Eksperymentalne badania na zwierzętach odgrywają kluczową rolę w rozwoju klinicznej praktyki transplantacyjnej. Ortotopowy model przeszczepiania wątroby u świń (OLTx) jest bardzo zbliżony do warunków panujących u ludzi i jest często stosowany w badaniach klinicznych. Poniższy protokół zawiera wszystkie informacje dotyczące wiarygodnego modelu OLTx świni przy użyciu aktywnej zastawki porto-caval-szyjnej.
Artykuł metodologiczny
Technika pozyskiwania wątroby świń i przeszczepu ortotopowego z wykorzystaniem aktywnej zastawki Porto-Caval
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Sukces przeszczepu wątroby doprowadził do dramatycznego niedoboru narządów. Każdego roku znaczna liczba pacjentów znajdujących się na liście oczekujących na przeszczep wątroby umiera bez otrzymania przeszczepu narządu lub zostaje usunięta z listy z powodu postępu choroby. Nawet po udanym przeszczepie, odrzucenie przeszczepu i skutki uboczne immunosupresji pozostają głównymi problemami dla przeżycia przeszczepu i zachorowalności pacjentów.
Eksperymentalne badania na zwierzętach były kluczowe dla sukcesu transplantacji wątroby i nadal odgrywają kluczową rolę w rozwoju klinicznej praktyki transplantacyjnej. W szczególności ortotopowy model przeszczepu wątroby u świń (OLTx) jest optymalny dla badań klinicznych ze względu na jego bliskie podobieństwo do wielkości, anatomii i fizjologii człowieka.
Dekompresja przekrwienia jelit podczas fazy bezwątrobowej świńskiego OLTx jest ważna dla zagwarantowania niezawodnego przeżycia zwierząt. Zastosowanie aktywnej zastawki porto-caval-szyjnej pozwala na uzyskanie doskonałej dekompresji jelitowej. System może być wykorzystywany zarówno do krótkoterminowych, jak i długoterminowych eksperymentów przetrwania. Poniższy protokół zawiera wszystkie informacje techniczne dotyczące stabilnego i powtarzalnego modelu przeszczepu wątroby u świń, w tym pooperacyjnej opieki nad zwierzętami.
Wprowadzenie
Ortotopowy przeszczep wątroby (OLTx) jest jedyną opcją leczenia dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością wątroby lub zaawansowanym rakiem wątrobowokomórkowym. W ciągu ostatnich 25 lat liczba kandydatów na liście oczekujących stopniowo rosła i obecnie znacznie przewyższa liczbę dostępnych przeszczepów. W większości regionów transplantacyjnych od 20 do 30% pacjentów znajdujących się na liście oczekujących na przeszczep wątroby umiera bez przeszczepu narządu lub zostaje usuniętych z listy z powodu postępu choroby. Pilnie potrzebne są strategie mające na celu zwiększenie puli dawców, a tym samym liczby dostępnych przeszczepów. Rozszerzone kryteria alokacji narządów, przedłużone zachowanie przeszczepu i indukcja tolerancji immunologicznej nadal stanowią główne wyzwania kliniczne1-3. W związku z tym eksperymentalne badania nad OLTx mają kluczowe znaczenie dla optymalizacji klinicznej praktyki OLTx.
Świński OLTx to dobrze znany model eksperymentalny, który pod wieloma względami przypomina ludzki OLTx, w tym pod względem wielkości wątroby, anatomii i fizjologii4-6. W ten sposób stała się standardową metodą eksperymentalną w dziedzinach badawczych, takich jak techniki chirurgiczne, fizjologia, immunologia, konserwacja i uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne. Wpiśmiennictwie opisano liczne techniki pobierania przeszczepów, hepatektomii po biorcy, a w szczególności rekonstrukcji naczyń krwionośnych5. Wybór odpowiedniej techniki różni się w zależności od preferencji badacza i jego możliwości technicznych.
W przeciwieństwie do scenariusza dla ludzi, przekrwienie splanchniczne podczas fazy bezwątrobowej stanowi poważny problem u świńskiego OLTx. Późniejsze niedokrwienie jelit i zastoinowe uszkodzenie naczyń krwionośnych może spowodować poważną niestabilność hemodynamiczną, zagrażając przeżyciu świni, a tym samym powodzeniu eksperymentu7-9. Dlatego wystarczająca dekompresja jelit jest obowiązkowa, szczególnie w mniej wyrafinowanych technicznie warunkach eksperymentalnych.
Korzystanie z aktywnego zastawki porto-caval-szyjnej na czas trwania fazy bezwątrobowej jest niezawodną opcją pozwalającą uniknąć przekrwienia jelit. System może być wykorzystywany do wczesnych eksperymentów reperfuzyjnych, a także do długoterminowych scenariuszy przeżycia. Poniższy protokół zawiera wszystkie informacje dotyczące stabilnego i powtarzalnego modelu przeszczepu wątroby u świń, w tym pobieranie wątroby od dawcy, operację biorcy, w tym hepatektomię i techniki rekonstrukcji naczyń krwionośnych od końca do końca, oraz opiekę pooperacyjną.
Protokół
Wszystkie zwierzęta otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z ''Zasadami Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi'' opracowanymi przez National Society for Medical Research oraz ''Przewodnikiem opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi'' opublikowanym przez National Institutes of Health, Ontario, Kanada. Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Instytutu Badawczego w Toronto zatwierdził wszystkie badania.
1. Pobieranie narządów
- Samce świń rasy Yorkshire o wadze od 30 do 35 kg należy trzymać w placówce badawczej przez 1 tydzień przed przeszczepem, aby zapobiec reakcji fizycznej wywołanej stresem (która może zmienić wynik perfuzji10,11) i zaaklimatyzować zwierzęta do warunków utrzymania. Pościć świnię przez co najmniej 6 godzin przed indukcją znieczulenia.
- Znieczulić świnię dawczynię przez domięśniowe (i.m.) wstrzyknięcie mieszaniny ketaminy (25 mg/kg), atropiny (0,04 mg/kg) i midazolamu (0.15 mg/kg).
- Przed intubacją należy upewnić się, że świnia spontanicznie wdycha 2 l tlenu z dawką 5% izofluranu. W pozycji leżącej spryskaj struny głosowe 2% lidokainą na 2 minuty przed intubacją, aby uniknąć skurczów strun głosowych. W przypadku świni o wadze 35 kg należy użyć rurki dotchawiczej o pojemności 6,5 Fr. Zatkać rurkę dotchawiczą 3 - 5 ml powietrza z pomieszczenia.
- Po intubacji należy użyć kapnometrii, aby potwierdzić poprawność intubacji. Monitoruj tętno i nasycenie tlenem za pomocą pulsoksymetrii na ogonie świni. Obniż zawartość izofluranu w waporyzatorze do 2%.
- Dostosuj głębokość znieczulenia za pomocą minimalnych wartości stężenia pęcherzyków płucnych (MAC); celuj w 2 - 2,5 MAC. Ustawić wentylator na 14 - 16 oddechów/min i objętość oddechową 10 - 15 ml/kg masy ciała.
- Umieścić cewnik dożylny (dożylny) o sile 18 g w jednej z żył usznych, aby umożliwić infuzję roztworu mleczanu Ringera (200 ml/godz.). Wyszoruj świnię i przykryj ją sterylnymi zasłonami.
- Po zapewnieniu sterylnych warunków wykonaj laparotomię w linii środkowej, a następnie wyprost w lewo boczny. Użyj ręcznika, aby przykryć jelita grube i cienkie przed przeniesieniem ich na lewą stronę.
- Podziel więzadło pospolite i więzadło trójkątne za pomocą kauteryzacji.
- Uwolnij wątrobę z przepony po prawej stronie za pomocą elektrokogulacji; użyj nożyczek do górnej części między przeponą a przeponą. Wypreparuj jamę podwątrobową w dół do gałęzi żyły nadnerczy po prawej stronie i żyły nerkowej po lewej stronie.
- Oddzielić od siebie główną i dystalną aortę podwątrobową, podwiązać gałęzie aorty do kręgosłupa, wyizolować i uwolnić tętnice nerkowe od przylegającej tkanki. Otocz każdą tętnicę nerkową remisem 2-0.
- Czaszka do lewej żyły nerkowej, rozciąć aortę i tętnicę krezkową. Otocz tętnicę krezkową remisem 2-0.
- Po otwarciu otrzewnej czaszkowej do tętnicy krezkowej należy ostrożnie podążać aortą w kierunku pnia celiakii. Rozciąć pień celiakii doogonowo do żyły wrotnej; otaczają śledzionę i lewe tętnice żołądkowe, które rozgałęziają się ku tyłowi pnia celiakii. Wyciąć pień celiakii z żyły wrotnej.
- Uwolnij żyłę wrotną przez nacięcie otrzewnej między trzustką a żyłą wrotną. Zwiąż żyły odprowadzające wodę z trzustki do żyły wrotnej.
- Oddziel przewód żółciowy od więzadła wątrobowo-nerkowego i podziel go dystalnie po podwiązaniu.
- Podwiązywać naczynia limfatyczne w obrębie więzadła wątrobowo-nerkowego, aby zapobiec wyciekowi limfy. Podziel tętnicę żołądkowo-dwunastniczą i prawe tętnice żołądkowe na krawaty. Podwiązywać mniejsze żyły.
- Rozkrój aortę za przeponą między sercem a pniem celiakii. Umieść krawat 2-0 wokół aorty czaszkowej do pnia celiakii.
- Usuń woreczek żółciowy i kauteryzuj wszelkie krwawienia z łożyska pęcherzyka żółciowego.
- Otwórz membranę. Podawać 1 000 iU/kg masy dawcy heparyny dosercowo lub dożylnie. Ustawić izofluran na 5% (> 2,5 MAC), aby osiągnąć głębszy poziom znieczulenia. W przypadku modelu dawcy po śmierci krążeniowej (DCD) należy wywołać zatrzymanie krążenia przez wstrzyknięcie dosercowe 40 mval KCl 3 minuty po podaniu heparyny. Ustaw zatrzymanie akcji serca jako punkt wyjścia ciepłego niedokrwienia.
- Zawiąż wcześniej założone opaski wokół tętnic nerkowych, śledzionowych, krezkowych i lewej tętnicy żołądkowej. Zawiąż aortę dystalnie między tętnicami nerkowymi i biodrowymi i kaniuluj aortę za pomocą linii przepłukującej narządy.
- Zwiąż żyłę wrotną tak proksymalnie, jak to możliwe i kaniuluj ją inną linią do płukania narządów.
- Po zamknięciu wstępnie ustawionego wiązania wokół bliższej aorty, przepłucz wątrobę 2 litrami zimnego roztworu University of Wisconsin (UW) za pomocą podwójnej perfuzji przez aortę (worek ciśnieniowy) i żyłę wrotną (napędzaną grawitacyjnie).
- Wytnij wątrobę, pozostawiając wszystkie pozostałe naczynia długie. Pozostaw obszerną obwódkę przeponową wokół jamy nadwątrobowej. Umieść wątrobę w sterylnym worku na narządy na lodzie.
- Podczas przygotowania na tylnym stole zacisnąć jamę nadwątrobową za pomocą zacisku Satinsky'ego i przepłukać wątrobę po raz drugi około 0,5 l roztworu UW wstecz przez dolną dolną żyłę główną, aż odpływ żyły wrotnej będzie czysty.
- Zwiąż wszystkie gałęzie tętnicze aorty i pnia celiakii. Wykonać perfuzję ciśnieniową na tylnym stole tętniczym z pozostałymi 0,5 l roztworu UW12.
- Przepłukać przewód żółciowy roztworem UW.
- Przytnij łatkę przeponową do przyzwoitego rozmiaru. Zamknij wszystkie żyły przeponowe – zwykle 3, po 1 lewej i prawej oraz 1 tylną – za pomocą 4-0 ściegów polipropylenowych z monofilamentu.
- Zamknij worek na narządy i przechowuj wątrobę na lodzie.
2. Odbiorca hepatektomii
- Znieczulić świnię biorcę poprzez wstrzyknięcie domięśniowo mieszaniny ketaminy (25 mg/kg), atropiny (0,04 mg/kg) i midazolamu (0,15 mg/kg).
- Ułóż świnię w pozycji leżącej na stole operacyjnym na macie grzewczej. Przykryj świnię kocem obiegowym ciepła.
- Przed intubacją należy upewnić się, że świnia spontanicznie wdycha 2 l tlenu z dawką 5% izofluranu. Spryskaj struny głosowe 2% lidokainą na 2 minuty przed intubacją, aby uniknąć skurczów strun głosowych. W przypadku świni o wadze 35 kg należy użyć rurki dotchawiczej o pojemności 6,5 Fr. Zatkać rurkę dotchawiczą 3 - 5 ml powietrza z pomieszczenia.
- Po intubacji należy użyć kapnometrii, aby potwierdzić poprawność intubacji. Monitoruj tętno i nasycenie tlenem za pomocą pulsoksymetrii na ogonie świni. Umieść i zamocuj sondę temperatury w pysku świni. Zmniejsz zawartość izofluranu do 2% (celuj w 2 - 2,5 MAC). Ustawić wentylator na 14 - 16 oddechów/min i objętość oddechową 10 - 15 ml/kg masy ciała.
- Użyj maści na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
- Za pomocą techniki Seldingera13 wprowadzić induktor pochewki (8,5 Fr) do lewej żyły szyjnej zewnętrznej. Użyj tego cewnika później do aktywnego obejścia wrotno-kawalerowo-szyjnego.
- Użyj techniki Seldingera, aby wprowadzić cewnik do całkowitego żywienia pozajelitowego (TPN) (9,5 Fr) do prawej zewnętrznej żyły szyjnej.
- W sterylnych warunkach należy wyciąć prawą tętnicę szyjną i wprowadzić cewnik polipropylenowy (18 G) w celu inwazyjnego monitorowania ciśnienia tętniczego. Otocz tętnicę jedwabną opaską 2-0, aby umożliwić awaryjne podwiązanie.
- Zmniejsz ilość izofluranu w waporyzatorze do 1% (1,5 - 2 MAC) i dodaj propofol (5 - 8 mg/kg/h dożylnie), aby utrzymać głębokość znieczulenia. W przypadku znieczulenia należy stosować ciągły wlew dożylny cytrynianu fentanylu (najlepiej 2 μg/kg/godz.) lub remifentanylu (drugi wybór, 15 μg/kg/godz.).
- Przed nacięciem skóry należy podać 1 000 mg cefuroksymu i 500 mg metronidazolu dożylnie. Skonfigurować pompę infuzyjną przy użyciu mleczanu Ringera z 5% glukozą w stężeniu 150 ml/godz.
- Umieść koc cyrkulujący ciepło na głowie i szyi. Wyszoruj świnię i przykryj ją sterylnymi zasłonami.
- W sterylnych warunkach wykonaj laparotomię w linii środkowej. Włóż retraktor brzuszny, aby uzyskać wystarczający dostęp do prawego górnego kwadrantu.
- Podziel więzadło falciforme i więzadło trójkątne za pomocą kauteryzacji.
- W wielu krokach podziel więzadło wątrobowo-oddechowe w pobliżu wątroby między wiązaniami. Zidentyfikuj, podziel i zaznacz gałęzie tętnicy wątrobowej i przewodu żółciowego.
- Wyciąć tętnicę wątrobową wsteczną aż do podziału tętnicy żołądkowo-dwunastniczej. Upewnij się, że zacisk buldoga pasuje do wspólnej tętnicy wątrobowej proksymalnej do tętnicy żołądkowo-dwunastniczej w celu późniejszego zaciśnięcia.
- Uwolnij żyłę wrotną z przylegającej tkanki.
- Zmobilizuj żyłę główną z zaotrzewnowej po prawej stronie za pomocą elektrokoagulacji. Użyj nożyczek do górnej części między jamą a przeponą. Wypreparuj jamę podwątrobową w dół do gałęzi żyły nadnerczy po prawej stronie i żyły nerkowej po lewej stronie.
- Odsłoń wnękę śledziony. Mniej więcej w połowie długości śledziony ostrożnie oczyść tętnicę śledzionową i żyłę z przylegających warstw otrzewnej. Otocz zarówno tętnicę śledzionową, jak i żyłę 4 jedwabnymi opaskami 2-0.
- Wprowadzić induktor osłonki 8,5 Fr z 2 dodatkowymi otworami w końcówce cewnika do żyły śledzionowej, kierując się dystalnie w kierunku żyły wrotnej. Przymocuj cewnik dystalnie do jego wprowadzenia za pomocą jednego z opasek 2-0 i zamknij żyłę proksymalnie do wprowadzenia kolejną opaską 2-0. Pozostaw pozostałe 2 krawaty otwarte.
- Pobrać krew z cewnika, przepłukać go 10 ml soli fizjologicznej i zamknąć zacisk cewnika.
- Wlej sól fizjologiczną do obejścia składającego się z głowicy pompy odśrodkowej, rurki szyjnej (3/16") i dopływu zarówno z gałęzi portalowej (3/16"), jak i gałęzi kawanowej (1/4", złącze Luer Lock na bliższym otworze). Umieść rurkę clamp na bliższym końcu rurki kawałkowej.
- Podłącz portal i otwór szyjny bypassu do obu cewników wprowadzających osłonę (rysunek 1) i uszczelnij połączenie metalowym wężem clamp ring. Ustaw głowicę pompy odśrodkowej w pozycji pompy.
- Podaj 1 000 mg kwasu traneksamowego i 10 000 j.m. heparyny w 3 minuty dożylnie przed zaciskaniem krzyżowym. Szybkość infuzji propofolu należy zmniejszyć do 2 mg/kg mc./godz. na czas fazy znieczulenia. Dostosuj stężenie izofluranu do ciśnienia tętniczego i reaktywności świni.
- Otwórz zaciski obu cewników wprowadzających osłonkę i zaciśnij krzyżowo żyłę wrotną. Upewnij się, że krew przepływa przez obejście pasywnie.
- Uruchomić pompę odśrodkową z prędkością około 1 500 obrotów/min. Kontynuować zaciskanie krzyżowe, jeśli a) świnia jest stabilna sercowo-naczyniowo i b) obejście pracuje z prędkością około 500 ml/min. Jeśli świnia nie toleruje zaciskania krzyżowego, zastąp objętość (krystaloidy lub koloidy) i środki inotropowe (noradrenalina w małych boli).
- Zacisnąć krzyżowo żyłę podwątrobową główną tuż obok czaszki do żył nerkowych za pomocą zacisku De Bakey-Beck. Mocno uciskaj tkankę wątroby, aby wycisnąć część resztki krwi. Zaciśnij krzyżowo żyłę główną nadwątrobową, w tym obręcz przepony, za pomocą zacisku Satinsky, jednocześnie cofając wątrobę doogonowo.
- Przeciąć żyłę główną nadwątrobową bezpośrednio na jej granicy z tkanką wątroby. Następnie przetnij żyłę wrotną w pobliżu wnęki wątroby.
- Około 4 cm czaszki zacisku podwątrobowego wyciąć otwór w przedniej ścianie żyły głównej. W tym otworze umieść łącznik otworu kawałka obwodnicy tak, aby zamek Luer był skierowany do przodu.
- Zabezpiecz złącze w jamie podwątrobowej za pomocą jedwabnych opasek 1-0. Następnie otwórz zacisk rurki odgałęzienia kawałowego obejścia.
- Na koniec otwórz zacisk podwątrobowy cava, aby umożliwić obejście szyjne oprócz istniejącego obejścia porto-szyjnego. Zwiększ prędkość pompy do około 2 500 obrotów/min tak, aby odpływ obejścia po stronie szyjnej wynosił od 900 do 1 100 ml/min.
- Wyciąć wątrobę w pozostałym połączeniu czaszkowym ze złączem obejściowym podwątrobowym, upewniając się, że opaski zabezpieczające połączenie obejściowe nie są przecięte. Ostrożnie umieść rurkę obejściową, aby uniknąć załamań. Podaj 500 mg metyloprednizolonu, aby zainicjować immunosupresję.
3. Rekonstrukcja statku
- Za pomocą monofilamentowych szwów polipropylenowych 4-0 zamknij wszystkie 3 ujścia żyły przeponowej po stronie biorczej przy otworze jamy nadwątrobowej. Zszyj dwuramienne monofilamentowe szwy polipropylenowe 4-0 wewnątrz-na zewnątrz w obu rogach jamy nadwątrobowej po stronie biorczej.
- Wyjmij worek na narządy dawcy z pojemnika na lód. Otwórz worek narządowy, wyjmij wątrobę dawcy i umieść ją w jamie brzusznej.
- W celu uzyskania zespolenia typu end-to-end w obrębie kości nadwątrobowej należy przyciąć żyłę główną nadwątrobową dawcy tak, aby pasowała do strony biorczej. Używając wewnętrznych igieł ściegów w rogu bocznym biorcy, wykonaj ścieg narożny wewnętrzno-zewnętrzny po każdej ze stron pochwy dawcy nadwątrobowego.
- Strzel oba końce prawego szwu razem. Przybliż oba ujścia biorcy i dawcy cava, a następnie zawiąż oba końce lewego szwu.
- Strzel krótszy koniec i wykonaj ścieg zewnętrzno-wewnętrzny tylnej ściany cava odbiorcy obok krawata. Przebiegnij przez tylną ścianę, najlepiej zrywając ściany cava.
- Dodaj 2-3 szwy przedniej ściany z tym samym szwem po osiągnięciu prawej strony, a następnie strzel to zakończenie szwu. Przejedź po przedniej ścianie, używając pozostałego szwu z lewego rogu. Zwiąż ze sobą oba szwy używane do tylnej i przedniej ściany. Zawiąż pozostałe dwa końce szwów w prawym rogu.
- Po przycięciu żyły wrotnej dawcy do odpowiedniej długości, należy w ten sam sposób wykonać zespolenie żyły wrotnej od końca do końca, stosując nici polipropylenowe 6-0 monofilamentowe. Na krótko przed zakończeniem ścianki czołowej zaintubować światło jamy podwątrobowej za pomocą kolejnej linii do spłukiwania i wypłukać roztwór UW 1 litrem soli fizjologicznej w temperaturze pokojowej przez żyłę podwątrobową jamowa.
- Uzupełnij zespolenie i zawiąż szwy, pozostawiając około 0,5 cm czynnika wzrostu. Założyć kolejny zacisk De Bakey-Becka na podwątrobową jamę dawcy.
- Otwórz zacisk nadowątrobowy i sprawdź, czy nie ma krwawienia. Następnie należy ponownie sfuzjować wątrobę, otwierając zacisk wrotny.
- Do ściegów hemostatycznych stosować nici polipropylenowe 6-0 monofilamentowe. Zmniejsz prędkość pompy obejściowej do około 1,500 rund/min i zamknij zacisk cewnika wprowadzającego osłonę wrotną.
- Ponownie zamocuj stronę biorczą żyły głównej podwątrobowej i załóż zacisk rurkowy na kawałową część obejścia. Zatrzymaj pompę odśrodkową.
- Odetnij opaski łącznika caval i usuń go. Zwróć pozostałą krew z bypassu do świni przez cewnik szyjny.
- Zamknij zacisk cewnika szyjnego i odłącz obejście. Podaj 100 mg siarczanu protaminy, aby zantagonizować heparynę. Podczas tych etapów należy zwrócić szczególną uwagę na hemodynamikę świni; Użyj katecholamin do wspomagania ciśnienia i zastąp wodorowęglan sodu w kwasicy metabolicznej.
- Ponownie wykonać zespolenie end-to-end zatoki podwątrobowej w sposób opisany powyżej, używając nici polipropylenowych 5-0 monofilamentowych. Ponownie wykonać fuzję dolnej części wątroby, zwalniając oba zaciski.
- Przyciąć łatkę aortalną wokół pnia celiakii dawcy. Przywiąż tętnicę żołądkowo-dwunastniczą biorcy w pobliżu wspólnej tętnicy wątrobowej. Umieść zacisk buldoga na wspólnej tętnicy wątrobowej proksymalnie do połączenia tętnicy żołądkowo-dwunastniczej. Przytnij mały plaster tętnicy nożyczkami Pottsa, używając tkanki naczyniowej wokół połączenia.
- Przepłukać tętnicę wątrobową dawcy 10 ml heparynizowanego soli fizjologicznej i umieścić kolejny zacisk buldoga dalej dystalnie, aby uniknąć krwawienia z tyłu. Zespolenie ujścia tętnicy od końca do końca w technice spadochronu biegowego, przy użyciu nici polipropylenowej 6-0. Ponownie rozłącz się, otwierając najpierw dystalny, a następnie proksymalny zacisk buldoga.
- Zespolenie przewodu żółciowego od końca do końca za pomocą 2 monofilamentowych szwów polipropylenowych 6-0 przy użyciu techniki biegania opisanej powyżej. Upewnij się, że uwzględnione są duże porcje tkanki okołożółciowej, ponieważ przewód żółciowy świni jest bardzo delikatny i łatwo się rozrywa.
- Po sprawdzeniu, czy nie ma hemostazy, usuń cewnik wprowadzający osłonkę z żyły śledziony. Zamknij bliższe i dystalne końce pozostałymi 2 wiązaniami.
- Zamknij ścianę brzucha wchłanialnym szwem monofilamentowym w rozmiarze 1. Zamknij skórę za pomocą zszywacza do skóry lub dowolnego działającego szwu 2-0.
4. Faza pooperacyjna
- Użyj poduszki grzewczej i koca cyrkulującego ciepło, aby utrzymać świnię w cieple.
- Pobieraj próbki gazometrii krwi co godzinę. Dostosuj odwodnienie, zwiększając szybkość infuzji.
- Odzwyczaj od znieczulenia. Wietrz świnię przez kolejne 2 godziny.
- Usunąć cewnik wprowadzający osłonkę z lewej żyły szyjnej. Mocno dociśnij przez kilka minut, aby zapobiec krwawieniu.
- Tunelować cewnik TPN podskórnie z boku szyi świni. Zabezpiecz go szwami 2-0.
- Usuń linię tętniczą po 2 godzinach, jeśli świnia jest stabilna hemodynamicznie bez wsparcia katecholamin. Upewnij się, że strona nakłucia nie krwawi. W przeciwnym razie wykonaj ścieg 6-0 ze sznurka torebkowego wokół otworu tętniczego bez zamykania tętnicy. Zamknij miejsce nacięcia.
- Przerwij wentylację, gdy świnia będzie w stanie samodzielnie oddychać. Odłączyć rurkę wentylacyjną od rurki dotchawiczej. Kilkakrotnie sprawdzaj, czy świnia oddycha wystarczająco.
- Umieść świnię w pozycji leżącej w pojedynczym kojcu dla zwierząt wyposażonym w lampę grzewczą. Ekstubuj się, gdy świnia jest w stanie samodzielnie utrzymać głowę. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku. Świnię należy trzymać oddzielnie przez cały okres pooperacyjny.
- Po operacji należy podać wystarczającą ilość dożylnych leków przeciwbólowych (na przykład buprenorfinę 0,01 - 0,05 mg/kg mc. co 6 godzin).
- Jeśli świnia nie pije samodzielnie, zastąp ją wystarczającą ilością dożylnie.
- Kontynuuj metyloprednizolon jako immunosupresję (250 mg w dniu pooperacyjnym (POD) 1 rano, a następnie 125 mg każdego ranka). Zacznij od podawania cefalosporyny w dawce 2 mg/kg mc. dwa razy na dobę, począwszy od POD2.
- Podawać 500 mg metronidazolu i 1 000 mg cefazoliny dwa razy na dobę, a także 20 mg pantoprazolu raz na dobę aż do POD3.
- Uważnie monitoruj świnię. Nie wahaj się go poświęcić, jeśli wykazuje oznaki cierpienia (na przykład letarg, refuzja do picia, uporczywa kwasica lub hipoglikemia lub oznaki krwotoku lub zapalenia otrzewnej). W przypadku eutanazji należy wykrwawić świnię w głębokim znieczuleniu izofluranem (5%, >2,5 MAC) poprzez przecięcie kości nadwątrobowej.
Wyniki
W pierwszym badaniu nad transplantacją model dawcy z bijącym sercem (HBD, n = 5) porównano z modelem DCD (n = 10) poddanym 45-minutowemu ciepłemu niedokrwieniu in situ. W obu grupach przeszczepy przechowywano w lodzie przez 10 h po pobraniu.
W grupie HBD 100% świń biorców przeżyło do końca okresu obserwacji w 5. dniu po transplantacji. W grupie DCD tylko 50% świń biorców przeżyło 5 dni z powodu problemów z krzepliwością lub dekompensacji metabolicznej, będących wynikiem obniżonej pooperacyjnej funkcji wątroby.
Wszystkie próbki krwi pobrano z centralnego cewnika żylnego. Po wirowaniu otrzymano próbki surowicy, które poddano analizie pod kątem uszkodzenia hepatocytów (aminotransferaza asparaginianowa, AST), funkcji dróg żółciowych (bilirubina całkowita i fosfataza alkaliczna) oraz funkcji wątroby (INR). Przebieg czasowy każdego markera przedstawiono na Rysunkach 2 - 5.
Poziomy AST osiągnęły szczyt po 24 h (1414 ± 538 U/L w grupie HBD i 2296 ± 1313 U/L w grupie DCD, p = 0,13) i powróciły do wartości niemal prawidłowych po 5 dniach. Podobnie wartości fosfatazy alkalicznej były znacznie zwiększone po 36 h w grupie DCD (224 ± 111 U/L) w porównaniu z grupą HBD (162 ± 54 U/L, p = 0,27). Podczas gdy całkowita bilirubina była stabilna w grupie HBD (≤ 10 µmol/L przez cały czas), w grupie DCD stopniowo wzrastała aż do 5. dnia (23 ± 31 µmol/L, p = 0,43). Duże odchylenie standardowe wartości bilirubiny w grupie DCD wskazuje na specyficzną heterogeniczność uszkodzenia dróg żółciowych w tej grupie. Wskaźnik INR jako marker funkcji wątroby wykazał trend podobny do wartości AST. Wartości osiągnęły szczyt w 24 h i powróciły do poziomów niemal prawidłowych po 5 dniach. Grupa HBD wykazała niższe wartości z szczytem na poziomie 1,47 ± 0,34 w porównaniu z grupą DCD (szczyt 1,70 ± 0,36, p = 0,32).
Rycina 1. Schemat bocznikowania wrotkowo-kawowo-żylnego. Pomost jest wypełniony roztworem Lactated Ringer’s. Następnie część kawowa zostaje zaciśnięta zaciskiem do drenów, części żylna i śledzionowa zostają połączone z wcześniej przygotowanymi cewnikami, pomost zostaje otwarty, a pompa odśrodkowa uruchomiona po zaciśnięciu żyły wrotnej. Po resekcji wątroby część kawowa pomostu zostaje wprowadzona i zabezpieczona w kikucie żyły głównej dolnej poniżej wątroby, powyżej żył nerkowych. Zacisk do drenów zostaje zwolniony, aby umożliwić dekompresję kawową, oprócz dekompresji wrotnej.
Rysunek 2. Aminotransferaza asparaginianowa (AST) (HBD n = 5, DCD n = 10). AST jest czułym markerem uszkodzenia hepatocytów. Szczyt po 24 h jest niższy w grupie HBD niż w grupie DCD, co sugeruje mniejsze uszkodzenie reperfuzyjne wątroby; mniejsze odchylenie standardowe wskazuje na bardziej jednorodne wyniki w grupie HBD.
Rysunek 3. Bilirubina całkowita (HBD n = 5, DCD n = 10). Bilirubina całkowita, jako marker odpływu żółci i integralności przewodów żółciowych, wykazuje stabilny i jednorodny trend z wartościami poniżej 10 µmol/L w grupie HBD. Krzywa bilirubiny w grupie DCD stopniowo rośnie w czasie i wykazuje wysokie odchylenie standardowe, co sugeruje uszkodzenie dróg żółciowych jedynie w części grupy eksperymentalnej.
Rysunek 4. Fosfataza alkaliczna (HBD n = 5, DCD n = 10). Fosfataza alkaliczna jest wskaźnikiem uszkodzenia dróg żółciowych. Wartości dla grupy HBD są niższe niż dla grupy DCD, co sugeruje mniejszy stopień uszkodzenia dróg żółciowych.
Rycina 5. INR (HBD n = 5, DCD n = 10). Wysoka wartość INR wskazuje na upośledzoną funkcję hepatocytów z powodu zmniejszonego uwalniania czynników krzepnięcia. W obu grupach, HBD i DCD, wartości INR wracają do normy 5 dni po transplantacji, co sugeruje regenerację funkcji wątroby. Wartości dla grupy HBD wydają się być niższe.
Dyskusja
Eksperymentalny OLTx u świń jest trudną procedurą w warunkach badawczych bez zasobów intensywnej terapii przewidzianych w scenariuszu klinicznym. Możliwe powikłania obejmują niestabilność hemodynamiczną, krwotok, niedokrwienie narządów, hipotermię oraz dekompensację metaboliczną i oddechową. W przypadku każdej grupy badawczej obowiązkowe jest wystarczające przeszkolenie proceduralne w zakresie technikichirurgicznej5 oraz znieczulenia świni14,15 w celu osiągnięcia reprezentatywnych i odtwarzalnych wyników.
W literaturze opisano wiele subtelności technicznych, zwłaszcza w odniesieniu do5. fazy rekonstrukcji naczyń krwionośnych. Opisany powyżej protokół OLTx dostarcza wymaganych informacji dla modelu zastępującego cukrzycę, przypominającego ludzki OLTx. Przedstawione wyniki wskazują na wiarygodną przeżywalność zwierząt i odzyskiwanie przeszczepów zarówno w modelach HBD, jak i DCD. Protokół ma zastosowanie w scenariuszach przeżycia krótkoterminowego stosowanych na przykład w eksperymentach z reperfuzją przeszczepów, a także w długoterminowych modelach przeżycia, takich jak badania tolerancji.
Jedną z największych przeszkód w przypadku OLTx u świń jest stosunkowo słaba tolerancja zaciskania krzyżowego żyły głównej i wrotnej. Przekrwienie splanchniczne w fazie bezwątrobowej powoduje nadciśnienie żylne i uszkodzenie naczyń włosowatych, które mogą prowadzić do poważnego niedokrwienia jelit i niestabilności hemodynamicznej aż do nieodwracalnego wstrząsu nawet poreperfuzji narządów7. Ponieważ żyła główna jest całkowicie osadzona w miąższu wątroby, zabieg z zachowaniem cavy na barana nie jest możliwy. Całkowita niedrożność żyły głównej podczas fazy rekonstrukcji żyły głównej pogarsza stabilność hemodynamiczną świni. Chociaż kilka doniesień pokazuje, że OLTx u świń można osiągnąć podczas całkowitego zamknięcia żyły głównej i wrotnej trwającej mniej niż 25 minut16,17, technika pomostowania wrotno-głównego szyjnego na czas rekonstrukcji naczyń jest bezpieczniejszą i bardziej praktyczną opcją7-9,18. Z doświadczenia autorów wynika, że pasywne obejście wrotno-szyjne nie jest optymalne, aby utrzymać świnię w stanie hemodynamicznym w fazie bezwątrobowej. Model bypass, obejmujący aktywną dekompresję zarówno podwątrobowej jamy, jak i żyły wrotnej, pozwala na spokojną fazę rekonstrukcji zespolenia nadwątrobowego i wrotnego nawet przy wydłużonym czasie zaciskania z powodu nieprzewidzianych powikłań. W przeciwieństwie do wcześniejszych doniesień7, splenektomia nie jest obowiązkowa po usunięciu cewnika pomostowego. Zarówno tętnica śledziona, jak i żyła są zamknięte mniej więcej w połowie długości śledziony, pozostawiając bliższą połowę wystarczająco perfundowaną. Powikłań, takich jak krwawienie lub zator powietrzny spowodowany odłączeniem obejścia, można uniknąć, upewniając się, że obejście jest starannie umieszczone i odpowiednio zabezpieczone.
W eksperymentach OLTx z długoterminowym przeżyciem zespolenie dróg żółciowych jest uważane za słaby punkt ze względu na wysoki odsetek powikłań19. Tkanka żółciowa jest bardzo delikatna i wymaga szczególnej troski podczas obchodzenia się z nią. Opisano wiele różnych technik zespolenia5,19. Zespolenie typu end-to-end jest technicznie łatwe i wiąże się z minimalnymi powikłaniami19. Szew ciągły za pomocą igły bez cięcia, obejmującej duże odcinki tkanki łącznej wokół dróg żółciowych, wydaje się być lepszy niż szew przerywany. Przewód żółciowy ulega niepotrzebnemu naprężeniu, gdy pojedyncze szwy przerwanego szwu są zawiązane. Może to spowodować rozerwanie tkanek i kolejne wycieki żółci. Materiał szwu – wchłanialny lub niewchłanialny – zwykle nie jest ważny, ze względu na jego ograniczoną żywotność do momentu zakończenia leczenia świni. W przypadku modeli długoterminowego przeżycia przez kilka miesięcy preferowane są szwy wchłanialne – takie jak w ludzkim OLTx.
Szczególną ostrożność należy zachować podczas obserwacji pooperacyjnej. Obowiązkowe jest odpowiednie odżywianie i zaopatrzenie w płyny, niezawodny protokół uśmierzania bólu i odpowiedni reżim immunosupresyjny. W przypadku długoterminowych eksperymentów szczególnie ważna wydaje się immunosupresja. W porównaniu z innymi ssakami, świnie wykazują zaskakująco niski wskaźnik odrzucenia immunologicznego po OLTx20,21. Nacieki z okrągłych komórek są maksymalne w drugim tygodniu po przeszczepie i zmniejszają się samoistnie nawet bez immunosupresji. Odrzucenie rzadko jest przyczyną śmierci po świńskim OLTx22. Jednak nawet przy wspomnianym tutaj protokole immunosupresji obejmującym podawanie steroidów dożylnie i inhibitorów kalcyneuryny p.o., odrzucenie przeszczepu jest wskazane przez łagodny wzrost aminotransferaz rozpoczynający się około 4 dni po OLTx i potwierdzony przez pozorną infiltrację okrągłokomórkową pola wrotnego. Inhibitory kalcyneuryny mogą być podawane w dawce p.o.23,24 lub i.v.25,26; Obie metody mają wady. Nawet w przypadku doustnych środków pomocniczych rzeczywista ilość docierająca do przewodu pokarmowego pozostaje nieuchwytna. Z drugiej strony, ciągła infuzja dożylna w kojcu świni z aktywnym zwierzęciem jest trudna. W związku z tym podanie dożylne musi być wykonywane w bolusie, co skutkuje wysokimi skokami stężenia leku wraz z potencjalnymi skutkami toksycznymi. Niemniej jednak wydaje się, że obie metody aplikacji pozwalają na długoterminowe przeżycie.
Podobnie jak w warunkach klinicznych, zalecana jest profilaktyka pooperacyjnych owrzodzeń stresowych. Krwawienie pooperacyjne z powodu wrzodów trawiennych jest częstym problemem i może być związane z upośledzeniem czynności wątroby27. Po kilku przypadkach krwawienia z przewodu pokarmowego w obu grupach OLTx, autorzy rozpoczęli regularną profilaktykę pantoprazolem i od tego czasu nie doświadczyli żadnego krwawienia z przewodu pokarmowego.
Ścisłe utrzymanie sterylnych warunków śródoperacyjnych, porównywalnych z warunkami panującymi na klinicznej sali operacyjnej, a w konsekwencji profilaktyka antybiotykowa, zmniejsza ryzyko powikłań infekcyjnych.
Podsumowując, artykuł ten zawiera praktyczne informacje dotyczące tworzenia programu OLTx dla świń w warunkach badawczych. Wystarczające poświęcenie, praktyka i praca zespołowa są ważne, aby skrócić okres uczenia się, uzyskać wiarygodne wyniki oraz zmniejszyć koszty i liczbę zwierząt badawczych.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Badanie było wspierane przez granty badawcze z Roche Organ Transplant Research Foundation (ROTRF) i Astellas. Markus Selzner otrzymał nagrodę ASTS Career Development Award. Matthias Knaak był wspierany przez stypendium badawcze Astellas. Dziękujemy Uwe Mummenhoffowi i rodzinie z Birmingham za ich hojne wsparcie.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Siarczan atropiny 15 mg/30ml | Krokwia 8 Produkty | 238481 | |
| Buprenorfina 0,3 mg/ml | RB Pharmaceuticals LDT | N/A | |
| Cefazolin 1 g | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | ||
| Cyklosporyna roztwór doustny 5 000 mg/50 ml | Novartis Pharmaceuticals Canada Inc. | ||
| Cytrynian fentanylu 0,25 mg/5 ml | Sandoz Canada Inc. | ||
| Heparyna 10 000 iU/10 ml | Leo Pharma A/S | 453811 | |
| Isoflurane 99,9%, 250 ml | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | ||
| Chlorowodorek ketaminy 5000 mg/50 ml | Bimeda-MTC Animal Health Inc. | ||
| Dzwonek z mleczanami" s + 5% dekstroza, 0,5 l | Baxter Corporation | 61131 | |
| Dzwonek z mleczanem s, 1 L | Baxter Corporation | 61085 | |
| Metronidazol 500 mg/100 ml | Baxter Corporation | 870420 | |
| Midazolam 50 mg/10 ml | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | ||
| Pantoprazol 40 mg | tabletki powlekane Sandoz Canada Inc. | ||
| Chlorek potasu 40 mEq/20 ml | Hospira Healthcare Corporation | 37869 | |
| Propofol 1,000 mg/100 ml | Pharmascience Inc. | ||
| Siarczan protaminy 50 mg/5 ml | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | ||
| Sól fizjologiczna 0,9%, 1 l | Baxter Corporation | 60208 | |
| Wodorowęglan sodu 50 mEq/50 ml | Hospira Healthcare Corporation | 261998 | |
| Solu-Medrol 500 mg | Pfizer Canada Inc. | ||
| Kwas traneksamowy 1,000 mg/10 ml | Pfizer Canada Inc. | ||
| Roztwór Uniwersytetu Wisconsin, SPS-1 | Systemy odzyskiwania narządów | SPS-1 | |
| Xylocaine Dotchawiczo 10 mg/50 ml | AstraZeneca | 2003767 | |
| Appose ULC 35 W Zszywacz do skóry | Covidien Kanada | 803712 | |
| Maxon, 1 | Covidien Kanada | 606173 | |
| Sofsilk, 0 | Covidien Kanada | S606 | |
| Sofsilk, 2-0 | Covidien Canada | S405 | |
| Sofsilk, 3-0 | Covidien Canada | S404 | |
| Surgipro II, 4-0 | Covidien Canada | VP581X | |
| Surgipro II, 5-0 | Covidien Canada | VP725X | |
| Surgipro II, 6-0 | Covidien Canada | VP733X | |
| Cewnik i.v, 18 G | BD Kanada | 381147 | |
| Cewnik Cook TPN, 9.5 Fr | Cook Medical Company | C-TPNS-9.5-90 | |
| PSI Zestaw do cewnika osłonkowego, 8.5 Fr | Arrow International | ASK-09803-UHN | |
| Linia pomp infuzyjnych | Smith Medical ASD Inc. | 21-0442-25 | |
| Zestaw administracyjny wątroby (linia do spłukiwania) | CardioMed Supplies Inc | 17175 | |
| Mallinckrodt, rurka tchawicza, 6,5 mm | Covidien Canada | 86449 | |
| Rurka łącząca ssanie Med-Rx | Benlan Inc. | 70-8120 | |
| Torba na organy | CardioMed Supplies Inc | 2990 | |
| Końcówka ssąca | Tyco Healthcare Group LP | 8888501023 | |
| Valleylab, Ołówek kauteryzacyjny | Covidien Canada | E2515H | |
| Valleylab, Elektroda zwrotna pacjenta | Covidien Canada | E7507 | |
| Złącze obejściowe 3/8" x 1/4" | Raumedic AG | 955083-001 | |
| Złącze obejściowe 3/8" x 3/8" Luer Lock | Raumedic AG | 955163-001 | |
| Złącze obejściowe Y 3/8" x 3/8" x 1/4" | Raumedic AG | 961360-002 | |
| Rurka obejściowa 1/4" x 1/16" | Raumedic AG | 039505-010 | |
| Rurka obejściowa 3/8" x 3/32" | Raumedic AG | 039535-005 | |
| Pompa odśrodkowa Rotaflow | Maquet-Dynamed | HC 2821 | |
| Pierścień zaciskowy węża ze stali nierdzewnej, 5mm | Oetiker | 16700007 | |
| Retraktor brzucha | Medite GmbH | N/A | |
| de Bakey – Beck, Podwątrobowy zacisk Cava | Aesculap Inc. | FB519R | |
| - Deithrich, Zacisk atraumatyczny (żyła wrotna) | Aesculap Inc. | FB525R | |
| Zacisk Gregory Bulldog, zakrzywiony | Aesculap Inc. | FB382R | |
| Gregory Bulldog Clamp, prosty | Aesculap Inc. | FB381R | |
| Potts – De Martel, Nożyczki | Aesculap Inc. | BC648R | |
| Satinsky, Zacisk nadwątrobowy Cava | Aesculap Inc. | FB605R | |
| Symetryczny zacisk do rurek | Codman Instruments | 198010 | |
| Maszyna anestezjologiczna, Optimax | Moduflex Sprzęt anestezjologiczny | Przepływomierz obejściowy SN5180 | |
| , HT 110 | Transonic Systems Inc. | ||
| Sonda przepływomierza, H6XL | Transonic Systems Inc. | H6Xl689 | |
| Pompa do terapii cieplnej, T / Pump | Gaymar Industries Inc | TP500-G89D19 | |
| Pompa infuzyjna 3,000 | SIMS Graseby LTD. | ||
| Para izofluranu 19.1 | Draeger Medical Canada Inc. | Nie dotyczy | |
| monitora, Datex AS 3 | Instrumentarium Corp./ Hitachi | D-VHC14-23-02 | |
| Napęd odśrodkowy Rotaflow | Maquet-Dynamed | 952301 | |
| Konsola Rotaflow Podkładka | Maquet-Dynamed | 706035 | |
| Gaymar Industries Inc | TP26E | ||
| Valleylab Force Tx | Valleylab Inc. | ||
| Respirator 216151480, sprzęt medyczny AV 800 | DRE | 40800AVV | |
| Ciepły dotyk, system ogrzewania pacjenta | Nellcor/ Covidien Canada | 5015300A |
Bibliografia
- Mehrabi, A., Fonouni, H., Muller, S. A., Schmidt, J. Current concepts in transplant surgery: liver transplantation today. Langenbecks Arch. Surg. 393 (3), 245-260 (2008).
- Qiu, J., Ozawa, M., Terasaki, P. I. Liver transplantation in the United States. Clin. Transpl. , 17-28 (2005).
- Chalstrey, L. J. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. Br. J. Surg. 58 (3), 585-588 (1971).
- Esmaeilzadeh, M. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: a review of literature. Ann. Transplant. 17 (2), 101-110 (2012).
- Calne, R. Y. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. Br. Med. J. 2 (5550), 478-480 (1967).
- Memsic, L., Quinones-Baldrich, W., Kaufman, R., Rasool, I., Busuttil, R. W. A comparison of porcine orthotopic liver transplantation using a venous-venous bypass with and without a nonpulsatile perfusion pump. J. Surg. Res. 41, 33-40 (1986).
- Torres, O. J. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta. Cir. Bras. 23 (2), 135-139 (2008).
- Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes' normothermic ischaemia. Br. J. Surg. 61 (1), 27-32 (1974).
- Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. Ilar. J. 47 (4), 358-363 (2006).
- Swindle, M. M., Smith, A. C. Best practices for performing experimental surgery in swine. J. Invest. Surg. 26 (2), 63-71 (2013).
- Moench, C., Moench, K., Lohse, A. W., Thies, J., Otto, G. Prevention of ischemic-type biliary lesions by arterial back-table pressure perfusion. Liver Transpl. 9 (3), 285-289 (2003).
- Koski, E. M., Suhonen, M., Mattila, M. A. Ultrasound-facilitated central venous cannulation. Crit. Care Med. 20 (3), 424-426 (1992).
- Lange, J. J., Hoitsma, H. F., Meijer, S. Anaesthetic management in experimental orthotopic liver transplantation in the pig. Eur. Surg. Res. 16 (6), 360-365 (1984).
- Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Fruhauf, N. R., Kuhne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. J. Surg. Res. 130 (1), 73-79 (2006).
- Heuer, M. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. Eur. Surg. Res. 45 (1), 20-25 (2010).
- Gruttadauria, S. Porcine orthotopic liver autotransplantation: facilitated technique. J. Invest. Surg. 14 (2), 79-82 (2001).
- Falcini, F. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. G. Chir. 11 (4), 206-210 (1990).
- Filipponi, F., Benassai, C., Falcini, F., Martini, E., Cataliotti, L. Biliary tract complications in orthotopic liver transplantation: an experimental study in the pig. Ital. J. Surg. Sci. 19 (2), 131-136 (1989).
- Terblanche, J. Orthotopic liver homotransplantation: an experimental study in the unmodified pig. S. Afr. Med. J. 42 (20), 486-497 (1968).
- Calne, R. Y. Prolonged survival of liver transplants in the pig. Br. Med. J. 4 (5580), 645-648 (1967).
- Battersby, C., Egerton, W. S., Balderson, G., Kerr, J. F., Burnett, W. Another look at rejection in pig liver homografts. Surgery. 76 (4), 617-623 (1974).
- Net, M. The effect of normothermic recirculation is mediated by ischemic preconditioning in NHBD liver transplantation. Am. J. Transplant. 5 (10), 2385-2392 (2005).
- Guarrera, J. V. Hypothermic machine perfusion of liver grafts for transplantation: technical development in human discard and miniature swine models. Transplant Proc. 37 (1), 323-325 (2005).
- Minor, T. Hypothermic reconditioning by gaseous oxygen improves survival after liver transplantation in the pig. Am. J. Transplant. 11 (12), 2627-2634 (2011).
- Kelly, D. M. Porcine partial liver transplantation: a novel model of the 'small-for-size' liver graft. Liver Transpl. 10 (2), 253-263 (2004).
- Meijer, S., Hoitsma, H. F., Visser, J. J., de Lange, J. J. Long term survival following orthotopic liver transplantation in pigs; with special reference to gastric ulcer complications. Neth. J. Surg. 36 (6), 168-171 (1984).
Przedruki i uprawnienia
