Artykuł metodologiczny

Elektrochemicznie i bioelektrochemicznie indukowany odzysk amonu

12.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52405

⸱

22 stycznia 2015

 ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Microbial Ecology and Technology (LabMET), Ghent University, 2Department of Environmental Sciences, Rutgers University

W tym artykule

Podsumowanie

Pokazujemy ekstrakcję amoniaku ze strumienia bogatego w amoniak za pomocą systemu elektrochemicznego i bioelektrochemicznego. Omówiono konfigurację reaktora, jego działanie i analizę danych.

Streszczenie

Strumienie takie jak mocz i obornik mogą zawierać wysoki poziom amonu, który może być odzyskany do ponownego wykorzystania w rolnictwie lub chemii. Ekstrakcję amonu ze strumienia bogatego w amoniak demonstruje się przy użyciu układu elektrochemicznego i bioelektrochemicznego. Oba systemy są sterowane przez potencjostat w celu ustalenia prądu (dla ogniwa elektrochemicznego) lub ustalenia potencjału elektrody roboczej (dla ogniwa bioelektrochemicznego). W ogniwie bioelektrochemicznym bakterie elektroaktywne katalizują reakcję anodową, podczas gdy w ogniwie elektrochemicznym potencjostat przykłada wyższe napięcie do wytworzenia prądu. Obecne i wynikające z niego przywrócenie równowagi ładunku w ogniwie umożliwia transport kationów, takich jak amon, przez błonę kationowymienną z anolitu do katolitu. Wysokie pH katolitu prowadzi do powstawania amoniaku, który może zostać usunięty z pożywki i wychwycony w roztworze kwasu, umożliwiając w ten sposób odzyskanie cennego składnika odżywczego. Przepływ amonu przez membranę jest charakteryzowany przy różnych stężeniach i prądach amonu anolitu zarówno dla systemów reaktorów abiotycznych, jak i biotycznych. Oba systemy porównano w oparciu o prąd i skuteczność usuwania amonu, a także ilość energii potrzebnej do napędzania transferu amonu przez membranę kationowymienną. Na koniec przeprowadzana jest analiza porównawcza uwzględniająca kluczowe aspekty, takie jak niezawodność, koszt elektrody i szybkość.

Ten artykuł wideo i protokół dostarczają niezbędnych informacji do przeprowadzenia elektrochemicznych i bioelektrochemicznych eksperymentów z odzyskiwaniem amoniaku. Wyjaśniono konfigurację reaktora w obu przypadkach, a także działanie reaktora. Omawiamy analizę danych zarówno dla typów reaktorów, jak i zalety i wady systemów bioelektrochemicznych i elektrochemicznych.

Wprowadzenie

Odzyskiwanie cennych produktów ze ścieków zyskuje na znaczeniu, ponieważ cenne zasoby stają się rzadkie, a oczyszczanie bez odzysku stanowi tylko koszt. Ścieki zawierają zarówno energię, jak i składniki odżywcze, które można odzyskać, a odzyskiwanie składników odżywczych może pomóc w zamknięciu pętli produkcyjnej1. Odzyskiwanie energii poprzez fermentację beztlenową jest dobrze znanym procesem, podczas gdy odzyskiwanie składników odżywczych jest mniej powszechne. Odzyskiwanie składników odżywczych ze strumieni odpadów płynnych, takich jak mocz i obornik, zostało szeroko zbadane, np. poprzez produkcję struwitu i bezpośrednie usuwanie amoniaku2,3. Jednak wadą tych procesów jest potrzeba dodawania chemicznego4. W tym miejscu przedstawiamy technikę odzyskiwania kationowych składników pokarmowych ze strumieni odpadów, w tym zarówno potasu, jak i amonu. Kationowa forma tych składników odżywczych umożliwia odzysk za pomocą membrany jonoselektywnej w układzie elektrochemicznym. W tym przypadku układ elektrochemiczny składa się z komory anodowej (w której zachodzi utlenianie), komory katodowej (w której zachodzi redukcja) i membrany jonoselektywnej do oddzielania przedziałów. Napięcie jest przyłożone do ogniwa w celu wytworzenia przepływu prądu z anody do katody. Napięcie to może być generowane przez zewnętrzne źródło zasilania w celu napędzania reakcji utleniania i redukcji wody. Alternatywnie, anodowe utlenianie, np. substancji organicznych, może być katalizowane przez bakterie elektroaktywne, wymagające mniejszej mocy. Aby zamknąć obwód i utrzymać równowagę ładunku, naładowany gatunek musi migrować między elektrodami dla każdego wygenerowanego elektronu. Transport amonu z komory anodowej do komory katodowej przez membranę kationowymienną (CEM) może zatem kompensować strumień elektronów 4,5.

Przedstawiona tutaj technika nie tylko usuwa amon ze strumieni odpadów, ale także umożliwia jego odzysk. Całkowity azot amonowy (TAN) występuje w równowadze zarówno amonu (NH4+), jak i amoniaku (NH3) i jest zależny od pH i temperatury6. NH4+ jest obficie dostępny ze względu na wysokie stężenie TAN i prawie neutralne pH w komorze anodowej, a zatem ten dodatnio naładowany materiał może być kierowany przez prąd przez CEM do komory katody. Prąd napędza redukcję wody na katodzie, co prowadzi do produkcji jonów wodorotlenkowych i wodoru gazowego. Równowaga TAN przesuwa się do prawie 100% NH3 ze względu na wysokie pH w komorze katodowej (> 10,0). NH3 jest gazem, który może być łatwo przenoszony poprzez cyrkulację powietrza z jednostki strippingowej do kolumny absorpcyjnej, gdzie jest uwięziony i zagęszczony w roztworze kwasu.

Ta technologia ma potencjał do zmniejszenia toksyczności amonu podczas beztlenowej fermentacji strumieni bogatych w N, takich jak obornik, zwiększając w ten sposób odzysk energii z tych strumieni odpadów, jednocześnie odzyskując składniki odżywcze4. Elektrochemiczna i bioelektrochemiczna ekstrakcja amonu może być również stosowana jako technika odzyskiwania składników odżywczych w strumieniach odpadów o wysokiej zawartości tan, takich jak mocz, co pozwala uniknąć kosztów usuwania składników odżywczych w oczyszczalni ścieków7.

Przedstawiony tutaj protokół może służyć jako podstawa dla wielu różnych eksperymentów elektrochemicznych i bioelektrochemicznych, ponieważ używamy reaktora modułowego. Można łączyć różne typy elektrod, membrany i grubości ram, jak wyjaśniono w poniższym protokole. Głównym celem protokołu jest zapewnienie środków do porównania elektrochemicznego odzysku amonu i bioelektrochemicznego odzysku amonu przy użyciu ogniwa elektrolitycznego. Systemy są oceniane pod kątem wydajności ekstrakcji, poboru mocy i odtwarzalności.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Montaż reaktora oraz podłączenie jednostek strippingu i absorpcji

  1. Zgromadź wszystkie materiały niezbędne do budowy reaktora: elektrody, ramy i uszczelki gumowe (zobacz Listę Materiałów). Wszystkie części należy precyzyjnie dociąć do tych samych wymiarów, aby uniknąć wycieków podczas montażu reaktora.
  2. Wywierć otwory w komorach reaktora, aby dopasować złącze typu męskiego-męskiego. Wywierć jeden dodatkowy otwór na środku bocznej ścianki jednej z komór reaktora, aby zamocować elektrodę odniesienia.
  3. Przygotuj roztwór stokowy 1 M H2SO4 do kolumny absorpcyjnej. W razie potrzeby zwiększ to stężenie, aby dostosować je do większego obciążenia amoniakiem.
  4. Upewnij się, że membrana została poddana wstępnej obróbce zgodnie z instrukcjami producenta. Wstępnie potraktuj elektrodę z filcu węglowego, namaczając ją w 2 mM CTAB (detergentu) przez 3 min. Przepłucz filc węglowy wodą zdemineralizowaną8. Stabilny anod do eksperymentów elektrochemicznych nie wymaga wstępnej obróbki.
  5. Ułóż poszczególne części reaktora w kolejności zgodnie z typem reaktora. W przypadku bioreaktora: płyta końcowa z pleksiglasu, guma, kolektor prądu ze stali nierdzewnej, wstępnie potraktowany filc grafitowy, komora reaktora z pleksiglasu, guma, membrana kationowymienna, guma, materiał dystansowy, elektroda z siatki ze stali nierdzewnej, guma, komora reaktora z pleksiglasu, guma, płyta końcowa z pleksiglasu.
  6. Ułóż części reaktora dla ogniwa elektrochemicznego w następujący sposób: płyta końcowa z pleksiglasu, guma, anod IrOx przechodzący przez płytę końcową, komora reaktora z pleksiglasu, guma, dystans, guma, membrana kationowymienna, guma, materiał dystansowy, elektroda z siatki ze stali nierdzewnej, guma, komora reaktora z pleksiglasu, guma, płyta końcowa z pleksiglasu.
  7. Użyj taśmy teflonowej do uszczelnienia portów przyłączeniowych reaktora. Umieść elektrodę odniesienia w tej samej komorze co elektroda robocza: anod w przypadku ogniwa bioelektrochemicznego oraz katodę lub anod w przypadku ogniwa elektrochemicznego.
  8. Zamknij reaktor za pomocą nakrętek i śrub. Dokręcaj śruby po przeciwnych stronach, aby wyrównać nacisk. Nie używaj narzędzi do zamykania reaktora, ponieważ dokręcenie palcami jest wystarczające, aby zapewnić całkowite uszczelnienie reaktora.
  9. Napełnij reaktor wodą, aby sprawdzić, czy jest szczelny. Jeśli pojawią się wycieki, sprawdź, czy śruby są odpowiednio dokręcone lub czy któraś z części reaktora nie przesunęła się podczas montażu. Jeśli nie wykryto wycieków, wylej wodę z reaktora.
  10. Wprowadź pierścienie Raschiga do kolumny strippingowej i absorpcyjnej, tak aby wypełnić kolumny do połowy.
  11. Kalibruj natężenie przepływu wszystkich pomp. Podłącz pompy zasilającą i recyrkulacyjną do reaktora oraz pompę powietrzną do jednostek strippingowych i absorpcyjnych (Rysunek 1). Zminimalizuj długość przewodów w możliwie największym stopniu.
  12. Napełnij kolumnę absorpcyjną 250 ml 1 M H2SO4, tak aby roztwór przykrył pierścienie Raschiga. Upewnij się, że strumień powietrza dobrze miesza kwas po włączeniu pompy. Zwiększ lub zmniejsz objętość kwasu w zależności od konstrukcji kolumny strippingowej i wydajności pompy powietrznej.

Schemat układu elektrolizy; potencjostat, kolumny strippingowe i absorpcyjne do recyrkulacji gazu.
Rycina 1. Konfiguracja reaktora dla bioelektrochemicznego układu umożliwiającego ekstrakcję amonu. Przedstawiony tutaj układ pracuje w trybie ciągłym. Linie ciągłe reprezentują przepływ cieczy, a linie przerywane przepływ gazu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat ogniwa elektrochemicznego z potencjostatem, kolumnami strippingowymi i absorpcyjnymi do separacji gazów.
Rycina 2. Układ reaktora dla bioelektrochemicznego systemu umożliwiającego ekstrakcję amonu. Przedstawiony tutaj system pracuje w trybie ciągłym. Linie ciągłe reprezentują przepływ cieczy, linie przerywane reprezentują przepływ gazu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat zagnieżdżonych kwadratów przedstawiający wymiary geometryczne, porównujący trzy kwadraty wewnątrz większego kwadratu.
Rysunek 3. Projekt ram reaktora z Perspexu.Każdy reaktor składa się z dwóch płyt końcowych i 2 przedziałów reaktora. Wszystkie części mają grubość 2 cm. Szczegóły dotyczące rozmiarów pozostałych materiałów znajdują się w Liście Materiałów. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

2. Ekstrakcja napędzana bioanodą

  1. Przygotowanie pożywek.
    1. Przygotować anolit do bioreaktora zgodnie z opisem w Tabeli 19. Zwiększyć stężenie amonu w pożywce, aby zasymulować strumień odpadów bogaty w azot.
    2. W celu przechowywania pożywki przed użyciem, należy ją autoklawować, aby zapobiec wyczerpaniu źródła węgla w wyniku kontaminacji. Przygotować witaminy i mikroelementy zgodnie z Tabelą 1 i dodać je po autoklawowaniu i schłodzeniu pożywki.
    3. Odgazować pożywkę poprzez przedmuchiwanie azotem przez co najmniej 30 min w celu usunięcia tlenu. W tym celu należy wprowadzić rurkę lub igłę do pożywki i włączyć strumień gazowego azotu.
    4. Przygotować roztwór przewodzący jako katolit. W tym przypadku należy użyć 0.1 M NaCl, aby umożliwić produkcję substancji żrących.
KomponentIlość
Na2HPO46 g/L
KH2PO43 g/L
NaCl0,5 g/L
NH4Cl0,5 g/L
MgSO₄4·7H2O0,1 g/L
CaCl₂2·2H2roztwór O (14,6 g/L)1 ml
Octan sodu2 g/L (do rozruchu)
Pierwiastki śladowe1 ml
Roztwór witamin1 ml
Pierwiastki śladowe (1 000x)g/LWitaminy (1000x)g/L
CoCl20.1biotyna0.004
Na2MoO4.2H2O0.01kwas foliowy0.004
H3BO30.01hydrochlorowodoreksyny0.02
Mg2Cl2.6H2O3ryboflawina0.01
ZnCl220.1hydrochlorowodorek tiaminy0.01
CaCl22.2H2O0.1kwas nikotynowy0.01
NaCl1DL-pantotenian wapnia0.01
kwas nitrilotrioctowy1.5Wit. B120.0002
AlCl33.6H2O0.01pkwas aminobenzoesowy0.01
CuCl20.01kwas lipoowy (tioktowy)0.01
FeCl20.1myo-inozytol0.01
MnCl22.2H2O0.5chlorek choliny0.01
Dostosować pH do wartości 6,5 przy użyciu KOHniacynamid0.01
hydrochlorowodorek pyridoksalu0.01
askorbinian sodu0.01

Tabela 1. Skład anolitu dla ekstrakcji amonu napędzanej bioanodą.

  1. Inokulacja bioreaktora
    UWAGA: Praca w warunkach sterylnych nie jest konieczna dla tego bioreaktora, ponieważ zastosowano szczepionkę z kultury mieszanej, a warunki w reaktorze wyselekcjonują specyficzne organizmy elektroaktywne.
    1. Przygotować szczepionkę. W przypadku tego bioreaktora przygotować 30 ml mieszaniny ścieków z aktywnych bioreaktorów beztlenowych, w tym z fermentora, bioanody, komory fermentacyjnej beztlenowej i/lub surowych ścieków. Zebrać mieszaninę do strzykawki.
    2. Podłączyć worek z gazem wypełniony N2 do butelki z anolitem, aby utrzymać stabilne ciśnienie i zapobiec dostawaniu się tlenu. Wymieszać źródło szczepionki z objętością anolitu (w tym przypadku 100 ml anolitu na 30 ml źródła szczepionki), wlewając zawartość strzykawki ze szczepionką do butelki z medium. Należy upewnić się, że uzyskano objętość niezbędną do wypełnienia komory anodowej.
    3. Za pomocą strzykawki jednocześnie wypełnić komorę anodową i katodową odpowiednimi roztworami. Podłączyć worek z gazem wypełniony N2 do butelki z anolitem, aby roztwór anolitu mógł być pobierany przez port próbkowania bez wprowadzania tlenu. Zamykać port próbkowania korkiem pomiędzy transferami.
      UWAGA: Ten krok należy wykonać wspólnie z drugą osobą, aby zapewnić jednoczesne wypełnienie obu komór reaktora.
    4. Po wypełnieniu obu komór reaktora włączyć pompę recyrkulacyjną przy szybkości recyrkulacji wynoszącej około 6 L/hr.
    5. Podłączyć kabel potencjostatu do trzech elektrod, wykorzystując anodę jako elektrodę pracującą. Umieścić elektrodę odniesienia w komorze anodowej.
    6. Włączyć potencjostat w trybie chronoamperometrii za pomocą oprogramowania potencjostatu. Wybrać stały potencjał anody wynoszący -200 mV względem Ag/AgCl.
  2. Prowadzenie reaktora w trybie ciągłym do ekstrakcji amonu
    UWAGA: W miarę rozwoju biofilmu prąd będzie generowany wraz ze zużyciem octanu. W konsekwencji wyczerpania octanu natężenie prądu spadnie (patrz sekcja Wyniki, Rysunek 3).
    1. Aby przejść na zasilanie ciągłe, włączyć pompy zasilające dla anody i katody. Prędkość pompy określi hydrauliczny czas zatrzymania (HRT). W tym przypadku prowadzić reaktor przy HRT wynoszącym 6 hr.
    2. Włączyć pompę powietrzną jednostki odgazowywania i absorpcji. Recyrkulować powietrze w obiegu zamkniętym lub cyrkulować w obiegu otwartym, korzystając z powietrza otoczenia. Konfiguracja przepływu powietrza może wpływać na wydajność absorpcji.
    3. Odświeżać medium trzy razy w tygodniu. Przygotować świeży anolit i katolit zgodnie z opisem w krokach 2.1.1-2.1.4.
    4. Po wykonaniu tych kroków podłączyć worek z gazem wypełniony N2 do zamkniętej butelki z zasilaniem, zatrzymać pompę zasilającą, założyć zacisk na linii dopływowej, zamienić starą butelkę na nową, a na koniec zdjąć zaciski i ponownie uruchomić pompę.
    5. Przy każdym odświeżaniu zasilania pobrać 5 ml próbek ciekłych dopływu i odpływu anolitu oraz katolitu w celu pomiaru przewodności, pH, zawartości octanu i stężenia amonu.
    6. Podczas wymiany zasilania pobrać również 3 ml próbki z kolumny absorpcyjnej w celu monitorowania pH oraz analizy TAN. Gdy pH zbliży się do 4, zastąpić absorbent świeżym 1 M roztworem kwasu siarkowego, aby zapewnić wysoką wydajność absorpcji.
    7. Ponieważ natężenie prądu najpierw wzrośnie, a następnie osiągnie plateau, mierzyć zawartość octanu w dopływie i odpływie anolitu, aby upewnić się, że nie jest to spowodowane ograniczeniem dostępności węgla: stężenia octanu w odpływie anolitu poniżej 100 mg/L wskazują na ograniczenie węgla. W takim przypadku zwiększyć stężenie octanu w zasilaniu (Tabela 2).
    8. Jeśli stabilizacja prądu nie jest spowodowana ograniczeniami octanowymi, stopniowo zwiększać stężenie amonu w zasilaniu i czekać na stabilizację prądu, aby ocenić wydajność ekstrakcji (Tabela 3).
      UWAGA: Wraz ze wzrostem stężenia amonu, toksyczność amoniaku i wysoka przewodność będą obciążać biofilm, co w konsekwencji doprowadzi do spadku natężenia prądu.
CzasIlość octanu sodu dodana do pożywki anodowej (g/L)
Dzień 0 – Dzień 352
Dzień 35 – Dzień 373
Dzień 37 – Dzień 514
Dzień 51 – Dzień 615

Tabela 2. Stężenie octanu sodu w anolicie podczas ekstrakcji amonu napędzanej bioanodą.

CzasIlość NH4HCO3 dodane do zasilania anody (g/L)Faza
Dzień 0 – Dzień 162.26I
Dzień 16 – Dzień 264.5II
Dzień 26 – dzień 339III
Dzień 33 – dzień 4014.1IV
Dzień 40 – Dzień 4720V
Dzień 47 – Dzień 5425.4VI
Dzień 54 – Dzień 6331VII

Tabela 3. Stężenie amonu w anolicie podczas bioanodowej ekstrakcji amonu. Fazy są wskazane na wykresie gęstości prądu (Rysunek 2).

3. Ekstrakcja elektrochemiczna

  1. Przygotowanie pożywek
    1. Przygotować syntetyczny strumień ścieków jako anolyt zgodnie z Tabelą 44. Dodać siarczan amonu, aby uzyskać końcowe stężenie 1, 3 lub 5 g N/L.
    2. Przygotować 0,1 M roztwór NaCl jako katolyt.
KomponentIlość
Na2HPO4.2H2O1,03 g/L
KH2PO40,58 g/L
MgSO₄4·7H2O0,1 g/L
CaCl22.2H2O0,02 g/L
(NH4)2SO4w zależności od eksperymentu, aby uzyskać końcowe stężenie 1/3/5 g N/L

Tabela 4. Skład anolitu do elektrochemicznej ekstrakcji amonu4.

  1. Prowadzenie reaktora ciągłego do ekstrakcji amonu
    1. Włącz pompę zasilającą, aby napełnić komory reaktora. Aby przyspieszyć ten proces, tymczasowo zwiększ wydajność pompy.
    2. Po napełnieniu reaktora zmniejsz prędkość pompy, aby uzyskać HRT wynoszący 6 hr. Włącz pompę recyrkulacyjną z wydajnością 6 L/hr. Pobierz próbkę dopływu (5 ml).
      UWAGA: Okresowo mierz natężenie przepływu w trakcie całego eksperymentu, aby upewnić się, że nie ulega ono zmianie.
    3. Uruchom jednostkę strippingu i absorpcji. Obsługa tej jednostki jest taka sama jak w przypadku bioreaktora.
    4. Włącz potencjostat w trybie chronopotencjometrii za pomocą oprogramowania potencjostatu. Najpierw zastosuj niską gęstość prądu wynoszącą około 0.5 A/m², aby spolaryzować membranę i określić strumień azotu wynikający z samej dyfuzji.
    5. Po polaryzacji układu przez 24 hr zastosuj gęstość prądu niezbędną do przeprowadzenia eksperymentu. Przetestuj różne gęstości prądu, zazwyczaj w zakresie od 10 A/m² do 50 A/m². Pobierz próbki odcieków z anody i katody oraz z kolumny absorpcyjnej przed zwiększeniem gęstości prądu.
      UWAGA: Po 3 cyklach HRT reaktor powinien zbliżyć się do stanu stacjonarnego.
    6. Gdy reaktor osiągnie stan stacjonarny, pobierz co najmniej 3 próbki w określonym odstępie czasu. Pobierz próbki z odcieków anody i katody oraz z kolumny absorpcyjnej (po 5 ml każda). Zapisz objętość próbki, datę i godzinę.
    7. W zależności od stabilności dopływu do anody, w razie potrzeby pobierz nową próbkę dopływu anody. Jest to konieczne w przypadku użycia rzeczywistych ścieków.
    8. Zmień warunki testowe, takie jak zastosowana gęstość prądu i stężenie TAN. Po każdej zmianie pozwól reaktorowi ustabilizować się przez co najmniej 3 HRT przed pobraniem próbek.
    9. Gdy pH w kolumnie absorpcyjnej zbliży się do 4, wymień absorbent na świeży 1 M roztwór kwasu siarkowego.

4. Analiza próbek

  1. Pomiar pH i przewodności próbek należy przeprowadzić w tym samym dniu, w którym pobrano próbki, aby ograniczyć błędy wynikające z utraty lotnego amoniaku. pH i przewodność należy mierzyć za pomocą odpowiednio skalibrowanych sond pH i przewodności.
  2. Jeśli pomiary nie są wykonywane natychmiast, próbki do analizy TAN (z obu reaktorów) oraz analizy kwasów tłuszczowych (z bioreaktora) należy przechowywać w temperaturze 4 °C. Próbki dopływu i odpływu z anody bioreaktora należy przefiltrować przez filtry 0,45 μm w celu usunięcia biomasy i lepszego zachowania kwasów tłuszczowych. Wszystkie probówki z próbkami należy napełnić aż po brzeg, aby zminimalizować utratę NH3.
  3. Zawartość azotu jako TAN należy oznaczyć standardową metodą destylacji parowej lub każdą inną wiarygodną metodą pomiaru TAN10.
  4. Kwasy tłuszczowe jako octan należy oznaczyć każdą wiarygodną metodą, taką jak chromatografia jonowa lub chromatografia gazowa11.

5. Analiza danych i obliczenia

  1. Wyeksportuj plik z danymi z potencjostatu z oprogramowania i zaimportuj go do programu arkusza kalkulacyjnego. Oblicz średnie wartości w ciągu godziny dla zmiennych elektrochemicznych, aby zmniejszyć liczbę punktów danych i wygładzić krzywe podczas ich wykreślania.
  2. Zbierz wszystkie zmierzone dane (pH, amon, VFA) w jednym pliku danych do obliczeń. Obliczenia są omówione w sekcji wyników.
  3. Oblicz prąd generowany przez bioreaktor. Najlepiej przedstawić go jako gęstość prądu, którą oblicza się w następujący sposób (Równanie 1,12):
    Równanie równowagi statycznej Σj(A/m²)=I(A)/A(m²), wzór w badaniach z zakresu fizyki.     Równanie 1
    gdzie j to gęstość prądu, I to prąd bezwzględny, a A to rzutowana powierzchnia elektrody. W niektórych programach możliwe jest automatyczne obliczenie tej wartości poprzez wprowadzenie powierzchni anody przed rozpoczęciem eksperymentu.
  4. Oblicz parametry związane z ekstrakcją amonu
    1. Oblicz strumień azotu. Znormalizuj strumień azotu (g N/m²/d) do powierzchni membrany, a następnie wyraź go jako gęstość prądu (IN). Użyj tej wartości do obliczenia CE (Równania 2, 3 i 4):
      Równanie transportu przez membranę JN=(CAn,in−CAn,out)×Q/A; wzór na obliczanie szybkości dyfuzji.     Równanie 2
      gdzie CAn,in (g N/L) i CAn,out (g N/L) to odpowiednio zmierzone stężenia amonu wlotowego i wylotowego z komory anody. Q (L/d) to natężenie przepływu w anodzie, a A (m2) to powierzchnia membrany (równa rzutowanej powierzchni anody i katody).
    2. Przedstaw strumień azotu jako gęstość prądu (IN, A/m²):
      Równanie transportu jonów amonu; wzór chemiczny; zastosowanie edukacyjne; obliczenia naukowe     Równanie 3
      gdzie zNH4+ (-) to ładunek NH4+, F to stała Faradaya (96,485 C/mol), a M to masa molowa azotu (14 g/mol).
    3. Oblicz sprawność prądową (CE, %) jako:
      Wzór na obliczanie CE, równanie sprawności, przedstawione jako prosty schemat wyrażenia matematycznego.     Równanie 4
      gdzie IApplied (A/m²) to przyłożona (elektrochemiczna ekstrakcja) lub zmierzona (bioelektrochemiczna ekstrakcja) gęstość prądu.
    4. Oblicz teoretyczny strumień azotu. Oblicz maksymalny teoretyczny strumień azotu (JN,Max, g N/m²/d) dla danej przyłożonej gęstości prądu i powierzchni membrany (Równanie 5) jako:
      Równanie obliczania strumienia jonów pokazujące maksymalny strumień azotu we wzorze procesu statycznego.     Równanie 5
    5. Oblicz efektywność usuwania azotu (RE, %). Procent amonu usuniętego z anolitu określ jako efektywność usuwania. Oblicz ją na podstawie stężeń TAN w dopływie i odpływie z anody (Równanie 6).
      Równanie efektywności odzysku RE, wzór na analizę stężeń w procesach chemicznych.     Równanie 6
    6. Oblicz maksymalną teoretyczną efektywność usuwania azotu (REmax, %) dla danego ładunku TAN na wlocie i przyłożonego prądu (Równanie 7):
      Wzór na maksymalne RE, analiza chemiczna, równanie obliczania sprawności, zastosowanie w badaniach akademickich.     Równanie 7
      gdzie JN,applied (g N m−2 d−1) to przyłożona gęstość prądu wyrażona jako strumień azotu.
  5. Oblicz stosunek gazu do cieczy zgodnie z (Równaniem 8):
    Wzór na stosunek przepływu gazu do cieczy, (G/L) = natężenie przepływu gazu/natężenie przepływu cieczy, równanie do analizy dynamiki płynów.      Równanie 8
  6. Oblicz maksymalną pojemność kolumny absorpcyjnej. Oblicz maksymalny teoretyczny ładunek N dla kolumny absorpcyjnej na podstawie maksymalnego teoretycznego strumienia azotu JNmax, stężenia TAN w dopływie (mol/L), czasu pracy t, powierzchni membrany A oraz objętości absorbentu V (Równanie 9):
    Równanie stężenia kwasu; wzór H₂SO₄ ze zmiennymi Jnmax, TAN, V do analizy wolumetrycznej.     Równanie 9
  7. Oblicz sprawność strippingu SE (%) (Równanie 10):
    Wzór na sprawność ekstrakcji rozpuszczalnikiem; SE=(CAN,in-CAN,out-CCAT,out)/CAN,in x100; analiza chemiczna.     Równanie 10
  8. Oblicz nakład energii na ekstrakcję amonu przez membranę wymiany kationowej (EN, wyrażoną w kWh/kg N) (Równanie 11):
    Równanie konwersji energii elektrochemicznej, E<sub>N</sub>, reprezentujące szacowanie sprawności energetycznej.     Równanie 11
    Przy czym ΔV to zmierzona różnica potencjałów między anodą a katodą. W przypadku bioreaktora ΔV obliczano jako średnią dla okresu pobierania próbek, natomiast dla reaktora elektrochemicznego przyjmuje się średnią z całego przebiegu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wyniki chronoamperometrii z bioreaktora

Wyniki chronoamperometrii, obliczone zgodnie z równaniem 1, przedstawiają typowy wykres dla reaktora przepływowego (Rycina 4). Na początku eksperymentu anoda i katoda pracowały w trybie recyrkulacji. Pozwoliło to na rozwinięcie się biofilmu i rozpoczęcie generowania prądu. Po 5 dniach pracy gęstość prądu osiągnęła maksimum, po czym nastąpił spadek produkcji prądu. Świadczy to o braku źródła węgla/elektronów ( np.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejszy manuskrypt dostarcza narzędzi niezbędnych do stworzenia bioelektrochemicznego i elektrochemicznego ogniwa do odzyskiwania amonu. Obliczenia przedstawione w sekcji wyników dostarczają parametrów do oceny wydajności systemu. Systemy biologiczne i elektrochemiczne są podobne pod względem konfiguracji i funkcji. Główną różnicą między tymi dwoma systemami jest wybór stałego prądu dla ogniwa elektrochemicznego w porównaniu ze stałym potencjałem anodowym dla układu bioelektrochemicznego. Stały prąd dla układu abiotycz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez grant BOF dla SG z Uniwersytetu w Gandawie. AL jest wspierany przez Rutgers University NSF Fuels-IGERT. SA jest wspierany przez projekt "ProEthanol 2G" w ramach Programu Ramowego Unii Europejskiej 7. SA i KR są wspierane przez Multidyscyplinarne Partnerstwo Badawcze (MRP) Uniwersytetu w Gandawie – Biotechnologia dla zrównoważonej gospodarki (01 MRA 510W). JD jest wspierany przez grant IOF Advanced (F2012/IOF-Advanced/094). KR jest wspierany przez ERC Starter Grant "Electrotalk". Autorzy dziękują Timowi Lacoere'owi za zaprojektowanie figury artystycznej TOC, Robinowi Declerckowi za zbudowanie kolumn paskowych i absorpcyjnych oraz Kun Guo za dostarczenie źródła inokulum.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Filc węglowy o grubości 3,18 mmAlfa AesarALFA43199Używany jako bioanoda, 110  mm x 110  mm
Elektroda Ti pokryta Ir MMO Magneto Special Anode (Holandia)Używane jako stabilna anoda do badań elektrochemicznych
Siatka ze stali nierdzewnejSolana (Belgia)RVS 554/64: materiał AISI 316L, szerokość oczek: 564 mikron, grubość drutu: 140 mikron, liczba oczek: 36,6Używana jako katoda, 110  mm x 110  mm
Płyta ze stali nierdzewnejSolana (Belgia)inox 304 arkusz, grubość: 0,5 mmUżywany jako odbierak prądu dla bioanody
Ag/AgCl Elektroda referencyjnaBio-Logic (Francja)A-012167 RE-1B
Potencjostat (VSP Multipotencjostat) Bio-Logic (Francja)
EC LabBio-Logic (Francja)oprogramowanie do wykonywania pomiarów elektrochemicznych
Membrany membranowe kationowymienneInternational (USA)Ultrex CMI-7000Wstępnie obrobione zgodnie z instrukcjami producenta
Siatka promotora turbulencjiElectroCell Europe A/S (Tarm, Dania)EPC20432-PP-2materiał dystansowy, 110 mm x 110 mm
ZłączaSerto1,281,161,120Możliwe inne rozmiary, w zależności od typu rurki i rozmiaru otworów w ramkach
Taśma i kolumnaWłasny projekt
RurkiMasterflexHV-06404-16
Worek gazowyKeika Ventures Torba gazowaKynar z zaworem Roberts
Rashig RingsGlasatelier Saillart ( Belgia)Pierścienie Raschiga 4 x 4 mmUmieść wewnątrz paska i kolumny absorpcyjnej, aby poprawić kontakt powietrza z cieczą. Dostępne u wielu dostawców
ArkuszPrzycięty tak, aby pasował do ram z pleksiglasu
Ramy reaktorów z pleksiglasuVlaeminck, BeernemWłasny projekt, patrz zakładka "ramy reaktora" w tym pliku
absorpcyjna gumowy

Bibliografia

  1. Verstraete, W., Van de Caveye, P., Diamantis, V. Maximum use of resources present in domestic "used water". Bioresource Technology. 100 (23), 5537-5545 (2009).
  2. Lei, X., Sugiura, N., Feng, C., Maekawa, T. Pretreatment of anaerobic digestion effluent with ammonia stripping and biogas purification. Journal of Hazardous Materials. 145 (3), 391-397 (2007).
  3. Siegrist, H. Nitrogen removal from digester supernatant-comparison of chemical and biological methods. Water Science and Technology. 34 (1), 399-406 (1996).
  4. Desloover, J., Abate Woldeyohannis, A., Verstraete, W., Boon, N., Rabaey, K. Electrochemical Resource Recovery from Digestate to Prevent Ammonia Toxicity during Anaerobic Digestion. Environmental Science & Technology. 46 (21), 12209-12216 (2012).
  5. Kim, J. R., Zuo, Y., Regan, J. M., Logan, B. E. Analysis of ammonia loss mechanisms in microbial fuel cells treating animal wastewater. Biotechnology and Bioengineering. 99 (5), 1120-1127 (2008).
  6. Emerson, K., Russo, R. C., Lund, R. E., Thurston, R. V. Aqueous ammonia equilibrium calculations: effect of pH and temperature. Journal of the Fisheries Board of Canada. 32 (12), 2379-2383 (1975).
  7. Kuntke, P., Sleutels, T. H. J. A., Saakes, M., Buisman, C. J. N. Hydrogen production and ammonium recovery from urine by a Microbial Electrolysis Cell. International Journal of Hydrogen Energy. 39 (10), 4771-4778 (2014).
  8. Guo, K., et al. Surfactant treatment of carbon felt enhances anodic microbial electrocatalysis in bioelectrochemical systems. Electrochemistry Communications. 39, 1-4 (2014).
  9. Guo, K., Chen, X., Freguia, S., Donose, B. C. Spontaneous modification of carbon surface with neutral red from its diazonium salts for bioelectrochemical systems. Biosensors and Bioelectronics. 47, 184-189 (2013).
  10. Standard Methods For The Examination Of Water And Wastewater. Rice, E. W., Greenberg, A. E., Clesceri, L. S., Eaton, A. D. , American Public Health Association. (1992).
  11. Andersen, S. J., et al. Electrolytic Membrane Extraction Enables Production of Fine Chemicals from Biorefinery Sidestreams. Environmental Science & Technology. 48 (12), 7135-7142 (2014).
  12. Harnisch, F., Rabaey, K. The Diversity of Techniques to Study Electrochemically Active Biofilms Highlights the Need for Standardization. Chemsuschem. 5 (6), 1027-1038 (2012).
  13. Clauwaert, P., et al. Minimizing losses in bio-electrochemical systems: the road to applications. Applied Microbiology and Biotechnology. 79 (6), 901-913 (2008).
  14. Atkins, P., De Paula, J. Elements of Physical Chemistry. , Oxford University Press. Oxford, UK. (2012).
  15. Aelterman, P., Freguia, S., Keller, J., Verstraete, W., Rabaey, K. The anode potential regulates bacterial activity in microbial fuel cells. Applied Microbiology and Biotechnology. 78 (3), 409-418 (2008).
  16. Kuntke, P., et al. Ammonium recovery and energy production from urine by a microbial fuel cell. Water Research. 46 (8), 2627-2636 (2012).
  17. Liu, H., Cheng, S., Logan, B. E. Power Generation in Fed-Batch Microbial Fuel Cells as a Function of Ionic Strength. Temperature, and Reactor Configuration. Environmental Science & Technology. 39 (14), 5488-5493 (2005).
  18. Gimkiewicz, C., Harnisch, F. Waste Water Derived Electroactive Microbial Biofilms: Growth, Maintenance, and Basic Characterization. JoVE. (82), e50800(2013).
  19. Ping, Q., Cohen, B., Dosoretz, C., He, Z. Long-term investigation of fouling of cation and anion exchange membranes in microbial desalination cells. Desalination. 325, 48-55 (2013).
  20. Guerin, T., Mondido, M., McClenn, B., Peasley, B. Application of resazurin for estimating abundance of contaminant-degrading micro-organisms. Letters in Applied Microbiology. 32 (5), 340-345 (2001).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Uk ad elektrochemicznyuk ad bioelektrochemicznymembrana wymiany kationowejstripping amoniakug sto pr dustrumie sk adnik w od ywczychoczyszczanie ciek wpotencja elektrodytransport membranowy

Powiązane artykuły