Artykuł metodologiczny

Charakterystyka fizyczna, chemiczna i biologiczna sześciu biowęgla produkowanego do remediacji skażonych terenów

34.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52183

⸱

28 listopada 2014

 ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Chemical Engineering, Royal Military College of Canada, 2Analytical Services Unit, School of Environmental Studies, Queen's University

W tym artykule

Podsumowanie

Biowęgiel to bogaty w węgiel materiał używany jako dodatek do gleby, który ma zdolność do zrównoważonej sekwestracji węgla, poprawy jakości substratu i sorpcji zanieczyszczeń. Protokół ten opisuje 17 metod analitycznych stosowanych do charakterystyki biowęgla, która jest wymagana przed wdrożeniem tych zmian na dużą skalę w środowisku.

Streszczenie

Fizyczne i chemiczne właściwości biowęgla różnią się w zależności od źródeł surowców i warunków produkcji, co umożliwia inżynierię biowęgla o określonych funkcjach (np. sekwestracja węgla, poprawa jakości gleby lub sorpcja zanieczyszczeń). W 2013 r. Międzynarodowa Inicjatywa na rzecz Biowęgla (IBI) udostępniła publicznie swoje Wytyczne dotyczące znormalizowanej definicji produktu i testowania produktu (wersja 1.1), które ustaliły normy dotyczące właściwości fizycznych i chemicznych biowęgla. Sześć biowęgla wykonanych z trzech różnych surowców i w dwóch temperaturach przeanalizowano pod kątem cech związanych z ich zastosowaniem jako dodatku do gleby. Protokół opisuje analizy surowców i biowęgla i obejmuje: zdolność wymiany kationów (CEC), powierzchnię właściwą (SSA), węgiel organiczny (OC) i procentową zawartość wilgoci, pH, rozkład wielkości cząstek oraz analizę przybliżoną i końcową. W protokole opisano również analizy surowców i biowęgla pod kątem zanieczyszczeń, w tym wielopierścieniowych węglowodorów aromatycznych (WWA), polichlorowanych bifenyli (PCB), metali i rtęci, a także składników pokarmowych (fosforu, azotynów i azotanów oraz amonu jako azotu). Protokół obejmuje również procedury badań biologicznych, unikanie dżdżownic i testy kiełkowania. Na podstawie wyników zapewnienia jakości / kontroli jakości (QA/QC) ślepych prób, duplikatów, wzorców i materiałów referencyjnych, wszystkie metody określono jako odpowiednie do stosowania z biowęglem i materiałami wsadowymi. Wszystkie biowęgle i surowce mieściły się w kryteriach określonych przez IBI, a różnice między biowęglem były niewielkie, z wyjątkiem przypadku biowęgla produkowanego z odpadów budowlanych. Stwierdzono, że ten biowęgiel (określany jako stary biowęgiel) ma podwyższony poziom arsenu, chromu, miedzi i ołowiu i nie przeszedł testów unikania dżdżownic i kiełkowania. Na podstawie tych wyników można stwierdzić, że stary biowęgiel nie byłby odpowiedni do stosowania jako dodatek do gleby w celu sekwestracji dwutlenku węgla, poprawy jakości podłoża lub remediacji.

Wprowadzenie

Biowęgiel to bogaty w węgiel produkt uboczny powstający podczas pirolizy materii organicznej 1. Zainteresowanie, zarówno publiczne, jak i akademickie, dodawaniem biowęgla do gleby wynika z jego zdolności do poprawy jakości gleby i wzrostu roślin 2, 3, zrównoważonej sekwestracji węgla 4 i sorbowania szkodliwych zanieczyszczeń 2, 3, 5-7, przy jednoczesnym oferowaniu alternatyw dla gospodarki odpadami i produkcji energii przez pirolizę.

Biowęgiel jest produkowany przez liczne firmy i organizacje na całym świecie za pomocą różnych systemów pirolizy. Materiały używane do produkcji biowęgla obejmują między innymi zrębki drzewne, obornik zwierzęcy i odpady budowlane1. Oczekuje się, że różnice te zmienią właściwości fizyczne i chemiczne biowęgla, a tym samym jego zdolność do ulepszania substratów, promowania długoterminowej stabilności i zwiększania zdolności sorpcyjnych. Dodatkowo podczas procesu pirolizy biowęgiel może zostać nieumyślnie zanieczyszczony metalami, WWA i PCB w wyniku zanieczyszczonych surowców lub nieodpowiednich warunków pirolizy. Dlatego, zanim biowęgiel będzie mógł być stosowany na dużą skalę do środowiska jako poprawka do gleby, należy przeprowadzić staranną charakterystykę biowęgla pod kątem zanieczyszczeń, powierzchni właściwej, zdolności wymiany kationów, unikania i kiełkowania dżdżownic oraz innych sugerowanych przez Międzynarodową Inicjatywę Biowęgla (IBI). W 2013 r. opublikowano i udostępniono publicznie pierwszą znormalizowaną definicję produktu i wytyczne dotyczące testowania produktu dla biowęgla, które określają normy dotyczące właściwości fizycznych i chemicznych biowęgla.

Badania wykazały, że biowęgiel produkowany w komercyjnej szklarni w Odessie, ON, Kanada ma zdolność do znacznego poprawiania wzrostu roślin w intensywnie zdegradowanych glebach i sorbowania trwałych zanieczyszczeń organicznych (POP), takich jak PCB 2, 3. Ten biowęgiel został wyprodukowany z trzech różnych surowców (tj. źródeł materii organicznej) za pośrednictwem systemu kotłów, w którym wytworzone ciepło jest wykorzystywane do ogrzewania szklarni w miesiącach zimowych.

To badanie dostarcza danych charakteryzujących produkcję biowęgla w kotle na biomasę oraz wykorzystanie biowęgla jako dodatku do gleby. Celem tego badania jest dokładne scharakteryzowanie fizycznych, chemicznych i biologicznych właściwości sześciu biowęgla zgodnie z normami określonymi przez IBI w ich Standaryzowanej definicji produktu i wytycznych dotyczących testowania produktów (wersja 1.1) (2013). Cechy te będą powiązane, w miarę możliwości, z wydajnością każdego biowęgla jako poprawek rolniczych i jego zdolnością do absorpcji zanieczyszczeń.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Analizy chemiczne zostały przeprowadzone w Jednostce Usług Analitycznych (ASU) w Szkole Studiów Środowiskowych na Queen's University (Kingston, ON). ASU jest akredytowany przez Kanadyjskie Stowarzyszenie Akredytacji Laboratoriów (CALA) dla określonych testów wymienionych w zakresie akredytacji. Inne analizy, w tym próby szklarniowe, przeprowadzono w Royal Military College of Canada (Kingston, ON) na Wydziale Chemii i Inżynierii Chemicznej.

1. Uwagi ogólne

  1. W celu zapewnienia zapewnienia i kontroli jakości należy przeanalizować ślepą próbę analityczną i duplikat analityczny, duplikat próbki i standardowy materiał odniesienia dla każdej partii próbek (maksymalna wielkość partii 10) pod kątem metod określonych w protokole.
  2. Podczas pobierania próbek cząstkowych z próbki oryginalnej należy ustalić zduplikowane próbki i poddać je takiemu samemu przygotowaniu, jak w przypadku próbek nieznanych. Upewnij się, że zduplikowane wartości znajdują się w odległości nie większej niż 20% od siebie lub powtórz analizę. Należy upewnić się, że wyniki analizy ślepych prób są poniżej granic wykrywalności dla odpowiedniej metody. Standardowe limity materiału referencyjnego zależały od indywidualnej metody, ale zapewniają, że zazwyczaj mieszczą się w zakresie 15–30% wartości oczekiwanej.
    UWAGA: W wielu metodach opisanych w protokole zawarto szczegółowe informacje na temat sugerowanej kolejności analizy próbek, w tym kalibrów, ślepych prób, wysokich i niskich standardów oraz próbek nieznanych. Ma to na celu zapewnienie braku zanieczyszczenia krzyżowego między próbkami i zapewnienie wysokiego standardu QA/QC.
    UWAGA: Sześć biowęgla wyprodukowano w komercyjnej szklarni i przeanalizowano pod kątem parametrów chemicznych, fizycznych i biologicznych. Nazwy każdego biowęgla odzwierciedlają ich parametry produkcyjne lub źródło surowca (tabela 1).

2. Kategoria testowa A: Podstawowe właściwości użytkowe biowęgla

  1. Zawartość wilgoci i materii organicznej
    1. Użyj procedury strat przy zapłonie opisanej przez Nelsona i Sommersa (1996).
      1. Dołączyć duplikat próbki i standardowy materiał odniesienia (piasek ottawski) na każde 10 nieznanych próbek.
      2. Oznacz zlewki o pojemności 50 ml markerem żaroodpornym, wysusz je w piekarniku w temperaturze 105 °C, pozwól im ostygnąć, a następnie zapisz wagę.
      3. Odważyć 2 g próbki wysuszonej na powietrzu do zlewki wysuszonej w piecu. Suszyć próbkę w temperaturze 105 °C przez 24 godziny, następnie wyjąć z suszarki i pozostawić do ostygnięcia.
      4. Po ostygnięciu zważyć zlewkę i próbkę (X = masa wysuszonej próbki - masa zlewki).
      5. Umieścić próbkę w piecu muflowym i podgrzewać przez 16 godzin w temperaturze 420 °C. Wyjąć próbkę z pieca i pozostawić do ostygnięcia. Ponownie zważyć zlewkę z próbką i zanotować masę (Y = masa próbki sproszkowanej - masa zlewki).
      6. Wykonaj następujące obliczenia:
        i) Strata przy prażeniu = X-Y
        ii) % wilgotności = ((Masa próbki – X)/Waga próbki) x 100%
        iii) % Materia organiczna = (Strata przy prażeniu/X) x 100%
  2. Analiza bliższa i ostateczna
    UWAGA: W celu analizy przybliżonej/ostatecznej przeanalizowano cztery próbki: Niska, Wysoka, Standardowe paliwo i Wysoka 2. Analizę WWA przeprowadzono na paliwie niskim, wysokim i standardowym. Zostały one wybrane jako reprezentatywne dla biowęgla produkowanego od 2012 roku.
    1. Przeprowadzanie analiz przybliżonych i końcowych w obiekcie komercyjnym w oparciu o metody: ASTM D3172-13 8 i D3176-09, Standardowa praktyka dla analizy przybliżonej i ostatecznej9 odpowiednio węgla i koksu.
  3. ph
    1. Sondę pH należy kalibrować codziennie przed użyciem za pomocą wzorców kalibracyjnych.
    2. Dodaj 0,25 g biowęgla do 25 ml destylowanej wody dejonizowanej.
    3. Wstrząsać ręcznie przez 2 minuty, a następnie odwirowywać przez 3 000 x g przez 5 minut.
    4. Zebrać supernatant do szklanej probówki i zmierzyć pH.
  4. Rozkład wielkości cząstek
    1. Analizować wszystkie próbki w trzech egzemplarzach za pomocą progresywnego przesiewania na sucho zaadaptowanego z ASTM D5158-98 10 przy użyciu siedmiu standardowych sit i szalki (4,7, 2,0, 1,0, 0,50, 0,25, 0,15 i 0,0075 mm)
      1. Zapisz masę każdego pustego sita i ułóż sita w kolejności od patelni do 4,7 mm, tak aby sito 4,7 mm znajdowało się na górze.
      2. Umieść 60 g biowęgla na sitku 4,7 mm, przykryj pokrywką i zabezpiecz stos sit na shakerze.
      3. Wstrząsaj przez 10 minut i zapisuj wagę każdego sita. Zgłaszaj dane w pliku programu Excel jako procent pozostały w każdym sicie.

3. Kategoria testowa B: Zgłaszanie substancji toksycznych

  1. Testy kiełkowania
    1. Użyj metody badania kiełkowania nasion opisanej przez Solaiman i in. (2012) 11.
      1. Użyj bibuły filtracyjnej i ziemi doniczkowej jako kontroli pozytywnej.
      2. Upewnij się, że odpowiednia waga każdego zabiegu to 3 g biowęgla, 10 g ziemi doniczkowej i 1 kawałek bibuły filtracyjnej.
        UWAGA: Wartości te są oparte na objętości na szalce Petriego, tak aby każda szalka była wypełniona w ~50% (objętościowo).
      3. Na szalkach Petriego (o średnicy 8,5 cm) umieść pięć pestek dyni Cucurbita pepo spp. i 50 nasion lucerny siewnej (Medicago sativa).
      4. Za pomocą cylindra z podziałką dodaj 15 ml wody do wszystkich szalek Petriego, a następnie przykryj je odpowiednimi pokrywkami.
      5. Umieścić szalki Petriego do kiełkowania w świetle fluorescencyjnego fotoperiodu o godzinie 14:10 (dzień/noc) i utrzymywać temperaturę na poziomie 27 °C (±6 °C).
      6. Po siedmiu dniach zapisz liczbę wykiełkowanych nasion. Podać wyniki w procentach wykiełkowanych na szalkę Petriego. Zmierz długość korzeni kiełkujących nasion za pomocą linijki. Podać długości pierwiastków jako sumę dla każdej szalki Petriego (cm/szalkę Petriego).
  2. Unikanie dżdżownic
    1. Przechowuj Eisenia fetida w zdrowej matrycy glebowej składającej się z mchu torfowego i ziemi doniczkowej i utrzymuj wilgotność gleby na poziomie ~30%.
    2. Użyj metody unikania dżdżownic opisanej przez Li i wsp. (2011). Wybierz robaki o wielkości od 0,3 do 0,6 g.
      1. Do tego testu należy użyć sześciu kół unikania (rysunek 1) lub struktury podobnej do opisanej w teście ostrego unikania Environment Canada (Environment Canada, 2004).
      2. Biowęgiel wymieszać oddzielnie za pomocą łopaty i wiadra z ziemią doniczkową w ilości 2,8% (wagowo).
      3. Każdą z sześciu komór należy wypełnić 120 g gleby lub mieszaniny gleby/biowęgla, przy czym każda inna komora służy jako niezmieniona kontrola (rysunek 1), tj. gleba bez biowęgla. Dodaj 10 robaków do okrągłej środkowej komory.
      4. Wystaw robaki na 48 godzin, trzymając koło unikające przykryte folią aluminiową, aby zapobiec ucieczce robaka. Utrzymuj temperaturę kół unikających w zakresie 20–25 °C. Monitoruj wilgotność gleby i utrzymuj ją na poziomie ~30%.
      5. Po 48 godzinach usuń robaki i zapisz ich położenie w kole unikania, tj. czy znajdują się w i) zmienionych lub ii) niezmienionych komorach. Nie używaj ponownie robaków do przyszłych testów.
  3. Wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne (WWA)
    1. Analiza WWA przez ekstrakcję rozpuszczalnikiem i GC-MS w oparciu o EPA 8270 12.
  4. Stężenie polichlorowanych bifenyli (PCB)
    1. Próbki (10 g) suszyć przez noc w temperaturze 25 °C przez 18–24 godziny, a następnie zmielić je na drobny proszek (wielkość cząstek < 0,15 mm) z 10 g siarczanu sodu i 10 g piasku ottawskiego.
    2. Dołączyć jedną ślepą próbę analityczną (piasek ottawski), jedną próbę kontrolną (znana ilość wzorca PCB) i jedną duplikat analityczny na każde 10 nieznanych próbek.
    3. Umieścić 2 g próbki w gilzie Soxhleta i dodać 100 μl dekachlorobifenylu (DCBP) jako wewnętrzny wzorzec zastępczy.
    4. Ekstrahować próbki w aparacie Soxhleta przez 4 godziny przy 4–6 cyklach na godzinę w 250 ml dichlorometanu.
    5. Za pomocą chromatografu gazowego wyposażonego w detektor wychwytu elektronów mikro-63Ni (GC/μECD), kolumnę kapilarną ze stopionej krzemionki (30 m, 0,25 mm ID × grubość warstwy 0,25 μm) oraz odpowiednie oprogramowanie przeanalizuj ekstrakty biowęgla dla całkowitej liczby Aroclorów. Użyj helu jako gazu nośnego o natężeniu przepływu 1,6 ml/min. Użyj azotu jako gazu uzupełniającego dla detektora wychwytu elektronów (ECD). Podać wartości w μg/g suchej masy.
  5. Analiza metali
    1. Próbki należy suszyć na powietrzu przez 18–24 godziny i zmielić na drobny proszek (wielkość cząstek < 0,15 mm) za pomocą moździerza i tłuczka.
    2. Używając stężonych kwasów odczynników, podgrzej 0,5 g próbki w 2 ml 70% (m/w) kwasu azotowego i 6 ml 38% (m/m) kwasu solnego, aż objętość zmniejszy się do 1–2 ml. Następnie uzupełnić roztwór do 25 ml w kolbie miarowej, używając destylowanej, dejonizowanej wody, przefiltrowanej przez bibułę filtracyjną Whatman nr 40.
    3. Analizować próbki przy użyciu spektrometru emisyjnego z jednoczesną plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICP-AES) z następującymi wzorcami/kontrolami (patrz krok 3.5.3.1). Analizuj wielopierwiastkowe wzorce ICP i sprawdzaj % błędów i współczynniki korelacji krzywych kalibracyjnych. Standardy są kupowane w niestandardowych mieszankach z wieloma elementami w każdym standardzie. Każdy pierwiastek ma 3-punktową krzywą kalibracyjną (na przykład kadm jest prowadzony przy 0, 0,1, 1,0 i 5 ppm). Sprawdź krzywe za pomocą wzorców kalibracji. Ponownie kalibruj mniej więcej co 18 próbek.
      1. Dodaj wewnętrzne wzorce (ind i skand) "on-line" z próbkami, aby zweryfikować stabilność urządzenia. Analizuj próbki z dodatkowymi standardami kontroli jakości, w tym certyfikowanymi materiałami referencyjnymi (krzewy, gałęzie i liście; Biała kapusta i szpinak), ślepe próby metody (dodać kwasy do pustej probówki do wytrawiania i traktować je zgodnie z opisem w ppkt 3.5.2 powyżej), duplikaty analityczne i duplikaty polowe.
  6. rtęć
    1. Upewnij się, że oprzyrządowanie spełnia kryteria określone w metodzie 7473 US EPA i pozwala na bezpośredni pomiar rtęci
    2. Odważyć 100 mg zmielonego, suszonego powietrzem biowęgla (wielkość cząstek < 0,15 mm) do wag kwarcowych lub niklowych.
    3. Użyj roztworu podstawowego ICP-AES o stężeniu 1 000 μg/ml Hg i 5% kwasu solnego w wodzie podwójnie dejonizowanej (DDI) do przygotowania zapasów roboczych (5 μg/ml, 1 μg/ml, 0,1 μg/ml, 0,01 μg/ml) i wzorców kalibracyjnych.
    4. Użyj oczyszczonej pustej łodzi jako ślepej metody. Analizować próbki, zaczynając od ślepej próby, niskiej kontroli jakości (20 ng Hg – 20 μl 1 μg/ml Hg), próby ślepej, wysokiej kontroli jakości (200 ng Hg – 40 μl 1 μg/ml Hg), ślepej próby, ślepej próby, standardowego materiału odniesienia (MESS-3), ślepej próby, MESS-3, ślepej, próbki 1, ślepej próby, próbki 2, ślepej próby, próbki 2 dup, Ślepa, próbka 3, ślepa itp.
    5. Umieść łodzie w komorze instrumentów, gdzie próbka będzie ulegać termicznemu rozkładowi w ciągłym przepływie tlenu.
      UWAGA: Produkty spalania będą następnie odprowadzane w strumieniu tlenu, a następnie dalej rozkładane w gorącym złożu katalizatora. Opary rtęci zostaną uwięzione w probówce ze złotym amalgamatem, a następnie zdesorbowane w celu spektrofotometrycznego oznaczania ilościowego przy długości fali 254 nm.

4. Kategoria testowa C: Zaawansowana analiza biowęgla i właściwości poprawiające jakość gleby

  1. Amon jako azot
    UWAGA: Metoda wykorzystuje reakcję Berthelota, w której sole amonowe w roztworze reagują z fenoksydem. Dodanie podchlorynu sodu powoduje powstanie związku o zielonym zabarwieniu. W celu zintensyfikowania koloru dodaje się nitroprusydek sodu.
    1. Odważyć 5 g mielonej, wysuszonej powietrzem próbki (wielkość cząstek < 0,15 mm) do kolby Erlenmeyera o pojemności 125 ml. Dodać 50 ml 2 M (0,01% (V/V) KCl. Umieścić kolby na obrotowej wytrząsarce na 1 godzinę przy 200 obr./min. Po zakończeniu wstrząsania przefiltrować próbki przez bibułę filtracyjną Whatman nr 42 do plastikowych fiolek o pojemności 100 ml.
    2. Przygotuj roztwory odczynników:
      1. Fenol alkaliczny - odmierz 87 ml skroplonego fenolu do 1 l objętościowo wypełnionego 2/3 wodą DDI. Dodać 34 g NaOH, uzupełnić do kreski wodą DDI.
      2. Roztwór podchlorynu — za pomocą 100-ml cylindra z podziałką odmierz 31,5 ml dostępnego w handlu wybielacza (5-10%) i napełnij do 100 ml wodą DDI. Przenieść do butelki i dodać 1,0 g granulek NaOH i pozostawić do rozpuszczenia.
      3. Roztwór EDTA — rozpuścić 32 g di-sodowego EDTA i 0,4 g NaOH w 1-litrowym roztworze objętościowym wypełnionym 2/3 wodą DDI. Dodać 0,18 g nitroprusydu i rozpuścić przez wstrząsanie. Dopełnić do kreski wodą DDI i dodać 3 ml Tritona (10%).
    3. Wykonać wzorce kalibracyjne (stężenie 0,1, 0,2, 0,3, 0,5, 1,0 i 2,0 μg/ml N) przy użyciu odczynnika klasy NH4Cl i wody DDI. Przygotować wzorzec odniesienia QC ze źródła chlorku amonu o jakości odczynnika, innego niż źródło użyte do wytworzenia wzorców. Użyj podwójnie dejonizowanej wody jako półfabrykatów.
    4. Rozpocznij uruchamianie autoanalizatora. Zaprojektuj każdy przebieg tak, aby rozpoczynał się od wysokiego standardu (2,0 μg/ml N) x 2, wzorców kalibracji (od najwyższego do najniższego), ślepej metody ślepej próby, wysokiego standardu, niskiego standardu (0,1 μg/ml N) x 2, wody do mycia, próbki referencyjnej kontroli jakości x 2, próbek, duplikatu próbki i wysokiego standardu oraz wody do mycia.
      UWAGA: Oprogramowanie autoanalizatora automatycznie obliczy stężenia w ekstrakcie.
    5. Obliczyć stężenie biowęgla = (stężenie ekstraktu x 50 ml (KCl)) / 5 g próbki biowęgla.
  2. KCl Ekstrahowane azotyny i azotany za pomocą Autoanalyzer
    UWAGA: Metoda kolorymetryczna Griess Ilosvay wykorzystuje reakcję jonów azotynowych z sulfanilamidem w warunkach kwaśnych w celu wytworzenia związku diazowego. Związek ten reaguje dalej z dichlorowodorkiem N-1-naftylotylenodiaminy, tworząc purpurowy barwnik azowy. Azotany w próbce są przekształcane w azotyny poprzez wystawienie na działanie środka redukującego (w tym przypadku kolumny redukującej miedź i kadm). Daje to miarę stężenia azotanów + azotynów w próbce.
    1. Odważyć 5 g mielonej, wysuszonej powietrzem próbki (wielkość cząstek < 0,15 mm) do 125-mililitrowej kolby Erlenmeyera. Dodać 50 ml 2 M (0,01% (V/V)) KCl. Umieścić kolby na obracającym się wytrząsarce na 1 godzinę przy 200 obr./min. Po zakończeniu wstrząsania przefiltrować próbki przez bibułę filtracyjną Whatman nr 42 do plastikowych fiolek o pojemności 100 ml.
    2. Pozwól odczynnikom (chlorkowi amonu i odczynnikowi barwnemu) ogrzać się do temperatury pokojowej.
    3. Włącz kolorymetr, aby lampa się rozgrzała. W automatycznym analizatorze przechowywane są linie odczynników oznaczone jako Chlorek amonu, Odczynnik barwny i Woda; Uruchom pompę i pozwól, aby woda przepływała przez system, sprawdź wszystkie przewody rurkowe pompy pod kątem prawidłowego działania.
    4. Po wyrównaniu systemu umieść linie w odpowiednich odczynnikach i pozwól mu pracować przez 5–10 minut. Włącz rejestrator wykresów. Poczekaj, aż linia bazowa się ustabilizuje, i ustaw na 10. jednostkę wykresu.
    5. Przygotować 100 μg/ml wzorców podstawowych kontroli jakości azotanów i azotynów odpowiednio z wody KNO3 i NaNO2 oraz DDI. Aby przygotować wzorzec pośredni 10 μg/ml, dodać 5 ml roztworu podstawowego o stężeniu 100 μg/ml do 50-mililitrowej kolby miarowej i uzupełnić do kreski 0,01% KCl. Aby przygotować wzorce kalibracyjne, należy połączyć 0,01% KCl i wzorzec pośredni 10 μg/ml przygotowany w 25-mililitrowych kolbach miarowych w celu wytworzenia wzorców kalibracyjnych (0,05, 0,2, 0,5, 1,0, 1,5, 2 μg/ml NO3 lub NO2). Użyj KCl dla pustych metod.
    6. Przygotować kolce, używając 5 g piasku ottawskiego (materiał obojętny) i dodać 0,05 ml odpowiedniego wzorca QC 1 000 μg/ml dla uzyskania końcowego wyniku 10 mg N/kg próbki. Wykonaj połączony kolec NO3 + NO2, dodając do pojedynczej próbki 0,025 ml każdego 1,000 μg/ml standardowego bulionu QC. Przygotować jeden nakłucie próbki na serię, dodając 5,0 g nieznanej próbki biowęgla 0,025 ml odpowiedniego standardowego zapasu 1,000 μg/ml QC.
    7. Rozpocznij przeprowadzanie analizy. Dołącz pełny zestaw wzorców kalibracyjnych, dwie próbki referencyjne kontroli jakości, co najmniej dwie ślepe próby KCl i co najmniej dwa wzorce azotynów, zestaw kolców i półfabrykatów Ottawa Sand oraz nakłucie próbki w każdym przebiegu.
      UWAGA: Wzorce mogą być ponownie uruchamiane jako znaczniki między każdymi 5 nieznanymi próbkami oraz w celu sprawdzenia wartości do przygotowania krzywej wzorcowej.
    8. Powtórzyć normę 2,0 μg/ml na końcu każdego cyklu. Uruchom zduplikowane próbki z minimalną szybkością 10%. Najpierw uruchom analizę azotynów + azotanów, a następnie analizę azotynów.
    9. Zapisz w arkuszu azotanu azotynu wysokości pików wszystkich wzorców, kontroli jakości i próbek. Użyj liczby jednostek wykresu jako miary wysokości. Aby skalibrować oprzyrządowanie, należy użyć względnych wysokości wzorców. Upewnij się, że wartość R2 leży powyżej 0,99, jeśli nie, ponownie uruchom normy.
    10. Obliczyć stężenie próbek za pomocą wzoru:
      Stężenie ekstraktu = (Wysokość piku - Przecięcie krzywej kalibracyjnej/Nachylenie krzywej kalibracyjnej) x Rozcieńczenie
      Stężenie biowęgla = (Stężenie ekstraktu x 50 ml (KCl)) / 5 g próbki biowęgla
    11. Odejmij szacowane stężenie azotynów od stężenia azotanów plus stężenie azotynów, aby obliczyć azotany.
  3. Fosfor ekstrahowalny (ekstrakcja kwasem mrówkowym 2%)
    UWAGA: Oprogramowanie automatycznej analizatora automatycznie oblicza stężenia. Oprogramowanie podaje informacje o kalibracji, dokładności dopasowania krzywej kalibracyjnej, stężeniach dla wszystkich próbek, kalibrów, ślepych prób i próbek kontroli jakości, które zostały przetestowane.
    1. Przed analizą należy przechowywać próbki w czystym szklanym pojemniku lub sterylnej plastikowej torbie. Próbki należy przechowywać w lodówce i analizować w ciągu dwóch tygodni lub przechowywać w stanie zamrożonym przez okres do jednego roku.
    2. Wykonaj wszystkie wzorce i standardy kontroli jakości przy użyciu tego samego płynu ekstrakcyjnego, który jest używany do próbek. Stosować osad z ujścia rzeki jako standardowy materiał odniesienia, a w każdej kąpieli próbek należy uwzględnić dwie ślepe próby do ekstrakcji.
    3. Używając 1-litrowego naczynia objętościowego wypełnionego do 750 ml wodą DDI, dodaj 20 ml (98–99%) kwasu mrówkowego i napełnij do kreski wodą DDI.
    4. Dodać 1,0 g zmielonej, wysuszonej powietrzem próbki (wielkość cząstek < 0,15 mm) do kolby Erlenmeyera o pojemności 125 ml. Dodać 50 ml 2% roztworu kwasu mrówkowego. Umieść kolby na sonikatorze na 10 minut, a następnie przenieś na obrotowy shaker na 1 godzinę przy 200 obr./min. Po wstrząśnięciu przefiltrować próbki za pomocą bibuły filtracyjnej Whatman nr 42 do innego zestawu kolb Erlenmeyera o pojemności 125 ml.
    5. Przygotuj wzorce i kolce:
      1. Przygotować 1,000 μg/ml wzorca QC z diwodorofosforanu potasu i wody DDI. Użyj standardu podstawowego QC, aby wykonać wzorce kalibracyjne (5 μg/ml, 1 μg/ml, 0.5 μg/ml, 0.2 μg/ml, 0.1 μg/ml). Użyj 0,100 ml wzorca kontroli jakości, aby wykonać skok kontroli jakości. Aby przeprowadzić kontrolę wzorca kontroli jakości, dodać 0,100 ml wzorca podstawowego kontroli jakości do kolby miarowej o pojemności 50 ml i uzupełnić do objętości za pomocą KCl.
        UWAGA: Jest to stężenie rozcieńczenia 0,2 μg/ml.
      2. Osad ujścia rzeki należy wykorzystać jako próbkę referencyjną kontroli jakości. Użyj 0,01% KCl jako pustej metody.
    6. Analizuj w systemie autoanalizatora. Ustaw próbki jako Starter (wysoki standard (0,5 μg/ml), Kalibranty (5 μg/ml, 1 μg/ml, 0,5 μg/ml, 0,2 μg/ml, 0,1 μg/ml), Ślepa, Zerowa, Wysoka norma (0,5 μg/ml), Niska norma (0,1 μg/ml), Niska norma (0,1 μg/ml), Null, QC (próbka referencyjna / osad ujścia rzeki), QC (próbka referencyjna/osad ujścia rzeki), ślepa próba, próbka 1, próbka 2, próbka 2 dup, próbka 3 itd., wysoki standard, wartość zerowa.
    7. Z każdej partii próbek należy również pobrać dwie próby ślepe: jedna jest ślepą próbą kalibracyjną i należy ją umieścić w standardowym stojaku automatycznego podajnika próbek, druga jest ślepą próbą metody i należy ją umieścić w tacy na próbki.
  4. Powierzchnia właściwa
    UWAGA: Analiza pola powierzchni Brunauera-Emmetta-Tellera (BET) została przeprowadzona w Laboratorium Ochrony Chemicznej Biologicznej i Radiojądrowej (CBRN) w RMC. Metoda wykorzystuje analizę sorpcji gazuN2 w temperaturze 77 K w zakresie ciśnienia względnego od 0,01 do 0,10 po odgazowaniu w temperaturze 120 °C przez minimum 2 godziny. Dla każdych 6 nieznanych próbek analizowano zduplikowaną próbkę. Próbki nie są mielone na sproszkowany przed analizą.
    UWAGA: Czasy i ciśnienia odgazowywania są specyficzne dla producenta przyrządu, a podana metoda została wcześniej zwalidowana z wysokotemperaturowymi węglowami aktywnymi.
  5. Zdolność wymiany kationów (CEC)
    1. Postępuj zgodnie z metodą octanu sodu dla CEC opisaną przez Lairda i Fleminga (2008), aby obliczyć CEC.
      1. Dołączyć jedną próbę analityczną (woda DDI), wzorcowy materiał odniesienia (piasek ottawski) i duplikat na każde 10 próbek.
      2. Przygotować roztwór nasycający (1 M NaOAc pH 8,2), rozpuszczając 136,08 g NaOAC.3H2O w 750 ml destylowanej, dejonizowanej wody. Dostosuj pH do 8,2, dodając kwas octowy lub wodorotlenek sodu. Rozcieńczyć do 1 l wodą DDI.
      3. Przygotować pierwszy roztwór do płukania (80% izopropanolu (IPA)) łącząc 800 ml IPA z 200 ml destylowanej wody dejonizowanej. Następnie przygotuj drugi roztwór do płukania (100% IPA).
      4. Przygotować roztwór zastępczy (0,1 M NH4Cl), rozpuszczając 5,35 g NH4Cl w 1 l destylowanej wody dejonizowanej.
      5. Odważyć 0,2 g próbki (suszonej powietrzem, nie mielonej) do 30-mililitrowej probówki wirówkowej. W tym samym czasie odważyć 0,5 g tej samej wysuszonej powietrzem próbki do wstępnie zważonej aluminiowej szalki do suszenia. Umieścić próbkę w aluminiowej suszarce w suszarce w suszarce w temperaturze 200 °C na 2 godziny, schłodzić ją w eksykatorze, a następnie ponownie zważyć w celu określenia zawartości wody w próbce wysuszonej powietrzem. Próbkę tę należy wykorzystać do obliczenia współczynnika korygującego zawartość wody, F (etap 4.4.1.10).
      6. Dodać 15 ml roztworu nasyconego, odwirować, a następnie odwirować przy 3 000 x g przez 5 minut. Zdekantować i ostrożnie wyrzucić supernatant, aby upewnić się, że próbka nie została utracona. Powtórz ten krok jeszcze dwa razy.
      7. Dodać 15 ml pierwszego roztworu do płukania. Wirować i odwirowywać przy 3 000 x g przez 5 min. Zdekantować i ostrożnie wyrzucić supernatant. Powtórz ten krok kilka razy, za każdym razem mierząc przewodność elektryczną roztworu supernatantu. Gdy przewodność supernatantu spadnie poniżej przewodności NaOAc nasyconego IPA (~6 μS/cm), należy przejść do drugiego roztworu do płukania. Kontynuować płukanie próbki, aż przewodność supernatantu spadnie poniżej 1 μS/cm.
      8. Pozostawić próbkę do wyschnięcia na powietrzu w dygestorium, a następnie dodać 15 ml roztworu zastępczego. Wirować i odwirowywać przy 3 000 x g przez 5 min. Zdekantować i zachować supernatant w kolbie pomiarowej o pojemności 100 ml. Powtórzyć ten krok jeszcze trzy razy, za każdym razem zapisując supernatant w tej samej kolbie miarowej. Następnie doprowadzić wolumetryczną do 100 ml destylowaną, dejonizowaną wodą.
      9. Analizować zawartość sodu za pomocą atomowej spektrometrii emisyjnej z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICP-AES), jak opisano wcześniej.
      10. Wykonaj następujące obliczenia:
        F = (masa próbki wysuszonej w suszarce, wysuszonej powietrzem - masa próbki wysuszonej powietrzem)
        C = stężenie Na (mg/L) w 100-mililitrowej kolbie miarowej
        W = waga (g) powietrznie suchej próbki dodanej do probówki wirówkowej
        CEC = (C x 0,435)/(W x F)(cmol/kg)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Podsumowanie wszystkich wyników, w tym porównanie z kryteriami ustalonymi przez IBI 13, znajduje się w Tabelach 1 (podsumowanie), 2 (biowęgle: New, High, Low, Third Feedstock oraz High-2) i 3 (biowęgiel Old). Wszystkie biowęgle i surowce użyte w 2012 i 2013 roku (Tabela 2) mieściły się w granicach kryteriów ustalonych przez IBI, a różnice między biowęglami były niewielkie. Biowęgiel Old (Tabela 3), pierwszy biowęgiel przekazan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wszystkie metody wymienione w protokole zostały dokładnie zatwierdzone i szeroko stosowane w odniesieniu do gleb. Ponieważ charakterystyka biowęgla jest wciąż w powijakach, skuteczność tych metod w przypadku substratu bogatego w węgiel była w dużej mierze nieznana. W związku z tym, chociaż metody te same w sobie nie są nowe, ich zastosowanie do rutynowego charakteryzowania biowęgla jest. Jeśli chodzi o zapewnienie jakości/kontrolę jakości, nie stwierdzono żadnych problemów w odniesieniu do ślepych prób poniżej granic wyk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez Federalną Agencję Rozwoju Gospodarczego Kanady (FedDev) Applied Research and Commercialization Extension to Queen's University (Dr. Allison Rutter i Dr. Darko Matovic). Najszczersze podziękowania dla Burt's Greenhouses (Odessa, ON) za dostarczenie biowęgla. Specjalne podziękowania dla Yuxing Cui z Grupy Ochrony CBRN w RMC oraz pracowników ASU i Zeeb Lab za ich nieustające wsparcie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
BiowęgielBurt's GreenhousesWszystkie sześć biowęgla zostało wyprodukowanych w Burt's Greenhouses za pomocą systemu kotłów BlueFlame
NaOAcFisher ScientificE124-4Rozpuszczanie 136,08 g NaOAC.3H2O w 750 ml destylowanej, dejonizowanej wody (woda DDI)
Kwas octowyFisher ScientificA38-212
Sód WodorotlenekFisher ScientificSS284-1
IzopropanolFisher ScientificA416P480% IPA: 800 ml IPA z 200 ml wody DDI.
NH4ClFisher Scientific A649500Rozpuszczanie 5,35 g NH4Cl w 1 l wody DDI. 
Suszarka aluminiowaFisher Scientific08-732-110
SuszarkaFisher Scientific508N0024200 ° C przez 2 godziny.
EksykatorFisher Scientific08-595A
BalanceMettler1113032410
Roztwór nasycającyFisher Scientific06-664-25
VortexBarnstead/Thermolyne871000536389     
WirówkaInternational Equipment Company243728083 000 x g przez 5 min.
Roztwór do płukaniaFisher Scientific (Ricca Chemistry Company)06-664-24
Miernik przewodnościWESCAN88298
Roztwór zastępczyFisher Scientific06-664-24
ICP-AESVarianEL00053841
ASAP 2000 Analizator powierzchni Cavlon885Odgazowanie w temperaturze 120 stopni; C przez minimum 2 godziny.
Piec muflowyFisher Scientific806N0024Podgrzewać przez 16 godzin przykrywając w temperaturze 420 & stopni C.
pH-metrFisher Scientific1230185263
SitoFisher Scientific2288926sito 4,7 mm znajduje się na górze.
Sito SkakerMeinzer II0414-02Wstrząsać przez 10 min.
Siarczan soduVWREM-SX0761-5
OttawaSand Fisher ScientificS23-3
Aparat SoxhletaFisher Scientific (Pyrex)09-557A4  godz. w godz. 4– 6  cykli/godz.
DCBPSuprlco Analityczne48318     
DichlorometanSigma Aldrich40042-40855-U
6890 Plus Chromatograf gazowy Micro 63 Ni ECDAgilentUS00034778
HelAlphaGazSPG-NIT1AL50SMART Azot AlphaGaz SPG-HEL1AL50SMART
Mortor i tłuczekFisher Scientific (CoorsTeh)12-948G
Kwas azotowyFisher Scientific351288212
No. 40 Bibuła filtracyjnaFisher Scientific (Whatman)09-845A
Łodzie do ważenia kwarcowo-niklowegoFisher Scientific11-474-210
DMA-80ATS Scientific5090264
98– 99% Kwas mrówkowySigma Aldrich33015-1L1 L objętościowy napełniony do 750 ml wodą DDI, dodaj 20 ml kwasu mrówkowego i uzupełnij do objętości wodą DDI.
SonicatorFisher Sientific15338284
Wytrząsarka obrotowaNew Brunswick Scientific (Innova 2100)14-278-1081 godz. przy 200 obr./min.
Nr 42 Bibuła filtracyjnaFisher Scientific (Whatman)09-855A
WhirlPacksFisher ScientificR55048
Diwodor potasu OrthophospahteFisher Scientific181525
2 M KClFisher ScientificP282100
Fiolki plastikoweFisher Scientific03-337-20
Chlorek amonuFisher ScientificPX05115Pozostawić do rozgrzania do temperatury pokojowej
Odczynnik barwnyFisher Scientific 361028260Pozostawić do ogrzania do temperatury pokojowej
KolorymetrFisher Scientific13-642-400Włącz, aby lampa się rozgrzała i działała przez 5 minut.
ASEAL Auto Analyzer 2SEAL4723A12068
Skroplony fenolFisher Scientific MPX05115Alkaliczne fenol: Odmierz 87 ml skroplonego fenolu do 1-litrowego objętości wypełnionego 2/3 wodą DDI. Dodać 34 g NaOH, uzupełnić do kreski wodą DDI.
NaOHFisher ScientificS318-3
Komercyjny wybielaczdo sprzedażyRoztwór podchlorynu: Używając 100-ml cylindra z podziałką, odmierz 31,5 ml komercyjnego wybielacza i napełnij do 100 ml wodą DDI.
Granulki NaOHFisherScientific S320-1
Disodium EDTASigma AldrichE5124
Hyprchloryn soduFisher ScientificSS290-1
Triton (10%)Fisher ScientificBP151-100
Nitroprusydek soduFisher ScientificS350-100
Sole amonuFisher NaukowyA637-10
PfenoxideFisher ScientificAC388611000
Eisenia Fetida Fabrykarobaków
ŁopataSklep
WiadroSklep detaliczny Ziemia
doniczkowaSklep
Unikanie kołaŚrodowisko KanadaZbudowany według zmodyfikowanego projektu Environment Canada s Test Ostrego Unikania.
Folia aluminiowaFisher Scientific01-213-100
Szalki PetriegoFisher Scientific08-757-11o średnicy 8,5 cm.
Pestki dyniOntario Seed Company (OSC)2055
Alfalpha SeedsOntario Seed Company (OSC)6675
Probówki wirówkowe (30 ml)Fisher Scientific 22-038-906
Zlewki (50  ml)Fisher Scientific (Pyrex)02-540GSuszyć w piekarniku w temperaturze 105 °C.
Zlewki (30  ml)Fisher Scientific (Pyrex)20-540C
Kolby Erlenmeyera (125  ml)Fisher Scientific (Pyrex)S76106C
Kolba miarowa (100  ml)Fisher Scientific (Pyrex)10-211C
Osad ujściaKrajowy Instytut Standardów1546AStandardowy materiał referencyjny
WybielaczClorox Ultra (5– 10% podchloryn sodu)
detalicznej detalicznydetaliczny rzeki

Bibliografia

  1. Lehmann, J. A handful of carbon. Nature. 447, 143-144 (2007).
  2. Denyes, M. J., Langlois, V. S., Rutter, A., Zeeb, B. A. The use of biochar to reduce soil PCB bioavailability to Cucurbita pepo and Eisenia fetida. Sci. Total Environ. 437, 76-82 (2012).
  3. Denyes, M. J., Rutter, A., Zeeb, B. A. In situ application of activated carbon and biochar to PCB-contaminated soil and the effects of mixing regime. Environmental Pollution. 182, 201-208 (2013).
  4. Glaser, B., Lehmann, J., Zech, W. Ameliorating physical and chemical properties of highly weathered soils in the tropics with charcoal–a review. Biol. Fertility Soils. 35 (4), 219-230 (2002).
  5. Hale, S. E., Hanley, K., Lehmann, J., Zimmerman, A., Cornelissen, G. Effects of chemical, biological, and physical aging as well as soil addition on the sorption of pyrene to activated carbon and biochar. Environ. Sci. Technol. 45 (24), 10445-10453 (2012).
  6. Oleszczuk, P., Hale, S. E., Lehmann, J., Cornelissen, G. Activated carbon and biochar amendments decrease pore-water concentrations of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) in sewage sludge. Bioresour. Technol. 111, 84-91 (2012).
  7. Ghosh, U., Luthy, R. G., Cornelissen, G., Werner, D., Menzie, C. A. In-situ sorbent amendments: A new direction in contaminated sediment management. Environ. Sci. Technol. 45 (4), 1163-1168 (2011).
  8. International. ASTM D3172-13. Standard Practice for Proximate Analysis of Coal and Coke. , (2013).
  9. International. D3176-09. Standard Practice for Ultimate Analysis of Coal and Coke. , (2013).
  10. International. D5158-98. Standard Test Method for Determination of Particle Size of Powdered Activated Carbon by Air Jet Sieving. , (2005).
  11. Solaiman, Z. M., Murphy, D. V., Abbott, L. K. Biochars influence seed germination and early growth of seedlings. Plant Soil. 353 (1-2), 273-287 (2012).
  12. Method 8270D Semivolatile Organic Compounds by GC/MS. , (2007).
  13. International Biochar Inititive (IBI). Standardized Product Definition and Product Testing Guidelines for Biochar that is Used in Soil IBI-STD-1.1. , (2013).
  14. Demirbas, A. Biorefineries: Current activities and future developments. Energy Conversion and Management. 50 (11), 2782-2801 (2009).
  15. Bakker, R. Advanced biofuels from lignocellulosic biomass. The Biobased Economy: 'Biofuels, Materials and Chemicals in the Post-oil Era'. , 165(2012).
  16. Preston, C., Schmidt, M. Black (pyrogenic) carbon: a synthesis of current knowledge and uncertainties with special consideration of boreal regions. Biogeosciences. 3 (4), 397-420 (2006).
  17. McBeath, A. V., Smernik, R. J. Variation in the degree of aromatic condensation of chars. Org. Geochem. 40 (12), 1161-1168 (2009).
  18. Schmidt, M. W., Noack, A. G. Black carbon in soils and sediments: analysis, distribution, implications, and current challenges. Global Biogeochem. Cycles. 14 (3), 777-793 (2000).
  19. Yaman, S. Pyrolysis of biomass to produce fuels and chemical feedstocks. Energy Conversion and Management. 45, 651-671 (2004).
  20. Brewer, C. E., Schmidt‐Rohr, K., Satrio, J. A., Brown, R. C. Characterization of biochar from fast pyrolysis and gasification systems. Environmental Progress & Sustainable Energy. 28 (3), 386-396 (2009).
  21. Cantrell, K. B., Hunt, P. G., Uchimiya, M., Novak, J. M., Ro, K. S. Impact of pyrolysis temperature and manure source on physicochemical characteristics of biochar. Bioresour. Technol. 107 (0), 419-428 (2012).
  22. Enders, A., Hanley, K., Whitman, T., Joseph, S., Lehmann, J. Characterization of biochars to evaluate recalcitrance and agronomic performance. Bioresour. Technol. 114 (0), 644-653 (2012).
  23. Krull, E., Baldock, J. A., Skjemstad, J. O., Smernik, R. J. Characteristics of Biochar: Organo-chemical Properties. Lehmann, J., Joseph, S. , earthscan. London. 53-65 (2009).
  24. Atkinson, C., Fitzgerald, J., Hipps, N. Potential mechanisms for achieving agricultural benefits from biochar application to temperate soils: a review. Plant Soil. 337 (1), 1-18 (2010).
  25. Sun, X., Werner, D., Ghosh, U. Modeling PCB Mass Transfer and Bioaccumulation in a Freshwater Oligochaete Before and After Amendment of Sediment with Activated Carbon. Environ. Sci. Technol. 43 (4), 1115-1121 (2009).
  26. Sun, X., Ghosh, U. PCB bioavailability control in Lumbriculus variegatus through different modes of activated carbon addition to sediments. Environ. Sci. Technol. 41 (13), 4774-4780 (2007).
  27. Hale, S. E., Werner, D. Modeling the Mass Transfer of Hydrophobic Organic Pollutants in Briefly and Continuously Mixed Sediment after Amendment with Activated Carbon. Environ. Sci. Technol. 44 (9), 3381-3387 (2010).
  28. Li, D., Hockaday, W. C., Masiello, C. A., Alvarez, P. J. J. Earthworm avoidance of biochar can be mitigated by wetting. Soil Biol. Biochem. 43 (8), 1732-1740 (2011).
  29. Zimmerman, A. R. Abiotic and microbial oxidation of laboratory-produced black carbon (biochar). Environ. Sci. Technol. 44 (4), 1295-1301 (2010).
  30. Deenik, J. L., McClellan, T., Uehara, G., Antal, M. J., Campbell, S. Charcoal volatile matter content influences plant growth and soil nitrogen transformations. Soil Sci. Soc. Am. J. 74 (4), 1259-1270 (2010).
  31. Sander, M., Pignatello, J. J. Characterization of charcoal adsorption sites for aromatic compounds: insights drawn from single-solute and bi-solute competitive experiments. Environ. Sci. Technol. 39 (6), 1606-1615 (2005).
  32. Liang, B., et al. Black carbon increases cation exchange capacity in soils. Soil Sci. Soc. Am. J. 70, 1719-1730 (2006).
  33. Chan, K., Van Zwieten, L., Meszaros, I., Downie, A., Joseph, S. Agronomic values of greenwaste biochar as a soil amendment. Soil Research. 45, 629-634 (2007).
  34. Enders, A., Hanley, K., Whitman, T., Joseph, S., Lehmann, J. Characterization of biochars to evaluate recalcitrance and agronomic performance. Bioresour. Technol. 114, 644-653 (2012).
  35. Lee, J. W., et al. Characterization of biochars produced from cornstovers for soil amendment. Environ. Sci. Technol. 44 (20), 7970-7974 (2010).
  36. Novak, J. M., et al. Characterization of designer biochar produced at different temperatures and their effects on a loamy sand. Annals of Environmental Science. 3 (1), 195-206 (2009).
  37. Mohan, D., Sarswat, A., Ok, Y. S., Pittman, C. U. Jr Organic and inorganic contaminants removal from water with biochar, a renewable, low cost and sustainable adsorbent–A critical review. Bioresour. Technol. , In Press. (2014).
  38. Peterson, S. C., Appell, M., Jackson, M. A., Boateng, A. A. Comparing Corn Stover and Switchgrass Biochar: Characterization and Sorption Properties. Journal of Agricultural Science. 5 (1), 1-8 (2013).
  39. Kloss, S., et al. Characterization of Slow Pyrolysis Biochars: Effects of Feedstocks and Pyrolysis Temperature on Biochar Properties. J. Environ. Qual. 41 (4), 990-1000 (2012).
  40. Wu, W., et al. Chemical characterization of rice straw-derived biochar for soil amendment. Biomass Bioenergy. 47, 268-276 (2012).
  41. Brewer, C. E., Unger, R., Schmidt-Rohr, K., Brown, R. C. Criteria to Select Biochars for Field Studies based on Biochar Chemical Properties. BioEnergy Res. 4 (4), 312-323 (2012).
  42. Gomez-Eyles, J. L., Sizmur, T., Collins, C. D., Hodson, M. E. Effects of biochar and the earthworm Eisenia fetida on the bioavailability of polycyclic aromatic hydrocarbons and potentially toxic elements. Environmental Pollution. 159 (2), 616(2011).
  43. Paul, P., Ghosh, U. Influence of activated carbon amendment on the accumulation and elimination of PCBs in the earthworm Eisenia fetida. Environmental Pollution. 159 (12), 3763(2011).
  44. Environment Canada (EC) Biological Test Method: Tests for Toxicity of Contaminated Soil to Earthworms ('andrei', 'Eisenia fetida', or 'Lumbricus terrestris) EPS1/RM/43. , (2007).
  45. Zhang, B. G., Li, G. T., Shen, T. S., Wang, J. K., Sun, Z. Changes in microbial biomass C, N, and P and enzyme activities in soil incubated with the earthworm Metaphire guillelmi or Eisenia fetida. Soil Biol. Biochem. 32 (1), 2055-2062 (2000).
  46. Belfroid, A., vanden Berg, M., Seinen, W., Hermens, J., Uptake van Gestel, K. bioavailability and elimination of hydrophobic compounds in earthworms (Eisenia andrei) in field-contaminated soil. Arch. Environ. Contam. Toxicol. 14 (4), 605-612 (1995).
  47. Denyes, M. J., Button, M., BA, Z. eeb, Rutter, A., Weber, K. P. In situ remediation of PCB-contaminated soil via phytoextraction and activated carbon/biochar amendments- soil microbial responses. Journal of Hazardous Materialssubmitted. , (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Charakterystyka biow glaulepszanie glebypojemno wymiany kationowejpowierzchnia w a ciwarozk ad wielko ci cz stektest kie kowaniatest unikania d d ownicanaliza zanieczyszczeanaliza proksymicznaanaliza elementarna

Powiązane artykuły