej techniki przezskórnej biopsji mięśni metodą igłowąBergströma 5 w celu uzyskania próbek tkanki mięśni szkieletowych z mięśnia obszernego bocznego u ludzi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Opisana procedura dotycząca mięśni szkieletowych została przeprowadzona zgodnie z wytycznymi Instytucjonalnej Komisji Recenzenckiej Uniwersytetu Appalachian State.

UWAGA: Zespół składa się z operatora (doktora nauk lub lekarza przeszkolonego w technice biopsji) oraz co najmniej jednego, a najlepiej trzech lub więcej techników. Operator jest odpowiedzialny za przeprowadzenie i nadzór nad wszystkimi aspektami procedury biopsji mięśnia szkieletowego. Jeden technik (technik nr 1) jest bezpośrednio odpowiedzialny za pomaganie operatorowi we wszystkich etapach pobierania mięśnia. Obejmuje to pełnienie roli „niejałowych rąk” oraz odsysanie za pomocą jałowej strzykawki. Drugi technik (technik nr 2) rozmawia z badanym i masuje jego przeciwległą nogę podczas procedury, aby zminimalizować lęk badanego. Trzeci technik (technik nr 3) jest odpowiedzialny za obsługę i przetwarzanie próbki mięśnia szkieletowego. Liczba dodatkowych techników wymaganych do przetwarzania/przygotowania próbki mięśnia szkieletowego zależy od planowanych dalszych pomiarów analitycznych.

1. Przygotowanie obiektu

  1. Zgromadzić, przygotować i uporządkować materiały określone dla procedury biopsji mięśni (Tabela 1). Odkazić i wysterylizować igłę Bergströma (kaniulę zewnętrzną i trokar wewnętrzny) oraz tłok zgodnie ze standardową praktyką16.
  2. Omówić formularz świadomej zgody z badanym. Część dotycząca biopsji mięśni szkieletowych formularza Zgody na Udział stosowanego na Appalachian State University znajduje się w suplemencie online 1.
    1. Porozmawiać z badanym o ogólnych aspektach procedury biopsji mięśni, skupiając się na możliwych ryzykach związanych z zabiegiem, przygotowaniu skóry, podaniu znieczulenia oraz typowych odczuciach. Polecić badanemu uważne przeczytanie formularza Zgody na Udział i podpisanie go w celu potwierdzenia zrozumienia projektu badania i procedur.
  3. Potwierdzić, że badany nie jest uczulony na leki typu „___kaina” (np. lidokainę).
  4. Polecić badanemu położyć się na plecach na wyściełanym stole z odsłoniętym udem. Umieścić dwa jednorazowe podkłady chłonne z plastikowym spodem pod nogą badanego. Ułożyć nogę w rozluźnionym ustawieniu z małym zwiniętym ręcznikiem pod piętą, tak aby kolano było w pełnym wyproście (uniesione o ~1 cm), co ustawi mięsień obszerny boczny w pozycji skróconej.
  5. Operator powinien polecić badanemu chwilowe napięcie odsłoniętego mięśnia uda, aby umożliwić wizualizację miejsca biopsji. Uwaga: miejsce biopsji mięśnia obszerny boczny znajduje się bezpośrednio przed powięzią szeroką (pasmem biodrowo-piszczelowym), w przybliżeniu w jednej trzeciej odległości między górną krawędzią rzepki a krętarzem większym7.
  6. Operator powinien zaznaczyć miejsce tuż poniżej (~0,5 cm) miejsca nacięcia cienkopisowym markerem permanentnym.
  7. Operator powinien określić przybliżoną grubość fałdu skórnego poprzez jego uciśnięcie.
  8. Operator oraz technicy powinni umyć ręce mydłem i ciepłą wodą, a następnie założyć jednorazowe rękawiczki.
  9. Operator powinien usunąć owłosienie z obszaru o wymiarach ~15 cm x 15 cm wokół miejsca biopsji (za pomocą trymera). Uwaga: usunięcie owłosienia z miejsca biopsji zapobiega przedostawaniu się włosów do nacięcia podczas zabiegu i zamykania rany, a także zapewnia lepszą przylegalność taśm zamykających do skóry (patrz 3.4).
  10. Operator powinien wysterylizować obszar za pomocą tamponów nasączonych antyseptykiem miejscowym (takim jak powidono-jod lub glukonian chlorheksydyny dla osób uczulonych na jod/owoce morza). Należy zacząć od środka i przecierać koncentrycznymi okręgami w kierunku zewnętrznej krawędzi przystrzyżonego obszaru. Należy to powtórzyć co najmniej dwukrotnie, za każdym razem używając nowego nasączonego tamponu.

2. Procedura biopsji

  1. Operator powinien zdjąć jednorazowe rękawiczki, umyć ręce mydłem i ciepłą wodą, a następnie założyć sterylne rękawiczki chirurgiczne, stosując technikę aseptyczną.
  2. Technik nr 1 powinien podać operatorowi sterylną draperię okienkową. Operator, stosując technikę aseptyczną, powinien założyć draperię nad miejsce biopsji, aby zachować pole sterylne.
  3. Technik nr 1 powinien podać operatorowi strzykawkę 5 ml z igłą 21 G, zachowując technikę aseptyczną. Należy oczyścić górną część fiolki z lidokainą za pomocą gazika nasączonego alkoholem.
    1. Operator powinien niezwłocznie pobrać 5 ml lidokainy. Należy wyjąć igłę 21 G ze strzykawki i wyrzucić ją do pojemnika na odpady ostre.
    2. Technik nr 1 powinien podać operatorowi igłę 25 G o długości 1-½ cala, zachowując technikę aseptyczną. Operator powinien założyć igłę 1-½ cala na strzykawkę i usunąć pęcherzyki powietrza ze strzykawki.
  4. Technik nr 1 powinien spryskać miejsce nacięcia chlorkiem etylu (~0,5 cm powyżej znaku z niezmywalnego tuszu na skórze), aż skóra stanie się blada.
    1. Operator powinien wprowadzić igłę do skóry właściwej mniej więcej poziomo do powierzchni skóry, wykonać aspirację, a następnie wprowadzić ~100 µl lidokainy, aby wytworzyć pęcherz o średnicy 2-4 mm.
      1. Operator powinien wykonać aspirację (lekko odciągnąć tłok strzykawki), aby potwierdzić, że igła nie została wprowadzona do naczynia krwionośnego. Jeśli w strzykawce pojawi się krew, należy wyciągnąć igłę, wyrzucić ją do pojemnika na odpady ostre i rozpocząć procedurę ponownie od punktu 2.3.
      2. Operator powinien przesunąć igłę do tkanki podskórnej, wykonać aspirację, a następnie wprowadzić do tkanki ~1 ml lidokainy w celu utworzenia pęcherza. Po ustąpieniu pęcherza należy wprowadzić igłę 1-½ cala na strzykawce z lidokainą pionowo w miejsce nacięcia, zatrzymując się powierzchownie względem powięzi. Uwaga: badany może odczuwać lekkie, chwilowe kłucie podczas początkowego wstrzyknięcia lidokainy (podobne do użądlenia pszczoły).
    2. Należy dopilnować, aby operator nie wstrzykiwał lidokainy do mięśnia, ponieważ jest ona miotoksyczna17-19.
    3. Operator powinien wykonać aspirację, a następnie powoli wstrzyknąć pozostałe 4 ml lidokainy, wycofując igłę z uda. Należy przyłożyć sterylną gazę do miejsca wstrzyknięcia i pozwolić badanemu odpocząć do momentu zadziałania znieczulenia miejscowego.
  5. Po 2-3 min technik nr 1 powinien podać operatorowi skalpel, zachowując technikę aseptyczną.
    1. Operator powinien lekko zbadać miejsce biopsji końcówką skalpela, aby potwierdzić znieczulenie obszaru. W razie potrzeby należy wstrzyknąć kolejne 3-4 ml lidokainy w miejsce nacięcia, zgodnie z punktem 2.4.1.2.
  6. Operator powinien wykonać proste nacięcie o długości 1 cm przez skórę i tkanki podskórne (~2-3 mm powyżej znaku z tuszu), równolegle do kości udowej.
    1. Operator powinien wprowadzić skalpel głębiej, aby wykonać nacięcie przez powięź do mięśnia. Należy to zrobić raz w każdym kierunku. Uwaga: badany może odczuć ukłucie lub ucisk przy głębszym cięciu, jeśli ostrze skalpela przetnie mięsień.
    2. Technik nr 2 powinien zaangażować badanego w rozmowę i masować przeciwległą nogę.
  7. Operator powinien przyłożyć dużą ilość sterylnej gazy na nacięcie i miejsce biopsji oraz wywrzeć bezpośredni ucisk na nacięcie, aby zmniejszyć krwawienie.
    1. Technik nr 1 powinien podłączyć metalowy kranik trójdrożny do jednorazowej strzykawki 60 ml oraz do 30-centymetrowego przewodu przedłużającego (Rysunek 1).
    2. Technik nr 1 powinien podłączyć jeden koniec stożkowego łącznika plastikowego do wolnego końca przewodu przedłużającego, a drugi koniec stożkowego łącznika plastikowego mocno wsunąć w szeroki koniec końcówki do pipety 200 µl, z której odcięto ok. 15-18 mm.

Schemat systemu wstrzykiwania chemikaliów; obejmuje strzykawki, przewody, złączki; zestaw do podawania płynów.
Rycina 1. Igła Bergströma. (A) Igła Bergströma (5 mm) składa się z (a) kaniuli zewnętrznej i (b) trokara wewnętrznego; powiązane elementy obejmują (c) tłok, (d) końcówkę pipety 200 µl z odciętym odcinkiem ~15-18 mm, (e) stożkowy łącznik plastikowy, (f) metalowy kranik trójdrożny, (g) 30 cm przedłużenia przewodu oraz (h) jednorazową strzykawkę 60 ml. (B) Zmontowana igła Bergströma (5 mm) wraz z powiązanymi elementami. (C) Wycofanie trokara wewnętrznego igły Bergströma (5 mm) o około 1 cm otwiera okno kaniuli zewnętrznej.

  1. Po ustąpieniu krwawienia technik nr 1 otwiera sterylną torebkę z autoklawu i podaje operatorowi 5 mm igłę do biopsji oraz trokar wewnętrzny (Rysunek 1), zachowując technikę aseptyczną.
    1. Operator składa igłę (kaniulę zewnętrzną i trokar wewnętrzny), sprawdzając jej osiowość i płynność przesuwania.
  2. Operator mocno trzyma zespół igły (kaniulę zewnętrzną i trokar wewnętrzny) obiema rękami, aby zapobiec obrotowi trokara wewnętrznego. Technik nr 1 pewnie wkłada odcięty końcówkę pipety do górnej części trokara wewnętrznego igły do biopsji, wykonując lekki ruch obrotowy w dół. Należy upewnić się, że technik nr 1 nie dotyka operatora ani igły do biopsji, a jedynie końcówki pipety.
  3. Operator wprowadza igłę do biopsji do tkanki przez nacięcie. Za pomocą końcówki igły do biopsji lokalizuje nacięcie w powięzi (wymaga to wyczucia). Igłę posuwa się tuż za powięź, a następnie kieruje ją w dół, w stronę podłogi, podczas wprowadzania w mięsień. Uwaga: badani mogą odczuwać lekki dyskomfort (np. „ucisk głęboki” lub lekkie uczucie skurczu) podczas lokalizowania nacięcia w powięzi końcówką igły do biopsji i wprowadzania igły w mięsień.
    1. Technik nr 2 instruuje badanego, aby pozostał „rozluźniony” i nie napinał mięśni uda podczas wprowadzania igły w mięsień przez operatora.
  4. Po ustawieniu igły do biopsji w odpowiedniej pozycji operator daje znak technikowi nr 1, aby ten otworzył jednorazową strzykawkę 60 ml.
    1. Technik nr 1 szybko odciąga tłok jednorazowej strzykawki 60 ml do oznaczenia 40-50 cc, aby wytworzyć podciśnienie wewnątrz igły do biopsji.
    2. Operator wycofuje trokar wewnętrzny o około 1 cm, aby otworzyć okno kaniuli zewnętrznej, utrzymując jednocześnie pozycję kaniuli zewnętrznej w mięśniu. Operator szybko przesuwa trokar wewnętrzny, aby odciąć (wyciąć) i pobrać próbkę mięśnia. Następnie operator daje znak technikowi nr 1, aby zwolnił podciśnienie.
    3. Technik nr 1 otwiera kurek do atmosfery, aby zwolnić podciśnienie.
    4. Operator obraca igłę do biopsji o 90° i powtarza proces. W razie potrzeby operator powtarza procedurę obrotu do 3 razy (łącznie 4 wycinki).
  5. Operator wywiera bezpośredni ucisk przeciwstawny na miejsce nacięcia za pomocą sterylnej gazy podczas wyciągania igły do biopsji z uda, uważając, aby nie zahaczyć o powięź lub skórę. Jeśli wyczuwalny jest znaczny opór, należy ponownie przeciąć tkankę, wykonując ruch obrotowy trokarem wewnętrznym.
  6. Po wyjęciu igły do biopsji z uda operator wycofuje trokar wewnętrzny o 1 cm, aby wizualnie ocenić światło kaniuli zewnętrznej i oszacować, czy pobrano odpowiednią ilość tkanki.
    1. Operator przekazuje igłę do biopsji technikowi nr 1. Aby zachować technikę aseptyczną, należy upewnić się, że technik nr 1 dotyka tylko igły, a nie operatora. Technik nr 1 przekazuje igłę do biopsji technikowi nr 3.
  7. Technik nr 3 usuwa tkankę z igły do biopsji.
    1. Technik nr 3 używa tłoka (Rysunek 1) i pęsety z cienką końcówką, aby upewnić się, że cała tkanka mięśniowa została usunięta z trokara wewnętrznego i kaniuli zewnętrznej.
    2. Technik nr 3 szybko waży próbkę, aby potwierdzić pobranie odpowiedniej ilości tkanki mięśniowej, a następnie umieszcza próbki na lodowym bloku sekcyjnym.
  8. Technik nr 3 ostrożnie oddziela widoczną tkankę łączną i tłuszcz od próbek mięśni. Technik nr 3 przygotowuje próbki mięśni do przechowywania zgodnie z planowanymi analizami. Na przykład: natychmiast umieszcza próbki w krio-probówce i gwałtownie zamraża w ciekłym azocie, montuje i zamraża do badań histologicznych lub umieszcza w krio-probówce z inhibitorem RNazy itd.
  9. W razie potrzeby należy powtórzyć procedurę z użyciem drugiej sterylnej igły do biopsji, zachowując technikę aseptyczną.

3. Zamknięcie

  1. Poprosić operatora o wywarcie bezpośredniego nacisku na miejsce biopsji za pomocą sterylnej gazy i okładu z lodu przez 10-15 min.
  2. Po uzyskaniu hemostazy poprosić operatora o użycie alkoholowych gazików do usunięcia zaschniętej krwi z obszaru wokół nacięcia.
  3. Technik nr 1 powinien podać operatorowi tubkę z miejscowym klejem chirurgicznym oraz aplikator. Operator powinien zmontować tubkę z klejem chirurgicznym i aplikatorem, nie dotykając końcówki aplikatora ani góry tubki.
  4. Poprosić operatora o ściągnięcie brzegów nacięcia jedną ręką, jednocześnie nakładając jedną warstwę kleju chirurgicznego na suchą ranę drugą ręką. Po utwardzeniu kleju (~ 90 sec) należy założyć plastry zamykające prostopadle do nacięcia. Alternatywnie można zamknąć nacięcie za pomocą dwóch sterylnych szwów 4-0.
  5. Poprosić operatora o wywarcie bezpośredniego nacisku poprzez umieszczenie 3-4 niesterylnych gazików o wymiarach 2” x 2” na miejscu nacięcia i zabezpieczenie ich samoprzylepnym bandażem elastycznym.
  6. Poprosić operatora o przekazanie badanemu ustnych i pisemnych instrukcji dotyczących prawidłowej pielęgnacji rany, normalnych i nieprawidłowych reakcji oraz wytycznych dotyczących aktywności w ciągu następnych 1 do 4 dni (patrz: suplement online 2).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opisana powyżej procedura biopsji mięśnia pozwala badaczowi na szybkie i powtarzalne pobieranie próbek tkanki mięśnia szkieletowego. Typowa wydajność u zdrowych, wysportowanych osób wynosi 200 mg lub więcej przy jednorazowym pobraniu z wykorzystaniem 3-4 kleszczyków. Procedura trwa od 15 do 20 min, z czego większość czasu zajmuje przygotowanie do nacięcia. W badaniach opartych na wysiłku fizycznym próbki mięśni często pobiera się przed i po wysiłku, a jedną lub dwie próbki podczas regeneracji. Przy takim schemacie włosy ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ten film zawiera podsumowanie krok po kroku procedury biopsji mięśni szkieletowych stosowanej w Laboratorium Wydajności Człowieka ASU. Ta procedura, z niewielkimi modyfikacjami, została wykorzystana do pobrania około 1600 biopsji mięśni w ciągu ostatnich 13 lat. Próbki z biopsji mięśni dostarczyły ważnych danych w badaniach opartych na żywieniu sportowym, prowadząc do ważnych odkryć badawczych.

Istnieje wiele kluczowych technik, o których należy pamiętać podczas wykonywania zmodyfikowanej tech...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

Brak funduszy do zadeklarowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Bergströ m Igła do biopsji, 5 x 100 mmStille Surgical Inc.119-29187-501 szt
Niebieska podkładka DurasorbFisher22-031-340opakowanie 300
jednorazowych maszynek do goleniaMoore Medical897601
Krem do goleniaMoore Medical928691 puszka
Wacik nasączony alkoholemMoore Medical98721pudełko/200
patyczków jodowo-powidonowych (3 sztuki)Moore Medical90691opakowanie 50
szt. Maski na twarzFisher19-039-690Opakowanie 50
szt. Sterylne rękawiczki; sz 6.5Moore Medical68128pudełko zawierające 50 par
Sterylne rękawice; sz 7.0Moore Medical68129pudełko zawierające 50 par
Sterylne rękawice; sz 8.5Moore Medical68132pudełko 50 par Zasłona
na ręcznik z okienkiemMoore Medical92712Opakowanie 50
lidokainy (1% HCl, bez Epi)Dealmed427902fiolkę 30 cc
chlorek etylu w sprayuDealmed3860203,5 fl. Butelka
5 ml strzykawka z igłą 21 GFisher14-827-48skrzynka 100
igły 25 G 5/8"Fisher14-826AAskrzynka 100
igły 25 G 1 1/2"Fisher14-826-49skrzynka 100
jednorazowych skalpeli z ostrzem #11Fisher0-8927-5Bpudełko zawierające 20
strzykawek 60 mlFisher13-689-8etui z
rurką przedłużającą 40 ~ 30 caliFisher14-169-7A rolka50 stóp
Metalowy kranFisher01-290-38każdy
Łącznik rurki polipropylenowej ze stożkowymi końcami, 3,2 do 5,5 mmFisher15-315-28Apudełko 100
Żółte końcówki do pipet (1-200 i mikro; l)Fisher02-681-2odciąć ~ 15-18 mm końcówki
Miejscowy klej chirurgicznyMedlineMSC091076przypadku 36 tubek
Miejscowy klej chirurgicznyMedlineMSC091076Zpudełko z 6 tubkami
Szwy motylkowe (paski samoprzylepne) 1/2 "x 4" (6 w opakowaniu)Moore Medical93050pudełko / 300
Bandadge, pasek, 3/4 x 3 cale.Fisher19-027-202opakowanie 100
szt. Bandaż samoprzylepny (rolki 5 m)Fisher19-027-768etui 36
1-calowa taśma chirurgicznaFisher19-027-761skrzynka 12
szwów (4-0 odwrotne cięcie, FS2)Moore Medical82926pudełko 36
4 x 4 Sterylne gazikiMoore Medical66949opakowanie/50
2 x 2 Niesterylne gazikiMoore Medical37336opakowanie/200
3 x 4 Nieprzywierające podkładkiMoore Medical74389bx/100
Worki autoklawowe 3,5 x 9Moore Medical40390pudełko 200
worków autoklawowych 5,25 x 10Moore Medical40391pudełko 200
wskaźnikowych do autoklawuMoore Medical31608pudełko 250
Lab Płaszcze— małyFisher23-900-520A 10/pk
Fartuchy laboratoryjne— średniFisher23-900-520B 10/pk
Fartuchy laboratoryjne— dużyFisher23-900-520C 10/pk
Bakteriobójcze jednorazowe chusteczki szmatkąMoore Medical62879Can/160
. szt. papierowa taśm

Bibliografia

  1. Duchene, G. B. A. Recherches sur la paralysie musculaire pseudohypertrophique ou paralysie myo-sclerosique. Arch Gen Med. 11 (30), (1868).
  2. Bergstrom, J. Muscle electrolytes in man. Determined by neutron activation analysis on needle biopsy specimens. Scand J Clin Lab Invest (England). 14, (1962).
  3. Bergstrom, J. Percutaneous needle biopsy of skeletal muscle in physiological and clinical research). Scand J Clin Lab Invest. 35, 609-616 (1975).
  4. Bergstrom, J., Hultman, E. A study of the glycogen metabolism during exercise in man. Scand J Clin Lab Invest. 19, 218-228 (1967).
  5. Evans, W. J., Phinney, S. D., Young, V. R. Suction applied to a muscle biopsy maximizes sample size. Med Sci Sports Exerc. 14, 101-102 (1982).
  6. Hennessey, J. V., Chromiak, J. A., Della Ventura, S., Guertin, J., MacLean, D. B. Increase in percutaneous muscle biopsy yield with a suction-enhancement technique. J Appl Phys. 82, 1739-1742 (1997).
  7. Tarnopolsky, M. A., Pearce, E., Smith, K., Lach, B. Suction-modified Bergstrom muscle biopsy technique: experience with 13,500 procedures. Muscl., & Nerve. 43, 717-725 (2011).
  8. Nieman, D. C., et al. Carbohydrate ingestion influences skeletal muscle cytokine mRNA and plasma cytokine levels after a 3-h run. J Appl Physiol. 94, 1917-1925 (2003).
  9. Nieman, D. C., et al. Influence of carbohydrate ingestion on immune changes after 2 h of intensive resistance training. J Appl Physiol. 96, 1292-1298 (2004).
  10. Utter, A. C., et al. Carbohydrate supplementation and perceived exertion during prolonged running. Med Sci Sports Exerc. 36, 1036-1041 (2004).
  11. Nieman, D. C., et al. Muscle cytokine mRNA changes after 2.5 h of cycling: influence of carbohydrate. Med Sci Sports Exerc. 37, 1283-1290 (2005).
  12. Nieman, D. C., et al. Effects of quercetin and EGCG on mitochondrial biogenesis and immunity. Med Sci Sports Exerc. 41, 1467-1475 (2009).
  13. Nieman, D. C., et al. Quercetin's Influence on Exercise Performance and Muscle Mitochondrial Biogenesis. Med Sci Sports Exerc. 42, 338-345 (2010).
  14. Dumke, C. L., et al. Quercetin's effect on cycling efficiency and substrate utilization. Appl Physiol Nut Metab. 34, 993-1000 (2009).
  15. Nieman, D. C., et al. Quercetin's influence on exercise-induced changes in plasma cytokines and muscle and leukocyte cytokine mRNA. J Appl Physiol. 103, 1728-1735 (2007).
  16. Guideline for Disinfection and Sterilization in Healthcare Facilities. http://www.cdc.gov/hicpac/Disinfection_Sterilization/toc.html. , Centers for Disease Control and Prevention. (2008).
  17. Faria, F. E., et al. The onset and duration of mobilization affect the regeneration in the rat muscle. Histol Histopath. 23, 565-571 (2008).
  18. Carlson, B. M., Shepard, B., Komorowski, T. E. A histological study of local anesthetic-induced muscle degeneration and regeneration in the monkey. J Ortho Res. 8, 485-494 (1990).
  19. Yagiela, J. A., Benoit, P. W., Buoncristiani, R. D., Peters, M. P., Fort, N. F. Comparison of myotoxic effects of lidocaine with epinephrine in rats and humans. Anesth Analg. 60, 471-480 (1981).
  20. Coyle, E. F., Coggan, A. R., Hemmert, M. K., Ivy, J. L. Muscle glycogen utilization during prolonged strenuous exercise when fed carbohydrate. J Appl Physiol. 61, 165-172 (1986).
  21. Gibala, M. J., et al. Brief intense interval exercise activates AMPK and p38 MAPK signaling and increases the expression of PGC-1alpha in human skeletal muscle. J Appl Physiol. 106, 929-934 (1985).
  22. Phillips, S. M., Tipton, K. D., Ferrando, A. A., Wolfe, R. R. Resistance training reduces the acute exercise-induced increase in muscle protein turnover. Am J Physiol. 276, 118-124 (1999).
  23. Davis, J. M., Murphy, E. A., Carmichael, M. D., Davis, B. Quercetin increases brain and muscle mitochondrial biogenesis and exercise tolerance. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 296, 1071-1077 (2009).
  24. Vissing, K., Andersen, J. L., Schjerling, P. Are exercise-induced genes induced by exercise. FASEB J. 19, 94-96 (2005).
  25. Lundby, C., et al. Gene expression in human skeletal muscle: alternative normalization method and effect of repeated biopsies. Eur J Appl Physiol. 95, 351-360 (2005).
  26. Coyle, E. F., Coggan, A. R., Hemmert, M. K., Ivy, J. L. Muscle glycogen utilization during prolonged strenuous exercise when fed carbohydrate. J Appl Physiol. 61, 165-172 (1985).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Zmodyfikowana technika Bergstromami sie obszerny bocznyznieczulenie miejscowepobieranie tkanekpobieranie pr bek mi niowychanaliza histologicznazmiany biochemicznefizjologia wysi kupiel gnacja ran
Procedury biopsji mięśni szkieletowych człowieka z wykorzystaniem zmodyfikowanej techniki Bergströma
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.