Artykuł metodologiczny

Techniki nieterminalnego pobierania próbek krwi u świnek morskich

DOI:

10.3791/51982

⸱

11 października 2014

 ,  ,  , 
1Department of Veterinary Disease Biology, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż jest to znany model, świnka morska stanowi obecnie niszę w eksperymentalnych naukach o zwierzętach i dostępne są ograniczone dane na temat wykonywania większości procedur. Poniżej przedstawiamy cztery różne podejścia do nieterminalnych technik pobierania próbek krwi in vivo u świnek morskich przytomnych lub znieczulonych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Świnki morskie posiadają kilka biologicznych podobieństw do ludzi i są zatwierdzonymi eksperymentalnymi modelami zwierzęcymi1-3. Wykorzystanie świnek morskich stanowi jednak obecnie stosunkowo wąski obszar badań, a dane opisowe dotyczące konkretnej metodologii są odpowiednio rzadkie. Cechy anatomiczne świnek morskich różnią się nieznacznie od innych modeli gryzoni, dlatego modulacja technik pobierania próbek w celu uwzględnienia różnic specyficznych dla gatunku, np. w porównaniu z myszami i szczurami, jest niezbędna do uzyskania wystarczającej ilości próbek o wysokiej jakości. Ponieważ zarówno długo-, jak i krótkoterminowe badania in vivo często wymagają wielokrotnego pobierania krwi, wybór techniki powinien być dobrze przemyślany w celu zmniejszenia stresu i dyskomfortu u zwierząt, ale także w celu zapewnienia przeżycia, a także zgodności z wymogami dotyczącymi wielkości i dostępności próby. Próbki krwi żylnej można pobrać w wielu miejscach u świnek morskich, np. w żyłach odpiszczelowych i szyjnych, przy czym każda technika ma zarówno zalety, jak i wady4,5. W tym miejscu przedstawiamy cztery różne techniki pobierania próbek krwi dla świnek morskich przytomnych lub znieczulonych. Wszystkie procedury te mają charakter nieterminalny, pod warunkiem że objętość i liczba próbek nie przekraczają wytycznych dotyczących pobierania krwi u zwierząt laboratoryjnych6. Wszystkie opisane metody zostały dokładnie przetestowane i zastosowane do wielokrotnego pobierania krwi in vivo w badaniach prowadzonych w naszej placówce badawczej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Świnka morska jest cennym i potwierdzonym eksperymentalnym modelem zwierzęcym ze względu na szereg biologicznych podobieństw do ludzi, takich jak zapotrzebowanie na dietetyczne zaopatrzenie w witaminę C, porównywalne enzymy metabolizujące lipoproteiny osocza i profile lipoprotein, a także wspólne podobieństwa z ludzkim łożyskiem i rozwojem prenatalnym1-3,7,8. To sprawia, że świnka morska jest atrakcyjnym i odpowiednim modelem do badania skutków chorób związanych z dietą, takich jak niealkoholowa stłuszczeniowa choroba wątroby, choroby sercowo-naczyniowe i domniemane skutki niedoboru witaminy C, ale także wpływ np. interwencji dietetycznej matki na rozwijające się potomstwo.

Często wymagane jest wielokrotne pobieranie próbek krwi zarówno w długo-, jak i krótkoterminowych badaniach in vivo. Ze względu na specyficzne dla gatunku różnice anatomiczne w celu uzyskania próbek krwi u świnek morskich w porównaniu z innymi modelami gryzoni4,5 konieczna jest modulacja techniki pobierania próbek. Obejmuje to różnice w przebiegu żył i tętnic, a także to, że świnki morskie nie mają ogona, a zatem mają różne wymagania i możliwości zarówno w zakresie pobierania próbek, jak i obchodzenia się z nimi. Pobieranie próbek z żyły odpiszczelowej lub stępu wywołuje minimalny dyskomfort i stres u zwierzęcia i nie wymaga znieczulenia3,9. Technika ta pozwala na wielokrotne pobieranie próbek niewielkich ilości krwi (100-400 μl), np. w celu określenia markerów biochemicznych w osoczu. Jeśli wystarczająca jest jeszcze mniejsza próbka (50-100 μl), można to dość łatwo uzyskać, przebijając żyłę uszną. Technika ta może być również stosowana u przytomnych zwierząt i jest przydatna na przykład przy pomiarze stężenia glukozy we krwi10,11. Pobranie próbki z żyły szyjnej pozwala na pobranie większych ilości krwi (1-2 ml), ale wymaga znieczulenia.

Tutaj prezentujemy cztery różne techniki pobierania próbek krwi zarówno dla świadomych, jak i znieczulonych świnek morskich. Wszystkie procedury te mają charakter nieterminalny, pod warunkiem że objętość i liczba próbek nie przekraczają wytycznych dotyczących pobierania krwi u zwierząt laboratoryjnych6. W interesie dobrej nauki, jak również dobrostanu zwierząt, jest ograniczenie stresu do minimum. W związku z tym tylko dobrze wyszkolony i kompetentny personel powinien wykonywać zabiegi na zwierzętach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawione procedury zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Duński Inspektorat Doświadczeń na Zwierzętach przy Ministerstwie Żywności, Rolnictwa i Rybołówstwa.

1. Pobieranie próbek krwi z żyły odpiszczelowej bocznej lub stępu

  1. Wykonaj tę procedurę bez znieczulenia i pomocy jednego badacza, jednego zajmującego się świnką morską i jednego zbierającego próbkę.
  2. Ogol obszar stępu tylnej nogi golarką elektryczną, aż żyły będą widoczne. Upewnij się, że obszar jest wystarczająco duży, aby sierść nie przeszkadzała w miejscu nakłucia.
  3. Umieść tylną nogę w letniej kąpieli wodnej i delikatnie pocieraj nogę, dzięki czemu żyły będą bardziej rozszerzone i widoczne.
  4. Wytrzyj nogę czystym ręcznikiem i zdezynfekuj miejsce wkłucia gazą lub wacikiem zwilżonym 70% alkoholem.
  5. Unieruchomić świnkę morską i wysunąć tylną nogę w dół, wywierając delikatny nacisk bezpośrednio nad stawem kolanowym, aby zapewnić zastój.
  6. Nakłuć żyłę za pomocą igły 21 G lub lancetu. Pobieraj krew, np. za pomocą rurki zbiorczej lub kapilarnej. Delikatnie manipuluj nogą, aby wspomóc przepływ krwi.
  7. Zwolnij stazę po uzyskaniu próbki. Przyłóż kawałek gazy lub waty delikatnie docisnąć do miejsca nakłucia, aż krwawienie ustanie.
  8. Umieść zwierzę z powrotem w klatce i monitoruj przez 5-10 minut, aby zapewnić hemostazę.

2. Pobieranie próbek krwi z żyły usznej

  1. Wykonaj tę procedurę bez znieczulenia, samodzielnie lub najlepiej z pomocą jednego kolegi.
  2. Zdezynfekuj grzbietową powierzchnię ucha za pomocą gazy lub wacika zwilżonego 70% alkoholem.
  3. Lekko dociśnij podstawę ucha, aby zapewnić zastój.
  4. Nakłuć żyłę za pomocą igły lub lancetu 21 G i pobrać krew.
  5. Zwolnij zastój, po uzyskaniu próbki przyłóż kawałek gazy lub wacika, delikatnie uciskając miejsce nakłucia, aż krwawienie ustanie.
  6. Umieść zwierzę z powrotem w klatce i monitoruj przez 5-10 minut, aby zapewnić hemostazę.

3. Pobieranie próbek krwi z żyły szyjnej

  1. Przeprowadzić tę procedurę z pomocą jednego dodatkowego badacza; jednego zajmującego się świnką morską i drugiego zbierającego próbkę.
  2. Znieczulenie świnki morskiej odpowiednim środkiem znieczulającym przez cały czas trwania tego zabiegu. Można stosować mieszaninę tiletaminy (0,93 mg/kg), zolazepamu (0,93 mg/kg), ksylazyny (1,49 mg/kg) i butorfanolu (0,06 mg/kg).
  3. Połóż znieczuloną świnkę morską na grzbiecie i delikatnie cofnij doogonowo przednie kończyny.
  4. Ogolić i zdezynfekować (np. 70% alkoholem) brzuszną część szyi.
  5. Przed pobraniem próbki należy pokryć strzykawkę heparyną lub EDTA, aby zmniejszyć ryzyko wystąpienia zakrzepów.
  6. Wykonać badanie palpacyjne obojczyka i wprowadzić igłę o sile 25 G (lub 23 G) osadzoną na strzykawce o pojemności 1 ml około 1 cm w bok od linii środkowej na poziomie stawu barkowego. Trzymać strzykawkę pod lekkim kątem do góry i przyśrodkowym, wywierając lekkie podciśnienie. Unikaj uszkadzania leżących poniżej struktur, ponieważ żyła szyjna jest położona dość powierzchownie. Przechyl szyję świnki morskiej lekko do tyłu, aby zwiększyć zastój żyły.
  7. Zwolnij przednie nogi po pobraniu próbki krwi i zlikwiduj zastój przed cofnięciem igły. Użyj suchego kawałka gazy lub waty, aby delikatnie docisnąć miejsce nakłucia.
  8. Umieść zwierzę w klatce rekonwalescencji i monitoruj, aby zapewnić hemostazę i powrót do zdrowia po znieczuleniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono cztery różne podejścia do technik nieterminalnego pobierania krwi in vivo u świnek morskich przytomnych lub znieczulonych. Rycina 1 ilustruje przebieg żyły odpiszczelowej bocznej i stępu u świnki morskiej oraz możliwe miejsca nakłucia. Żyły uszne widoczne na grzbietowej powierzchni ucha świnki morskiej zilustrowano na rycinie 2. Żyły te mogą być używane do pobierania krwi, gdy wymagana jest tylko bardzo mała objętość. Pozycja świnki morskiej do pobierania krwi z sz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W porównaniu z myszami i szczurami, świnki morskie są z natury lękliwe i należy do nich podchodzić spokojnie i odpowiednio się z nimi obchodzić, aby zmniejszyć stres. Z punktu widzenia dobrostanu zwierząt zachowanie ostrożności jest oczywiście priorytetem; Zmniejszy to jednak również ryzyko wystąpienia skutków lękowych na zebrane dane, np. podwyższonego poziomu kortykosteroidów i glukozywe krwi 12. Podobnie, codzienne obchodzenie się ze zwierzętami przyzwyczai je do normalnych procedur i może przyczyn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia. Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez duńską ustawę o doświadczeniach na zwierzętach, która jest zgodna z konwencją Rady Europy ETS 123.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy za umiejętną pomoc Annie B. Kristensen, Elisabeth V. Andersen, Belindy B. Bringtoft i opiekunom zwierząt na Wydziale Medycyny Eksperymentalnej, Kampus Frederiksberg, Wydział Zdrowia i Nauk Medycznych, Uniwersytet w Kopenhadze, Dania. Jacobowi Lønholdtowi dziękujemy za doskonałą pomoc techniczną przy filmowaniu zabiegów. Badanie to było częściowo wspierane przez Centrum Farmakologii in vivo LIFEPHARM oraz Uniwersytet w Kopenhadze.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Golarka elektrycznaWella (Contura), Dania273207Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców
Strzykawki B.Braun-Omnifix-F, Niemcy9161406VMożna użyć produktu alternatywnego. Można stosować wielu dostawców
IgłyBD Microlance, Hiszpania301156Produkt alternatywny. Wielu dostawców
Probówka do pobierania próbek Microvette Sarstedt, D-51588Nü mbrecht, Niemcy201,288,100Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców
Analizator Accu-CheckRoche A/S Diagnostics, DaniaMożna użyć alternatywnego produktu. Wielu dostawców
Heparyna 5000 IE/mlLEO Pharma, DaniaMożna stosować produkt alternatywny. Wielu dostawców
AnesthesiaZoletil 50, Chemvet, DaniaMożna zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców
AnestezjaNarcoxyl vet 20 mg / ml, Intervet, DaniaMożna zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców
ZnieczulenieTorbugesic weterynarz 10 mg/ml, Scanvet, DaniaMożna zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców
Neutralna maśćMożna zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców
Gaza lub wacik Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców
Środek dezynfekujący (70% alkoholu)Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców
do oczu

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. DeOgburn, R., et al. Effects of increased dietary cholesterol with carbohydrate restriction on hepatic lipid metabolism in Guinea pigs. Comp.Med. 62 (2), 109-115 (2012).
  2. Fernandez, M., Volek, J. S. Guinea pigs a suitable animal model to study lipoprotein metabolism, atherosclerosis and inflammation. Nutr Metab (Lond). 3 (17), (2006).
  3. Frikke-Schmidt, H., Tveden-Nyborg, P., Birck, M. M., Lykkesfeldt, J. High dietary fat and cholesterol exacerbates chronic vitamin C deficiency in guinea pigs. Br J Nutr. 105 (1), 54-61 (2011).
  4. Hem, A., Smith, A. J., Solberg, P. Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guinea pig, ferret and mink. Lab Anim. 32 (4), 364-368 (1998).
  5. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).
  6. Guillen, J. FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (3), 311-321 (2012).
  7. Ye, P., Cheah, I. K., Halliwell, B. High fat diets and pathology in the guinea pig Atherosclerosis or liver damage. Biochim Biophys Acta. 1832 (2), 355-364 (2013).
  8. Tveden-Nyborg, P., et al. Maternal vitamin C deficiency during pregnancy persistently impairs hippocampal neurogenesis in offspring of guinea pigs. PLoS One. 7 (10), 12-18391 (2012).
  9. Schjoldager, J. G., Tveden-Nyborg, P., Lykkesfeldt, J. Prolonged maternal vitamin C deficiency overrides preferential fetal ascorbate transport but does not influence perinatal survival in guinea pigs. Br J Nutr. 110 (9), 1573-1579 (2013).
  10. Greulich, S., et al. Secretory products of guinea pig epicardial fat induce insulin resistance and impair primary adult rat cardiomyocyte function. J Cell Mol Med. 15 (11), 2399-2410 (2011).
  11. Swifka, J., Weiss, J., Addicks, K., Eckel, J., Rosen, P. Epicardial fat from guinea pig a model to study the paracrine network of interactions between epicardial fat and myocardium. Cardiovasc Drugs Ther. 22 (2), 107-114 (2008).
  12. Pilny, A. A. Clinical hematology of rodent species. Vet.Clin North Am Exot Anim Pract. 11 (3), 523-vii (2008).
  13. Franco, N. H., Olsson, I. A. Scientists and the 3Rs: attitudes to animal use in biomedical research and the effect of mandatory training in laboratory animal science. Lab Anim. 48 (1), 50-60 (2014).
  14. Van, L. J., et al. eAssessing the application of the 3Rs a survey among animal welfare officers in The Netherlands. Lab Anim. 47 (3), 210-219 (2013).
  15. Sloan, R. C., et al. High doses of ketamine-xylazine anesthesia reduce cardiac ischemia-reperfusion injury in guinea pigs. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (3), 349-354 (2011).
  16. Jacobson, C. A. A novel anaesthetic regimen for surgical procedures in guinea pigs. Lab Anim. 35 (3), 271-276 (2001).
  17. Saha, J. K., Xia, J., Grondin, J. M., Engle, S. K., Jakubowski, J. A. Acute hyperglycemia induced by ketamine xylazine anesthesia in rats mechanisms and implications for preclinical models. Exp Biol Med(Maywood). 230 (10), 777-784 (2005).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Pobieranie krwi u wini mor kiejpobieranie krwi nieuleczniczepobieranie krwi z y y saphonouspobieranie krwi z y y szyjnejpobieranie krwi z y y tarsalnejpobieranie krwi z y y usznejpobieranie krwi u zwierz cia pod wp ywem znieczuleniapobieranie krwi u zwierz cia przytomnegowytyczne dotycz ce pobierania krwipowtarzalne pobieranie pr bek in vivo

Powiązane artykuły