Artykuł metodologiczny

Umiarkowana prenatalna ekspozycja na alkohol i kwantyfikacja zachowań społecznych u dorosłych szczurów

DOI:

10.3791/52407

⸱

14 grudnia 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Psychology, University of New Mexico, 2Department of Neurosciences, University of New Mexico, 3Department of Psychiatry and Behavioral Sciences, University of New Mexico, 4Canadian Centre for Behavioural Neuroscience, University of Lethbridge

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem przedstawionego tutaj protokołu jest opisanie procedur wystawiania szczurów na umiarkowane poziomy alkoholu podczas prenatalnej ewolucji mózgu oraz ilościowe określenie wynikających z tego zmian w zachowaniach społecznych w wieku dorosłym.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zmiany w zachowaniu społecznym są jednymi z głównych negatywnych konsekwencji obserwowanych u dzieci z Alkoholowymi Zaburzeniami Płodowymi (FASD). Kilka niezależnych laboratoriów wykazało silne zmiany w zachowaniach społecznych gryzoni narażonych na alkohol podczas rozwoju mózgu w szerokim zakresie czasu ekspozycji, czasu, dawek i wieku w momencie kwantyfikacji behawioralnej. Wcześniejsze prace z tego laboratorium zidentyfikowały wiarygodne zmiany w określonych formach interakcji społecznych po umiarkowanym prenatalnym narażeniu na alkohol (PAE) u szczura, które utrzymują się do dorosłości, w tym zwiększone zapasy i zmniejszone badania. Te zmiany behawioralne były przydatne w identyfikacji obwodów neuronalnych zmienionych przez umiarkowane PAE1 i mogą mieć znaczenie dla postępu w kierunku pełniejszego zrozumienia neuronalnych podstaw zmian związanych z PAE w zachowaniu społecznym. W artykule opisano procedury wykonywania umiarkowanego PAE, w którym matki szczurów dobrowolnie spożywają etanol lub sacharynę (kontrola) przez cały okres ciąży, oraz pomiar zachowań społecznych u dorosłego potomstwa.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Szacuje się, że u 1-5% dzieci diagnozuje się Alkoholowe Zaburzenia Płodowe (FASD)2, które obejmują Alkoholowy Zespół Płodowy (FAS), częściowy FAS (pFAS) i Alkoholowe Zaburzenia Neurorozwojowe (ARND)3. Deficyty w zachowaniach społecznych i poznawczych są jednymi z najczęstszych działań niepożądanych obserwowanych u dzieci z FASDw wieku 4-7 lat. Negatywne konsekwencje nie ograniczają się do ciężkiej prenatalnej ekspozycji na alkohol (PAE), ponieważ umiarkowane PAE, które nie prowadzi do rzucających się w oczy deficytów morfologicznych, behawioralnych i poznawczych charakterystycznych dla FAS, może powodować stosunkowo subtelne, ale mimo to trwałe deficyty u ludzi z FASD8-10 i zwierząt innych niż ludzie narażonych na etanol podczas rozwoju mózgu11. Znaczenie zrozumienia behawioralnych i odpowiadających im neurobiologicznych konsekwencji umiarkowanego PAE podkreślają obecne szacunki wskazujące, że zdecydowana większość przypadków FASD mieści się w mniej poważnym zakresie spektrum12.

Kilka niezależnych laboratoriów zgłosiło zmiany w zachowaniach społecznych gryzoni związane z ekspozycją na etanol podczas rozwoju mózgu, w tym zmniejszone badania i interakcje1,13-15, zmienioną zabawę14,16,17, zwiększoną agresywność interakcji17,18, zmiany w reagowaniu na bodźce społeczne19-21 oraz deficyty w społecznie nabytych preferencjach żywieniowych i pamięci rozpoznawania społecznego22. Deficyty zachowań społecznych zaobserwowano po ekspozycji na ciężkie (stężenia etanolu we krwi (BEC) ~300 mg / dl)22,23 lub bardziej umiarkowane poziomy etanolu (BEC ~ 80 mg / dl)1 oraz w szerokim zakresie parametrów dla innych istotnych czynników, w tym czasu ekspozycji, czasu ekspozycji i wieku w momencie pomiaru zachowania.

Poprzednie badania wykazały, że zmiany w konkretnych aspektach interakcji społecznych w wieku dorosłym odróżniają szczury narażone na umiarkowane poziomy alkoholu od zwierząt kontrolnych narażonych na sacharynę1,18. W szczególności, umiarkowane PAE jest konsekwentnie związane z silnym wzrostem zapasów, co sugeruje wzrost agresywnych zachowań i niższy poziom badań społecznych (np. wąchanie partnera) w wieku dorosłym. Ponieważ zmiany w zachowaniach społecznych są wiarygodnymi konsekwencjami PAE, kwantyfikacja zachowań społecznych po PAE może mieć znaczenie dla postępu w kierunku pełniejszego zrozumienia neuronalnych podstaw zmian w zachowaniach społecznych związanych z PAE i rozwoju podejść interwencyjnych. Celem tego artykułu i związanego z nim filmu jest dostarczenie instrukcji na temat umiarkowanego protokołu PAE i metod kwantyfikacji zachowań społecznych u dorosłego potomstwa, które wiarygodnie odróżnia prenatalne potomstwo szczurów narażone na alkohol od nienarażonego potomstwa szczurów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury opisane tutaj i w załączonym filmie zostały zatwierdzone przez Instytucjonalne Komitety ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Centrum Nauk o Zdrowiu oraz głównego kampusu Uniwersytetu Nowego Meksyku.

1. Prenatalne narażenie na etanol

  1. Zdobądź wszystkie wymagane materiały i chemikalia: sacharynowy hydrat soli sodowej, 190-procentowy etanol (95% objętości alkoholu), rurki do picia ze szkła z koralikami, kauczuk naturalny biały # 4 korek z jednym otworem, rurki do gięcia 1 "- kulka, linijki papierowe wydrukowane z www.vendian.org/mncharity/dir3/paper_rulers/.
  2. Zdobądź sprawdzone dorosłe szczury hodowlane od sprzedawcy lub alternatywnego źródła. Dla metod i reprezentatywnych danych przedstawionych w niniejszym protokole należy użyć hodowców Long-Evans. Samice ważą 125-150 g i są w wieku 6-7 tygodni w momencie przybycia, tak że w momencie rozmnażania mają około 9-10 tygodni (krok 1.5). Upewnij się, że wszystkie przyszłe matki są matkami po raz pierwszy. Upewnij się, że samce mają 12 tygodni w momencie przybycia i 15 tygodni w momencie rozpoczęcia protokołu hodowlanego.
  3. Trzymaj zwierzęta pojedynczo w plastikowych klatkach w temperaturze 22 °C według odwróconego 12-godzinnego harmonogramu światła/ciemności (światła włączone od 21:00 do 09:00). Zapewnij dostęp do jedzenia i wody z kranu ad libitum przez cały czas trwania badania, w tym podczas wszystkich sesji picia. Odczekaj co najmniej 1 tydzień na aklimatyzację w placówce przed przejściem do kroku 1.4.
  4. Uzyskaj wyjściową masę ciała dla każdej samicy szczura.
  5. Oceń poziom picia przed ciążą u samic szczurów przez 2 tygodnie. Wykonaj kroki 1.5.1–1.5.6 w podanej kolejności.
    1. W dniach 1 i 2 napełnij rurkę do picia zawierającą 0,066% roztworu sacharyny (bez etanolu) w wodzie z kranu. Aby określić ilościowo zużycie, przed napełnieniem rurki do picia przymocuj papierową linijkę z dokładnością do mm. Metoda ta jest stosowana, ponieważ zmniejsza ona błąd pomiaru związany z probówkami do ważenia w celu ilościowego określenia zużycia etanolu. Napełnij rurkę do oznaczenia 20 mm na linijce. Rozpocznij czterogodzinne sesje picia (kroki 1.5.1-1.5.6 i 1.7) 1 godzinę po nadejściu ciemnej fazy (10:00), kiedy aktywność i poziom picia są najwyższe.
    2. Na koniec każdej sesji picia określ ilościowo objętość spożytego roztworu sacharyny. Aby ułatwić pomiar, należy wcześniej określić objętość roztworu na mm na linijce i przeliczyć mm na objętości. Dla zalecanych tutaj probówek każdy mm odpowiada 0,366 ml.
    3. W dniach 3 i 4 napełnij probówkę 2,5% roztworem etanolu (v/v) i 0,066% roztworem sacharyny w wodzie z kranu. Na koniec każdej sesji określ ilościowo ilość spożytego roztworu etanolu (waga na kg masy ciała).
    4. W 5 dniu i później napełnij probówkę 5% roztworem etanolu (v/v) i 0,066% roztworem sacharyny w wodzie z kranu. Na koniec każdej sesji określ ilościowo ilość spożytego roztworu etanolu (waga na kg masy ciała).
    5. Po zakończeniu fazy picia przed ciążą zważ szczury i oblicz średnie spożycie etanolu oraz odchylenie standardowe dla całej grupy. Należy usunąć szczury, dla których średnie spożycie jest większe niż 1 odchylenie standardowe powyżej lub poniżej średniej grupowej z badania, aby zmniejszyć zmienność dobrowolnego picia w czasie ciąży.
    6. Pozostałe szczury należy przypisać do warunków kontrolnych sacharyny lub PAE, tak aby poziomy picia przed ciążą były jak najbardziej dopasowane dla obu grup.
  6. W ciągu 1-14 dni sparuj każdą samicę szczura ze sprawdzonym samcem hodowcy. Samice szczurów nie spożywają etanolu w fazie rozrodu. Potwierdź ciążę przez obecność czopa dopochwowego, zważ samicę szczura i trzymaj ją indywidualnie. Określa się to jako 1. dzień ciąży. Opcjonalnie należy pozostawić samice szczurów z samcem hodowcy na okres do 5 dni, po czym należy usunąć samice z badania.
    UWAGA: Ponieważ spożycie etanolu w czasie ciąży rozpoczyna się o godzinie 10:00 w 1. dniu ciąży, przed tym czasem należy przeprowadzić kontrolę na obecność czopa dopochwowego.
  7. Podawaj roztwory etanolu lub sacharyny przez 4 godziny dziennie (1 000 do 1 400 godzin) przez cały okres ciąży.
    1. Począwszy od 1. dnia ciąży, podawaj samicom szczura 0% lub 5% etanolu i 0,066% roztworu sacharyny w wodzie z kranu w zależności od przydziału grupowego. Upewnij się, że objętość 0% roztworu etanolu podawana szczurom kontrolnym z sacharyną jest dopasowana do średniej objętości 5% roztworu etanolu spożywanego przez szczury na bazie etanolu. Pod koniec każdej sesji określ ilościowo ilość spożytego roztworu etanolu (waga na kg masy ciała) lub sacharyny.
    2. Waż matki szczurów co tydzień, aby ocenić przyrost masy ciała matki.
    3. Zapewnij jedzenie i wodę z kranu przez cały czas, w tym podczas sesji picia.
    4. Zaprzestań procedur ekspozycji na etanol po urodzeniu się potomstwa. Zapisz liczbę żywych szczeniąt i masy ciała młodych po urodzeniu. Oznacz dzień urodzenia jako dzień po urodzeniu 0.
    5. Ubój miotu do 10 szczeniąt około 2-3 dnia po urodzeniu. Staraj się utrzymać równy stosunek samców do samic w każdym miocie. Jeśli nie jest to możliwe, należy ubój do 10 szczeniąt z nierówną liczbą samców i samic.
    6. Rekordowa waga szczeniąt 2-3 dni po urodzeniu.
    7. Zwierzęta należy odstawić od piersi około 21-24 dnia po urodzeniu i umieścić je w parach tej samej płci ze zwierzęciem z tego samego stanu leczenia prenatalnego. Nie używaj więcej niż 1-2 szczurów z każdego miotu na eksperyment, aby ograniczyć potencjalne skutki miotu.

2. Zachowania społeczne

  1. Zdobądź i przygotuj wszystkie potrzebne materiały i sprzęt.
    1. Zdobądź aparat do interakcji społecznych. Używaj komory z otwartą górą wykonaną z materiału, który jest łatwy do czyszczenia i dezynfekcji. Przód aparatu powinien być pokryty sztywnym przezroczystym tworzywem sztucznym (grubość ~2 mm) do filmowania. Wyłóż wewnętrzne ściany i podłogę przezroczystym tworzywem sztucznym (o grubości ~2 mm), aby ułatwić czyszczenie i kontrolę zapachu. Umieść lustra wzdłuż tylnej ściany wewnętrznej, aby ułatwić analizę.
      UWAGA: W odniesieniu do przedstawionych tutaj reprezentatywnych danych użyto komory celnej (95 cm długości × 47 cm szerokości × 43 cm wysokości) z otwartą górą i sztywnym przezroczystym tworzywem sztucznym (o grubości 2 mm) pokrywającym wewnętrzne boki i podłogę aparatu. Lustra umieszczono wzdłuż tylnej ściany. Konkretne wymiary i materiały nie są krytyczne dla pomiaru zachowań społecznych, jednak zaleca się, aby wymiary były wystarczająco duże, aby zapewnić odróżnienie prawdziwej interakcji społecznej od innych zachowań. Oznacza to, że aparat powinien być na tyle duży, aby zwierzęta nie zawsze znajdowały się blisko siebie.
    2. Uzyskaj kamery wideo zdolne do nagrywania w warunkach słabego oświetlenia lub jego braku, ponieważ wszystkie filmy są wykonywane przy niewielkim lub zerowym oświetleniu otoczenia w zakresie widzialnym. Upewnij się, że kamera ma wysoką rozdzielczość w zakresie podczerwieni, jednak każda kamera zdolna do nagrywania w ciemnych warunkach w natywnym trybie nocnym lub z dodatkowymi oświetlaczami podczerwieni powinna wystarczyć.
    3. Umieść oświetlacze podczerwieni wokół aparatu, aby poprawić oświetlenie aparatu w nagraniu wideo.
    4. Uzyskać zrębki drzewne klasy laboratoryjnej (wióry osikowe).
    5. Zaopatrz się w szczotkę, szufelkę, dwutlenek chloru i alkohol izopropylowy (70%) do czyszczenia aparatu między sesjami i kontroli zapachu.
  2. Aklimatyzacja aparatu i zachowania społeczne
    1. W tej fazie eksperymentu należy dokonać pomiarów u dorosłych szczurów, które mają co najmniej 90 dni.
    2. Przed każdą sesją usuń wszelkie zrębki, przetrzyj urządzenie do czysta alkoholem izopropylowym, aby kontrolować zapachy między sesjami i zapewnij świeże zrębki. Upewnij się, że zrębki całkowicie pokrywają spód urządzenia. W razie potrzeby wyczyść i zdezynfekuj urządzenie odpowiednim środkiem, takim jak dwutlenek chloru.
    3. Przez trzy kolejne dni umieszcza się zwierzę i jego współtowarzysza w klatce w komorze na 30 minut, aby zaaklimatyzować zwierzęta do aparatury. Podczas sesji aklimatyzacyjnych wszystkie światła w pomieszczeniu są wyłączone.
    4. Pod koniec trzeciej sesji aklimatyzacyjnej zwierzęta umieszcza się indywidualnie w nowych klatkach ze świeżą ściółką, jedzeniem i wodą przez 24 godziny, aby zmotywować je do interakcji społecznych.
    5. Nagraj interakcję społeczną następnego dnia 24 godziny po rozdzieleniu zwierząt.
      1. Usuń zrębki z urządzenia, wyczyść i zdezynfekuj dwutlenkiem chloru, przetrzyj alkoholem izopropylowym w celu kontrolowania zapachów i wymień zrębki przed sesją.
      2. Ustaw jedną lub więcej kamer, aby nagrać interakcję. Umieść co najmniej jedną kamerę przed aparaturą tak, aby lustra na tylnej ścianie aparatu mogły zapewnić dodatkową perspektywę do analizy.
      3. Aportuj zwierzęta pojedynczo i trzymaj zwierzę przed kamerą, aby można było zauważyć unikalne cechy wzoru futra. Te cechy identyfikacyjne futra mogą być wykorzystane do rozróżniania szczurów podczas analizy, zamiast sztucznego znakowania zwierząt.
        UWAGA: Ponieważ wiele aspektów interakcji społecznych gryzoni obejmuje sygnały węchowe i wąchanie partnera, tam, gdzie to możliwe, należy unikać wprowadzania obcych zapachów. Szczury Long-Evans zazwyczaj mają jakąś cechę wzoru futra, którą można wykorzystać do odróżnienia dowolnej pary zwierząt. W przypadku innych szczepów (np. szczurów Sprague-Dawley) można zastosować alternatywne podejścia, takie jak znakowanie ogona bezzapachowym barwnikiem. Ważne jest, aby zdać sobie sprawę, że wiele interesujących zachowań jest skierowanych na określone cele (np. wąchanie anogenitów skierowane w pobliżu podstawy ogona, żartobliwe ataki skierowane na kark lub agresywne ataki skierowane w stronę boków lub brzucha). Zaleca się oznaczanie zwierząt bliżej czubka ogona z dala od tych interesujących celów.
      4. Nagrywaj wideo z interakcji społecznej przez co najmniej 12 minut.
      5. Monitoruj zwierzęta pod kątem walki przez całą sesję. Jeśli to możliwe, obserwuj zwierzęta przez monitor lub okno, aby eksperymentator nie znajdował się w pomieszczeniu podczas sesji.
        UWAGA: Walki były rzadko obserwowane w badaniach z udziałem dorosłych szczurów, jednak zwierzęta powinny być monitorowane przez cały sesję. Sesję należy przerwać, jeśli dochodzi do nadmiernej walki lub są oznaki krzywdy lub zranienia zwierzęcia.
  3. Kodowanie i analiza behawioralna.
    1. Zidentyfikuj następujące interesujące zachowania zgodnie z poprzednią pracą z PAE1,18. Określ ilościowo czas trwania, częstotliwość i opóźnienie do pierwszego wystąpienia następujących zachowań; zapasy (w tym przypinanie), boks, czołganie się (przechodzenie) nad/pod partnerem, wąchanie anogenitalne, inne wąchanie ciała partnera (wąchanie ciała), allogrooming (pielęgnacja partnera), hodowla i wąchanie/kopanie w wiórach. Przykłady każdego zachowania są zilustrowane w części wideo tego artykułu.
    2. Określ ilościowo zachowania społeczne, które są interesujące na podstawie filmu. Uzyskaj częstotliwość, łączny czas trwania i opóźnienie do pierwszego wystąpienia dla każdego interesującego zachowania.
      UWAGA: Uzyskanie tych miar można osiągnąć ręcznie, jednak zaleca się ilościowe określenie tych miar za pomocą komputerowych analiz zdigitalizowanego wideo. Skrypt Matlab (www.mathworks.com) do odtwarzania wideo i kwantyfikacji zachowań jest dostarczany jako uzupełnienie tego artykułu.
    3. Po zakończeniu kodowania dla wszystkich szczurów, wynikowe dane dotyczące czasu trwania, częstotliwości i opóźnienia są analizowane za pomocą pakietu statystycznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W trakcie wielu rund hodowlanych samice szczurów w stanie etanolu konsekwentnie wypijają średnio około 2,1 g/kg etanolu na 4 godziny picia. Matki szczurów spożywają około połowy z czterech godzin w ciągu pierwszych 15 do 30 minut po wprowadzeniu rurek do picia, co skutkuje szczytowym stężeniem etanolu w surowicy matki wynoszącym około 60 mg/dl, mierzonym w punkcie czasowym 45 minut. Przez pozostałe 3,5 godziny okresu picia nadal spożywają 5% etanolu w niższym, ale stosunkowo stabilnym tempie 0,4 g/kg masy ciała/godzinę. ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany tutaj paradygmat prenatalnej ekspozycji na alkohol zakłada dobrowolne spożywanie etanolu (5% v/v) przez matki szczurów w czasie ciąży. W literaturze przedstawiono szereg protokołów dotyczących wystawiania zwierząt innych niż ludzie na działanie etanolu podczas rozwoju mózgu, które różnią się pod względem czasu, dawki, czasu trwania i drogi podawania etanolu, a także badanych gatunków. Chociaż nie przedstawiono tutaj dokładnego omówienia zalet różnych protokołów ekspozycji, podkreślono kilka zalet metody dobrowoln...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wsparcie zapewnione przez AA019462 grantowe dla DAH i AA019884 dla DDS.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sacharyna sól sodowa hydrat SigmaS1002
190 proof etanolSigma493538
Rurki do picia ze szkła z koralikamiFisher14-955K
Kauczuk naturalny biały #4 korek jeden otwórPlasticoidLSG4M181
1 "rurki gięte-kulkoweAncareTD-199-3"
Papier linijkiN/AN/Awww.vendian.org/mncharity/dir3/paper_rulers
Aparatura do interakcji społecznychBudowana na zamówienieNie dotyczy95 cm X 47 cm X 43 cm
Kamery wideoN/AN/AMożliwość nagrywania warunków słabego/braku
Oświetlacze podczerwieniVitekVT-IR1-12
Teklad laboratoryjne chipsy sani-chipsHarlan7090A
N/A/A
Alkohol izopropylowySigmaW292907
Dwutlenek chloru (tabletki 1,5 mg)QuiplabsN/APrzygotować zgodnie z zaleceniem producenta
oświetlenia Szczotka i szufelka N

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hamilton, D. A., et al. Prenatal exposure to moderate levels of ethanol alters social behavior in adult rats: Relationship to structural plasticity and immediate early gene expression in frontal cortex. Behav. Brain Res. 207 (2), 290-304 (2010).
  2. May, P. A., et al. Approaching the prevalence of the full spectrum of Fetal Alcohol Spectrum Disorders in a South African population-based study. Alcohol. Clin. Exp. Res. 37 (5), 818-830 (2013).
  3. Chasnoff, I. J., Wells, A. M., Telford, E., Schmidt, C., Messer, G. Neurodevelopmental functioning in children with FAS, pFAS, and ARND. Journal of Developmental and Behavioral Pediatrics. 31 (3), 192-201 (2010).
  4. Disney, E. R., Iacono, W., McGue, M., Tully, E., Legrand, L. Strengthening the case: Prenatal alcohol exposure is associated with increased risk for conduct disorder. Pediatrics. 122 (6), E1225-E1230 (2008).
  5. Kelly, S. J., Goodlett, C. R., Hannigan, J. H. Animal models of fetal alcohol spectrum disorders: Impact of the social environment. Dev Disabil Res Rev. 15 (3), 200-208 (2009).
  6. Kelly, S. J., Day, N., Streissguth, A. P. Effects of prenatal alcohol exposure on social behavior in humans and other species. Neurotoxicol. Teratol. 22 (2), 143-149 (2000).
  7. Thomas, S. E., Kelly, S. J., Mattson, S. N., Riley, E. P. Comparison of social abilities of children with fetal alcohol syndrome to those of children with similar IQ scores and normal controls. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 22 (2), 528-533 (1998).
  8. Conry, J. Neuropsychological deficits in Fetal Alcohol Syndrome and fetal alcohol effects. Alcohol. Clin. Exp. Res. 14 (5), 650-655 (1990).
  9. Streissguth, A. P., et al. Fetal Alcohol Syndrome in adolescents and adults. JAMA-Journal of the American Medical Association. 265 (15), 1961-1967 (1991).
  10. Streissguth, A. P., Barr, H. M., Sampson, P. D. Moderate prenatal alcohol exposure: effects on child IQ and learning problems at age 7 1/2 years. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 14 (5), 662-669 (1990).
  11. Valenzuela, C. F., Morton, R. A., Diaz, M. R., Topper, L. Does moderate drinking harm the fetal brain? Insights from animal models. Trends Neurosci. 35 (5), 284-292 (2012).
  12. May, P. A., et al. Prevalence of children with severe Fetal Alcohol Spectrum Disorders in communities near Rome, Italy: New estimated rates are higher than previous estimates. Int. J. Env. Res. Public Health. 8 (6), 2331-2351 (2011).
  13. Tunc-Ozcan, E., Ullmann, T. M., Shukla, P. K., Redei, E. E. Low-dose thyroxine attenuates autism-associated adverse affects of fetal alcohol in male offspring's social behavior and hippocampal gene expression. Alcohol. Clin. Exp. Res. 37 (11), 1986-1995 (2013).
  14. Middleton, F. A., Varlinskaya, E. I., Mooney, S. M. Molecular substrates of social avoidance seen following prenatal ethanol exposure and its reversal by social enrichment. Dev. Neurosci. 34 (2-3), 115-128 (2012).
  15. Varlinskaya, E. I., Mooney, S. M. Acute exposure to ethanol on gestational day 15 affects social motivation of female offspring. Behav. Brain Res. 261, 106-109 (2014).
  16. Meyer, L. S., Riley, E. P. Social play in juvenile rats prenatally exposed to alcohol. Teratology. 34 (1), 1-7 (1986).
  17. Royalty, J. Effects of prenatal ethanol exposure on juvenile play-fighting and postpubertal aggression in rats. Psychol Rep. 66 (2), 551-560 (1990).
  18. Hamilton, D. A., et al. Effects of moderate prenatal ethanol exposure and age on social behavior, spatial response perseveration errors and motor behavior. Behav. Brain Res. 269, 44-54 (2014).
  19. Kelly, S. J., Dillingham, R. R. Sexually dimorphic effects of perinatal alcohol exposure on social interactions and amygdala DNA and DOPAC concentrations. Neurotoxicol. Teratol. 16 (4), 377-384 (1994).
  20. Lugo, J. N., Marino, M. D., Cronise, K., Kelly, S. J. Effects of alcohol exposure during development on social behavior in rats. Physiology and Behavior. 78 (2), 185-194 (2003).
  21. Lugo, J. N., Marino, M. D., Gass, J. T., Wilson, M. A., Kelly, S. J. Ethanol exposure during development reduces resident aggression and testosterone in rats. Physiology and Behavior. 87 (2), 330-337 (2006).
  22. Kelly, S. J., Tran, T. D. Alcohol exposure during development alters social recognition and social communication in rats. Neurotoxicol. Teratol. 19 (5), 383-389 (1997).
  23. Mooney, S. M., Varlinskaya, E. I. Acute prenatal exposure to ethanol and social behavior: Effects of age, sex, and timing of exposure. Behav. Brain Res. 216 (1), 358-364 (2011).
  24. Savage, D. D., Becher, M., de la Torre, A. J., Sutherland, R. J. Dose-dependent effects of prenatal ethanol exposure on synaptic plasticity and learning in mature offspring. Alcohol. Clin. Exp. Res. 26 (11), 1752-1758 (2002).
  25. Rasmussen, D. D., et al. Chronic daily ethanol and withdrawal: 1. Long-term changes in the hypothalamo-pituitary-adrenal axis. Alcohol. Clin. Exp. Res. 24 (12), 1836-1849 (2000).
  26. Savage, D. D., et al. Effects of a Novel Cognition-Enhancing Agent on Fetal Ethanol-Induced Learning Deficits. Alcohol. Clin. Exp. Res. 34 (10), 1793-1802 (2010).
  27. Goodlett, C. R., Johnson, T. B. Neonatal binge ethanol exposure using intubation: Timing and dose effects on place learning. Neurotoxicol. Teratol. 19 (6), 435-446 (1997).
  28. Staples, M. C., Rosenberg, M. J., Allen, N. A., Porch, M. W., Savage, D. D. Impact of Combined Prenatal Ethanol and Prenatal Stress Exposure on Anxiety and Hippocampal-Sensitive Learning in Adult. 37 (12), 2039-2047 (2013).
  29. Champagne, F. A., Francis, D. D., Mar, A., Meaney, M. J. Variations in maternal care in the rat as a mediating influence for the effects of environment on development. Physiol. Behav. 79 (3), 359-371 (2003).
  30. Hamilton, D. A., et al. Patterns of social-experience-related c-fos and Arc expression in the frontal cortices of rats exposed to saccharin or moderate levels of ethanol during prenatal brain development. Behav. Brain Res. 214 (1), 66-74 (2010).
  31. Barnett, S. A. A study in behaviour: Principles of ethology and behavioural physiology displayed mainly in the rat. , (1963).
  32. Pellis, S. M., Pellis, V. C. Play-fighting differs from serious fighting in both target of attack and tactics of fighting in the laboratory rat Rattus-Norvegicus. Aggressive Behav. 13 (4), 227-242 (1987).
  33. Meaney, M. J., Stewart, J. A descriptive study of social-development in the rat (Rattus-Norvegicus). Anim. Behav. 29 (1), 34-45 (1981).
  34. Pellis, S. M., Pellis, V. C. The prejuvenile onset of play fighting in laboratory rats (Rattus norvegicus). Dev. Psychobiol. 31 (3), 193-205 (1997).
  35. Himmler, B. T., Pellis, V. C., Pellis, S. M. Peering into the dynamics of social interactions: measuring play fighting in rats. J. Vis. Exp. (71), e4288-e4288 (2013).
  36. Panksepp, J., Siviy, S., Normansell, L. The psychobiology of play : Theoretical and methodological perspectives. Neurosci. Biobehav. Rev. 8 (4), 465-492 (1984).
  37. Siviy, S. M., Panksepp, J. Sensory modulation of juvenile play in rats. Dev. Psychobiol. 20 (1), 39-55 (1987).
  38. Pellis, S. M., et al. The effects of orbital frontal cortex damage on the modulation of defensive responses by rats in playful and nonplayful social contexts. Behav. Neurosci. 120 (1), 72-84 (2006).
  39. Blanchard, R. J., Blanchard, D. C., Takahashi, T., Kelley, M. J. Attack and defensive behavior in albino-rat. Anim. Behav. 25 (3), 622-634 (1977).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ilo ciowe okre lanie zachowa spo ecznychzachowanie doros ych szczur wpomiar spo ycia etanolugrupa kontrolna z sacharynanaliza zachowa zapasowychw szenie w okolicy odbytu i narz d w p ciowychautorski program MATLABpodczerwone nagrywanie wideomonitorowanie dnia gestacji

Powiązane artykuły