Artykuł metodologiczny

Bezpośrednia wizualizacja mysiego grzbietowego jądra ślimaka w celu optogenetycznej stymulacji drogi słuchowej

DOI:

10.3791/52426

⸱

20 stycznia 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Otology and Laryngology, Harvard Medical School, 2Department of Communication Sciences and Disorders, Worcester State University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego protokołu jest nakreślenie podejścia chirurgicznego, które zapewni bezpośredni dostęp do grzbietowego jądra ślimaka w modelu mysim.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie nad wykorzystaniem transferu genów za pośrednictwem wirusa w celu zatrzymania lub odwrócenia utraty słuchu zostało w dużej mierze zdegradowane do peryferyjnego układu słuchowego. Niewiele badań dotyczyło transferu genów do centralnego układu słuchowego. Grzbietowe jądro ślimakowe (DCN) pnia mózgu, które zawiera neurony drugiego rzędu ścieżki słuchowej, jest potencjalnym miejscem transferu genów. W tym protokole zademonstrowano technikę bezpośredniego i maksymalnego narażenia mysiego DCN za pomocą dostępu do tylnego dołu. Takie podejście pozwala na operację ostrą lub przeżycie. Po bezpośredniej wizualizacji DCN możliwe jest przeprowadzenie wielu eksperymentów, w tym wstrzyknięcia opsyn do jądra ślimaka, a następnie stymulacji za pomocą światłowodu sprzężonego z laserem światła niebieskiego. Inne eksperymenty neurofizjologiczne, takie jak stymulacja elektryczna i śledzenie iniekcji neuronalnych, są również wykonalne. Możliwy do osiągnięcia poziom wizualizacji i czas trwania stymulacji sprawiają, że podejście to można zastosować w szerokim zakresie eksperymentów.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transfer genów za pośrednictwem wirusa w celu odwrócenia utraty słuchu w dużej mierze skupiał się na obwodowym układzie słuchowym. 1 Ukierunkowawszy się na ślimak, badacze zbadali wiele dróg dostarczania, w tym infuzję minipompy osmotycznej2, piankę żelową®nasączoną kompleksem wektorowo-transgenową 2 lub gąbkę żelatynową3, bezpośrednie mikroiniekcję4; liczne wektory transferu genów, w tym wektory wirusowe związane z adenowirusem5,6, wektory lentiwirusowe7 i liposomy kationowe2; oraz rozprzestrzenianie się wektorów transferu genów poza tkankę docelową2. Ostatnio wirus związany z adenowirusem (AAV)-1 został wprowadzony do ślimaka w celu leczenia głuchoty u myszy z powodu utraty pęcherzykowego transportera glutaminianu-3. 8 Ponadto niedawno opisano zastosowanie optogenetyki w obwodowym układzie słuchowym. 9

Niewiele badań dotyczyło transferu genów do centralnego układu słuchowego. Grzbietowe jądro ślimakowe (DCN) pnia mózgu zawiera neurony drugiego rzędu ścieżki słuchowej. Podczas gdy techniki transferu genów w jądrze ślimakowym (CN) mogą być wykorzystywane do wielu badań, transfer genów opsyn, białek wrażliwych na światło, do DCN może być również wykorzystany do umożliwienia technik eksperymentalnych opartych na optogenetyce. Po dostarczeniu opsyny, takiej jak rodopsyna kanałowa-2 (ChR2), za pośrednictwem wirusa, neurony DCN stają się wrażliwe na bodźce świetlne. Optogenetyczny transfer genów był wcześniej próbowany w kilku regionach pnia mózgu, w tym w jądrze retrotrapezoidalnym szczura, miejscu sinawym myszy, wzgórku górnym małpy i brzusznym obszarze nakrywki myszy. 10-14

Ostatnio, badacze badali zastosowanie optogenetyki w DCN. 15,16 DCN to miejsce, w którym umieszcza się implanty słuchowe pnia mózgu u ludzi, co czyni go atrakcyjną częścią układu słuchowego do badań translacyjnych nad neuroprotezami słuchowymi. Jednak biorąc pod uwagę lokalizację DCN, ekspozycja chirurgiczna jest trudna. Technika opisana w niniejszym dokumencie zapewnia protokół maksymalnej ekspozycji DCN poprzez podejście tylnego dołu, aby umożliwić transfer genów wektora wirusowego i eksperymenty oparte na optogenetyce w modelu mysim. W poprzednich badaniach stosowano stereotaktyczne mikrowstrzyknięcie do DCN z rodopsyną kanałową-2. 16 Iniekcje stereotaktyczne są jednak potencjalnie mniej dokładne niż zastrzyki wykonane przez bezpośrednią wizualizację, zwłaszcza w jądrze tak małym i głębokim wzdłuż pnia mózgu, jak DCN. Transgeniczne myszy wykazujące ekspresję białek specyficznych tkankowo w CN są również atrakcyjną opcją i eliminują potrzebę transferu genów. Nasz protokół ekspozycji na DCN działałby również u myszy transgenicznych, ponieważ DCN musiałby być bezpośrednio wystawiony na stymulację optyczną. Ta technika chirurgicznego narażenia DCN została zaadaptowana z poprzednich protokołów obejmujących zapisy z nerwu słuchowego i jądra ślimaka w modelach myszy i szczurów. 15,17-20

Ogólnym celem protokołu jest zapewnienie bezpośredniej ekspozycji na CN, aby umożliwić techniki transferu genów. Mówiąc dokładniej, podejście to jest kompatybilne zarówno z chirurgią ostrą, jak i z chirurgią przetrwania, a przygotowanie można powtórzyć u tego samego zwierzęcia w celu przeprowadzenia kolejnych badań neurofizjologicznych. Bezpośrednia ekspozycja protokołu DCN ma implikacje dla eksperymentów opartych na transferze genów za pośrednictwem optogenetyki i wirusa w innych jądrach pnia mózgu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Wszystkie procedury eksperymentalne są wykonywane zgodnie z Komitetem ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Massachusetts Eye and Ear Infirmary i Harvard Medical School, które są zgodne z krajowymi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami, w tym z Polityką Publicznej Służby Zdrowia dotyczącą humanitarnej opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych, Przewodnikiem ILAR oraz Ustawą o dobrostanie zwierząt. Procedury eksperymentalne wymienione poniżej szczegółowo opisują narażenie lewego DCN. Używaj sterylnych narzędzi podczas wykonywania operacji przetrwania.

1. Pierwotna kraniotomia i odsłonięcie grzbietowego jądra ślimaka

  1. znieczulenie
    1. Znieczulić mysz w wieku 8–12 tygodni o masie ciała 18–24 g ksylazyną w dawce 20 mg/kg i ketaminą w dawce 100 mg/kg dootrzewnowej. Potwierdź prawidłowe znieczulenie, monitorując tętno, częstość oddechów, a także odruch wycofania się z palca u nogi. Umieść maść weterynaryjną na oczach, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. Po odpowiednim znieczuleniu należy ogolić włosy leżące nad skórą głowy, aby zapewnić niezakłócony dostęp do pola operacyjnego.
  2. Pozycjonowanie chirurgiczne
    1. Umieść mysz bezpiecznie w uchwycie stereotaktycznym dla małych zwierząt, przytrzymywanym na miejscu przez zacisk pyska.
    2. Upewnij się, że zacisk pyska jest wystarczająco luźny, aby umożliwić odpowiednie oddychanie, ale wystarczająco ciasny, aby całkowicie unieruchomić głowę myszy. Jeśli głowa myszy jest luźna, zwierzę prawdopodobnie wypadnie z uchwytu głowy podczas części zabiegu kraniotomii.
    3. Elektrody implantu słuchowego pnia mózgu należy umieścić w standardowy sposób, co pozwala na monitorowanie tętna. Częstość oddechów powinna być monitorowana za pomocą wizualizacji. Należy pamiętać, że normalne tętno i częstość oddechów będą się różnić w zależności od wieku myszy.
    4. Umieszcza się termometr, a eutermię zapewnia się poprzez umieszczenie na homeotermicznym kocu grzewczym.
  3. Nacięcie skóry i odsłonięcie kości międzyciemieniowej i potylicznej czaszki
    1. Pod mikroskopem wykonaj pionowe nacięcie przez skórę, zaczynając od linii środkowej, bezpośrednio między małżowiną uszną i rozciągając się do ogonowej części potylicy. Po nacięciu skóry w linii środkowej przemieszcz skórę na boki. Wizualizuj mięśnie pokrywające lewą tylną część czaszki.
    2. Usuń mięsień pokrywający lewe kości ciemieniowe, międzyciemieniowe i potyliczne czaszki poprzez rozczłonkowanie przyczepów mięśniowych do odpowiednich kości za pomocą skalpela lub nożyczek do tęczówki. Obserwuj niewielki stopień krwawienia wzdłuż przeciętych krawędzi mięśni. Zminimalizuj to poprzez delikatny nacisk aplikatorem z bawełnianą końcówką przez 10-15 sekund.
  4. Kraniotomia pokrywająca jądro ślimakowe
    1. Zidentyfikuj odpowiednie linie szwów, w tym linie szwów strzałkowych i lambda (Rysunek 1, lewy panel).
    2. Za pomocą rongeurs wykonaj kraniotomię nad kością międzyciemieniową, na lewo od linii środkowej, ~2 mm ogonowo do linii szwu lambda. Ten region leży nad DCN.
    3. Po kraniotomii obserwuj cienką warstwę opony twardej, która pokrywa móżdżek. Za pomocą ostrza skalpela usuń oponę twardą. (Rysunek 1, Panel środkowy).
      UWAGA: Usunięcie opony twardej może spowodować niewielki stopień krwawienia. Ten proces użycia ostrza skalpela do usunięcia opony twardej ma na celu zmniejszenie ilości utraty krwi podczas aspiracji móżdżku, która gromadzi się na powierzchni pnia mózgu i uniemożliwia identyfikację DCN. Całkowita objętość krwi myszy wynosi ~1,5 ml nie powinna przekraczać > niż 15%. Jeśli krwawienie przekroczy tę ilość, mysz powinna otrzymać suplementację płynów.
    4. Usuń zakrzepłą krew pokrywającą móżdżek za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką. Opcjonalnie delikatnie wlej sól fizjologiczną za pomocą punktu dentystycznego na móżdżek, aby usunąć krew z krwi.
  5. aspiracja móżdżku
    1. Używając ssania francuskiego 5, odessaj najbardziej boczną część lewego móżdżku leżącą nad DCN, aż DCN stanie się wizualny (ryc. 1, prawy panel). Usuń około 1/4 do 1/3 lewego móżdżku. Głównym punktem orientacyjnym przylegającym do DCN jest bańka kanału półkolistego górnego.
      UWAGA: Aspiracja móżdżku jest kluczowym krokiem protokołu. Ukierunkowana aspiracja móżdżku jest najskuteczniejsza do wykonania, jeśli nastąpi jednorazowo, a nie przy wielu przejściach ssania, ponieważ spowoduje to krwawienie. Aby pomóc w aspiracji, ustaw płaszczyznę ogniskową mikroskopu na oczekiwanej głębokości CN, która będzie nieco dystalna do powierzchni móżdżku. Ustawienie płaszczyzny ogniskowej na CN poprawi wizualizację i zapewni ostry obraz.
    2. Po aspiracji spodziewane jest dalsze krwawienie, nagromadzenie płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) i przemieszczenie móżdżku na DCN. Szybko wkropl 0,5 ml sterylnej soli fizjologicznej do kraniotomii, aby zapobiec krzepnięciu krwi. Połączenie delikatnego wklepywania z punktem dentystycznym i ssaniem może być następnie wykorzystane do oczyszczenia ścieżki do bezpośredniej wizualizacji DCN. Nie dotykaj bezpośrednio powierzchni DCN.

2. Mikroiniekcja ciśnieniowa do transferu genów za pośrednictwem wirusa i chirurgicznej rekonwalescencji

  1. Po tym, jak DCN jest wolny od krwi i płynu mózgowo-rdzeniowego i jest wyraźnie widoczny, należy wykonać mikroiniekcje ciśnieniowe do DCN za pomocą 10 μl strzykawki Hamiltona przez okres 2 minut.
  2. Wprowadzić igłę za pomocą mikromanipulatora, aż końcówka przestanie być widoczna pod powierzchnią DCN.
  3. Aby uzyskać optymalną wydajność, użyj igły o rozmiarze 33 lub 34 (użyj gazoszczelnej strzykawki z igłą o rozmiarze 34) z płytkim skosem, takim jak 45°, aby zminimalizować uraz i zlokalizować objętość wstrzyknięcia w DCN, który jest cienką i płytką strukturą pnia mózgu (<300 μm grubości).
    UWAGA: Można stosować inne instrumenty do mikroiniekcji. Idealnie byłoby, gdyby przyrząd do iniekcji był elastyczny, aby umożliwić lekkie zgięcie, w razie potrzeby, aby bezpośrednio celować w DCN. Ponadto, ponieważ mysz porusza się nieznacznie przez cały zabieg z powodu oddychania, instrument powinien być wystarczająco wytrzymały, aby wytrzymać niewielkie ruchy.

3. Rekonwalescencja chirurgiczna

  1. Natychmiast po wstrzyknięciu należy ponownie wykonać zbliżenie skóry i pozwolić myszy dojść do siebie zgodnie ze standardową procedurą odzyskiwania. Pozostały móżdżek i tkanka bliznowata wypełnią ubytek spowodowany aspiracją móżdżku. Stale monitoruj zwierzęta, aż do odzyskania wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Monitoruj tętno, częstość oddechów, a także zdolność do karmienia.
    UWAGA: Żadne zwierzę, które przeszło operację, nie wraca do klatki z innymi zwierzętami, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.
  2. Jeśli mysz zacznie chodzić w kółko po operacji (<5% przypadków), zwykle 2-4 godziny po zamknięciu nacięcia skóry, natychmiast poświęć mysz, ponieważ prawdopodobnie miałaby trudności z karmieniem. Ten efekt uboczny jest prawdopodobnie spowodowany aspiracją móżdżku. Zwierzę powinno być monitorowane pod kątem bólu pooperacyjnego i należy podać odpowiednie środki odurzające, aby zapewnić zwierzęciu komfort w oparciu o standardy instytucjonalne. Antybiotyki mogą być konieczne, jeśli istnieją dowody na infekcję.

4. Wtórna kraniotomia i ekspozycja jądra ślimakowego

  1. Po 2-4 tygodniach gojenia i inkubacji transferu genów za pośrednictwem wirusa, ponownie znieczulij wcześniej wstrzykniętą mysz i powtórz krok 1.1-1.5 Optymalny czas inkubacji różni się w zależności od rodzaju przenoszonego genu.
  2. Usuń tkankę bliznowatą w miejscu kraniotomii za pomocą pęsety, skalpela i rongeurs.
  3. Po wizualizacji kraniotomii zidentyfikuj kombinację pozostałej tkanki móżdżku i blizny pokrywającej DCN. Użyj 5-stopniowego ssania francuskiego, aby odessać leżącą nad móżdżkiem / tkankę bliznowatą (podobnie jak w poprzedniej aspiracji móżdżku).
  4. Po aspiracji spodziewaj się dalszego krwawienia, nagromadzenia płynu mózgowo-rdzeniowego i pozostałych fragmentów móżdżku. Szybko wprowadź sól fizjologiczną do kraniotomii, aby zapobiec krzepnięciu krwi. Użyj kombinacji delikatnego wklepywania i ssania w miejscu dentystycznym, aby oczyścić ścieżkę do bezpośredniej wizualizacji DCN.
  5. Obserwuj powierzchnię DCN. Wykonuj eksperymenty fizjologiczne oparte na optogenetyce, ponieważ DCN jest teraz dostępny. Wprowadź bodziec świetlny, na przykład za pomocą światłowodu (ryc. 2), aby przeprowadzić eksperyment oparty na optogenetyce.

5. Histologia

  1. Po zakończeniu eksperymentów poddaj mysz eutanazji za pomocą przedawkowania ketaminy. Ukrwić mysz zwykłą solą fizjologiczną, a następnie 4% paraformaldehydem.
  2. Usuń pień mózgu z czaszki i kontynuuj leczenie przez 2 godziny. Krioprotekcja pnia mózgu w 30% sacharozie przez 24-48 godzin. Przekrój pnia mózgu za pomocą standardowego kriostatu przy użyciu skrawków 60 μm.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po usunięciu skóry i mięśni pokrywających czaszkę, punkty orientacyjne na powierzchni czaszki, takie jak linie szwów koronalnych i lamda, pokazują przybliżoną lokalizację kraniotomii. Po kraniotomii z rongeurs uwidacznia się móżdżek. Staranne aspiracje niewielkiej części móżdżku demonstruje wizualizację CN, którą można następnie wstrzyknąć (ryc. 1).

W...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W artykule opisano technikę bezpośredniej wizualizacji DCN w modelu mysim do manipulacji centralnym układem słuchowym. Zarysowane podejście do bezpośredniej wizualizacji zapewnia znaczące zalety w porównaniu z główną alternatywą, jaką są podejścia stereotaktyczne. Przede wszystkim bezpośrednia wizualizacja DCN pozwala na natychmiastowe potwierdzenie lokalizacji pnia mózgu, podczas gdy podejścia stereotaktyczne nie pozwalają na bezpośrednią wizualizację. W eksperymentach, które wymagają wydłużonych okresów inkubacji, jak ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Finansowanie: Ta praca była wspierana przez grant Fundacji Bertarelli (D.J.L), grant MED-EL (D.J.L) oraz DC01089 National Institutes of Health Grants (M.C.B.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Uchwyt stereotaktycznyStoelting51500
Koc homeotermicznyHarvard507214
Ostrze skalpela #11Drobne narzędzia chirurgiczne10011-00
Nożyczki do tęczówkiDrobne narzędzia chirurgiczne14084-08
5 Francuskie ssanieSymetria Punkty chirurgiczne2777914
dentystyczneHenry Schein100-8170
Bone rongeurDrobne narzędzia chirurgiczne16020-14
10 µ l Strzykawka HamiltonHamilton 7633-01
Miernik 34, igłaHamilton 
RongeursDrobne narzędzia chirurgiczne16021-14
207434

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lalwani, A., Mhatre, A. Cochlear gene therapy. Ear Hear. 24 (4), 342-348 (2003).
  2. Lalwani, A., Jero, J., Mhatre, A. Current issues in cochlear gene transfer. Audiol Neurootol. 7 (3), 146-151 (2002).
  3. Jero, J., et al. Cochlear gene delivery through an intact round window membrane in mouse. Hum Gene Ther. 12 (5), 539-548 (2001).
  4. Koh, S., Pettis, R., Mhatre, A., Lalwani, A. Cochlear microinjection and its effects upon auditory function in the guinea pig. Eur Arch Otorhinolaryngol. 257 (9), 469-472 (2000).
  5. Lalwani, A., Walsh, B., Reilly, P., Muzyczka, N., Mhatre, A. Development of in vivo gene therapy for hearing disorders: introduction of adeno-associated virus into the cochlea of the guinea pig. Gene Ther. 3 (7), 588-592 (1996).
  6. Wareing, M., Lalwani, A. Cochlear gene therapy: current perspectives. Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 5 Suppl 1. (49), 27-30 (1999).
  7. Han, J., et al. Transgene expression in the guinea pig cochlea mediated by a lentivirus-derived gene transfer vector. Hum Gene Ther. 10 (11), 1867-1873 (1999).
  8. Akil, O., et al. Restoration of hearing in the VGLUT3 knockout mouse using virally mediated gene therapy. Neuron. 75 (2), 283-293 (2012).
  9. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. J Clin Invest. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  10. Adamantidis, A., et al. Optogenetic interrogation of dopaminergic modulation of the multiple phases of reward-seeking behavior. J Neurosci. 30 (31), 10829-10835 (2011).
  11. Kim, K., et al. Optogenetic mimicry of the transient activation of dopamine neurons by natural reward is sufficient for operant reinforcement. PloS One. 7 (4), e33612(2012).
  12. Britt, J., Bonci, A. Optogenetic interrogations of the neural circuits underlying addiction. Curr Opin Neurobiol. 23 (4), 539-545 (2013).
  13. Abbott, S., Coates, M., Stornetta, R., Guyenet, P. Optogenetic stimulation of c1 and retrotrapezoid nucleus neurons causes sleep state-dependent cardiorespiratory stimulation and arousal in rats. Hypertension. 61 (4), 835-841 (2013).
  14. Carter, M., et al. Tuning arousal with optogenetic modulation of locus coeruleus neurons. Nat Neurosci. 13 (12), 1526-1533 (2010).
  15. Darrow, K., et al. Optogenetic control of central auditory neurons. Assoc. Res. Otolaryngol. Abstr. (695), (2012).
  16. Shimano, T., et al. Assessment of the AAV-mediated expression of channelrhodopsin-2 and halorhodopsin in brainstem neurons mediating auditory signaling. Brain Res. 1511, 138-152 (2013).
  17. Doucet, J., Ryugo, D. Projections from the ventral cochlear nucleus to the dorsal cochlear nucleus in rats. J Comp Neurol. 385, 245-264 (1997).
  18. Brown, M., Drottar, M., Benson, T., Darrow, K. Commissural axons of the mouse cochlear nucleus. J Comp Neurol. 521, 1683-1696 (2013).
  19. Verma, R., et al. Auditory responses to electric and infrared neural stimulation of the rat cochlear nucleus. Hear Res. 310, 69-75 (2014).
  20. Taberner, A. M., Liberman, M. C. Response properties of single auditory nerve fibers in the mouse. J Neurophysiol. 93 (1), 557-569 (2005).
  21. Rolls, A., et al. Optogenetic disruption of sleep continuity impairs memory consolidation. Proc Natl Acad Sci. 108 (32), 13305-13310 (2011).
  22. Huff, M., Miller, R., Deisseroth, K., Moorman, D., LaLumiere, R. Posttraining optogenetic manipulations of basolateral amygdala activity modulate consolidation of inhibitory avoidance memory in rats. Proc Natl Acad Sci. 110 (9), 3597-3602 (2013).
  23. Stortkuhl, K., Fiala, A. The Smell of Blue Light: A New Approach toward Understanding an Olfactory Neuronal Network. Front Neurosci. 5 (72), (2011).
  24. Hira, R., et al. Transcranial optogenetic stimulation for functional mapping of the motor cortex. J Neurosci Methods. 179 (2), 258-263 (2009).
  25. Ayling, O., Harrison, T., Boyd, J., Foroshkov, A., Murphy, T. Automated light-based mapping of motor cortex by photoactivation of channelrhodopsin-2 transgenic mice. Nat Methods. 6 (3), 219-224 (2009).
  26. Boyden, E., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat. Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Transfer gen w za po rednictwem wirus wtechnika kraniotomiiaspiracja m d kustymulacja wiat owodowalaser wiat a niebieskiegoodpowied pnia m zgu na bod ce s uchowetechnika mikroiniekcji

Powiązane artykuły