Artykuł metodologiczny

Szczurzy model indukowanej fotochemicznie tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego

DOI:

10.3791/52402

⸱

29 listopada 2015

 ,  ,  , 
1Bascom Palmer Eye Institute, University of Miami Miller School of Medicine, 2Departments of Neurology and Biomedical Engineering, University of Miami Miller School of Medicine, 3Shiley Eye Center, University of California, 4Department of Ophthalmology and Vision Science, Fudan University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego protokołu jest fotochemiczne wywołanie niedokrwiennego uszkodzenia tylnego nerwu wzrokowego u szczura. Model ten ma kluczowe znaczenie dla badań nad patofizjologią tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego oraz podejść terapeutycznych dla tej i innych neuropatii nerwu wzrokowego, a także innych chorób niedokrwiennych OUN.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tylna niedokrwienna neuropatia nerwu wzrokowego (PION) jest w praktyce klinicznej chorobą niszczącą wzrok. Jednak jego patogeneza i historia naturalna pozostają słabo poznane. Niedawno opracowaliśmy wiarygodny, powtarzalny model zwierzęcy PION i przetestowaliśmy efekt leczenia niektórych czynników neurotroficznych w tym modelu1. Celem tego filmu jest zademonstrowanie naszego fotochemicznie indukowanego modelu tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego oraz ocena jego skutków z wstecznym znakowaniem komórek zwojowych siatkówki. Po chirurgicznym odsłonięciu tylnego nerwu wzrokowego wstrzykuje się dożylnie barwnik fotouczulający, erytrozynę B, a wiązka lasera jest skupiana na powierzchni nerwu wzrokowego. Oddziaływanie fotochemiczne erytrozyny B i lasera podczas napromieniania uszkadza śródbłonek naczyń krwionośnych, wywołując niedrożność naczyń krwionośnych, w której pośredniczy zakrzepica płytek krwi i obrzęk kompresji. Wynikające z tego uszkodzenie niedokrwienne powoduje stopniowe, ale wyraźne zamieranie komórek zwojowych siatkówki z powodu utraty wejścia aksonalnego - odległy, wywołany urazem i klinicznie istotny wynik. W związku z tym model ten stanowi nowatorską platformę do badania patofizjologicznego przebiegu PION i może być dalej optymalizowany pod kątem testowania podejść terapeutycznych w neuropatiach nerwu wzrokowego, a także innych chorobach niedokrwiennych OUN.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

U pacjentów powyżej 50 roku życia, niedokrwienna neuropatia nerwu wzrokowego (ION) jest najbardziej rozpowszechnionym typem ostrej neuropatii nerwu wzrokowego2. Stan ten może występować jako jeden z dwóch podtypów w zależności od źródła określonego dotkniętego ukrwienia i obrazu klinicznego: przedni (AION) lub tylny (PION)3. Podczas gdy patogeneza i przebieg AION były szeroko badane4-7, PION pozostał słabo poznany ze względu na niską częstość występowania, zmienną prezentację, źle zdefiniowane kryteria diagnostyczne i brak modelu zwierzęcego. Co więcej, nie udowodniono, aby żadne metody leczenia skutecznie zapobiegały lub odwracały utratę wzroku spowodowaną AION lub PION. W związku z tym powtarzalny i wiarygodny model zwierzęcy PION ma ogromną wartość dla badania procesu chorobowego in vivo i testowania nowych schematów terapeutycznych w zakresie neuroprotekcji i regeneracji aksonów.

Fotochemicznie wywołane uszkodzenie niedokrwienne mikrokrążenia, powodujące obrzęk naczyniopochodny i zakrzepicę, skutecznie tworzy regionalne niedokrwienie tkanek8-12. Po wstrzyknięciu do krążenia naczyniowego, światłoczuły barwnik erytrozyna B wytwarza reaktywny singletowy tlen cząsteczkowy po aktywacji przez naświetlanie laserowe naczyń docelowych. Tlen singletowy bezpośrednio peroksyduje śródbłonek naczyń krwionośnych, stymulując przyleganie/agregację płytek krwi i prowadząc do powstawania zakrzepów okluzyjnych. Uszkodzenie niedokrwienne rozprzestrzenia się na sąsiednie obszary i dodatkowo pogarsza się przez ucisk mikronaczyniowy spowodowany obrzękiem naczyniopochodnym. Ogólnym celem tego protokołu jest fotochemiczne wywołanie niedokrwienia w nerwie wzrokowym zagałkowym, aby odzwierciedlić uszkodzenia spowodowane przez PION.

O ile nam wiadomo, jest to pierwszy model uszkodzenia niedokrwiennego w tylnym nerwie wzrokowym1. Ponieważ model ten powoduje niedokrwienie przy jednoczesnym unikaniu urazu fizycznego, procesy fizjologiczne tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego są lepiej naśladowane i badane. Ponadto model ten oferuje nowatorską platformę do badań przesiewowych potencjalnych terapii neuropatii nerwu wzrokowego i innych chorób niedokrwiennych OUN. W tym miejscu opisano szczegółowy protokół cewnikowania żyły udowej, odsłonięcia nerwu wzrokowego, dożylnego wstrzyknięcia Erytrozyny B oraz napromieniania laserowego w szczurzym modelu PION.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Uniwersytety Kalifornijskie w San Diego i Uniwersytety w Miami (IACUC) i przeprowadzone zgodnie z Oświadczeniem ARVO dotyczącym wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wizualnych. Wszystkie odczynniki i narzędzia używane w zabiegach chirurgicznych są sterylne.

1. Znieczulenie i przygotowanie szczura do operacji

  1. Przed zabiegiem szczury są znieczulane dootrzewnowym wstrzyknięciem ketaminy (60 mg/kg) i ksylazyny (8 mg/kg) w zależności od masy ciała. Odpowiednia głębokość znieczulenia powinna być określona na podstawie negatywnej reakcji na bodziec szczypania palca.
  2. Po znieczuleniu pociągnij język do przodu, aby zapobiec uduszeniu i nałóż maść nawilżającą na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas operacji.
  3. Ogol miejsca operowane za pomocą maszynki do strzyżenia włosów i przetrzyj obszar trzykrotnie 10% roztworem detergentu z prowidonem i 70% etanolem.
  4. Ułóż zwierzę na sterylnym polu. Podczas operacji przetrwania stosuje się sterylne rękawiczki i narzędzia chirurgiczne. Ponownie wysterylizuj końcówki narzędzi za pomocą sterylizatora z gorącymi koralikami między zwierzętami.

2. Podejście chirurgiczne

  1. Indukcja PION
    1. Cewnikowanie żyły udowej
      1. Przygotować i oczyścić miejsce operacji. Ogol prawą wewnętrzną stronę uda za pomocą maszynki do strzyżenia włosów i przetrzyj ten obszar trzy razy roztworem detergentu z 10% prowidonem i 70% etanolem.
      2. Przygotuj rurkę. Wytnij rurkę polietylenową o długości 40 cm (PE 10) wysterylizowaną w 70% etanolu. Przepłukać rurkę solą fizjologiczną i podłączyć ją do strzykawki o pojemności 1 ml zawierającej odmierzony roztwór 2% barwnika erytrozyny B (1 μl/mg, co daje dawkę 20 mg/kg masy ciała). Zamontuj strzykawkę w pompie infuzyjnej sterowanej przełącznikiem nożnym, ustawionej na szybkość 600 μl/min.
      3. Za pomocą ostrza nr 15 wykonaj małe poziome nacięcie u podstawy prawego uda. Wytnij i rozprowadź membranę w środku i oczyść obszar sterylnymi wacikami.
      4. Oddziel mięsień kleszczami, aż gałąź żyły udowej będzie widoczna. Osłonka otacza tętnicę, żyłę i nerw. Ściśnij i pociągnij tę osłonę do góry za pomocą kleszczy (kleszcze Dumonta z cienką końcówką) i wytnij małe nacięcie (zwykle wystarcza 2-4 mm) w pobliżu podstawy trójkątnego klina za pomocą nożyczek sprężynowych Vannas. W razie potrzeby rozwiń cięcie.
      5. Oddziel żyłę i tętnicę hakiem mikrochirurgicznym równolegle do kierunku żyły. Uważaj, aby nie uszkodzić delikatnej błony i gałęzi żył. Następnie delikatnie unieś żyłę i oddziel ją od leżącej poniżej tkanki łącznej.
      6. Zaopatrz się w bezigłowy szew nylonowy i umieść go obok żyły udowej. Za pomocą haczyka mikrochirurgicznego podnieś żyłę i przełóż kleszcze z cienką końcówką pod dystalną okolicą. Chwyć jeden koniec szwu i przeciągnij go pod żyłę. Mocno podwiązaj dystalną żyłę. Przełóż drugi szew w podobny sposób pod żyłą bliższą i zrób luźny węzeł.
      7. Wykonaj małe nacięcie w żyle w pobliżu dystalnego podwiązania za pomocą nożyczek sprężynowych Vannas. W razie potrzeby rozszerz otwór za pomocą kleszczyków z cienką końcówką. Przez ranę może przeciekać trochę krwi. Oczyść obszar operacyjny zimnymi, sterylnymi BSS i sterylnymi wacikami bawełnianymi.
      8. Trzymając ścianę żyły na krawędzi cięcia, cewnikować naczynie za pomocą przygotowanej rurki z solą fizjologiczną za pomocą uchwytu na igłę. Zaciśnij węzeł proksymalny wokół żyły i rurki. Następnie zakotwicz rurkę, przywiązując ją do dystalnego szwu.
      9. Sprawdź jakość cewnikowania, naciskając przełącznik nożny, aby wstrzyknąć sól fizjologiczną, <1 ml jest wystarczające. Upewnij się, że rurka jest drożna i nie ma wycieków. Tymczasowo zamknij nacięcie szwami, aby chronić cewnikowanie i tkankę.
    2. Odsłonięcie nerwu wzrokowego
      1. Przygotuj miejsce operacji, przecierając wstępnie ogolony obszar nad lewym okiem trzy razy każdym 10% roztworem detergentu z prowidonem i 70% etanolem.
      2. Wykonaj nacięcie wzdłuż skóry 2-3 mm za okiem za ostrzem nr 15. Ściśnij i unieś tkankę łączną ząbkowanymi kleszczami i wykonaj małe nacięcie nożyczkami sprężynowymi Vannas. To małe nacięcie ma zwykle około 5 mm długości, ale może być dłuższe, aby zapewnić większą ekspozycję dla szkolącego się chirurga. Kontynuuj preparowanie tkanki łącznej wzdłuż górnej krawędzi kości oczodołu, uważając, aby nie uszkodzić naczyń krwionośnych. Oczyść obszar operacyjny bawełnianymi wacikami.
      3. Wypreparuj w dół przez spojówkę, aż widoczny będzie mięsień prosty górny. Uszczypnij i rozetnij mięsień; Mięsień zostanie uwolniony z głębi orbity. Teraz otaczające tkanki mogą być wykorzystane do pomocy w cofaniu i unoszeniu oka w celu ułatwienia wizualizacji.
      4. Cofnij płat skóry i tkanki łącznej na boki i w dół i przytrzymaj w miejscu za pomocą szwu i hemostatu. Spowoduje to obrócenie oka do przodu i na zewnątrz, aby odsłonić osłonkę zawierającą tłuszcz, która otacza nerw wzrokowy.
      5. Ostrożnie włóż parę ostrych kleszczy i rozciągnij się równolegle do nerwu wzrokowego, aby oddzielić tkankę łączną otaczającą osłonkę. Nie dotykaj nerwu wzrokowego ostrymi końcówkami kleszczy.
      6. Nerw wzrokowy i otaczająca go osłonka powinny być teraz widoczne o długości 5 mm. Sieć mikronaczyń na powierzchni osłonki otacza nerw wzrokowy. Będą one celowane podczas naświetlania laserowego.
    3. Dożylne wstrzyknięcie erytrozyny B i naświetlanie laserowe
      1. Podczas obsługi aparatu do naświetlania laserowego należy nosić okulary ochronne w kolorze pomarańczowym, aby chronić się przed zielonym światłem lasera. Włącz laser, otwórz migawkę i w razie potrzeby dostosuj szczytową i średnią moc lasera. Zamknij migawkę.
      2. Umieścić szczura w aparacie do napromieniania laserowego. Aby zapewnić prawidłowe rozmieszczenie wiązki, słaba wiązka celownicza jest wytwarzana przez przestrzenne filtrowanie lasera przez otwór o średnicy 100 μm wywiercony w zamkniętej łopatce migawki. Ponownie naświetl nerw wzrokowy za pomocą kleszczy z cienką końcówką i skieruj wiązkę celowniczą na wewnątrzoczodołowy nerw wzrokowy między 3 mm a 4 mm za głową nerwu wzrokowego.
      3. Wstrzyknąć roztwór 2% erytrozyny B poprzez aktywację pompy infuzyjnej. Może krążyć przez kilka sekund, podczas gdy chirurg dodaje niewielką kroplę BSS, aby zwilżyć powierzchnię nerwu wzrokowego.
      4. Sprawdź położenie wiązki celowniczej, a następnie kliknij przełącznik nożny, aby zainicjować napromieniowanie. Pomarańczowy filtr bezpieczeństwa, który jest dodawany do ścieżki optycznej mikroskopu, zostanie natychmiast uruchomiony, a następnie otworzy się migawka z 1-sekundowym opóźnieniem.
      5. Naświetlać nerw wzrokowy przez 90 sekund mocą szczytową 135 mW i średnią mocą 18 mW wytwarzaną przez rozdrabniacz wiązki obracający się z częstotliwością 250 Hz z cyklem pracy 15% (minimalizuje to efekty termiczne). Żółta fluorescencja, wizualizowana jako jasnopomarańczowa przez filtr bezpieczeństwa, będzie emitowana z górnej powierzchni nerwu wzrokowego i jest wystarczająca, aby wiązka naświetlała nerw symetrycznie.
      6. Po napromieniowaniu pomarańczowy filtr bezpieczeństwa otworzy się automatycznie. W niektórych przypadkach można zaobserwować mikrokrwotok.
      7. Odciąż mięśnie dodatkowe gałki ocznej i przywróć oko do neutralnej pozycji. Zamknij nacięcie przerwanymi szwami. Następnie wyjmij cewnik i mocno zawiąż żyłę udową, aby zapobiec wyciekowi; Zamknij za pomocą przerwanych szwów. Nałóż maść z antybiotykiem na oba nacięcia. Sprawdź dno oka, aby zweryfikować integralność naczyniową centralnej żyły siatkówki i tętnicy.
  2. Wsteczne znakowanie komórek zwojowych siatkówki (RGC). UWAGA: W celu oceny przeżycia RGC, znakowanie wsteczne fluorogoldem (FG) należy zakończyć na tydzień przed PION. Metoda jest szczegółowo opisana w protokole JoVE 81913.
    1. W skrócie: znieczulić zwierzę ketaminą (60 mg/kg) i ksylazyną (8 mg/kg) i ogolić głowę.
    2. Chirurgicznie wyszoruj miejsce nacięcia i wykonaj nacięcie w linii środkowej w poprzek głowy, aby odsłonić czaszkę.
    3. Wywierć obustronne otwory w czaszce (ø 2x2 mm) 0,5 mm zarówno od szwów strzałkowych, jak i poprzecznych.
    4. Ostrożnie odessać zawartość mózgową, która leży na grzbietowej powierzchni wzgórka górnego (SC) za pomocą pompy próżniowej. Następnie umieść mały kawałek pianki żelowej nasączonej 4% FG na powierzchni SC.
    5. Zamknij nacięcie szwami i opiekuj się zwierzęciem, stosując standardową opiekę pooperacyjną.
  3. Opieka pooperacyjna i eutanazja
    1. Po operacji umieść zwierzę w oddzielnej, czystej klatce na wierzchu podgrzewanej poduszki wodnej z recyrkulacją, aż zwierzę wyzdrowieje.
    2. Pooperacyjne leki przeciwbólowe (chlorowodorek buprenorfiny, 0,01 mg/kg) należy podawać dwa razy na dobę przez trzy kolejne dni, aby zminimalizować dyskomfort.
    3. Szczur powinien być trzymany oddzielnie i obserwowany, dopóki nie będzie w stanie utrzymać pozycji leżącej mostka i odzyskać wystarczającą świadomość.
    4. Oznaki powrotu do zdrowia i dobrego stanu zdrowia są monitorowane codziennie przez co najmniej 5 dni po operacji lub do momentu zdjęcia szwów i odpowiedniego zagojenia się miejsca operowanego, w zależności od tego, co nastąpi później.
    5. Poddaj zwierzęta eutanazji przez perfuzję z 4% PFA w naukowo odpowiednich punktach czasowych po operacji, zgodnie z zainteresowaniem śledczym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wynikłe uszkodzenie niedokrwienne wywołane tą techniką powoduje stopniową, ale wyraźną śmierć komórek zwojowych siatkówki po niedokrwiennym uszkodzeniu aksonu. Jest to klinicznie istotny wynik podobny do obserwowanego w chorobie ludzkiej. Znakowanie wsteczne FG służy do ilościowego określenia przeżycia RGC po PION. Ta sama metoda jest stosowana do walidacji udanego stworzenia modelu, a także do oceny efektów różnych schematów terapeutycznych. Rycina 1 przedstawia reprezentatywne obrazy konfokalne komórek...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj szczegółowo opisujemy metodę indukowania PION w modelu szczurzym. Najważniejszą częścią protokołu jest naświetlanie i naświetlanie nerwu wzrokowego – aby odsłonić nerw tak długo, jak to możliwe, unikając uszkodzeń spowodowanych ostrymi kleszczami z cienką końcówką lub rozciąganiem. U szczurów tętnica oczna wchodzi do nerwu wzrokowego ≤1 mm od głowy nerwu wzrokowego. Dlatego naświetlanie nerwu wzrokowego w odległości 3-4 mm od głowy nerwu wzrokowego powinno spowodować niedokrwienie naczyń włosowatych zasilających ne...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jesteśmy wdzięczni Eleut Hernandezowi za hodowlę zwierząt, Gabe'owi Gaidoshowi za ekspertyzę w zakresie mikroskopii, a Khue Tran i Zhenyang Zhao za edycję wideo. Badanie to zostało sfinansowane z grantów National Eye Institute R01-EY022129 dla JLG i grantów P30 EY022589 dla UCSD i EY014801 dla UM; American Heart Association, Fundacja Jamesa i Esther Kingów, fundusz wymiany doktorantów Fudan University Graduate School (nr 2010033) oraz nieograniczony grant od Research to Prevent Blindness, Inc.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Laser Nd:YAG 532 nm LaserglowLRS-532-KM-200-3
Rozdrabniacz wiązkina
Migawka mechaniczna i odpowiedni timer napędu migawkiVincent AssociatesSD-10
25-ogniskowa soczewka sferycznaCVI/Melles-Griot01 LPX 293płaskio-wypukła soczewka BK7 z powłoką antyrefleksyjną HEBBARTM
Erytrozyna B MP Biomedicals190449
FluorogoldFluorochrome, LLC
GelfoamCardinal HealthCAH1203421
Rurki polietylenowe (PE10)BD Intramedic427400
Nr 10 OstrzeMiltex4-110
Kleszcze drobneFST91150-20Dumont #5 nierdzewne kleszcze niemagnetyczne
z zębamiFST11153-10nierdzewne
FST18025-10 Niemcy nierdzewne
Nożyczki sprężynowe VannasFST2-220 JJECK Nierdzewny
Szew poliglaktynowyEthiconJ488G7-0 szew
hemostatF.S.T.12075-12 Niemcy nierdzewne
wykonany zamówienie Niemcy Kleszcze

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wang, Y., Brown, D. P. Jr, Duan, Y., Kong, W., Watson, B. D., Goldberg, J. L. A novel rodent model of posterior ischemic optic neuropathy. JAMA Ophthalmology. 131, 194-204 (2013).
  2. Rucker, J. C., Biousse, V., Newman, N. J. Ischemic optic neuropathies. Curr Opin Neurol. 17, 27-35 (2004).
  3. Hayreh, S. S. Posterior ischaemic optic neuropathy: clinical features, pathogenesis, and management. Eye (Lond). 18, 1188-1206 (2004).
  4. Hayreh, S. S. Inter-Individual Variation in Blood-Supply of the Optic-Nerve Head. Doc Ophthalmol. 59, 217-246 (1985).
  5. Jacobson, D. M., Vierkant, R. A., Belongia, E. A. Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy - A case-control study of potential risk factors. Arch Ophthalmol-Chic. 115, 1403-1407 (1997).
  6. Kosmorsky, G., Straga, J., Knight, C., Dagirmanjian, A., Davis, D. A. The role of transcranial Doppler in nonarteritic ischemic optic neuropathy. Am J Ophthalmol. 126, 288-290 (1998).
  7. Hayreh, S. S., Zimmerman, M. B. Non-arteritic anterior ischemic optic neuropathy: role of systemic corticosteroid therapy. Graefe's archive for clinical and experimental ophthalmology. 246, 1029-1046 (2008).
  8. Prado, R., Dietrich, W. D., Watson, B. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. Photochemically Induced Graded Spinal-Cord Infarction - Behavioral, Electrophysiological, and Morphological Correlates. J Neurosurg. 67, 745-753 (1987).
  9. Dietrich, W. D., Busto, R., Watson, B. D., Scheinberg, P., Ginsberg, M. D. Photochemically induced cerebral infarction. II. Edema and blood-brain barrier disruption. Acta Neuropathologica. 72, 326-334 (1987).
  10. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Annals of Neurology. 17, 497-504 (1985).
  11. Watson, B. D. Animal models of photochemically induced brain ischemia and stroke. Cerebrovascular Disease - Pathophysiology, Diagnosis and Treatment. , 52-73 (1998).
  12. Watson, B. D., Prado, R., Dietrich, W. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. Photochemically induced spinal cord injury in the rat. Brain Research. 367, 296-300 (1986).
  13. Chiu, K., Lau, W. M., Yeung, S. C., Chang, R. C., So, K. F. Retrograde labeling of retinal ganglion cells by application of fluoro-gold on the surface of superior colliculus. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model uszkodzenia fotochemicznegoobumieranie kom rek zwojowych siatk wkina wietlanie laserem Erythrosin Bzakrzepica z okluzj mikro naczyniowkompresja w wyniku obrz ku naczyniowegoods oni cie nerwu wzrokowegokwantyfikacja obrazowania konfokalnegokaniulacja y y udowejoptymalizacja modelu zwierz cego

Powiązane artykuły