Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Laboratoryjny test biologiczny żywiący się rybami w celu oceny aktywności przeciwdrapieżnej metabolitów wtórnych z tkanek organizmów morskich

8.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52429

⸱

11 stycznia 2015

 , 
1Department of Biology and Marine Biology and Center for Marine Science, University of North Carolina Wilmington

W tym artykule

Podsumowanie

Ten test biologiczny wykorzystuje model drapieżnej ryby do oceny obecności metabolitów odstraszających od karmienia z organicznych ekstraktów tkanek organizmów morskich w naturalnych stężeniach przy użyciu porównywalnej pod względem odżywczym matrycy pokarmowej.

Streszczenie

Morska ekologia chemiczna to młoda dyscyplina, która wyłoniła się ze współpracy chemików produktów naturalnych i ekologów morskich w latach 80. w celu zbadania funkcji ekologicznych metabolitów wtórnych z tkanek organizmów morskich. Rezultatem był postęp w protokołach, które coraz bardziej udoskonalały ekologiczne znaczenie podejścia eksperymentalnego. W tym miejscu przedstawiamy najnowszą wersję laboratoryjnego testu biologicznego żywiącego się rybami, który umożliwia badaczom ocenę aktywności przeciwdrapieżnej metabolitów wtórnych z tkanek organizmów morskich. Metabolity organiczne o wszystkich polarnościach są wyczerpująco ekstrahowane z tkanki organizmu docelowego i odtwarzane w naturalnych stężeniach w odpowiedniej pod względem odżywczym matrycy żywnościowej. Eksperymentalne granulki pokarmowe są prezentowane ogólnemu drapieżnikowi w laboratoryjnych testach żywieniowych w celu oceny aktywności przeciwdrapieżnej ekstraktu. Opisana w niniejszym dokumencie procedura wykorzystuje błękitnogłowego, Thalassoma bifasciatum, do badania smakowitości karaibskich bezkręgowców morskich; Konstrukcję można jednak łatwo dostosować do innych systemów. Wyniki uzyskane za pomocą tego testu laboratoryjnego są ważnym wstępem do eksperymentów terenowych, które opierają się na reakcjach żywieniowych pełnego zestawu potencjalnych drapieżników. Ponadto ten test biologiczny może być wykorzystany do kierowania izolacją metabolitów odstraszających karmienie poprzez frakcjonowanie sterowane testem biologicznym. Ten test biologiczny pogłębił naszą wiedzę na temat czynników kontrolujących rozmieszczenie i liczebność bezkręgowców morskich na karaibskich rafach koralowych i może dostarczyć informacji na temat badań w różnych dziedzinach badań, w tym farmakologii, biotechnologii i ekologii ewolucyjnej.

Wprowadzenie

Ekologia chemiczna opracowana dzięki współpracy chemików i ekologów. Podczas gdy subdyscyplina lądowej ekologii chemicznej istnieje już od jakiegoś czasu, morska ekologia chemiczna ma zaledwie kilka dekad, ale dostarczyła ważnych informacji na temat ekologii ewolucyjnej i struktury społeczności organizmów morskich1-8. Korzystając z nowych technologii nurkowania z akwalungiem i spektroskopii NMR, chemicy organiczni szybko stworzyli dużą liczbę publikacji opisujących nowe metabolity z bentosowych bezkręgowców morskich i glonów w latach siedemdziesiątych iosiemdziesiątych XX wieku. Zakładając, że metabolity wtórne muszą służyć jakiemuś celowi, wiele z tych publikacji przypisywało ekologicznie ważne właściwości nowym związkom bez dowodów empirycznych. Mniej więcej w tym samym czasie ekolodzy wykorzystali również pojawienie się nurkowania z akwalungiem i opisali rozmieszczenie i liczebność zwierząt i roślin bentosowych, znanych wcześniej ze stosunkowo nieskutecznych metod pobierania próbek, takich jak pogłębianie. Założeniem tych badaczy było to, że wszystko, co jest siedzące i miękkie, musi być chemicznie bronione, aby uniknąć konsumpcji przezdrapieżniki. Starając się wprowadzić empiryzm do tego, co skądinąd było opisową pracą na temat liczebności gatunków, niektórzy ekolodzy zaczęli ekstrapolować obronę chemiczną napodstawie testów toksyczności. Większość testów toksyczności obejmowała narażenie całych ryb lub innych organizmów na wodne zawiesiny surowych ekstraktów organicznych z tkanek bezkręgowców, a następnie określenie stężeń suchej masy ekstraktów odpowiedzialnych za zabicie połowy badanych organizmów. Jednak testy toksyczności nie naśladują sposobu, w jaki potencjalne drapieżniki postrzegają zdobycz w warunkach naturalnych, a późniejsze badania nie wykazały związku między toksycznością a smakowitością12-13. Zaskakujące jest to, że w publikacjach w prestiżowych czasopismach stosowano techniki mające niewielkie lub żadne znaczenie ekologiczne14-15 i że badania te są nadal szeroko cytowane. Jeszcze bardziej niepokojące jest to, że badania oparte na danych dotyczących toksyczności są nadal publikowane16-18. Opisana w niniejszym dokumencie metoda testu biologicznego została opracowana pod koniec lat 80. XX wieku, aby zapewnić ekologom morskim podejście do oceny ochrony chemicznej przed drapieżnikami. Metoda wymaga, aby modelowy drapieżnik pobierał próbki surowego ekstraktu organicznego z organizmu docelowego w naturalnym stężeniu w matrycy pokarmowej porównywalnej pod względem odżywczym, dostarczając danych dotyczących smakowitości, które są bardziej znaczące ekologicznie niż dane dotyczące toksyczności.

Ogólne podejście do oceny aktywności przeciwdrapieżnej tkanek organizmów morskich obejmuje cztery ważne kryteria: (1) odpowiedni ogólny drapieżnik musi być użyty w testach żywieniowych, (2) organiczne metabolity wszystkich polarności muszą być wyczerpująco wyekstrahowane z tkanki organizmu docelowego, (3) metabolity muszą być zmieszane z odpowiednim pod względem odżywczym eksperymentalnym pokarmem o tym samym stężeniu objętościowym, jakie występuje w organizmie, z którego pochodzą. zostały wyodrębnione, oraz (4) projekt eksperymentalny i podejście statystyczne muszą dostarczyć miarodajnej metryki wskazującej na względną niesmak.

Procedura opisana poniżej została zaprojektowana specjalnie do oceny obrony chemicznej przeciwdrapieżnych u karaibskich bezkręgowców morskich. Używamy wargacza błękitnogłowego, Thalassoma bifasciatum, jako modelowej ryby drapieżnej, ponieważ gatunek ten jest powszechny na karaibskich rafach koralowych i jest znany z pobierania próbek z szerokiego asortymentu bezkręgowców bentosowych19. Tkanka z organizmu docelowego jest najpierw ekstrahowana, następnie łączona z mieszanką pokarmową, a na końcu oferowana grupom T. bifasciatum w celu zaobserwowania, czy odrzucają pokarmy poddane działaniu ekstraktu. Dane testowe uzyskane przy użyciu tej metody dostarczyły ważnych informacji na temat chemii obronnej organizmów morskich12,20-21, kompromisów dotyczących historii życia22-24 i ekologii społeczności25-26.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Krok 3 tego protokołu dotyczy tematów na kręgowcach. Procedura została opracowana w taki sposób, aby zwierzęta były traktowane w możliwie najbardziej humanitarny sposób i została zatwierdzona przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) na Uniwersytecie Karoliny Północnej w Wilmington.

1) Ekstrakcja tkanek

  1. Używaj tkanki, która jest w naturalnym stanie nawodnienia i nie jest ściśnięta, wysuszona lub nadmiernie mokra, ponieważ zmieni to stężenie objętościowe metabolitów wtórnych. Pokrój lub posiekaj tkankę na kawałki lub plasterki, które można włożyć do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml. Uwaga: W niektórych przypadkach można użyć świeżej tkanki, ale często lepiej jest pokroić lub posiekać zamrożoną tkankę, która nie jest poddawana ściskaniu podczas krojenia.
  2. Dodać kawałki tkanek do 30 ml mieszaniny dichlorometanu (DCM) i metanolu (MeOH) w proporcji 1:1 w wyskalowanej probówce wirówkowej, aż do osiągnięcia końcowej objętości 40 ml. Należy pamiętać o wykonaniu wszystkich czynności związanych z przenoszeniem rozpuszczalnika w dygestoriach z odpowiednią wentylacją.
  3. Zakryj probówkę i odwróć ją kilka razy, a następnie kilkakrotnie mieszaj podczas 4-godzinnego okresu ekstrakcji. Uwaga: W tym okresie woda łączy się z MeOH i powstała faza MeOH:woda oddziela się od fazy DCM. Tkanka jest na przemian poddawana działaniu DCM i MeOH: wody jako emulsji podczas mieszania probówek.
  4. Przenieść ekstrakt DCM do kolby okrągłodennej i odparować do sucha na wyparce obrotowej na małym ogniu (<40 °C). Używając minimalnej ilości rozpuszczalnika, przenieść wysuszony ekstrakt do 20 ml fiolki scyntylacyjnej. Wyposażyć fiolkę w adapter wyparki obrotowej i ponownie odparować do sucha na wyparce obrotowej przy użyciu małego ciepła (<40 °C).
    Uwaga: Następny krok wymaga użycia domowego przyrządu zaciskowego, który można zmontować, przykręcając następujące elementy w kolejności sekwencyjnej na końcu pręta gwintowanego: (1) nakrętka, (2) podkładka i (3) nakrętka żołędziowa. Myjka musi być perforowana lub zamontowana w taki sposób, aby była mniejsza niż średnica wewnętrzna probówki wirówkowej o pojemności 50 ml.
  5. Wracając do wyskalowanej probówki wirówkowej, która zawiera tkankę i ekstrakt MeOH:water, wyciśnij pożywkę ekstrakcyjną z tkanki poprzez kompresję. Przenieść ekstrakt wodny MeOH:do tej samej kolby okrągłodennej i przechowywać w stanie schłodzonym (<10 °C).
  6. Dodać MeOH do wyskalowanej probówki wirówkowej, aż odwodniona tkanka zostanie zanurzona w celu drugiej ekstrakcji trwającej od 2 do 6 godzin, a następnie przenieść nowy ekstrakt MeOH do schłodzonej kolby okrągłodennej zawierającej ekstrakt MeOH: woda. Jeśli istnieje obawa, że tkanka nie została w pełni wyekstrahowana, powtórz ekstrakcję MeOH trwającą od 2 do 6 godzin.
  7. Wysuszyć MeOH na wyparce obrotowej na małym ogniu (<40 °C). Przenieść pozostały ekstrakt wodny z kolby okrągłodennej do fiolki scyntylacyjnej zawierającej wysuszony ekstrakt niepolarny, używając minimalnej objętości MeOH do przepłukania kolby okrągłodennej.
  8. Odparować ekstrakt wodny do sucha na małym ogniu (<40 °C) na koncentratorze próżniowym. Fiolka scyntylacyjna zawiera teraz całkowity suchy surowy ekstrakt organiczny z 10 ml tkanki. Opróżnić przestrzeń nad fiolką za pomocą gazuN2, aby zapobiec utlenianiu, szczelnie zamknąć i przechowywać w stanie zamrożonym (-20 °C).

2) Przygotowanie posiłków

  1. Przygotuj liofilizowany proszek z kalmarów.
    Uwaga: Płaszcz kałamarnicy stanowi źródło składników odżywczych, które jest porównywalne z innymi bezkręgowcami bentosowymi i będzie stosowany jako składnik w podetapach ppkt 2.2.
    1. Rozmrozić zamrożone krążki płaszcza kałamarnicy w ciepłej wodzie dejonizowanej (DI), a następnie zmiksować je w blenderze wysokoobrotowym.
    2. Wylej cienką warstwę puree z kalmarów na płytką blachę do ciastek i zamroź (-20 °C), a następnie połam arkusz mrożonego puree z kalmarów na małe kawałki, które mają być liofilizowane.
    3. Liofilizować zamrożone puree z płaszcza kalmarów zgodnie z procedurami operacyjnymi liofilizatora.
    4. Sproszkowaj liofilizowane kawałki puree z płaszcza kalmarów w blenderze wysokoobrotowym, aby uzyskać proszek.
    5. W dygestorium wlej sproszkowany płaszcz kalmara do obrotowego przesiewacza mąki i przesiej w celu oddzielenia dużych kawałków tkanki od drobnego proszku.
    6. Przenieś drobno sproszkowany płaszcz kałamarnicy do zamykanego pojemnika. Opróżnić przestrzeń nad zbiornikiem za pomocą gazuN2, aby zapobiec utlenianiu i przechowywać w stanie zamrożonym (-20 °C).
  2. Przygotuj mieszankę spożywczą.
    Uwaga: W przypadku przeprowadzania wielu kolejnych testów praktyczne jest przygotowanie ~100 ml mieszanki spożywczej, jednak w razie potrzeby przepis ten można przeskalować do mniejszych objętości.
    1. W zlewce o pojemności 150 ml połącz mieszaninę 3 g kwasu alginowego i 5 g liofilizowanego proszku z płaszcza kalmarów ze 100 ml wody demineralizowanej. Mieszaj energicznie mikroszpatułką przez kilka minut, aż proszek zostanie całkowicie uwodniony, a mieszanina będzie jednorodna.
      Uwaga: W razie potrzeby na tym etapie można dodać barwnik spożywczy: łatwiej jest dodać barwnik do mieszanki spożywczej, która wytworzy mieszaniny zarówno poddane działaniu środka, jak i kontrolne (maskując naturalny pigment ekstraktu w mieszaninie poddanej działaniu ekstraktu), niż próbować dopasować kolor mieszaniny poddanej działaniu ekstraktu poprzez dodanie barwnika do mieszaniny kontrolnej. Zielonkawy lub brązowawy barwnik spożywczy jest często pożądany, aby zamaskować wszelkie pigmenty w surowym ekstrakcie.
    2. Załadować dokładnie 10 ml mieszanki spożywczej do strzykawki z podziałką. Uważaj, aby podczas tego procesu nie dopuścić do powstania pęcherzyków powietrza.
    3. Wyjąć z zamrażarki 20 ml fiolkę scyntylacyjną z suchym surowym ekstraktem organicznym. Dodaj kroplę lub dwie MeOH, a następnie wymieszaj ekstrakt z jednorodną mieszaniną za pomocą mikroszpatułki.
    4. Wyrzuć załadowaną strzykawkę o pojemności 10 ml z matrycą spożywczą do 20 ml fiolki scyntylacyjnej i wymieszaj mikroszpatułką w celu homogenizacji mieszaniny żywności poddanej działaniu ekstraktu.
      Uwaga: Pomocne może być wyrzucanie strzykawki w mniejszych odstępach (tj. wysunięcie 2 ml i homogenizacja, a następnie powtarzanie do momentu, aż wszystkie 10 ml zostanie zhomogenizowane).
  3. Przygotuj granulki testowe.
    1. Załadować bardzo małą objętość mieszaniny ekstraktu (~1 ml) do strzykawki i zanurzyć końcówkę strzykawki w roztworze 0,25 M CaCl2. Wysunąć zawartość strzykawki, aby utworzyć długie, przypominające spaghetti pasmo.
    2. Po kilku minutach usuń stwardniałe pasmo, posiekaj je na 4 mm granulki na szklanej desce do krojenia za pomocą żyletki, a następnie spłucz w wodzie morskiej.
    3. Powtórzyć kroki 2.3.1 i 2.3.2 bez dodawania ekstraktu tkankowego w celu wytworzenia osadów kontrolnych. Należy upewnić się, że granulki kontrolne są traktowane równoważną objętością rozpuszczalnika (patrz dodanie MeOH do mieszaniny poddanej działaniu substancji w kroku 2.2.3) w celu kontroli dodania rozpuszczalnika. Jeżeli pożądana jest kontrola ujemna w celu potwierdzenia, że badane ryby można zniechęcić do karmienia, należy dodać benzoesan denatonium w stężeniu 2 mg ml-1 do mieszanki surowej żywności27.

3) Testy biologiczne smakowitości

  1. Przeprowadzić testy żerowania z dziko odławianym wargaczem błękitnogłowym w fazie żółtej, Thalassoma bifasciatum, trzymanym w grupach po trzy w nieprzezroczystych przedziałach akwariów laboratoryjnych.
  2. Dostarczaj granulki spożywcze ze zlewki z wodą morską za pomocą szklanej pipety z gumową gruszką. Uwaga: Wyszkolenie ryb w przyjmowaniu pokarmu w ten sposób może zająć kilka dni. Bodziec kondycjonujący (np. kilka stuknięć pipetą w szybę akwarium), który poprzedza dostarczenie pokarmu, może być pomocny w szkoleniu ryb, aby oczekiwały dodania granulek pokarmu.
  3. Punktowanie śrutu. Rozważ przyjęcie granulki, jeśli jest łatwo spożywane przez ryby. Rozważ odrzucenie wypluwki, jeśli nie została zjedzona po co najmniej trzech próbach przyjęcia jej do jamy ustnej przez jedną lub więcej ryb, lub jeśli po jednej takiej próbie zbliży się do wypluwki i ją zignoruje.
  4. Ocenianie próbek. Uwaga: Procedura oznaczania jest przedstawiona jako schemat blokowy na rysunku 1. Grupy ryb, które odmawiają jedzenia granulek kontrolnych na którymkolwiek etapie protokołu, nie są dalej brane pod uwagę. Istnieją dwa potencjalne wyniki pojedynczej serii testu: próbka jest akceptowana lub odrzucana.
    1. Zacznij od osadu kontrolnego, aby potwierdzić, że grupa ryb jest chętna do współpracy. Zaoferuj przetworzony granul. Jeśli ryba zaakceptuje poddane działaniu środka osady, należy ocenić próbkę jako zaakceptowaną. Jeśli ryba odrzuci poddane działaniu środka osady, należy podać kolejną osadkę kontrolną w celu ustalenia, czy ryby przestały żerować. Jeśli ryby zaakceptują kolejny osad kontrolny, należy ocenić próbkę jako odrzuconą.
  5. replikacja. Powtórzyć procedurę oznaczania z dziesięcioma niezależnymi grupami ryb dla każdego ekstraktu.

4) Ocena istotności

  1. Oceń znaczenie różnic w zużyciu kontrolnych i poddanych działaniu substancji peletów za pomocą zmodyfikowanej wersji dokładnego testu Fishera26. Zmodyfikować badanie w taki sposób, aby sumy brzeżne dla osadów kontrolnych i poddanych działaniu środka były ustalone, traktując je jako próbki losowe. Uwaga: Daje to p = 0,057, gdy zjedzonych zostanie 7 granulek; W związku z tym każdy ekstrakt jest uważany za odstraszający, jeśli zje się 6 lub mniej granulek, i smaczny, jeśli zje się 7 lub więcej granulek.
  2. Aby porównać względną smakowitość między grupami ekstraktów, oblicz średnią liczbę granulek spożywanych w każdej grupie. Utrzymuj próg na poziomie 6 granulek, tak aby grupa powtórzonych ekstraktów była uważana za odstraszającą, jeśli średnia liczba zjedzonych granulek + błąd standardowy (SE) ≤6. Uwaga: W reprezentatywnych wynikach przypisanie do grupy to gatunki, więc ekstrakty replikowane pochodzą od różnych osobników, a względna smakowitość może być porównana między gatunkami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym opracowaniu przedstawiamy wyniki tego bioanalizy dla sześciu gatunków pospolitych gąbek karaibskich (Rysunek 2). Dane te zostały pierwotnie opublikowane w 1995 roku przez Pawlika et al.12 i demonstrują skuteczność tego podejścia w badaniu różnic w strategiach obrony chemicznej wśród współwystępujących taksonów. Wyniki przedstawiono jako średnią liczbę zjedzonych granulek pokarmowych + błąd standardowy (SE) dla każdego gatunku. W analizach z zastosowaniem surowych ekstrakt...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisana w niniejszym dokumencie procedura zapewnia stosunkowo prosty, ekologicznie istotny protokół laboratoryjny do oceny przeciwdrapieżnej obrony chemicznej organizmów morskich. Poniżej dokonujemy przeglądu ważnych kryteriów, które są spełnione przez ten zestaw metod:

(1) Odpowiedni drapieżnik. W tym teście żerowania wykorzystuje wargacza błękitnogłowego, Thalassoma bifasciatum, jedną z najliczniejszych ryb na rafach koralowych na Karaibach. Bluehead jest ogólnym mięsożercą...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Dziękujemy Jamesowi Maedzie i Aaronowi Cooke'owi za pomoc w kręceniu i montażu tego filmu. Finansowanie zostało zapewnione przez National Science Foundation (OCE-0550468, 1029515).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
DichlorometanFisher ScientificD37-20
MetanolFisher ScientificA41220
Bezwodny chlorek wapniaFisher ScientificC614-500
Płyn przenoszący ciepło CryocoolFisher Scientific20-548-146Do koncentratora próżniowego
Kwas alginowy Sól sodowa o wysokiej lepkościMP Biomedicals
Pierścienie płaszcza kałamarnicyN/A/AMożna kupić w sklepie spożywczym
Benzoesan denatoniumAldrichD5765
50 ml rurka wirówkowa z podziałkąFisher Scientific14-432-22
Fiolka scyntylacyjna 20 mlFisher Scientific03-337-7
Jednorazowe pipety PasteuraFisher Scientific13-678-20D
Żarówki gumowe do pipet PasteuraFisher Scientific03-448-24
Czerwone żarówki do podawania peletówFisher Scientific03-448-27
Kolba okrągłodenna 250 mlFisher Scientific10-067E
Adapter do fiolki scyntylacyjnej do rotavapFisher ScientificK747130-1324
Łodzie motoroweFisher Scientific02-202B
MikroszpatułkaFisher Scientific21-401-10
Strzykawka z podziałką 5 mlFisher Scientific14-817-53
Strzykawka z podziałką 10 mlFisher Scientific14-817-54
ŻyletkaFisher ScientificS17302
154723 N

Bibliografia

  1. Paul, V. J., ed, Ecological roles of marine natural products. , Comstock Publishing. Associates: Ithaca, N.Y. (1992).
  2. Pawlik, J. R. Marine invertebrate chemical defenses. Chemical Reviews. 93 (5), 1911(1993).
  3. Hay, M. E. Marine chemical ecology: what's known and what's next. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 44 (5), 476-476 (1996).
  4. McClintock, J. B., Baker, B. J. Marine Chemical Ecology. , CRC Press. Boca Raton, Fla. (2001).
  5. Amsler, C. D. Algal Chemical Ecology. , Springer. New York. (2008).
  6. Hay, M. E. Marine chemical ecology: Chemical signals and cues structure marine populations, communities, and ecosystems. Annual Review of Marine Science. 1, 193-212 (2009).
  7. Pawlik, J. R. The chemical ecology of sponges on Caribbean reefs: Natural products shape natural systems. BioScience. 61 (11), 888(2011).
  8. Pawlik, J. R. Antipredatory Defensive Roles of Natural Products from Marine Invertebrates. Handbook of Marine Natural Products. , 677-710 (2012).
  9. Pawlik, J. R., Amsler, C. D., Ritson-Williams, R., McClintock, J. B., Baker, B. J., Paul, V. J. Marine Chemical Ecology: A Science Born of Scuba. Research and Discoveries: The Revolution of Science through Scuba. 39, 53-69 (2013).
  10. Randall, J. E., Hartman, W. D. Sponge-feeding fishes of the West Indies. Marine Biology. 1, 216-225 (1968).
  11. Bakus, G. J., Green, G. Toxicity in sponges and holothurians — geographic pattern. Science. 185, 951-953 (1974).
  12. Pawlik, J. R., Chanas, B., Toonen, R. J., Fenical, W. Defenses of Caribbean sponges against predatory reef fish. 1. Chemical deterrency. Marine Ecology Progress Series. 127, 183-194 (1995).
  13. Schulte, B. A., Bakus, G. J. Predation deterrence in marine sponges — laboratory versus field studies. Bulletin of Marine Science. 50, 205-211 (1992).
  14. Jackson, J. B. C., Buss, L. Allelopathy and spatial competition among coral reef invertebrates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 72, 5160-5163 (1975).
  15. Bakus, G. J. Chemical defense mechanisms on the great barrier reef. Australia. Science. 211, 497-499 (1981).
  16. Gemballa, S., Schermutzki, F. Cytotoxic haplosclerid sponges preferred: a field study on the diet of the dotted sea slug Peltodoris atromaculata (doridoidea: nudibranchia). Marine Biology. 144, 1213-1222 (2004).
  17. Voogd, N. J., Cleary, D. F. R. Relating species traits to environmental variables in Indonesian coral reef sponge assemblages. Marine and Freshwater Research. 58, 240-249 (2007).
  18. Mollo, E., et al. Factors promoting marine invasions: a chemolecological approach. Proceedings of the National Academy of Sciences. 105, 4582-4586 (2008).
  19. Randall, J. E. Food habits of reef fishes of the West Indies. Studies in Tropical Oceanography. 5, 665-847 (1967).
  20. O'Neal, W., Pawlik, J. R. A reappraisal of the chemical and physical defenses of Caribbean gorgonian corals against predatory fishes. Marine Ecology Progress Series. 240, 117-126 (2002).
  21. Hines, D. E., Pawlik, J. R. Assessing the antipredatory defensive strategies of Caribbean non-scleractinian zoantharians (Cnidaria): is the sting the only thing. Marine Biology. 159 (2), 389-398 (2012).
  22. Walters, K. D., Pawlik, J. R. Is there a trade-off between wound-healing and chemical defenses among Caribbean reef sponges. Integrative and Comparative Biology. 45 (2), 352-358 (2005).
  23. Leong, W., Pawlik, J. R. Evidence of a resource trade-off between growth and chemical defenses among Caribbean coral reef sponges. Marine Ecology Progress Series. 406, 71-78 (2010).
  24. Leong, W., Pawlik, J. R. Comparison of reproductive patterns among 7 Caribbean sponge species does not reveal a resource trade-off with chemical defenses. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 401 (1-2), 80-84 (2011).
  25. Pawlik, J. R., Loh, T. -L., McMurray, S. E., Finelli, C. M. Sponge Communities on Caribbean Coral Reefs Are Structured by Factors That Are Top-Down, Not Bottom-Up. PLoS ONE. 8 (5), e62573(2013).
  26. Loh, T. -L., Pawlik, J. R. Chemical defenses and resource trade-offs structure sponge communities on Caribbean coral reefs. Proceedings of the National Academy of Science. 111, 4151-4156 (2014).
  27. Miller, A. M., Pawlik, J. R. Do coral reef fish learn to avoid unpalatable prey using visual cues. Animal Behaviour. 85, 339-347 (2013).
  28. Pawlik, J. R., Fenical, W. A re-evaluation of the ichthyodeterrent role of prostaglandins in the Caribbean gorgonian coral, Plexaura homomalla. Marine Ecology Progress Series. 52, 95-98 (1989).
  29. Fenical, W., Pawlik, J. R. Defensive properties of secondary metabolites from the Caribbean gorgonian coral Erythropodium caribaeorum. Marine Ecology Progress Series. 75, 1-8 (1991).
  30. Pawlik, J. R., Fenical, W. Chemical defense of Pterogorgia anceps, a Caribbean gorgonian coral. Marine Ecology Progress Series. 87, 183-188 (1992).
  31. Chanas, B., Pawlik, J. R. Does the skeleton of a sponge provide a defense against predatory reef fish. Oecologia. 107 (2), 225-231 (1996).
  32. Chanas, B., Pawlik, J. R., Lindel, T., Fenical, W. Chemical defense of the Caribbean sponge Agelas clathrodes (Schmidt). Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 208 (1-2), 185-196 (1997).
  33. Wilson, D. M., Puyana, M., Fenical, W., Pawlik, J. R. Chemical defense of the Caribbean reef sponge Axinella corrugata against predatory fishes. Journal of Chemical Ecology. 25 (12), 2811-2823 (1999).
  34. Chanas, B., Pawlik, J. R. Defenses of Caribbean sponges against predatory reef fish II. Spicules, tissue toughness, and nutritional quality. Marine Ecology Progress Series. 127 (1), 195-211 (1995).
  35. Albrizio, S., Ciminiello, P., Fattorusso, E., Magno, S., Pawlik, J. R. Amphitoxin, a new high molecular weight antifeedant pyridinium salt from the Caribbean sponge Amphimedon compressa. Journal of Natural Products. 58 (5), 647-652 (1995).
  36. Assmann, M., Lichte, E., Pawlik, J. R., Köck, M. Chemical defenses of the Caribbean sponges Agelas wiedenmayeri and Agelas conifera. Marine Ecology Progress Series. 207, 255-262 (2000).
  37. Kubanek, J., Fenical, W., Pawlik, J. R. New antifeedant triterpene glycosides from the Caribbean sponge Erylus Formosus. Natural Product Letters. 15 (4), 275-285 (2001).
  38. Pawlik, J. R., McFall, G., Zea, S. Does the odor from sponges of the genus Ircinia protect them from fish predators. Journal of Chemical Ecology. 28 (6), 1103-1115 (2002).
  39. Waddell, B., Pawlik, J. R. Defenses of Caribbean sponges against invertebrate predators. I. Assays with hermit crabs. Marine Ecology Progress Series. 195, 125-132 (2000).
  40. Waddell, B., Pawlik, J. R. Defense of Caribbean sponges against invertebrate predators. II. Assays with sea stars. Marine Ecology Progress Series. 195, 133-144 (2000).
  41. Burns, E., Ifrach, I., Carmeli, S., Pawlik, J. R., Ilan, M. Comparison of anti-predatory defenses of Red Sea and Caribbean sponges. I. Chemical defense. Marine Ecology Progress Series. 252, 105-114 (2003).
  42. Jones, A. C., Blum, J. E., Pawlik, J. R. Testing for defensive synergy in Caribbean sponges: Bad taste or glass spicules. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 322 (1), 67(2005).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Morska ekologia chemicznabiologiczny test erowania rybekstrakcja tkanekprzygotowanie matrycy pokarmowejThalassoma dewinkiformowanie peletuocena obrony chemicznejfrakcjonowanie sterowane testami biologicznymi
Laboratoryjny test biologiczny żywiący się rybami w celu oceny aktywności przeciwdrapieżnej metabolitów wtórnych z tkanek organizmów morskich
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.