Artykuł metodologiczny

Wczesne wykrywanie farmakologicznej dysfunkcji hemodynamicznej nerek za pomocą technologii sonograficznej u szczurów

DOI:

10.3791/52409

⸱

11 marca 2016

 ,  ,  , 
1Cardiac Muscle Research Laboratory, Cardiovascular Division, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Renal Division, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wczesne stadium dysfunkcji hemodynamicznej jest kluczowe dla rozwoju choroby nerek. Metodologie wykrywania są jednak ograniczone. Najnowsze postępy w ultrasonografii zapewniają nieinwazyjną, dokładną opcję wczesnego wykrywania uszkodzenia nerek. Badanie to przedstawia krok po kroku, ultrasonograficzną metodologię wykrywania dysfunkcji nerek przy użyciu szczurzego modelu nefrotoksyczności wywołanej lekiem.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nerka normalnie funkcjonuje w celu utrzymania homeostazy hemodynamicznej i jest głównym miejscem uszkodzeń spowodowanych toksycznością leków. Szacuje się, że nefrotoksyczność wywołana lekami przyczynia się do 19-25% wszystkich klinicznych przypadków ostrego uszkodzenia nerek (AKI) u pacjentów w stanie krytycznym. Wykrywanie AKI historycznie opierało się na wskaźnikach takich jak kreatynina w surowicy (sCr) lub azot mocznikowy we krwi (BUN), które są wyraźnie niewystarczające w pełnej ocenie nefrotoksyczności we wczesnej fazie dysfunkcji nerek. Obecnie nie ma solidnej metody diagnostycznej, która pozwoliłaby dokładnie wykryć zmiany hemodynamiczne we wczesnej fazie AKI, podczas gdy takie zmiany mogą w rzeczywistości poprzedzać wzrost poziomu biomarkerów w surowicy. Takie wczesne wykrycie może pomóc klinicystom w postawieniu dokładnej diagnozy i pomóc w podejmowaniu decyzji dotyczących strategii terapeutycznej. Szczury leczono cisplatyną w celu wywołania AKI. Nefrotoksyczność oceniano przez sześć dni za pomocą ultrasonografii o wysokiej częstotliwości, pomiaru sCr i histopatologii nerki. Ocenę hemodynamiczną przy użyciu obrazów 2D i kolorowego Dopplera wykorzystano do seryjnego badania nefrotoksyczności u szczurów za pomocą ultrasonografii. Nasze dane wykazały skuteczne uszkodzenie nerek wywołane lekiem u dorosłych szczurów w badaniu histologicznym. Ocena ultrasonograficzna AKI oparta na kolorowym Dopplerze wykazała, że indeks oporności (RI) i indeks pulsatile-index (PI) były zwiększone w grupie leczonej; a szczytowa prędkość skurczowa (mm/s), prędkość końcoworozkurczowa (mm/s) i całka prędkości-czas (VTI, mm) były zmniejszone w tętnicach nerkowych w tej samej grupie. Co ważne, te zmiany hemodynamiczne oceniane za pomocą ultrasonografii poprzedzały wzrost poziomu sCr. Wskaźniki oparte na ultrasonografii, takie jak RI lub PI, mogą być zatem użytecznymi markerami predykcyjnymi pogarszającej się czynności nerek u gryzoni. Z naszych obserwacji ultrasonograficznych w nerkach szczurów, które przeszły AKI, wykazaliśmy, że te nieinwazyjne pomiary hemodynamiczne można uznać za dokładną, czułą i solidną metodę wykrywania wczesnego stadium dysfunkcji nerek. Badanie to podkreśla również znaczenie kwestii etycznych związanych z wykorzystywaniem zwierząt w badaniach.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kreatynina w surowicy (sCr) jest złotym standardem do oceny czynności nerek od ponad dwóch dekad. Ostatnio wiele badań wykazało, że uszkodzenie nerek następuje znacznie wcześniej niż zmiany w sCr1. Nie ma jednak solidnych metod wykrywania zmian hemodynamicznych, które zachodzą we wczesnym przebiegu uszkodzenia nerek, w tym nefrotoksyczności wywołanej przez leki.

Ostra dysfunkcja hemodynamiczna nerek wywołana przez lek prowadzi do uszkodzenia tkanki nerkowej i dalszego postępu do niewydolności nerek2,3. W ciągu ostatnich kilku dekad badania wskazują, że narzędzia do obrazowania, takie jak tomografia komputerowa (CAT), funkcjonalny rezonans magnetyczny (fMRI) i ultrasonografia, odgrywają rolę w ocenie hemodynamicznej4. W obecnych narzędziach obrazowania ultrasonografia w skali szarości w połączeniu z technikami Color-Doppler jest najczęściej stosowana do ustalenia i oceny stanu anatomicznego nerki3,5,6. Sullivan i wsp. oraz Bonnin i wsp. poinformowali niedawno, że ultrasonografia jest skutecznym, potężnym i nieinwazyjnym narzędziem w analizie zmian hemodynamicznych w modelach zwierzęcych zwężenia naczyń krwionośnych i stresu hipoksji7,8. Technika ta jest również powszechnie stosowana do wykrywania zwężenia tętnicy9,10.

Najnowsze osiągnięcia techniczne w dziedzinie obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej rozdzielczości pozwoliły badaczom zająć się toksycznością sercowo-naczyniową za pomocą sond o wysokiej częstotliwości (25-80 MHz) i wysokiej rozdzielczości (rozdzielczość < 0,03 mm), in vivo11. Stawiamy hipotezę, że wykorzystanie tej ultrasonografii o wysokiej rozdzielczości do badania nerek zapewni bezprecedensową okazję do nieinwazyjnej i czułej metody wczesnego wykrywania nefrotoksyczności.

Cisplatyna jest stosowana w leczeniu raka jąder, jajników, pęcherza moczowego, głowy, płuc i szyi w połączeniu z innymi lekami12-14. Cisplatyna ma dobrze udokumentowaną nefrotoksyczność spowodowaną martwicą komórek kanalików proksymalnych (PT), a pobieranie przewodów powodowało wzrost stężenia azotu mocznikowego (BUN) i sCr15 we krwi. W niniejszym artykule przedstawiamy szczegółową metodologię krok po kroku stosowania nieinwazyjnej ultrasonografii nerek do charakteryzowania dysfunkcji nerek przy użyciu szczurzego modelu nefrotoksyczności indukowanej lekiem (cisplatyną).

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykonuj wszystkie procedury na samcach szczurów Sprague Dawley zakupionych w Charles River Laboratories zgodnie z wytycznymi Amerykańskiego Stowarzyszenia Lekarzy Weterynaryjnych (AVMA) i korzystając z zatwierdzonych protokołów Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).

1. Przygotowanie zwierząt i zabiegi chirurgiczne

  1. Aklimatyzować wszystkie zwierzęta przez tydzień przed jakąkolwiek procedurą doświadczalną.
  2. Znieczulij zwierzę za pomocą izofluranu (2-3% w celu wywołania i 1,0% w celu utrzymania) i nałóż maść do oczu na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu, podrażnieniu lub owrzodzeniom.
  3. Usuń sierść z klatki piersiowej zwierzęcia za pomocą ostrza #40 i kremu do depilacji, jeśli to konieczne. Może być konieczne usunięcie włosów z grzbietu zwierzęcia, jeśli nie możemy uzyskać dobrych danych obrazowych z obrazowania po stronie brzusznej.

2. Model szczura o nefrotoksyczności

  1. W przypadku modelu nefrotoksyczności indukowanej cisplatyną należy podać cisplatynę, stosując protokół opisany wcześniej. 15
  2. Wykonać ultrasonografię na początku badania, 24 godziny przed podaniem cisplatyny (dzień 0). (Patrz krok 3, Protokół obrazowania)
  3. Losowo podziel szczury (n=6) na dwie grupy. W dniu 1. należy podać cisplatynę (10 mg/ml) (10 mg/kg masy ciała, indukcja nefrotoksyczności w pojedynczej dawce), objętość wstrzyknięcia (1 ml/kg masy ciała) w przeliczeniu na masę ciała zwierzęcia), dootrzewnowo w grupie badanej i sól fizjologiczną (NS) w grupie kontrolnej.
  4. Znieczulić zwierzę w kroku 1.2 po 24, 48, 72, 96, 120, 144 godzinach po podaniu cisplatyny.
  5. Wykonaj zdjęcie za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej rozdzielczości (patrz tabela materiałów i sprzętu) w stabilnym znieczuleniu zwierzęcia. Kontynuuj monitorowanie podstawowych funkcji fizjologicznych zwierzęcia podczas obrazowania od indukcji znieczulenia do pełnego powrotu do zdrowia.
  6. Monitoruj parametry życiowe zwierzęcia podczas zabiegów obrazowania: temperatura szczura: 35,9-37,5, częstość oddechów: 66-144/min, tętno: 250-600/min. Optymalny odczyt parametrów życiowych w proponowanym przez nas badaniu to: temperatura: 36,5-37,0, częstość oddechów: 80-100/min, tętno: 450-550/min.
    UWAGA: Używaj dożylnego wlewu płynów i lampy grzewczej, aby utrzymać normalny stan fizjologiczny zwierzęcia, aby zminimalizować skutki operacji i znieczulenia. W razie potrzeby wspomóc oddychanie za pomocą respiratora mechanicznego podczas zabiegu. Jednak w tym eksperymencie wentylacja mechaniczna jest rzadko potrzebna.

3. Protokół obrazowania

Uwaga: Dostawca aparatów ultrasonograficznych dostarcza podgrzewaną platformę do długich procedur obrazowania. Jednak w naszym demonstracyjnym eksperymencie nie używamy podgrzewanej platformy, ponieważ zajmuje to tylko od 5 do 15 minut. Jest kontrolowany pod kątem temperatury ciała, która jest monitorowana za pomocą termometru doodbytniczego podłączonego do przełącznika sterowania fizjologią.

  1. Poprzeczny obraz nerki (tryb B):
    1. Korzystając z ultrasonografu MS 250 o częstotliwości środkowej 21 MHz podłączonego do aktywnego portu, ustaw ustawienie aplikacji na "Obrazowanie ogólne".
    2. Trzymając zwierzę na wznak na platformie, ustaw sondę ultradźwiękową 21 MHz za pomocą systemu szynowego, linię środkową na zwierzęciu i odizoluj aortę. W tej pozycji kąt sondy wynosi 90 stopni do lewej linii przymostkowej (oś poprzeczna) (rys. 1A,B).
    3. Z tej pozycji przesuń platformę ze zwierzęciem tak, aby sonda znajdowała się teraz na poziomie tętnicy nerkowej (po lewej lub prawej stronie, można obrazować pojedynczo).
    4. Za pomocą mikromanipulatorów można zobaczyć prawą lub lewą tętnicę nerkową.
    5. Dostosuj kąt sondy, przechylając ją lekko wzdłuż osi y sondy, aby uzyskać pełny widok nerki na środku ekranu.
    6. Po zidentyfikowaniu właściwych punktów orientacyjnych (miedniczka nerkowa, tętnica nerkowa), jak pokazano na rysunku 1C i D, film zapisuje obraz przy użyciu najwyższej liczby klatek na sekundę dozwolonej przy użyciu używanej sondy.
  2. Poprzeczny obraz nerki (widok Color-Doppler):
    1. Za pomocą Color-Doppler na klawiaturze włącz okno akustyczne Color Doppler. Pomaga to wyizolować tętnicę nerkową i żyłę nerkową (ryc. 1D). (Kolor niebieski oznacza przepływ tętniczy, a czerwony kolor oznacza przepływ żylny).
    2. Upewnij się, że głębokość ostrości (wskazywana przez żółty grot strzałki na osi Y) leży w środku nerki. Zapisz dane za pomocą cine store.
    3. Upewnij się, że dane są nagrywane z najwyższą możliwą liczbą klatek na sekundę (>200 klatek/s).
  3. Poprzeczny obraz nerki (widok fali pulsacyjnej lub PW):
    1. Kliknij PW w trybie Color-Doppler, aby wyświetlić na ekranie żółtą linię wskaźnika (objętość próbki Dopplera fali pulsacyjnej) (Rysunek 1F).
    2. Umieść żółtą linię w tętnicy nerkowej pod kątem równoległym do kierunku przepływu przez naczynie za pomocą klucza kąta PW.
    3. W celu oceny przepływu w prawej tętnicy nerkowej należy umieścić żółtą linię wskaźnikową PW wzdłuż tętnicy nerkowej w kierunku przepływu (jest to pokazane na niebiesko na rysunku 1D i E), upewniając się, że kąt Dopplera wynosi 60 stopni lub mniej.
    4. W tym trybie okno akustyczne dzieli się na górną i dolną sekcję.
    5. Użyj Cine store, aby uchwycić obraz kształtów fal, które wskazują prędkość przepływu tętniczego przy szczytowym skurczu i rozkurczu.

4. Postępowanie ze zwierzętami po obrazowaniu

  1. Od dnia 0 do dnia 5 umieść zwierzę w czystym obszarze odzyskiwania (z czystym ręcznikiem papierowym na pościeli) w pozycji leżącej mostka po obrazowaniu. Należy pamiętać, że obchodzimy się ze wszystkimi zwierzętami z najwyższą ostrożnością za pomocą metody "Tail Holding" dla zwierząt agresywnych, takich jak zwierzęta dochodzą do siebie po znieczuleniu.
  2. Podczas rekonwalescencji anestezjologicznej utrzymuj temperaturę ciała zwierzęcia za pomocą zewnętrznego źródła ciepła i monitoruj parametry życiowe zwierzęcia za pomocą sond elektrofizjologicznych, aż zwierzę w pełni wyzdrowieje ze znieczulenia.
  3. Odzyskane zwierzęta należy zwrócić do pomieszczenia w placówce, gdy są czujne i aktywne.
  4. Poddaj eutanazji wszystkie szczury zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi w dniu 6 i pobierz nerki (patrz krok 4.7) w celu oceny histologicznej, a także kroku 4.5.
  5. Zbierz mocz zwierzęcia z probówek umieszczonych w klatce metabolicznej w celu wykonania testu kreatyniny w celu sprawdzenia czynności nerek.
  6. Wykonać przekrój parafinowy nerki zwierzęcia i przeprowadzić barwienie HE (Hematoksylina i Eozyna) w celu sprawdzenia nefrotoksyczności (szczegóły w kroku 4.7).
  7. Uśmierc zwierzęta i wykrwawij 0,9% roztworem NaCl, a następnie 10% buforowaną forminą utrwal przez lewą komorę. Po wykrwawieniu 0,9% roztworem NaCl należy usunąć nerki szczura w celu oceny histologicznej16.
    1. Parafina zatapia 6-milimetrowe odcinki w celu obserwacji morfologii nerek i nefrotoksyczności. Odwodnić tkankę nerkową w 30% sacharozie w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) przez 48 godzin w temperaturze 4 ºC. Następnie utrwalić skrawki w 10% buforowanej formalinie przez 24–48 godzin w temperaturze 4 ºC.
    2. Następnie zanurz tkankę nerkową w parafinie i przechowuj bloki parafiny tkankowej w temperaturze pokojowej do momentu cięcia. Następnie należy przeciąć bloki tkanek za pomocą maszyny do cięcia parafiny i umieścić skrawki na szkiełku z powlekanego szkła.
    3. Deparrafinizować skrawek i ponownie nawodnić i wybarwić go hematoksyliną przez 10 minut, a następnie Eozyną przez 3 minuty. Zamontuj skrawki na szkiełku i poddaj je ocenie patologa gryzoni.

5. Obliczanie i analiza danych

  1. Obliczyć szczytowe prędkości tętnicze nerek na podstawie obrazów kolorowego Dopplera uzyskanych w kroku 3.2. Wybierz narzędzie Całka w czasie prędkości (VTI), aby prześledzić szczyty prędkości skurczowej i rozkurczowej.
  2. Oblicz wskaźnik rezystancyjny (RI) i indeks pulsacyjny (PI) za pomocą poniższych równań.
    RI = (szczytowa prędkość skurczowa-końcowa prędkość rozkurczowa)/szczytowa prędkość skurczowa
    PI = (szczytowa prędkość skurczowa - końcowa prędkość rozkurczowa)/prędkość średnia.
  3. Wykonaj analizę statystyczną wyników RI i PI z odchyleniami standardowymi od średniej z trzech pomiarów cyklu. W przypadku innych standardowych parametrów należy zapoznać się z instrukcjami producenta, aby przeprowadzić analizę danych przy użyciu zastrzeżonego oprogramowania (patrz Tabela materiałów i wyposażenia).

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazy przedstawione w tym badaniu zostały wykonane przez jednego operatora. Wszystkie obrazy zostały pobrane za pomocą aparatu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (patrz Tabela Materiałów i Sprzętu). Wszystkie dane obrazowe zostały przeanalizowane przez jednego badacza. Wyniki wykazały, że zwierzęta leczone cisplatyną miały sCr w zakresie od 0,5 do 2,1 (normalny zakres <1,1) w dniu 6 (ryc. 2A). Jednak badania histologiczne wykazały spójne wzorce ostrych uszkodzeń śródmiąższowych kanalików w porównaniu ze zwierzętami leczonymi solą fizjologiczną.

Używając obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej rozdzielczości do pomiaru zmian hemodynamicznych nerek, dane pokazały, że nie było żadnej zmiany morfologii u zwierząt leczonych NS między dniem 0 a dniem 6, podczas gdy morfologia pulsus parvus została wykryta u zwierząt w szóstym dniu po leczeniu Cisplainem. Górna granica normalnego RI i PI wynosi odpowiednio 0,7 i 1,15 u szczurów 17. Wykorzystanie powyższych wskaźników do oceny zmian hemodynamicznych w nerkach, które wykazały, że występuje znaczny wzrost RI i PI u zwierząt leczonych cisplatyną w dniu 6.

figure-results-1
Rysunek 1. Ustawienia aparatury ultrasonograficznej do wykrywania obrazów nerek u szczurów. Graficzne ilustracje systemu obrazowania z ustawieniem stopnia zaawansowania zwierzęcia (A) i położenia sondy obrazowej (B) podczas operacji obrazowania ultrasonograficznego nerki szczura. Próbki obrazów ultrasonograficznych uzyskanych z nerki szczura przy użyciu systemów ultrasonograficznych o wysokiej częstotliwości i wysokiej rozdzielczości (patrz Tabela materiałów i wyposażenia). (C-F). Dane wskazują na wyraźną strukturę anatomiczną nerek i przepływ krwi w naczyniach nerkowych z wystarczającymi informacjami do dalszego pomiaru i analizy parametrów hemodynamicznych. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2. Obrazy histologiczne i ultrasonograficzne nerek szczurów leczonych cisplatyną.Stężenie kreatyniny w surowicy (sCr) i badanie histologiczne pokazują prawidłową tkankę nerkową u szczura leczonego podłożem i ciężkie proksymalne uszkodzenie kanalików nerkowych (żółta strzałka) u szczurów leczonych cisplatyną (A, B). sCr zwiększył się nieznacznie po leczeniu cisplatyną, ale pozostał w granicach normy (<1,1). Obrazy ultrasonograficzne prawej nerki szczurów w trybie kolorowego Dopplera w dniu 0, 3 i 6 na szczurach leczonych podłożem i cisplatyną (C); Parametry hemodynamiczne, RI i PI, były istotnie podwyższone, oceniane za pomocą ultrasonografii Color-Doppler (D, E). Górna granica normalnego RI wynosi 0,7 i 1,15 dla PI. Co ważne, powyższe dane pokazują, że te zmiany hemodynamiczne poprzedzały wzrost sCr. Pomiar prędkości fali tętna wykazuje powolny i słaby puls (objaw pulsus parvus, żółte kółko) po leczeniu cisplatyną, co koreluje z wynikami badań histologicznych. Zjawisko to wskazuje na zwężenie tętnicy nerkowej, niedrożność i dalszą dysfunkcję nerek. Dane histologiczne wykazały udane uszkodzenie kanalików nerkowych wywołane lekiem, a ocena ultrasonograficzna wykazała znaczące zmiany w RI, PI i prędkości fali tętna przy użyciu technologii Color-Doppler. N=3, *, p<0,05. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Tabela 1. Parametry hemodynamiczne nerek dla AKI wywołanego lekiem

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ciągu ostatniej dekady nastąpił wiele postępów w technologii sonograficznej, w tym opracowanie sond mechanicznych o wysokiej częstotliwości, które oferują dane sonograficzne o wysokiej jakości, czułości i dokładności. Sondy te mogą zapewnić rozdzielczość osiową około 50 μm przy głębokości penetracji od 5 do 12 mm i wysokiej liczbie klatek na sekundę (powyżej 200 klatek na sekundę), dzięki czemu mogą służyć jako solidne narzędzie do badania małych zwierząt, takich jak szczury i myszy18,19. Co więcej, pozwala również na zbieranie obrazów ultrasonograficznych u zwierząt lekko uspokojonych lub przytomnych z parametrami życiowymi na poziomie fizjologicznym. Ponadto ta nieinwazyjna metoda daje również możliwość przeprowadzenia podłużnej oceny zmian strukturalnych i funkcjonalnych w trakcie postępu choroby bez poświęcania zwierząt19.

W 1959 roku dr Rusell i dr Brush po raz pierwszy opisali trzy zasady "R" (Wymiana, Redukcja i Udoskonalenie), aby zwiększyć świadomość kwestii etycznych związanych z wykorzystywaniem zwierząt w badaniach. Proponowany protokół pokazuje po raz pierwszy, że nieinwazyjna ultrasonografia małych zwierząt może wykorzystywać minimalną liczbę zwierząt w najmniejszym bólu, cierpieniu lub dystresie w badaniu neforotoksyczności. W związku z tym jest to potencjalnie skuteczna metoda pozwalająca spełnić trzy zasady "R" dla zwierząt doświadczalnych.

Wiele badań ultrasonograficznych koncentrowało się na zastosowaniach kardiologicznych; Oceny czynności nerek często pochodziły z pomiarów stanu serca, a nie z bezpośredniego badania nerek 20-25. Opracowaliśmy metodologię obrazowania do wizualizacji zmian anatomicznych i funkcjonalnych w nerkach w czasie rzeczywistym. Użyliśmy wstępnie dobranego zestawu uzupełniających się okien akustycznych, trybu skali szarości/B i Color-Dopplera, specyficznych dla widoku nerek. Użyliśmy wskaźników RI i PI do oceny związku między tymi wskaźnikami a zmianami czynności nerek w modelu toksyczności indukowanej cisplatyną.

Istnieje jednak kilka wyzwań i ograniczeń związanych z proponowanymi metodami obrazowania, jak następuje: 1) Odpowiedni dobór środka znieczulającego i stopień znieczulenia mają kluczowe znaczenie dla stabilności serca i układu oddechowego. Niespójne zjawiska fizjologiczne (w tym wahania oddechu i częstości akcji serca) wpływają na przepływ w tętnicy nerkowej, jakość obrazowania i ocenę czynności nerek. Będziemy używać zatwierdzonego przez IACUC środka znieczulającego do wstrzykiwań, Pentobarbital (50 mg/kg masy ciała, i.p.), jako naszego zapasowego środka znieczulającego, aby zapewnić prawidłowe normalne funkcje fizjologiczne podczas obrazowania i oceny czynności nerek; 2) Depilacja jest krytycznym krokiem, ponieważ obecność włosów na klatce piersiowej wpływa na jakość obrazów ultrasonograficznych; 3) Podczas gdy ultrasonografia nerek jest stosunkowo prosta dla wyszkolonego operatora; Dla przeciętnego operatora kluczowe znaczenie ma dostosowanie techniki do unikalnej anatomii danego zwierzęcia i dokonywanie drobnych manipulacji; 4) Jeśli rozmiar szczurów jest dość duży (powyżej 350 gramów), może być wymagana sonda o niższej częstotliwości (mniej niż użyta w tym badaniu 21 MHz) w celu uzyskania optymalnego obrazowania. Rozsądne może być odbycie kursu szkoleniowego przed proponowaną obsługą systemu obrazowania.

Nowością w wykrywaniu nefrotoksyczności wywołanej przez lek przy użyciu proponowanej metodologii sonograficznej i pochodnego protokołu jest wczesne, solidne wykrywanie zmian hemodynamicznych w przypadku uszkodzenia nerek. Wyniki wskazują, że wewnątrznerkowe zmiany hemodynamiczne naczyniowe w rzeczywistości poprzedzają wzrost sCr. Dane te są porównywane z konwencjonalnym złotym standardem za pomocą analizy histologicznej i pokazują, że ultrasonografia małych zwierząt jest nieinwazyjną, czułą i odtwarzalną metodą, która ma minimalne wymagania dotyczące stosowania na zwierzętach. Jest to zatem skuteczne narzędzie do wczesnego wykrywania nefrotoksyczności wywołanej przez lek przy użyciu modelu szczurzego.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Fredowi Robertsowi za wzorowe wsparcie techniczne. Dziękujemy Brigham Women's Hospital Cardiovascular Physiology Core za dostarczenie oprzyrządowania i funduszy na tę pracę. Praca ta była częściowo wspierana przez granty NHLBI HL093148, HL086967 i fundusze departamentalne z (SUNDRY).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Krem do depilacjiMiltex, Inc.Surgi-PrepStosować 24 godziny przed obrazowaniem
dichlorku cis-diaminyny(II)Sigma479306W celu wywołania ostrego uszkodzenia nerek u małych zwierząt.
IsofluraneBaxter International, Inc.NDC 10019-773-402-3% dla indukcji i 1-1,5% dla konserwacji; bicie serca będzie utrzymywane na poziomie powyżej 500 uderzeń na minutę
Ultradźwięki wysokiej częstotliwościFUJIFILM VisualSonics, Inc.Vevo 2100
Mechaniczny przetwornik wysokiej częstotliwościFUJIFILM VisualSonics, Inc.MS250, MS550D, MS400

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bonventre, J. V. Diagnosis of acute kidney injury: from classic parameters to new biomarkers. Contrib Nephrol. 156, 213-219 (2007).
  2. Lerman, L. O., Textor, S. C., Grande, J. P. Mechanisms of tissue injury in renal artery stenosis: ischemia and beyond. Progress in cardiovascular diseases. 52 (3), 196-203 (2009).
  3. Karas, M. G., Kizer, J. R. Echocardiographic assessment of the right ventricle and associated hemodynamics. Progress in cardiovascular diseases. 55 (2), 144-160 (2012).
  4. Milman, Z., et al. Hemodynamic response magnetic resonance imaging: application for renal hemodynamic characterization. Nephrol Dial Transplant. 28, 1150-1156 (2013).
  5. Anavekar, N. S., et al. Usefulness of right ventricular fractional area change to predict death, heart failure, and stroke following myocardial infarction (from the VALIANT ECHO Study). Am J Cardiol. 101 (5), 607-612 (2008).
  6. Lindqvist, P., Calcutteea, A., Henein, M. Echocardiography in the assessment of right heart function. Eur J Echocardiogr. 9 (2), 225-234 (2008).
  7. Sullivan, J. C., et al. Novel use of ultrasound to examine regional blood flow in the mouse kidney. American journal of physiology. Renal physiology. 297, F228-F235 (2009).
  8. Bonnin, P., Sabaa, N., Flamant, M., Debbabi, H., Tharaux, P. L. Ultrasound imaging of renal vaso-occlusive events in transgenic sickle mice exposed to hypoxic stress. Ultrasound Med Biol. 34 (7), 1076-1084 (2008).
  9. Desberg, A. L., et al. Renal artery stenosis: evaluation with color Doppler flow imaging. Radiology. 177 (3), 749-753 (1990).
  10. Ciccone, M. M., et al. The clinical role of contrast-enhanced ultrasound in the evaluation of renal artery stenosis and diagnostic superiority as compared to traditional echo-color-Doppler flow imaging. International angiology : a journal of the International Union of Angiology. 30 (2), 135-139 (2011).
  11. Bauer, M., et al. Echocardiographic speckle-tracking based strain imaging for rapid cardiovascular phenotyping in mice. Circ Res. 108 (8), 908-916 (2011).
  12. Boulikas, T., Vougiouka, M. Recent clinical trials using cisplatin, carboplatin and their combination chemotherapy drugs (review). Oncology reports. 11 (3), 559-595 (2004).
  13. Vaidya, V. S., Ferguson, M. A., Bonventre, J. V. Biomarkers of acute kidney injury. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 48, 463-493 (2008).
  14. Hye Khan, M. A., Abdul Sattar, M., Abdullah, N. A., Johns, E. J. Cisplatin-induced nephrotoxicity causes altered renal hemodynamics in Wistar Kyoto and spontaneously hypertensive rats: role of augmented renal alpha-adrenergic responsiveness. Exp Toxicol Pathol. 59, 253-260 (2007).
  15. Vaidya, V. S., Bonventre, J. V. Mechanistic biomarkers for cytotoxic acute kidney injury. Expert Opin Drug Metab Toxicol. 2 (5), 697-713 (2006).
  16. Lu, T. S., Chen, H. W., Huang, M. H., Wang, S. J., Yang, R. C. Heat shock treatment protects osmotic stress-induced dysfunction of the blood-brain barrier through preservation of tight junction proteins. Cell stress, & chaperones. 9 (4), 369-377 (2004).
  17. Kaya, M. Hemodynamics - New Diagnostic and Therapeutic Approaches. , InTech. 1-30 (2012).
  18. Bjornerheim, R., Grogaard, H. K., Kjekshus, H., Attramadal, H., Smiseth, O. A. High frame rate Doppler echocardiography in the rat: an evaluation of the method. European journal of echocardiography : the journal of the Working Group on Echocardiography of the European Society of Cardiology. 2 (2), 78-87 (2001).
  19. Zhang, L., et al. A high-frequency, high frame rate duplex ultrasound linear array imaging system for small animal imaging. IEEE transactions on ultrasonics, ferroelectrics, and frequency. 57, 1548-1557 (2010).
  20. Frea, S., et al. Echocardiographic evaluation of right ventricular stroke work index in advanced heart failure: a new index? J Card Fail. 18 (12), 886-893 (2012).
  21. Marwick, T. H., Raman, S. V., Carrio, I., Bax, J. J. Recent developments in heart failure imaging. JACC Cardiovasc Imaging. 3 (4), 429-439 (2010).
  22. Pokreisz, P. Pressure overload-induced right ventricular dysfunction and remodelling in experimental pulmonary hypertension: the right heart revisited. Eur Heart J supplements. 9 (Supplement H), H75-H84 (2007).
  23. Senechal, M., et al. A simple Doppler echocardiography method to evaluate pulmonary capillary wedge pressure in patients with atrial fibrillation. Echocardiography. 25 (1), 57-63 (2008).
  24. Souders, C. A., Borg, T. K., Banerjee, I., Baudino, T. A. Pressure overload induces early morphological changes in the heart. Am J Pathol. 181 (4), 1226-1235 (2012).
  25. Tanaka, N., et al. Transthoracic echocardiography in models of cardiac disease in the mouse. Circulation. 94 (5), 1109-1117 (1996).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Drug Induced NephrotoxicityRenal Hemodynamic DysfunctionHigh Frequency SonographyResistive Index RIPulsatile Index PICisplatin Induced AKIColor Doppler ImagingPeak Systolic VelocityEnd Diastolic VelocityVelocity Time Integral

Powiązane artykuły