Artykuł metodologiczny

Prosty test do ilościowego oznaczania unikania społecznego u Drosophila melanogaster

DOI:

10.3791/52011

⸱

13 grudnia 2014

 ,  ,  ,  , 
1Department of Molecular Biophysics and Biochemistry, Yale University, 2Department of Biology, York College/CUNY, 3Department of Biology, Western Ontario University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół do ilościowego określenia unikania osób zestresowanych. Ten paradygmat jest potężny, ale przyjazny dla użytkownika i może być wykorzystany do oceny wpływu genów i środowiska na jeden rodzaj interakcji społecznych u Drosophila melanogaster.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Drosophila melanogaster to wyłaniający się model do badania różnych aspektów interakcji społecznych. Na przykład muchy unikają obszarów wcześniej zajmowanych przez zestresowane osobniki tego samego gatunku z powodu substancji zapachowej uwalnianej podczas stresu, znanej jako nagły zapach Drosophila (dSO). Dzięki zastosowaniu aparatu T-maze można określić ilościowo unikanie dSO przez muchy reagujące w bardzo przystępnym i solidnym teście. Warunki niezbędne do uzyskania dobrych wyników przedstawiono tutaj. Stresujące doświadczenie jest konieczne, aby muchy wyemitowały dSO, a także wystarczająca ilość much emitujących, aby wywołać silną reakcję unikania obecności dSO. Podłoże genetyczne, ale nie wielkość grupy, silnie zmieniło unikanie dSO przez muchy reagujące. Canton-S i Elwood wykazują wyższą wydajność w unikaniu dSO niż szczepy Oregon i Samarkanda. Ten test behawioralny pozwoli na identyfikację mechanizmów leżących u podstaw tego zachowania społecznego oraz ocenę wpływu genów i warunków środowiskowych zarówno na emisję, jak i unikanie dSO. Taki test może być włączony do baterii prostych testów diagnostycznych stosowanych do identyfikacji braków społecznych mutantów lub warunków środowiskowych będących przedmiotem zainteresowania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tej metody jest łatwe określenie ilościowe nowego aspektu prostych zachowań społecznych u Drosophila melanogaster, niezależnych od zalotów i agresji.

Interakcje społeczne są kluczowe dla prawidłowego rozwoju i zdrowia jednostek w społeczeństwie, a także dla funkcjonalności grupy społecznej jako całości. Wysoka złożoność tych interakcji wymaga dużych rozmiarów prób i systemu, który pozwala na uproszczenie zachowania, ponieważ genetyczne i neuronalne podstawy zachowań społecznych są nadal słabo poznane. Drosophila melanogaster to potężny model genetyczny, który można wykorzystać do identyfikacji genetycznych i neuronalnych podstaw interakcji społecznych. Rzeczywiście, D. melanogaster ma repertuar złożonych zachowań społecznych, a niektóre bezpośrednie pomiary socjalizacji zostały już wykonane1-7. Jednak większość tych wysiłków koncentrowała się na stosunkowo złożonych zachowaniach społecznych, takich jak agresywneinterakcje3,6, różne aspekty zalotów3,8-12 oraz jak doświadczenie społeczne wpływa na inne zachowania, takie jak uczenie się lub rytm okołodobowy13-17. Ponadto wiele z tych testów opiera się na analizie złożonych wzorców interakcji grup much, wykorzystując śledzenie wideo i oprogramowanie komputerowe do analizy wynikającej z tego obfitości danych. Takie analizy są nieocenione i prowadzą do ważnych nowych spostrzeżeń, takich jak dynamika interakcji mucha-mucha w grupach7. Jednym z ograniczeń jest jednak niedostępność tych testów dla ogółu społeczeństwa oraz ograniczona wiedza na temat mechanizmów leżących u podstaw rozpoznawania innych. Innymi słowy, podstawa emisji sygnału przez jedną osobę i jej rozpoznania przez inną osobę jest nadal słabo poznana18.

Przeciwnie, muchy wykazują również proste zachowanie, unikanie kontaktów społecznych, gdzie osobniki oddalają się od sygnału emitowanego przez zestresowane muchy: D. melanogaster Stress Odorant lub dSO19. W teście wysokoprzepustowym zachowanie to można określić ilościowo jako unikanie sygnału stresu emitowanego przez inne muchy lub unikanie społeczne19. Muchy umieszcza się w aparacie T-labirynt i daje się im wybór, aby uniknąć fiolki zawierającej dSO. Za pomocą tego testu wykazano, że CO2 jest składnikiem dSO, a część obwodów nerwowych niezbędnych do odpowiedzi na CO2 została wypreparowana19.

Prezentowany tutaj test unikania społecznego jest koncepcyjnie podobny do prostych testów behawioralnych opracowanych w laboratorium Seymoura Benzera, które umożliwiły pokoleniom badaczy analizowanie złożonych zachowań20. Analizę unikania społecznego można przeprowadzić w sposób opłacalny przy użyciu testu T-labirynt, co pozwala na szersze badanie zachowań społecznych. Na przykład, korzystając z tego testu, wykazaliśmy niedawno, że różne genetyczne ryzyka autyzmu mają kontrastujące skutki w testach zachowań społecznych. Mutanty genu kandydującego na autyzm – neurobeachin21,22 – wykazują braki zarówno w przestrzeni społecznej (opisanej w innymmiejscu23), jak i w unikaniu kontaktów społecznych24. Sugeruje się również, że nieprawidłowa sygnalizacja dopaminergiczna odgrywa rolę w etiologii autyzmu u ludzi25,26. W przeciwieństwie do wyników uzyskanych za pomocą neurobeachiny, stwierdziliśmy, że na skuteczność unikania społecznego nie miał wpływu zwiększony lub obniżony poziom transportera monoaminy pęcherzykowej Drosophila (VMAT) w komórkach dopaminergicznych, chociaż przestrzeń społeczna była bezpośrednio skorelowana z tymi poziomami VMAT27. Kontrastujące wyniki uzyskane za pomocą neurobeachiny i VMAT podkreślają możliwość identyfikacji różnych form zachowań aspołecznych, a tym samym różnych podstawowych obwodów neuronalnych modulujących odpowiedź na inne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Sprzęt i odczynniki stworzone we własnym zakresie (zobacz listę materiałów dla innych)

  1. Przygotuj aparat do znieczulenia zimnem Drosophila do pracy w locie.
    1. Wytnij porowaty arkusz polietylenu, aby przykryć małe plastikowe pudełko (12,7 cm długości, 10,2 cm szerokości), zwykle górną pokrywę pudełka na końcówki do pipet (12,7 cm długości, 10,2 cm szerokości, 3,8 cm głębokości).
    2. Napełnij pudełko pokruszonym lodem, przykryj porowatym arkuszem polietylenu.
  2. Przygotować aparaturę do labiryntu T; dostosować aparaturę opisaną wcześniej szczegółowo w punktach 28-31.
  3. Przygotuj aspirator muchowy zgodnie z opisem 32.
  4. Przygotuj aparat do reagowania na fototaksję, aby bezstresowo wprowadzać i wyjmować muchy z fiolek testowych:
    1. Użyć aparatury przeciwprądowej, jak opisano w29,33.

UWAGA: Labirynt T może być również używany do innych celów, jak opisano przez28.

  1. Zadbaj o jednorodne warunki oświetleniowe: eksperyment należy przeprowadzić na ławce przykrytej białym pokrowcem na ławkę oraz przed białą tablicą.
    UWAGA: Do tych eksperymentów użyto szczepów much Drosophila melanogaster dzikich typów: muchy Canton-S, Oregon i Samarkand z naszych zasobów laboratoryjnych34; Muchy Elwood zostały zebrane jesienią 2011 roku w dzielnicy Elwood w Huntington, na Long Island, Nowy Jork, USA.

2. Przygotowanie much przed eksperymentem

1-2 dni przed przeprowadzeniem eksperymentu:

  1. Utrzymywać muchy na standardowym podłożu z mąki kukurydzianej, agaru i melasy i drożdży w temperaturze 25 °C w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność.
  2. Zbierz muchy respondenta w zimnym znieczuleniu 1-2 dni przed wykonaniem eksperymentu
    1. Przenieść muchy z butelek, w których zostały wyhodowane, do probówek Falcon o pojemności 50 ml za pomocą lejka.
    2. Umieść rurkę sokoła z muchami pod poziomem lodu w izolowanym wiadrze na lód.
    3. Umieścić zimny aparat anestezjologiczny z kruszonym lodem w temperaturze -4 °C do schłodzenia.
    4. Odczekaj 5 minut, aż muchy zapadną w śpiączkę chłodną.
    5. Przenieś muchy na porowaty arkusz polietylenu aparatu do znieczulenia na zimno.
    6. Zbierz muchy ratownika na zimny aparat anestezjologiczny. W RT, pod mikroskopem stereoskopowym, oddziel 3-7 dniowych samców od samic much i utrzymuj te muchy w grupach po 40 sztuk.
  3. Zbierz muchy emitera 1-2 dni przed wykonaniem eksperymentu.
    1. Delikatnie zbieraj muchy mieszanej płci Canton-S z butelek, używając aspiratora do ust, kontrolując ich liczbę.
    2. Utrzymuj te muchy w grupie 60-100 sztuk, ponieważ to one będą emiterami.
    3. Przygotuj tyle próbek emiterów, ile potrzebnych punktów danych.
  4. Odczekaj co najmniej noc na regenerację po pobraniu substancji reagujących i emiterów, aby zminimalizować zakłócający wpływ zimnego znieczulenia i pobierania aspiratorów doustnych na zachowanie.
  5. Otwórz torebkę z fiolkami testowymi, aby umożliwić zastąpienie świeżego powietrza o zapachu stęchłego plastiku w worku świeżym powietrzem, co najmniej 1 dzień przed eksperymentem.

2 godziny przed przeprowadzeniem eksperymentu:

  1. Upewnij się, że temperatura w pomieszczeniu, w którym przeprowadzany jest eksperyment, wynosi około 23-25 °C, przy równomiernym świetle i wilgotności powyżej 30%.
  2. Przenieś muszki owocowe reagujące i emitujące do fiolek ze świeżą żywnością, aby upewnić się, że muchy te nie są głodzone.
  3. Pozwól muszkom owocowym dostosować się do środowiska przez 2 godziny, na ławce, na której zostanie przeprowadzony eksperyment.

3. Przeprowadzanie eksperymentu z unikaniem społecznym

  1. Wykonuj każdy eksperyment o tej samej porze dnia, w czasie 3–4 godzin po południu między czasem Zeitgeber ZT5 a ZT9.
  2. Umieść labirynt w kształcie litery T na podkładce do i dokręć zacisk śrubowy, aby winda była stabilna.
  3. Przenieść muchy reagujące na leczenie do nowej fiolki testowej. Zatrzaśnij tę fiolkę zawierającą muchy ratownika na górną część labiryntu T.
  4. Pochyl urządzenie do labiryntu w kształcie litery T i postukaj nim o matę do, aby muszki owocówki wpadły do windy.
  5. Przesuń górną część windy w dół, tak aby muchy znalazły się między górną a dolną częścią labiryntu T, ale zwróć uwagę, aby winda znajdowała się powyżej wybranego punktu – aby zapobiec ucieczce much.
  6. Zaopatrzyć się w fiolki z dSO (patrz punkt 5 w celu wytworzenia fiolek wolnych od dSO, które wcześniej były zajmowane przez muchy).
    1. Podczas gdy muchy reagujące dostosowują się do tego nowego środowiska, umieść muchy emitujące w fiolce testowej.
    2. Umieść kawałek bawełny, aby zamknąć fiolkę, aby muszki owocówki nie uciekły.
    3. Mechanicznie mieszać tę fiolkę na mini-wirze w następujący sposób: wirować przez 15 sekund, wyjąć fiolkę z wiru na 5 sekund. Powtórzyć 3 razy, w sumie przez 55 sekund.
    4. Usunąć muchy emitera ze świeżej fiolki - przenosząc je do fiolki z jedzeniem - i szybko umieścić tę fiolkę wypełnioną dSO w jednej z dwóch stron aparatu T-labirynt.
    5. Naprzemiennie zmieniać stronę umieszczania fiolki wypełnionej dSO w każdym nowym przebiegu.
  7. Umieść świeżą fiolkę testową po drugiej stronie labiryntu T.
  8. Całkowicie opuść windę, aby muszki owocówki mogły wybrać między świeżą fiolką testową a fiolką testową z dSO i uruchomić stoper.
  9. Pozwól muchom wybrać między świeżą fiolką a fiolką dSO, przez 1 minutę, chyba że zaznaczono inaczej.
  10. Po 1 minutach przesuń windę w górę, aby oddzielić muchy w świeżej fiolce, fiolce dSO i te, które utknęły w windzie.
  11. Policz liczbę much w każdej fiolce i w windzie.
  12. Powtórz to dla każdego genotypu/stanu.

4. Analiza danych dotyczących unikania kontaktów społecznych

  1. Policz liczbę muszek owocowych w każdej fiolce dla każdego genotypu i przenieś dane do arkusza kalkulacyjnego.
  2. Korzystając z arkusza kalkulacyjnego, oblicz wskaźnik wydajności (PI) dla każdego genotypu, odejmując liczbę much w fiolce dSO od liczby much w fiolce wolnej od dSO, a następnie dzieląc przez całkowitą liczbę much.
  3. Porównaj średnie PI za pomocą oprogramowania do analizy statystycznej do analizy wyników.
    1. Najlepiej przygotować 2-3 powtórzenia wewnętrzne dla każdego eksperymentu i 3 niezależne powtórzenia, wykonywane w różnych dniach, z różnymi butelkami lub krzyżami30.
    2. Użyj testów statystycznych rozkładu Gaussa, ponieważ dane są zgodne z rozkładem normalnym.
    3. Podczas badania jednego efektu (tj. gęstości – rysunek 2) należy użyć jednoczynnikowej analizy analizy danych z testem końcowym do wielokrotnego porównania (kolumna po kolumnie) lub prostego testu t, aby porównać każdy wynik z kontrolą.
    4. Kiedy przeprowadzane są eksperymenty grupowe, należy przetestować zarówno warunki, jak i płeć (puste fiolki, zestresowane i niezestresowane muchy; oraz efekt płci - Ryc. 1), używając dwukierunkowej ANOVA.

5. Generuj fiolki poprzednio zajęte przez niezestresowane muchy — Wykonaj zamiast 3,5 do 3,6

  1. Użyj fototaksówek, aby przygotować fiolki zajęte przez muchy, które nie zostały zestresowane, jako kontrolę.
  2. Przenieś muchy do fiolki testowej i zatrzaśnij ją w aparacie przeciwprądowym, ze świeżymi pustymi fiolkami w przeciwległym miejscu.
  3. Ułóż aparat poziomo z dystalną fiolką bezpośrednio przed fluorescencyjnym światłem o mocy 15 W i przykryj czarną szmatką.
  4. Pozwól muchom delikatnie poruszać się w świeżej fiolce. Może to potrwać kilka minut. Gdy większość much będzie iść w kierunku światła w dystalnej fiolce, uruchom minutnik na 1 minutę.
  5. Delikatnie zdejmij czarną szmatkę, zmień położenie światła, odzyskaj za pomocą czarnej szmatki i pozwól muchom opuścić fiolkę testową.
  6. W tym czasie rozpocznij eksperyment wyboru, jak w 3.2 do 3.5. Pomiń 3.6 i 3.7.
  7. Przesunąć suwak aparatu, aby oddzielić muchy, które opuściły fiolkę testową z drugiej strony.
  8. Do eksperymentu wyboru należy natychmiast użyć opuszczonej fiolki testowej w labiryncie T, jak w ppkt 3.7.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Test unikania społecznego jest solidnym testem określającym zdolność Drosophila melanogaster do rozpoznawania sygnału stresu (dSO) emitowanego przez inne muchy, a tym samym oceny jednego aspektu interakcji społecznych. Test jest wykonywany przy użyciu aparatury powszechnie stosowanej w różnych testach behawioralnych znanych jako labirynt T, który daje muchom wybór między dwiema różnymi opcjami - lewą lub prawą19,28-31. W tym przypadku skuteczność, z jaką muchy unikają dSO, określa się ilościowo poprze...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten opisuje szczegółową procedurę testu unikania kontaktów społecznych. Canton-S pozwoli uniknąć tylko fiolki, w której muchy były wcześniej mechanicznie zestresowane, a płeć i liczba respondentów nie wpływa na skuteczność unikania społecznego. Jednak duży wpływ ma pochodzenie genetyczne respondentów.

Oto kilka kluczowych kroków do pomyślnego przeprowadzenia tego eksperymentu: 1) zawsze przenoś muchy na 2 godziny przed eksperymentem i upewnij się, że nie zakłócasz ich otoczenia; 2) pr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Rachelle Kanippayoor za pomoc w zidentyfikowaniu nowego dzikiego szczepu jako należącego do gatunku melanogaster. R.W.F., O.F. i A.F.S byli odpowiedzialni za projektowanie badań; Eksperymenty przeprowadzili R.W.F., M.N. i O.F. R.W.F., M.N., O.F. i A.F.S. przeanalizowali dane; Rękopis napisali R.W.F., I.S.M. i A.F.S.

Ta praca była wspierana przez nagrody badawcze PSC-CUNY, wspólnie finansowane przez Kongres Profesjonalnego Personelu i The City University of New York dla A.F.S.; przez wewnętrzne finansowanie z Western University dla A.F.S. i I.S.M.; przez wsparcie szkoleniowe z National Alliance for Hispanic Health's Alliance/Merck Ciencia (Science) Hispanic Scholars Program oraz stypendium uniwersyteckie z Yale Graduate School of Arts and Sciences dla R.W.F.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mikroskop stereoskopowy z zoomem Nikon   SMZ-645Każdy inny standardowy zakres do obsługi muchy będzie działał
Małe pędzle do pchania much
Porowaty polietylen, 12" x 12" Arkuszmuchówek - Genesee46-100http://www.flystuff.com/ProductInfo.php?productID=46-100
Porowaty plastikowy arkusz do zimnego pudełka anestezjologicznego
Mini-alarm Timer/Stoper
Długopisy
Taśma
Mini vortexFisher14-955-151 http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail
Do mechanicznego mieszania much - każdy wir by zadziałał.
Corning Life Sciences DL No.:352017, Probówka Falcon; okrągłe dno; jednorazowe; bez zamknięcia, 14 ml; 17 x 100 mmFisher14-959-8    http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?storeId=10652&langId=-1&catalogId=29104&productId=2771811&distype=0&highlightProductsItemsFlag=Y&fromSearch=1&searchType=PROD&hasPromo=0
Zatrzaskują się one na miejscu w wykonanym przez nas labiryncie T-labirynt i aparacie przeciwprądowym (patrz tekst),
wacikach, aby zamknąć fiolki po eksperymencie.
Potrójna deska i biała osłonaławki zapewniają białe tło i jednorodne światło.
podkładka
ławkę
Duża tkaninado zakrycia aparatu przeciwprądowego w odpowiedzi fototaksji.
Światło zimne białe Home Depot1000516563http://www.homedepot.ca/product/illume-26-fluorescent-plug-in-linear/911423
każde podobne światło liniowe z żarówką fluorescencyjną o chłodnej bieli o mocy 13-15 W będzie działać
Sharpieklejącabiała pod do dowolna podkładka pod mysz działa.

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fry, S. N., Rohrseitz, N., Straw, A. D., Dickinson, M. H. TrackFly: virtual reality for a behavioral system analysis in free-flying fruit flies. J Neurosci Methods. 171, 110-117 (2008).
  2. Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. High-resolution video tracking of locomotion in adult Drosophila melanogaster. J Vis Exp. 24, 1096(2009).
  3. Dankert, H., Wang, L., Hoopfer, E. D., Anderson, D. J., Perona, P. Automated monitoring and analysis of social behavior in Drosophila. Nat Methods. 6, 297-303 (2009).
  4. Branson, K., Robie, A. A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. H. High-throughput ethomics in large groups of Drosophila. Nat Methods. 6, 451-457 (2009).
  5. Simon, J. C., Dickinson, M. H. A new chamber for studying the behavior of Drosophila. PLoS One. 5, 8793(2010).
  6. Wang, L., Dankert, H., Perona, P., Anderson, D. J. Inaugural Article: A common genetic target for environmental and heritable influences on aggressiveness. in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences. 105, 5657-5663 (2008).
  7. Schneider, J., Dickinson, M. H., Levine, J. D. Social structures depend on innate determinants and chemosensory processing in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2, 17174-17179 (2012).
  8. Miyamoto, T., Amrein, H. Suppression of male courtship by a Drosophila pheromone receptor. Nat Neurosci. 11, 874-876 (2008).
  9. Villella, A., Hall, J. C., Jeffrey, C. H. Chapter 3 Neurogenetics of Courtship and Mating in Drosophila. Advances in Genetics. 62, 67-184 (2008).
  10. Ejima, A., Griffith, L. C. Courtship Initiation Is Stimulated by Acoustic Signals in Drosophila melanogaster. PLoS ONE. 3, 3246(2008).
  11. Mery, F., et al. Public Versus Personal Information for Mate Copying in an Invertebrate. Current Biology. 19, 730-734 (2009).
  12. Montell, C. A taste of the Drosophila gustatory receptors. Curr. Opin. Neurobiol. 19, 345-353 (2009).
  13. Billeter, J. -C., Atallah, J., Krupp, J. J., Millar, J. G., Levine, J. D. Specialized cells tag sexual and species identity in Drosophila melanogaster. Nature. 461, 987-991 (2009).
  14. Krupp, J. J., et al. Social experience modifies pheromone expression and mating behavior in male Drosophila melanogaster. Curr Biol. 18, 1373-1383 (2008).
  15. Kent, C., Azanchi, R., Smith, B., Formosa, A., Levine, J. D. Social context influences chemical communication in D. melanogaster males. Curr Biol. 18, 1384-1389 (2008).
  16. Levine, J. D., Funes, P., Dowse, H. B., Hall, J. C. Resetting the Circadian Clock by Social Experience in Drosophila melanogaster. Science. 298, 2010-2012 (2002).
  17. Ganguly-Fitzgerald, I., Donlea, J., Shaw, P. J. Waking Experience Affects Sleep Need in Drosophila. Science. 313, 1775-1781 (2006).
  18. Billeter, J. -C., Levine, J. D. Who is he and what is he to you? Recognition in Drosophila melanogaster. Curr. Opin. Neurobiol. 23, 17-23 (2013).
  19. Suh, G. S., et al. A single population of olfactory sensory neurons mediates an innate avoidance behaviour in Drosophila. Nature. 431, 854-859 (2004).
  20. Bonini, N. A Tribute to Seymour Benzer 1921-2007. 180, 1265-1273 (2008).
  21. Castermans, D., et al. The neurobeachin gene is disrupted by a translocation in a patient with idiopathic autism. Journal of Medical Genetics. 40, 352-356 (2003).
  22. Medrihan, L., et al. Neurobeachin, a protein implicated in membrane protein traffic and autism, is required for the formation and functioning of central synapses. J Physiol. 587, 5095-5106 (2009).
  23. Simon, A. F., et al. A simple assay to study social behavior in Drosophila: measurement of social space within a group. Genes Brain Behav. 11, 243-252 (2012).
  24. Venkatesh, T., et al. Cold Spring Harbor Meeting: From Molecules to Circuit Behavior. , Cold Spring Harbor Laboratories. Cold Spring Harbor, NY. (2013).
  25. Hamilton, P. J., et al. De novo mutation in the dopamine transporter gene associates dopamine dysfunction with autism spectrum disorder. Mol Psychiatry. 18, 1315-1323 (2013).
  26. Gadow, K. D., et al. Association of dopamine gene variants, emotion dysregulation and ADHD in autism spectrum disorder. Research in Developmental Disabilities. 35, 1658-1665 (2014).
  27. Fernandez, R. W., Akinleye, A. A., Nurilov, M., Rouzyi, Z., Simon, A. F. 54th Annual Drosophila Research Conference, , (2014).
  28. Ali, Y. O., Escala, W., Ruan, K., Zhai, R. G. Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration. J Vis Exp. , 2504(2011).
  29. Connolly, J. B., Tully, T. Drosophila: A Practical Approach. Roberts, D. B. 1, IRL. New York, NY. 265-317 (1998).
  30. Tully, T., Quinn, W. G. Classical-conditioning and retention in normal and mutant Drosophila melanogaster. J Comp Physiol [A]. 157, 263-277 (1985).
  31. Krashes, M. J., Waddell, S. Drosophila Aversive Olfactory Conditioning. Cold Spring Harbor Protocols. 2011, (2011).
  32. Ejima, A., Griffith, L. C. Ch. 30. Drosophila Neurobiology, A Laboratory Manual. Zhang, B., Freeman, M. R., Waddell, S. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring, NY. 475-481 (2010).
  33. Benzer, S. Behavioral mutants of Drosophila melanogaster isolated by countercurrent distribution. PNAS. 58, 1112-1119 (1967).
  34. Simon, A. F., Shih, C., Mack, A., Benzer, S. Steroid control of longevity in Drosophila melanogaster. Science. 299, 1407-1410 (2003).
  35. Vaux, D. L. Research methods: Know when your numbers are significant. Nature. 492, 180-181 (2012).
  36. Stowers, L., Logan, D. W. Sexual dimorphism in olfactory signaling. Curr. Opin. Neurobiol. 20, 770-775 (2010).
  37. Simon, A. F., Liang, D. T., Krantz, D. E. Differential decline in behavioral performance of Drosophila melanogaster with age. Mechanisms of Ageing and Development. , 127-647 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Drosophila melanogasterSocial Avoidance AssayT maze ApparatusDrosophila Stress OdorantEmitter FliesResponder FliesGenetic BackgroundBehavioral AssayCold AnesthesiaFly Aspirator

Powiązane artykuły