Wlewy z tętnic szyjnych do analizy farmakokinetycznej i farmakodynamicznej taksanów u myszy

Infuzja leku przez tętnicę szyjną może być przeprowadzona niezawodnie i powtarzalnie dzięki optymalizacji sprzętu i techniki. Procedura nie jest skomplikowana, choć wymaga precyzyjnej kontroli i dbałości o szczegóły. Do wyizolowania tętnicy szyjnej i wprowadzenia cewnika potrzebna jest doskonała ostrożność i zręczność, które na ogół można nabyć poprzez praktykę. Zabieg wykonywany przez doświadczonego technika nie powinien trwać dłużej niż jedna godzina. Po udanej operacji mysz powinna wyglądać normalnie i zdrowo (chociaż mysz może reagować na wlew leku), a lek(i) może być podawany w kontrolowanej, jednolitej, ciągłej dawce. Próbki krwi muszą być pobrane z miejsca innego niż tętnica szyjna; Krwawienia zaoczodołowe okazały się łatwe do zebrania i zadowalające do analizy stężeń leków.

Cewniki o optymalnym rozmiarze i kształcie są nieocenionym atutem w przeprowadzaniu udanej infuzji¹¹. Stwierdziliśmy, że cewniki dostępne na rynku są często zbyt duże i/lub zbyt elastyczne, aby umożliwić wygodny dostęp do tętnicy szyjnej myszy. Okazało się, że jest to lepsze rozwiązanie niż tworzenie cewników z polietylenu używanego do łączenia myszy ze strzykawką infuzyjną. Dzięki temu wszystkie rurki, łączniki i igły miały jednakowe wymiary, co uprościło montaż infuzji. Dzięki tej technice nie jest konieczne wpychanie końcówki cewnika do tętnicy poza punkt, w którym jest ona nadal widoczna, a przepływ krwi do tętnicy szyjnej nie jest przywracany, dopóki cewnik nie zostanie wstępnie zabezpieczony. Zmniejsza to ryzyko przebicia tętnicy lub wypchnięcia cewnika przez wysokie ciśnienie przepływu krwi. Konstrukcja cewnika nie zawiera "guzka", który utrzymywałby go na miejscu, dlatego priorytetem jest dobre zabezpieczenie cewnika za pomocą szwów i taśmy chirurgicznej.

Infuzje mogą być lepsze niż zwykłe wstrzyknięcia dożylne bolus, jako lepsze naśladownictwo klinicznego podawania leków, takich jak taksany^{3, 12, 13}. Opisana tutaj technika została pierwotnie opracowana, aby umożliwić infuzję do modeli mysich, w których dostęp do żyły szyjnej lub udowej był wykluczony przez wzrost guza sutka i / lub nadmierne unaczynienie obszaru przyczepu. Ta metoda może być często odpowiednia nawet u myszy wolnych od nowotworu: chociaż izolowanie i cewnikowanie tętnicy szyjnej jest nieco bardziej inwazyjne, stwierdziliśmy, że jest lepsze niż szyjka, ponieważ skłonność ściany szyjnej do rozerwania skutkowała większą liczbą nieudanych insercji i nieudanych prób ukończenia 3-godzinnego kursu czasu.

Chociaż wyniki pokazane tutaj pochodzą od myszy C57BL/6J (wyhodowanych w domu), użyliśmy tej techniki, aby skutecznie wprowadzić paklitaksel do kilku szczepów myszy, w tym FVB i szczepów mieszanych, aby śledzić farmakokinetykę w modelach myszy transgenicznie manipulowanych w celu obniżenia funkcji transportera komórkowego. Pobrane próbki krwi i tkanek wykazały oczekiwane poziomy paklitakselu, w zakresie stężeń obserwowanych po wlewach dożylnych¹. Można oczekiwać, że ta technika będzie działać równie dobrze w innych modelach myszy, jak i z innymi roztworami infuzyjnymi.

Ten protokół został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Fox Chase Cancer Center oraz przez Laboratorium Zwierząt Facility, i uznany za zgodny z instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi humanitarnego traktowania zwierząt.

1. Przygotowanie wstępne

1. Przygotowanie cewnika: Przygotuj cewnik z krótkiego odcinka rurki polietylenowej, zmodyfikowanego tak, aby tworzył cienki, stępiony koniec (ryc. 3A). Wykonaj wiele cewników z wyprzedzeniem i oszczędzaj w nieskończoność.
   1. Zapal palnik Bunsena i dostosuj, aby uzyskać niski, stały płomień. Trzymaj rurkę blisko płomienia, aby zmiękczyć polietylen. Gdy rurka zacznie się topić, powoli rozsuń dwa końce, aby utworzyć cieńszą część rurki o średnicy zewnętrznej około 0.25 mm.
   2. Wytnij skośny koniec około 0,75 cm wzdłuż cienkiego odcinka. Zapewnia to wystarczającą ilość rurki do zamocowania w tętnicy, bez tworzenia zbyt długiego cewnika.
      UWAGA: Długa cienka końcówka cewnika ma skłonność do zatykania. Zbyt długi koniec może również pomieścić wystarczającą ilość płynu, aby znacznie zmienić objętość płynu cewnika.
   3. Stęp skośny koniec, przechodząc szybko przez płomień - po odpowiednim podgrzaniu koniec staje się lekko zaokrąglony i powiększony. Końcówka lekko zaczepia się do tyłu, co pomaga zakotwiczyć rurkę podczas wkładania do tętnicy.
   4. Przetnij rurkę 6,0 cm od punktu, w którym zaczyna się cienkie. To sprawia, że cewnik jest bardzo łatwy w obsłudze, który jest wystarczająco długi, aby przewlec się przez niego, aby wyjść z szyjki i wygodnie trzymać i pracować, ale wystarczająco krótki, aby mysz nie gryzła nadmiaru rurki lub nie wymagała zbyt dużej dodatkowej objętości infuzji w celu usunięcia początkowej soli fizjologicznej.
   5. Przygotować strzykawkę zawierającą około 0,2 ml roztworu heparyny, zwieńczoną igłą. Włóż igłę do szerokiego końca cewnika (Rysunek 3B). Napełnij cewnik heparyną, uważając, aby w rurce nie było pęcherzyków. Odłóż strzykawkę z heparyną i cewnik na bok w sterylnym miejscu. Wysterylizuj cewniki przez napromienianie promieniami gamma, umieszczając cewnik (cewniki) na szalce Petriego i wystawiając na działanie promieniowania gamma 20 Gy. Jeśli nie masz dostępu do źródła promieniowania gamma, skontaktuj się z zakładem zoologicznym, aby zbadać inne metody sterylizacji, takie jak sterylizacja gazowa lub chemiczna. Nie sterylizuj w autoklawie, ponieważ polietylenu nie można sterylizować termicznie.
2. Tworzenie ołowiu soli fizjologicznej (rysunek 3B).
   1. Przygotować drugą strzykawkę zawierającą około 0,5 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej, uważając, aby linia była wolna od pęcherzyków powietrza.
   2. Wyciąć drugi kawałek rurki o długości około 15 cm i wsunąć na igłę strzykawki. Podłącz port złącza do wolnego końca rurki.
   3. Sprawdź, czy przepływ soli fizjologicznej jest niezakłócony, płynnie przepuszczając niewielką objętość soli fizjologicznej przez przewód. Użyj tego przewodu z solą fizjologiczną po wprowadzeniu cewnika, aby sprawdzić przepływ przez cewnik i przepłukać linię krwi. Odłóż strzykawkę z solą fizjologiczną na bok w sterylnym miejscu.
3. Przed zabiegiem należy wysterylizować sprzęt w autoklawie lub alternatywnie przez sterylizację gazową lub sterylizację kulkami szklanymi.
4. Przygotuj sterylne pole operacyjne.
   1. Przetrzyj powierzchnie stołowe i mikroskopowe środkiem dezynfekującym, takim jak 70% etanol lub dwutlenek chloru. Ławka przykrywająca i podstawa mikroskopu z czystym, jednorazowym wkładem chłonnym.
   2. Przygotuj tablicę chirurgiczną, przykrywając ją dwiema warstwami czystego, chłonnego papieru, bezpiecznie przymocowanego taśmą klejącą.
5. Rozłóż wszystkie materiały chirurgiczne (zgodnie z katalogiem na liście materiałów) tak, aby były łatwo dostępne.
   1. Odetnij trzy odcinki sterylnego szwu, każdy o długości 8 cm każdy, i odłóż na bok z innymi materiałami. Umieść port w miejscu, w którym będzie łatwo dostępny (Rysunek 3B).

2. Chirurgia

1. Przygotowanie zwierzęcia
   1. Znieczulij mysz poprzez wystawienie na działanie 2-3% izofluranu w komorze anestezjologicznej podłączonej do precyzyjnego waporyzatora. Wyjmij mysz z komory i zgol włosy z szyi myszy / górnej części tułowia i poniżej prawego ucha (miejsce wyjścia cewnika). Podawać weterynaryjną maść okulistyczną z wazeliną do oczu, aby zapobiec wysuszeniu w znieczuleniu. Upewnij się, że zwierzę nie obudzi się podczas przygotowań chirurgicznych, pozostawiając myszy wystarczająco dużo czasu w komorze inhalacyjnej przed przygotowaniem (co najmniej dwie minuty) lub podając myszowi izofluran za pomocą stożka nosowego podczas przygotowania. Wróć mysz do komory anestezjologicznej.
   2. Gdy mysz jest wystarczająco obojętna, przenieś się do sterylnego obszaru chirurgicznego, umieść stożek znieczulający na nos i usta myszy i przekieruj przepływ izofluranu do stożka nosowego. Potwierdź prawidłowe znieczulenie, szczypiąc łapę kleszczami; Gdy mysz nie wykaże żadnej reakcji, przejdź do następnego kroku.
   3. Ustaw mysz na plecach, z głową skierowaną w stronę badacza. Przymocuj uszy, przednie i tylne łapy do deski chirurgicznej za pomocą taśmy klejącej lub innego urządzenia krępującego, aby utrzymać mysz stabilnie. Oczyść miejsce nacięcia jodonem powidonu i 70% etanolem.
2. Izolacja tętnicy szyjnej
   1. Wykonaj podłużne cięcie o długości 1 cm nieco na prawo od linii środkowej szyi. Użyj kleszczy, aby oddzielić tłuszcz i mięśnie, aby odsłonić tchawicę (ryc. 4A). Zlokalizuj tętnicę szyjną biegnącą równolegle do tchawicy (ryc. 4B).
   2. Ostrożnie użyj kleszczy, aby oddzielić powięź leżącą nad tętnicą (ryc. 4C). Lekko odciągnij nerw błędny od tętnicy szyjnej i włóż kleszcze w przestrzeń między nimi. Delikatnie otwórz kleszcze, aby utworzyć szczelinę w powięzi i ostrożnie odciągnij nerw od tętnicy, od rozwidlenia tętnicy w pobliżu krtani (przedni koniec), w górę (tylny) tak daleko, jak to możliwe (co najmniej 3 mm) (ryc. 4D).
   3. Usuń pozostałą powięź, aż tętnica zostanie dobrze odizolowana (ryc. 4E). Od czasu do czasu dodawaj kroplę soli fizjologicznej do obszaru operacyjnego, aby tkanka była wilgotna, a tym samym mniej krucha i mniej podatna na przypadkowe rozdarcia.
3. Założenie szwów i przygotowanie tętnicy do wprowadzenia cewnika (ryc. 4, 5).
   1. Użyj kleszczy, aby narysować jedwabną nić do szwów pod tętnicą. Zawiąż bezpieczny węzeł, aby zamknąć tętnicę jak najdalej w kierunku przedniej (ryc. 4F).
   2. Narysuj drugą nić pod tętnicą. Zawiąż zwijany węzeł, aby tymczasowo zamknąć tętnicę jak najdalej w kierunku tylnej części (ryc. 4F).
   3. Narysuj trzecią nić pod tętnicą. Zawiąż bardzo luźny węzeł między pierwszymi dwoma szwami, który będzie służył do szybkiego zabezpieczenia cewnika po założeniu (ryc. 4G).
   4. Trzymaj końce wszystkich szwów z dala od drogi, zwilżając je odrobiną 70% etanolu.
4. Wprowadzenie cewnika
   1. Za pomocą szwu chwyć dolny węzeł, aby lekko naciągnąć tętnicę. Przecina tętnicę powyżej, ale bardzo blisko szwu przedniego (ryc. 4H). Uważaj, aby nie ciąć zbyt głęboko, ale sprawdź szczelinę, aby upewnić się, że otwór jest drożny.
   2. Wyjąć cewnik wypełniony heparyną z igły strzykawki, starając się uniknąć tworzenia dużych kieszeni powietrza na obu końcach. Manipuluj cewnikiem, aby ustawić skos pod wygodnym kątem, zwykle w dół i lekko w prawo (dla osób praworęcznych).
   3. Trzymając się szwu, aby tętnica pozostała lekko napięta, delikatnie włóż cewnik do szczeliny (ryc. 4I). Użyj kleszczy, aby przytrzymać szew przedni i pociągnij tętnicę w dół nad cewnikiem (nadmierne naciskanie cewnikiem może spowodować przebicie tętnicy przez skośny koniec). Ostrożnie zwolnij cewnik i szew przedni.
5. Zabezpieczenie cewnika i zainicjowanie przepływu krwi (ryc. 4J, 5B).
   1. Zabezpiecz cewnik, zaciskając węzeł środkowego szwu, w pobliżu wejścia cewnika do tętnicy. Zrób ciasny potrójny węzeł, ale pamiętaj, aby nie ciągnąć tak mocno, aby utrudnić przepływ przez cewnik. Dodatkowo zabezpiecz cewnik, wiążąc go szwem przednim, poniżej wejścia do tętnicy.
   2. Przymocuj przewód soli fizjologicznej do cewnika za pomocą wtyczki złącza, ponownie starając się uniknąć wprowadzania pęcherzyków powietrza do linii.
   3. Chwyć końce tylnego szwu i delikatnie pociągnij, aby uwolnić węzeł. Manewruj szwem w dół tętnicy, nad końcem cewnika (nie usuwaj nici). Krew powinna płynąć do cewnika; Jeśli nie ma przepływu krwi, delikatnie poruszaj cewnikiem, aby spróbować usunąć zwężenie.
   4. Gdy przepływ wydaje się niezakłócony, użyj ostatniej nici (od tylnego szwu), aby zawiązać dodatkowy węzeł, nieco powyżej środkowego szwu.
6. Tymczasowe uszczelnienie cewnika. Przepłucz cewnik krwią, a następnie użyj hemostatu, aby zacisnąć koniec cewnika blisko wtyczki złącza. Wyjmij złącze i zastąp je zatyczką portu, aby uszczelnić koniec cewnika i wyjmij hemostat.
7. Zmiana położenia cewnika do wyjścia z tyłu szyi.
   1. Trzymając kleszcze w każdej ręce, użyj jednej pary kleszczy, aby przytrzymać cewnik tuż pod szwem przednim, a drugą wciśnij zagięcie w cewnik, aby łatwo zgiął się na bok. Powtórz, aby utworzyć drugie załamanie. Pozwala to na pociągnięcie wolnego końca cewnika w kierunku tyłu głowy myszy, bez zmuszania końcówki cewnika do obracania się na boki względem ściany tętnicy.
   2. Obróć mysz na (lewy) bok, trzymając stożek nosa umieszczony nad ustami i nosem, a następnie oczyść obszar nacięcia 70% etanolem i jodowidonem. Wykonaj małe nacięcie (około 4 mm) poniżej i za prawym uchem.
   3. Użyj kleszczy, aby przytrzymać otwarty płat skóry, jednocześnie pracując pustą sondą pod skórą, aby utworzyć kanał przez policzek do jamy na szyi. Wskazane jest, aby umieścić sondę wokół gruczołu ślinowego, zamiast próbować wchodzić między gruczoł a skórę. Użyj kleszczy, aby ostrożnie zwolnić miejsce na wyjście sondy.
   4. Przekręć zatyczkę portu/cewnik przez sondę, aby wyjść w szyjce. Nie ciągnij zbyt mocno; Upewnij się, że cewnik nie miażdży ani nie zwęża naczyń krwionośnych lub narządów.
8. Zamknięcie i odzyskiwanie. Miejscowo podać środek przeciwbólowy (np. bupiwakainę) do nacięcia barku i przykryć ranę wodoodporną, chirurgiczną taśmą klejącą. Nałóż drugi kawałek taśmy klejącej, aby dodatkowo zabezpieczyć cewnik.
   1. Podaj miejscowy środek przeciwbólowy na nacięcie klatki piersiowej i zamknij ranę jedwabiem lub zszywkami.
   2. Wyjmij mysz ze znieczulenia i pozwól zwierzęciu dojść do siebie w czystej, ogrzanej przestrzeni (umieść klatkę na poduszce grzewczej lub pod lampą grzewczą) na co najmniej 30 minut.

3. Napar

1. Przygotować podwielokrotności 5 mg/ml roztworu paklitakselu / metanolu.
   1. Odmierzyć 50 mg paklitakselu do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml. Dodać 10 ml sterylnego metanolu. Rurka z nakrętką. Obracać ręcznie lub na obracającym się wytrząsarce w temperaturze pokojowej, aż proszek się rozpuści.
   2. Podzielić 500 μl roztworu na 20 małych probówek do zamrażania i przechowywać w temperaturze -20 °C.
   3. Rozmrozić pojedynczą porcję w temperaturze pokojowej lub w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C, bezpośrednio przed infuzją.
2. Przygotować pompę infuzyjną (Rysunek 6).
   1. Wytnij długą rurkę polietylenową o długości około 40 cm. Przymocuj igłę do jednego końca, a port złącza do drugiego.
   2. Nabrać lek do strzykawki o znanej średnicy wewnętrznej (większość programowalnych pomp wymaga średnicy cylindra strzykawki, aby obliczyć prędkość ramienia pompy). Przymocować igłę do strzykawki i wprowadzić lek przez igłę i rurkę.
   3. Umieścić strzykawkę w pompie zgodnie ze wskazówkami producenta. Zalać pompę tak, aby lek płynnie wypływał z korka złącza i był gotowy do infuzji.
3. Podłącz mysz do pompy.
   1. Trzymaj mysz nieruchomo i użyj hemostatu do zaciśnięcia cewnika w pobliżu wtyczki portu. Wyjmij wtyczkę i zastąp ją złączem dołączonym do strzykawki i rurki.
      UWAGA: Krew może zacząć przepływać z powrotem przez rurki.
   2. Szybko podać szybką pompę, aby oczyścić objętość cewnika (obliczoną empirycznie na podstawie obserwacji objętości 6 cm rurki), a następnie natychmiast przejść do żądanej szybkości infuzji.
4. Kontynuuj infuzję paklitakselu przez trzy godziny.
   1. Od czasu do czasu monitoruj przewody, aby sprawdzić, czy nie ma wycieków na skrzyżowaniach, ponieważ często jest to oznaką zablokowania przepływu do myszy. Obserwuj mysz pod kątem spodziewanych lub nieoczekiwanych reakcji na infuzję (letarg lub nadpobudliwość, objawy dyskomfortu).
   2. W zależności od długości i charakteru naparu mysz może nie jeść ani nie pić, ale należy zapewnić dostęp do jedzenia i wody zgodnie z ustaloną polityką instytucji. Należy pamiętać o możliwości odwodnienia myszy poprzez pobieranie dużych ilości krwi.
   3. Kontynuuj utrzymywanie klatki w cieple za pomocą poduszki grzewczej lub lampy, chyba że mysz wydaje się chcieć trzymać się z dala od ciepła. Jeśli zwierzę nie zostanie poddane eutanazji w ciągu kilku godzin po operacji, należy wdrożyć plan leczenia pooperacyjnego zwierzęcia, w tym sterylne warunki przetrzymywania i leczenie bólu pooperacyjnego.
   4. Uważnie obserwuj mysz, szczególnie w ciągu pierwszych kilku minut, aby upewnić się, że nie wyciąga rurki z powodu nadpobudliwości lub podrażnienia rurki (co może być oznaką złego włożenia). Jeśli mysz nie jest nadmiernie aktywna, ciągłe monitorowanie może nie być konieczne, ale rutynowo sprawdzaj mysz, aby upewnić się, że zwierzę nie zaplącze się w rurkę. System uprzęży i uwięzi są dostępne na rynku, ale ich zastosowanie wykracza poza zakres tego protokołu.
5. Pobieranie próbek.
   1. Pobieraj próbki krwi w regularnych odstępach czasu przez krwawienia podżuchwowe lub zaoczodołowe (jeśli twój protokół nie wykorzystuje modeli guza sutka, rozważ pobranie krwi przez cewnik szyjny wprowadzony w tym samym czasie co cewnik do tętnicy szyjnej). Uważaj, aby nie ciągnąć za linię infuzyjną. W przypadku krwawienia zadoczodołowego należy lekko znieczulić mysz wziewnym środkiem znieczulającym (np. metoksyfluranem), aby nie trzeba było chwytać za kark, aby zabezpieczyć mysz.
   2. Odwiruj krew w wirówce do hemokrytu, aby oddzielić komórki krwi od osocza. Użyj pilnika lub pisaka z diamentową końcówką, aby naciąć rurkę na powierzchni separacji faz. Rozbij probówkę i zbierz tylko osocze do małej, nadającej się do zamrażania probówki. Przechowywać w temperaturze -80 °C do czasu analizy.
      UWAGA: Jeśli wirówka do hemokrytu nie jest dostępna, przenieś próbkę krwi do probówki mikrowirówki i wiruj w mikrowirówce z dużą prędkością, aby oddzielić komórki krwi od osocza. Zebrać osocze do drugiej probówki i przechowywać w temperaturze -80 °C.
   3. Eutanazja myszy przez uduszenie CO₂. Pobrać tkankę (około 20 – 50 mg) z interesujących nas narządów i błyskawicznie zamrozić w ciekłym azocie. Przechowywać w temperaturze -80 °C do czasu analizy.

4. Przykładowa analiza

UWAGA: Wszystkie próbki do tego protokołu zostały przeanalizowane przez zewnętrzne laboratorium za pomocą chromatografii cieczowej z tandemową spektrometrią mas (LC-MS/MS), która obliczyła stężenia paklitakselu w następujący sposób:

1. Wyodrębnić paklitaksel z próbek. Homogenizować próbkę tkanki w 0,1% kwasie octowym, 50% metanolu przed ekstrakcją. Ekstrahować paklitaksel metodą ekstrakcji ciecz/ciecz, przy użyciu eteru metylowo-tert-butylowego (MTBE) wzmocnionego wewnętrznym wzorcem analogowym (docetakselem). Usunąć MTBE i wysuszyć próbki. Zawiesić w 50% roztworze acetonitrylu i 0,1% kwasu octowego.
2. Przygotuj wzorce kalibracyjne. Dodać znane stężenie paklitakselu do odpowiedniej matrycy C57BL/6, aby uzyskać ostateczny zakres wzorców (od 1 do 20 000 ng/ml dla próbek osocza, od 0,1 do 5 000 ng/ml dla próbek tkanek). Wyodrębnij wzorce w dwóch egzemplarzach, stosując tę samą metodę, co w przypadku powyższych próbek badawczych. Zmierzyć pik paklitakselu w próbkach za pomocą HPLC/MS/MS z wykorzystaniem jonizacji elektronrozpylacyjnej.
3. Obliczyć stężenie na podstawie stosunku powierzchni paklitakselu do wzorca wewnętrznego. Użyj wzorców kalibracyjnych, aby utworzyć krzywą standardową i interpolowane próbki badań według dopasowania do krzywej. Znormalizować stężenie badanych próbek przez początkową masę próbki przed homogenizacją.

Dystrybucja paklitakselu przebiega zgodnie z przewidywalnymi wzorcami podczas 3-godzinnego schematu dawkowania 15-minutowego szybkiego wlewu, po którym następuje 165-minutowa infuzja z niską prędkością.

Rysunek 1 pokazuje porównanie stężeń paklitakselu w osoczu do infuzji żył szyjnych i wlewów tętnicy szyjnej. Stężenie paklitakselu szybko spada w ciągu pierwszych 15 minut po początkowej infuzji o dużej objętości, a następnie utrzymuje się na równi w ciągu następnych 150 minut. Dla porównania, poziomy paklitakselu w słabej infuzji zaczynają się stosunkowo nisko i utrzymują się w górę i w dół przez cały czas trwania testu. Było to najprawdopodobniej spowodowane zablokowaniem linii na początku infuzji. Zapisy testu pokazują, że mysz miała niewielką lub żadną zewnętrzną reakcję na napar, co potwierdza ideę gorszego podania leku. Rycina 2 przedstawia względne poziomy paklitakselu w wątrobie i tkance mózgowej, a także w osoczu krwi, pod koniec 3-godzinnej infuzji.

Rycina 1: Stężenie paklitakselu w osoczu podczas wlewów z tętnic szyjnych i szyi. Krzywe reprezentują stężenia paklitakselu w osoczu u poszczególnych myszy. Każda mysz otrzymała dwufazową infuzję, składającą się z początkowej, 15-minutowej infuzji o dużej prędkości 0,42 mg/kg/min, po której bezpośrednio następowała 165-minutowa infuzja o niskiej prędkości 0,021 mg/kg/min. Pole pod krzywą (AUC) dla infuzji tętnicy szyjnej wynosiło około 59 μg/ml∙min, podczas gdy AUC dla wlewu szyjnego wynosiło około 37 μg/ml∙min. Okres półtrwania paklitakselu obliczony na podstawie krzywych uzyskanych dla infuzji tętnicy szyjnej wynosił 10 minut, a dla wlewu szyjnego wynosił 11 minut. Wlew z tętnicy szyjnej wykazuje mniej więcej równoważny poziom stężenia leku w porównaniu z wlewem szyjnym. Ciągłe niskie stężenia lub stężenia, które zmieniają się w górę i w dół, często stanowią słaby napar.

Rycina 2: Stężenie paklitakselu w tkankach. Bezpośrednio po 3-godzinnym wlewie paklitakselu i pobraniu ostatniej próbki krwi, mysz została poddana eutanazji, a następnie pobrano próbki wątroby i tkanki mózgowej. Stężenia paklitakselu w osoczu i tkankach mierzono za pomocą analizy masowej. Dane te reprezentują próbki pobrane od myszy infuzyjnej z tętnicą szyjną na rysunku 1.

Rycina 3: Akcesoria chirurgiczne. oraz Produkcja cewników: Wyciąganie własnych cewników pozwala obniżyć wydatki materiałowe, jednocześnie pozwalając badaczowi dostosować rozmiar i kształt cewnika do wieku i wielkości myszy. (B) Przygotuj się przed operacją: Trzy (3) jedwabne szwy, około 8 cm każdy; Sterylna wtyczka portu; strzykawka z solą fizjologiczną i ołów; Cewnik, podłączony do strzykawki z heparyną.

Rycina 4: Przygotowanie tętnicy szyjnej i wprowadzenie cewnika. (A) Przeciąć skórę, odsunąć na bok gruczoły i użyć kleszczy, aby grubo oddzielić tłuszcz, aby odsłonić mięśnie. (B) Użyj kleszczy, aby delikatnie oddzielić mięśnie, aby odsłonić prawą stronę tchawicy. Tętnica szyjna stanie się widoczna jako największe, grubościenne naczynia, biegnące równolegle do tchawicy. (C) Przerwać powięź wokół tętnicy. (D) Oddziel nerw błędny od tętnicy szyjnej. (E) Kontynuuj usuwanie powięzi, aż tętnica szyjna zostanie całkowicie odizolowana wzdłuż jamy. (F) Zszyj stały węzeł na przedniej kończynie i zsuń węzeł na tylnej kończynie. (G) Trzeci szew jest nawleczony pod tętnicę szyjną i bardzo luźno zawiązany. (H) Tętnica jest nacięta tuż nad szwem przednim. (I) Wprowadzić cewnik do nacięcia w tętnicy. Chwyć szew przedni za pomocą kleszczy, aby pociągnąć tętnicę w dół nad cewnikiem. (J) Zabezpiecz cewnik w tętnicy szyjnej za pomocą wszystkich trzech szwów.

Rycina 5: Zakładanie szwów. Schematyczne przedstawienie pola operacyjnego przed i po założeniu cewnika. A odpowiada zdjęciu na rysunku 4G, z dodatkiem nacięcia w tętnicy, jak na rysunku 4H. B odpowiada fotografii na rysunku 4J.

Rycina 6: Schemat konfiguracji infuzji. Strzykawka jest wypełniona lekiem i zakryta igłą. Linia polietylenowa mocuje strzykawkę do cewnika szyjnego. Pompa powoli ściska strzykawkę, aby dostarczyć równomierną dawkę bezpośrednio do krwiobiegu.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.