Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Technika chirurgiczna implantacji przeszczepów naczyniowych wykorzystujących inżynierię tkankową, a następnie monitorowanie in vivo

11.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52354

⸱

3 kwietnia 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology & Bio-Physics, State University of New York Buffalo School of Medicine, 2Department of Pediatrics, State University of New York Buffalo School of Medicine, 3Department of Chemical and Biological Engineering, State University of New York Buffalo School of Engineering

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół krok po kroku do międzypozycyjnego umieszczania naczyń TEV (Tissue Engineered Departments) w tętnicy szyjnej owcy za pomocą zespolenia end-to-end i cyfrowej oceny w czasie rzeczywistym in vivo, aż do uśmiercenia zwierzęcia.

Streszczenie

Rozwój naczyń inżynierii tkankowej (TEV) jest zaawansowany dzięki możliwości rutynowego i skutecznego wszczepiania TEV (o średnicy 4-5 mm) do dużego modelu zwierzęcego. Opisano tutaj krok po kroku protokół międzypozycyjnego umieszczania TEV i cyfrowej oceny TEV i natywnych tętnic szyjnych w czasie rzeczywistym. Monitorowanie in vivo jest możliwe dzięki implantacji sond przepływowych, cewników i kryształów ultradźwiękowych (zdolnych do rejestrowania dynamicznych zmian średnicy wszczepionych TEV i natywnych tętnic szyjnych) w czasie operacji. Po wszczepieniu implantu naukowcy mogą obliczyć wzorce przepływu krwi w tętnicach, inwazyjne ciśnienie krwi i średnicę tętnicy, uzyskując parametry, takie jak prędkość fali tętna, wskaźnik augmentacji, ciśnienie tętna i podatność. Akwizycja danych odbywa się za pomocą jednego programu komputerowego do analizy przez cały czas trwania eksperymentu. Takie bezcenne dane zapewniają wgląd w remodeling macierzy TEV, jej podobieństwo do kontroli natywnych/pozorowanych oraz ogólną wydajność TEV in vivo.

Wprowadzenie

Głównym celem rozwoju TEV było zapewnienie substytutu autologicznej wymiany przeszczepów, gdy autologiczne naczynia nie są dostępne, oraz ograniczenie zachorowalności na wzrok dawcy. Na przykład liczba operacji pomostowania aortalno-wieńcowego rocznie przekroczyła 350 000 w USA, a idealnym źródłem odpowiednich przeszczepów pozostaje lewa tętnica sutkowa wewnętrzna, lewa przednia zstępująca tętnica wieńcowa i żyła odpiszczelowa1. Ponieważ wiele osób cierpiących na choroby naczyniowe może nie mieć odpowiednich tętnic i żył do autologicznej wymiany przeszczepu, rozwój TEV stał się intensywnym polem badań od dziesięcioleci1-6. Podczas gdy inżynieria i optymalizacja nowatorskich TEV przeszły wiele postępów, doniesienia na temat technik chirurgicznych stosowanych do wszczepiania samych TEV nie były tematem tak intensywnej dyskusji. Protokoły dotyczące wszczepiania TEV do modeli zwierzęcych są w dużej mierze pozostawione badaczom.

Poniższy manuskrypt pokazuje, jak wszczepić TEV za pomocą kompleksowego podejścia do zespolenia. Procedura ta została zoptymalizowana dzięki zastosowaniu specyficznego wzoru szwów zespoleniowych, techniki szwów stabilizujących, optymalizacji napięcia podłużnego i dodaniu oprzyrządowania do monitorowania in vivo. Ta metoda jest skontrastowana z niektórymi z wielu wariantów, które były wcześniej stosowane. Ponadto procedura ta opisuje, w jaki sposób uzyskać takie parametry, jak ciśnienie tętnicze krwi, średnica/podatność TEV i natężenie przepływu przez TEV po operacji aż do eksplantacji. Ten zbiór danych zapewnia niezbędną analizę TEV w trakcie jego przebudowy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Ten protokół został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania na Uniwersytecie Stanowym Nowego Jorku w Buffalo.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Do następnego badania użyj owiec (krzyżówka Dorset, samica, w wieku około 1-3 lat o wadze 40-60 kg). Podawać cyklosporynę A (200 mg / dobę), aspirynę (975 mg / dobę) i kumardynę (20-30 mg / dobę) doustnie, rozpoczynając 3 dni przed zabiegiem i kontynuując przez czas trwania wszystkich badań.
  2. Upewnij się, że owce pościły 12 godzin przed zabiegiem (normalna pasza = 1,8 kg siana i 0,4 kg ziarna).
  3. Sterylizuj wszystkie materiały chirurgiczne za pomocą autoklawu parowego w temperaturze 121 °C i 15 psi przez 30 minut.
  4. Umieść następujące elementy w eksykatorze paraformaldehydu na 48 godzin przed zabiegiem: sondy dopplerowskie 4 mm, kryształy ultradźwiękowe 1 mm, cewniki tętnicze na stałe, rurki przedłużające i rurki Tygon 42".
    UWAGA: Tabela odpowiedniego sprzętu medycznego potrzebnego do przeprowadzenia operacji i sterylizacji znajduje się w Tabeli 1. Wstępne umieszczenie oprzyrządowania w rurce Tygon na tym etapie pomoże zaoszczędzić czas podczas operacji.
    1. Oznacz każdy koniec sond, cewników i kryształów jako lewy i prawy, jeśli dotyczy.

2. Operacja chirurgiczna

  1. Indukować owce do znieczulenia diazepamem (0,5 mg/kg) i ketaminą (4 mg/kg) dożylnie (IV). Alternatywnie można zastosować Telazol (4 mg/kg) dożylnie.
    1. Wykonaj intubację jamy ustnej i tchawicy za pomocą rurki dotchawiczej z mankietem o średnicy wewnętrznej 8,5-10,0 mm7.
    2. Podać znieczulenie wziewne przez obwód oddychania z respiratorem oddechowym (7-10 ml/kg) lub respiratorem o regulowanym ciśnieniu (15-20 cm H2O). Użyj precyzyjnego waporyzatora, aby podać izofluran lub sewofluran w odpowiedniej ilości (początkowo 3%-4%), aby osiągnąć średni lub głęboki etap znieczulenia chirurgicznego. Minimalne stężenie w pęcherzykach płucnych u owiec wynosi odpowiednio 1,4% lub 1,9%8.
    3. Oceń głębokość znieczulenia, obserwując reakcję motoryczną na bodźce, odruch powiekowy, pozycję oczu i tętno. Monitoruj nasycenie krwi tlenem (95%-100%) za pomocą pulsoksymetrii, stężenie CO2 (45-55 mmHg) w gazach wydechowych za pomocą kapnografii i utrzymuj temperaturę ciała podczas zabiegu (38,5-39,5 °C) za pomocą automatycznie regulowanego koca rozgrzewającego.
  2. Ogol wełnę z całej szyi owcy i nad jedną żyłą głowową, używając ostrza #40 w standardowych maszynkach do strzyżenia. Przygotuj skórę obu miejsc do zabiegu za pomocą 70% alkoholu izopropylowego i 7,5% peelingu betadynowego nasączonej gazą. Zacznij od gazy alkoholowej, aby ułatwić usuwanie sebum ze skóry. Trzykrotnie naprzemiennie z gazy betadynowej i gazy nasączonej alkoholem.
  3. Umieść owce na stole operacyjnym w pozycji grzbietowej na kocu rozgrzewającym. Przełóż średniej wielkości sondę ustno-żołądkową, aby umożliwić bierne wydalenie treści żołądkowej. Wyprostuj szyję owcy i w razie potrzeby użyj amortyzacji wspierającej, aby utrzymać pozycję.
    1. Wykonaj końcowy aseptyczny peeling przy użyciu gazy nasączonej betadyną o stężeniu 7,5% i pozostaw na 5 minut przed zabiegiem.
  4. Podawać płyny dożylne (roztwór Ringera z mleczanami lub 0,9% sól fizjologiczna) w dawce 10 ml/kg/h przez angiocath umieszczony w żyle głowowej. Podawać śródoperacyjnie antybiotyki i środki przeciwbólowe: penicylinę G Prokainę 6 600 j./kg domięśniowo (IM), gentamycynę 1,6 mg/kg domięśniowo i buprenorfinę 0,005-0,01 mg dożylnie lub domięśniowo.
  5. Wykonaj nacięcie ~12 cm wzdłuż nad brzuszną szyją linii środkowej za pomocą elektrokoagulacji. Odizoluj lewą i prawą tętnicę szyjną (~6 cm), usuwając tkankę łączną za pomocą techniki rozwarstwienia. Zwiąż i kauteryzuj mikronaczynia rozgałęziające się od tętnic szyjnych, aby zminimalizować krwawienie.
  6. Utrzymuj sterylność, wykorzystując (niesterylną) pielęgniarkę chirurgiczną do pomocy w zakopywaniu wszystkich przewodów i przewodów (sondy przepływu, ultradźwiękowych drutów kryształowych i rurki cewnika) w podskórnej warstwie skóry. Użyj trokaru, który wychodzi przez chirurgicznie przygotowane nacięcie na grzbietowo-bocznej szyi.
    1. Sięgnij pod sterylną zasłonę i obróć głowę owcy tak, aby można było zobaczyć bok szyi pod zasłoną.
    2. Użyj zakrzywionego hemostatu o długości 8 cm, aby przedrążyć tunel przez przestrzeń podskórną między brzusznym nacięciem szyi w linii środkowej a bokiem szyi. Otwórz i zamknij hemostat, aby tępo wyciąć przestrzeń na rurkę o szerokości ~1,5 cm. Końcówki hemostatu powinny znajdować się w połowie odległości między głową a ramionami, około 10 cm ogonowo do prawego lub lewego ucha. Obróć hemostat tak, aby końcówki były skierowane w stronę powierzchownej skóry.
    3. Sięgnij pod sterylną serwetę i wykonaj 1,5 cm nacięcie przez skórę, nad końcami hemostatu za pomocą sterylnego ostrza #11. Wizualizuj końcówki hemostatu, aby potwierdzić wyraźne wyjście przez skórę.
    4. Przełóż rurkę Tygon zawierającą wszystkie przewody i rurki przez tunel podskórny. Trzymaj druty i rurki nad sterylną zasłoną.
    5. Sięgnij pod zasłonę, aby zdjąć zewnętrzną rurkę Tygon z szyi, odsłaniając wszczepione przewody, gdy opuszczają szyję owcy. Wyciągnij poszczególne linki, aby zminimalizować luzy w przestrzeni podskórnej. Pozostaw wystarczającą odległość, aby prawidłowo przymocować oprzyrządowanie do tętnicy.
  7. Umieść sondy dopplerowskie o średnicy 4 mm na obu tętnicach szyjnych i uzyskaj wstępny odczyt (ryc. 1). Podawać 100 j./kg heparyny dożylnie 30 minut przed zaciśnięciem tętnicy.
  8. Kontynuuj podawanie heparyny w dawce 100 j./kg/godz. do końca operacji. Zacisnąć tętnicę szyjną za pomocą niezgniatających zacisków naczyniowych i wyciąć część (około 4 cm długości). Szybkość przepływu w przeciwległej tętnicy szyjnej wzrośnie o 50%-100%, aby utrzymać przepływ krwi do mózgu.
    UWAGA: Możliwe jest ograniczenie rozciągania podłużnego poprzez odrzut naczynia natywnego poprzez usunięcie krótszych odcinków niż ich wymiana i/lub rozciągnięcie tętnicy natywnej za pomocą zacisków naczyniowych w celu skrócenia odstępu do momentu zakończenia pełnej procedury zespolenia. Pomoże to ograniczyć napięcie na poszczególnych szwach przytrzymujących i wszczepionym przeszczepie.
  9. Zszyj TEV na miejscu za pomocą prostych przerywanych szwów za pomocą dwuramiennego szwu monofilamentowego 7-0 proline ethstop. W razie potrzeby należy zastosować miejscowo środki zwiotczające mięśnie gładkie naczyń krwionośnych, takie jak papaweryna (15 mg/ml) lub nikardypina (1,25 mg/ml) do rodzimego układu krwionośnego, aby zapobiec zwężeniu naczyń krwionośnych, które utrudniałoby szycie zespolenia.
    UWAGA: Zakładanie szwów należy rozpocząć w odstępach około 1 mm. Może się to znacznie różnić w zależności od przypadku. Skład i grubość TEV będą miały wpływ na efektywną odległość między szwami. Wraz ze zmniejszaniem się grubości tkanki natywnej lub TEV może być konieczne umieszczenie szwów bliżej siebie.
    1. Najpierw zakotwicz cztery punkty TEV w tętnicy natywnej, umieszczając dwa przeciwległe szwy zarówno na bliższym, jak i dalszym końcu (ryc. 2-Di). Trzymaj każdą kotwicę nauczoną za pomocą hemostats.
      UWAGA: Opisy bliższego i dystalnego obszaru odnoszą się do kierunku przepływu krwi w całym artykule.
    2. Dodaj 5-6 dodatkowych szwów po powierzchownej stronie zarówno bliższego, jak i dalszego końca, aby rozpocząć zespolenie. (Rysunek 2-PR). Jednocześnie obróć zaciski naczyniowe o 180 stopni.
    3. Przywróć napięcie szwów kotwiących. Dodaj dodatkowe (5 do 6) przerwanych szwów do bliższych i dalszych końców po obróconej stronie TEV.
  10. Gdy TEV zostanie bezpiecznie zszyty na miejscu, obróć go z powrotem do pierwotnej pozycji i zdejmuj zaciski naczyniowe pojedynczo, najpierw dystalnie zaciskając. Często występuje niewielkie krwawienie w miejscach zespolenia. Może to naturalnie ustąpić po kilku minutach od zwolnienia zacisku i ponownego zaciśnięcia lub wymagać założenia dodatkowych szwów. Umieść sondę przepływu Dopplera (ryc. 3-Fl) z powrotem na tętnicy natywnej proksymalnie do przepływu krwi wchodzącej do TEV i monitoruj natężenie przepływu.
    UWAGA: Spodziewaj się, że natężenia przepływu lewej i prawej tętnicy szyjnej zrównoważą się po około 15 minutach. Jeśli natężenie przepływu w tętnicy szyjnej z wszczepionym TEV stale spada, możliwe, że TEV krzepnie. Inne możliwe nieprawidłowości dotyczące przepływu można przypisać zwężeniu natywnych tętnic proksymalnych lub dystalnych do TEV. W takim przypadku można zastosować dodatkowy środek zwiotczający mięśnie gładkie naczyń krwionośnych, a naczynie natywne powinno powrócić do podstawowego tonu po 30-60 minutach od zamknięcia tkanki nad miejscem przeszczepu.
    1. W razie potrzeby wyciąć przeciwległą tętnicę szyjną i zszyć ją z powrotem na miejsce jako kontrolę "pozorowaną". Jest to bardziej istotne klinicznie niż pozostawienie prawej tętnicy szyjnej w spokoju i przymocowanie tylko sondy przepływu, kryształów ultradźwiękowych i cewnika. Jeśli pożądana jest kontrolka pozorna, wykonaj ją przed przejściem do kroku 2.11.
  11. Zszyj kryształy ultradźwiękowe o średnicy 1 mm (ryc. 3-cr1 cr2) po przeciwnych stronach TEV za pomocą proliny 7-0. Przewlecz szew przez ultradźwiękową głowicę kryształu i zszyj tylko do powierzchownej warstwy TEV.
  12. Cewnikować tętnicę za pomocą zmodyfikowanego cewnika 18 G z plisą tkaną teflonową (Rysunek 3-Ca i Rysunek 4A). Umieść cewnik dystalnie do TEV na natywnej tkance tętniczej.
    1. Zszyj plisę do ściany tętnicy za pomocą 5/0 Ethibond, aby zatamować krwawienie. Użyj cykloheksanonu, aby przykleić rurkę z mikrootworem do cewnika, który został przepłukany solą fizjologiczną. Użyj rurki jako linii przedłużającej.
    2. Użyj adaptera Luer Stub 20 G z korkiem wtryskowym Surflo, aby uszczelnić zewnętrzny koniec rurki (Rysunek 4B). Aby utrzymać drożność cewnika, należy uzyskać objętość zalewową linii i przepłukać ją 10 ml soli fizjologicznej, a następnie 5 000 U/ml heparyny sodowej do wstrzykiwań co 2-3 dni.
  13. Zapisz odległość między sondą przepływu a kryształami ultradźwiękowymi, a także odległość między sondą przepływu a cewnikiem. Umożliwi to obliczenie prędkości fali impulsowej w połączeniu z oprogramowaniem. Jeśli takie obliczenia nie są potrzebne, nie należy wszczepiać cewnika.
  14. W razie potrzeby należy uzyskać odczyt śródoperacyjny, aby upewnić się, że cały wszczepiony sprzęt jest sprawny (patrz punkt 3).
  15. Przymocuj wszczepione linie i druty do pobliskich mięśni za pomocą jedwabiu 2/0 i igły stożkowej (ryc. 3).
    1. Umieść drut sondy przepływu naczyniowego równolegle do naczynia, tak aby sonda ogonowa i drut rozciągały się czaszkowo, a następnie wykonały "zwrot w kształcie litery U" w kierunku mięśni bocznych. Przymocuj drut do sąsiednich mięśni, używając jedwabiu 2-0 na stożkowej igle w dwóch miejscach, tak aby drut lub sonda przepływu nie były w stanie wywierać żadnego obciążenia na naczynie. Upewnij się, że szwy są dobrze dopasowane, ale nie napinaj zbyt mocno i nie duś mięśni (ryc. 3).
    2. Zszyj druty kryształowe i linię cewnika tętniczego do mięśni bocznych, pozwalając na ~1,5 cm luzu, podobnie jak w poprzednich krokach w celu zamocowania sondy przepływu (ryc. 3).
    3. Zgrupuj wszystkie przewody i przewody razem i zakotwicz je w mięśniach tuż przed wyjściem przez tunel podskórny, podobnie jak w poprzednich krokach.
  16. Zamknij pole operacyjne szwem Vicryl 2-0 warstwami, używając wzoru szwu biegnącego na twarzy i podskórnego, ściegu materaca biegnącego na skórze (fasada, igła bez cięcia; skóra, igła do cięcia). Zamknij 1,5 cm nacięcie na szyi grzbietowej wokół zewnętrznych drutów i linii za pomocą 2/0 Vicryl i igły tnącej.
  17. Umieść przewody sondy przepływu, przewody cewnika i ultradźwiękowe druty kryształowe w woreczku (10 cm x 10 cm), który jest bezpiecznie przyszyty do skóry owcy (Rysunek 5 - po wyzdrowieniu).
  18. Stopniowo odzwyczajaj owce od znieczulenia, a respirator objętości oddechowej ekstubuj owce, a następnie ekstubuj owce, gdy wznowione zostanie spontaniczne oddychanie. Usuń angiocath wprowadzony do żyły głowowej i zabandażuj w razie potrzeby.
  19. Zabandażuj szyję za pomocą potrójnej maści antybiotykowej na nacięcia, podkładki Tilfa, gazy rozciągliwej i gumki.
  20. Pooperacyjne leki przeciwbólowe należy podawać: megluminę fluniksynę w dawce 2,2 mg/kg domięśniowo raz w okresie rekonwalescencji, następnie 1,1 mg/kg domięśniowo raz dziennie przez dwa dni, buprenorfinę 0,005-0,01 mg dożylnie lub domięśniowo dwa razy dziennie przez jeden dzień.

3. Monitorowanie in vivo

  1. Umieść owce w mobilnym wózku, aby zapewnić odpowiednie unieruchomienie. Dzięki temu owce mogą zachować spokój i świadomość bez narażania sprzętu. Może być konieczne przystosowanie owiec do wózka 2 lub 3 razy przez 30 minut przed uzyskaniem nagrań instrumentacji.
  2. Wyjmij wszystkie przewody i przewody z etui i podłącz do urządzeń monitorujących. Podłącz sondę przepływu do przepływomierza, kryształy ultradźwiękowe 1 mm podłączone do skrzynki TRB-USB, a przewody cewnika do przetworników ciśnienia. Dostępny jest schemat blokowy tej konfiguracji (Rysunek 6).
  3. Kalibracja sond przepływu i przetworników ciśnienia przed akwizycją danych.
    UWAGA: Ze względu na potencjalną zmienność między wersjami oprogramowania i różnice w używanym sprzęcie, kalibracje i ustawienia będą się różnić w zależności od przypadku.
  4. Użyj oscyloskopu, aby dostroić pomiar kryształu Sonometrics, zgodnie z protokołem producenta.
  5. Rejestruj dane za pomocą oprogramowania komputerowego (rysunek 7). Ślady w górnej połowie rysunku 7 w kolorze białym odpowiadają wszczepionemu TEV, podczas gdy ślady w dolnej połowie w kolorze czerwonym odpowiadają Sham/Native. Zarówno w przypadku TEV, jak i Sham natężenie przepływu (ml/min), ciśnienie tętnicze krwi (mm Hg) i średnica (mm) są rejestrowane na żywo.
  6. Nagrywaj przez co najmniej 1 minutę bez zakłóceń. Wyeksportuj te dane, aby uzyskać bardziej szczegółową analizę. Po nagraniu odłącz wszystkie przewody i umieść je z powrotem w woreczku zszytym na szyi owcy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W ramach opisanej w niniejszym raporcie techniki chirurgicznej implantacji TEV (w prasie) 9 poddano zabiegom ponad 30 owiec. Tabelę podsumowującą ostatnie operacje u owiec po optymalizacji protokołu przedstawiono w Tabeli 2. Wszystkie owce wyzdrowiały po implantacji TEV, bez powikłań zagrażających życiu. U niektórych zwierząt zaobserwowano włóknienie w tętnicy rodzimej w pobliżu końcówki wprowadzonego cewnika tętniczego. Nie odnotowano istotnego wzrostu stanu zapalnego związanego z obecnością ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Celem niniejszego raportu jest przedstawienie wiarygodnej i powtarzalnej procedury wszczepiania interesujących TEV do tętnicy szyjnej owcy. Rodzime tętnice szyjne zwierząt użytych w tym modelu miały grubość 0,5-0,75 mm i średnicę zewnętrzną 4,5-5 mm. Opisana tutaj technika chirurgiczna okazała się skuteczna w przypadku wszczepiania TEV o różnej geometrii o grubości 0,25-1 mm, średnicy zewnętrznej 4-5 mm i długości 4 cm, z dużym sukcesem, okazując się skuteczna do 3 miesięcy, czyli zamierzonego punktu końcowego. Zastosowa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie ma żadnych ujawnień do raportowania.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty z National Heart and Lung Institute (R01 HL086582) oraz New York Stem Cell Science Fund (NYSTEM, Contract# C024316) do S.T.A. i D.D.S. Ilustracje użyte w teledysku JoVE zostały wykonane przez Johna Nyquista; Ilustrator medyczny z Uniwersytetu Stanowego Nowego Jorku w Buffalo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Przetwornik ciśnieniaBecton DickinsonP23XL-1Ilość: 1+ (1 dla każdej tętnicy).
Używany z kopułami membranowymi wypełnionymi wodą.
Skrzynka wzmacniacza i przetwornikaklatek kondycjonera sygnałuGould: 1,
W klatce powinny znajdować się dwa przetworniki i wzmacniacze. Chociaż ta konkretna jednostka może zostać wycofana z produkcji, inne dostępne na rynku przetworniki ciśnienia z wyjściem BNC/analogowym będą komunikować się ze sprzętem sonometrycznym.
Konsola T403 z modułem przepływomierza okołonaczyniowego TS420 (x2)Moduł Transonic SystemsT403 i TS420 (x2)Ilość: 1,
Sondy przepływu mierzące przepływ przez każdą z tętnic szyjnych połączą się z każdą z jednostek TS420.
Cyfrowa ultradźwiękowa jednostka pomiarowaSonometriaTR-USBIlość: 1
Precyzyjna sonda przepływu S-Series 4  mmSystemy Transonic Inc.MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GAIlość: 2
1  mm Kryształy SonometriiSystemy Sonometryczne1R-38S-20-NC-SHIlość: 2-4 (2 na każdą tętnicę)
Cewnik do implantacjiBD (Becton Dickinson)  381447Ilość: 1+ (1 dla każdej tętnicy).
Cewnik jest cięty i mocowany do rurki z mikrootworem, do wprowadzenia służy stylette.
Rurki do mikrootworów TygonNorton Performance Plastics(AAQ04127) Formulacja S-54-HLPrzycięte na długość zestawu przedłużającego
Luer Stub AdapterBD (Becton Dickinson)427564 (20 gauge)Ilość: 1+ (1 dla każdego cewnika tętniczego)
Korek iniekcyjnySurflo TerumoSR-IP2Ilość: 1+ (1 dla każdego cewnika tętniczego)
MeadoxPTFE (teflon) Filc19306Przycięte na wymiar.
Filc PTFE używany w naszych badaniach został wycofany z produkcji. Jednak porównywalne przedsiębiorstwa, takie jak " Siatka chirurgiczna" oferować produkty, które są równoważne.
Ilość 5900

Bibliografia

  1. Goldman, S., et al. Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: Results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study. Journal of the American College of Cardiology. 44, 2149-2156 (2004).
  2. Achouh, P., et al. Long-term (5- to 20-year) patency of the radial artery for coronary bypass grafting. The Journal of Thoracic And Cardiovascular Surgery. 140, 73-79 (2010).
  3. Conklin, B. S., Richter, E. R., Kreutziger, K. L., Zhong, D. S., Chen, C. Development and evaluation of a novel decellularized vascular xenograft. Medical Engineering & Physics. 24, 173-183 (2002).
  4. Zhu, C., et al. Development of anti-atherosclerotic tissue-engineered blood vessel by A20-regulated endothelial progenitor cells seeding decellularized vascular matrix. Biomaterials. 29, 2628-2636 (2008).
  5. Quint, C., et al. Decellularized tissue-engineered blood vessel as an arterial conduit. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108, 9214-9219 (2011).
  6. Kaushal, S., et al. Functional small-diameter neovessels created using endothelial progenitor cells expanded ex vivo. Nat Med. 7, 1035-1040 (2001).
  7. Galatos, A. D. Anesthesia and Analgesia in Sheep and Goats. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 27, 47-59 (2011).
  8. Okutomi, T., Whittington, R. A., Stein, D. J., Morishima, H. O. Comparison of the effects of sevoflurane and isoflurane anesthesia on the maternal-fetal unit in sheep. J Anesth. 23, 392-398 (2009).
  9. Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 288, H1451-H1460 (2005).
  10. Niklason, L. E., et al. Functional arteries grown in vitro. Science. 284, 489-493 (1999).
  11. Dahl, S. L. M., et al. Readily Available Tissue-Engineered Vascular Grafts. Science Translational Medicine. 3, 68ra69(2011).
  12. Wu, W., Allen, R. A., Wang, Y. Fast-degrading elastomer enables rapid remodeling of a cell-free synthetic graft into a neoartery. Nature Medicine. 18, 1148-1153 (2012).
  13. Saami, K. Y., Bryan, W. T., Joel, L. B., Shay, S., Randolph, L. G. The fate of an endothelium layer after preconditioning. Journal of vascular surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 51, 174-183 (2010).
  14. Ueberrueck, T., et al. Comparison of the ovine and porcine animal models for biocompatibility testing of vascular prostheses. Journal of Surgical Research. 124, 305-311 (2005).
  15. Labbé, R., Germain, L., Auger, F. A. A completely biological tissue-engineered human blood vessel. The FASEB Journal. 12, 47-56 (1998).
  16. Samaha, F. J., Oliva, A., Buncke, G. M., Buncke, H. J., Siko, P. P. A clinical study of end-to-end versus end-to-side techniques for microvascular anastomosis. Plastic and Reconstructive Surgery. 99, 1109-1111 (1997).
  17. Huang, H., et al. A novel end-to-side anastomosis technique for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation to accommodate size mismatches between vessels. European Surgical Research. 47, 53-62 (2011).
  18. Peng, H., Schlaich, E. M., Row, S., Andreadis, S. T., Swartz, D. D. A Novel Ovine ex vivo Arteriovenous Shunt Model to Test Vascular Implantability. Cells, Tissues, Organs. 195, 108(2011).
  19. Zilla, P., Bezuidenhout, D., Human, P. Prosthetic vascular grafts: Wrong models, wrong questions and no healing. Biomaterials. 28, 5009-5027 (2007).
  20. Berger, K., Sauvage, L. R., Rao, A. M., Wood, S. J. Healing of Arterial Prostheses in Man: Its Incompleteness. Annals of Surgery. 175, 118-127 (1972).
  21. Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. C. Animal models for the assessment of novel vascular conduits. Journal of Vascular Surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 52, 176-195 (2010).
  22. Swartz, D. D., Andreadis, S. T. Animal models for vascular tissue-engineering. Current Opinion in Biotechnology. 24, 916-925 (2013).
  23. Liang, M. -S., Andreadis, S. T. Engineering fibrin-binding TGF-β1 for sustained signaling and contractile function of MSC based vascular constructs. Biomaterials. 32, 8684-8693 (2011).
  24. Han, J., Liu, J. Y., Swartz, D. D., Andreadis, S. T. Molecular and functional effects of organismal ageing on smooth muscle cells derived from bone marrow mesenchymal stem cells. Cardiovascular Research. 87, 147-155 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Implantacja protezy naczyniowejoperacja t tnicy szyjnejcewnik z sond przep ywowkryszta y ultrad wi koweparametry hemodynamiczneprzebudowa naczynaczynia in ynierii tkankowejowczy model t tnicy szyjnej
Technika chirurgiczna implantacji przeszczepów naczyniowych wykorzystujących inżynierię tkankową, a następnie monitorowanie in vivo
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.