Method Article

Układ mikroprzepływowy do próbki ICPMS Wprowadzenie

DOI:

10.3791/52525

⸱

March 5th, 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Applied Biosciences, ETH Zurich

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentujemy dyskretny system wprowadzania próbek kropel do spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICPMS). Opiera się na tanim i jednorazowym chipie mikroprzepływowym, który generuje wysoce monodyspersyjne kropelki w zakresie wielkości 40−60 μm przy częstotliwościach od 90 do 7 000 Hz.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół omawia wytwarzanie i wykorzystanie jednorazowego taniego chipa mikroprzepływowego jako systemu wprowadzania próbek do spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICPMS). Chip wytwarza monodyspersyjne kropelki próbki wodnej w perfluoroheksanie (PFH). Wielkość i częstotliwość kropel wody może być zmieniana w zakresie odpowiednio od 40 do 60 μm i od 90 do 7 000 Hz. Kropelki są wyrzucane z chipa wraz z drugim przepływem PFH i pozostają nienaruszone podczas wyrzucania. Specjalnie zbudowany system desolwatacji usuwa PFH i transportuje kropelki do ICPMS. Tutaj można mierzyć bardzo stabilne sygnały o wąskim rozkładzie natężenia, pokazujące monodyspersyjność kropel. Pokazujemy, że system introdukcji może być stosowany do ilościowego oznaczania żelaza w pojedynczych krwinkach czerwonych bydła. W przyszłości możliwości urządzenia wprowadzającego można łatwo rozszerzyć poprzez integrację dodatkowych modułów mikroprzepływowych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Analiza elementarna próbek cieczy za pomocą spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICPMS) jest powszechnie przeprowadzana przy użyciu nebulizatorów w połączeniu z komorami natryskowymi jako system wprowadzający1. W tym systemie wprowadzania próbek próbka jest rozpylana przez nebulizator w celu wytworzenia aerozolu polidyspersyjnego. Znajdująca się za nią komora natryskowa służy do odfiltrowywania dużych kropel. Metoda ta wiąże się z dużym zużyciem próbki (>0,3 ml min-1)2 i niepełnym transportem próbki. W związku z tym staje się niepraktyczny w zastosowaniach, w których dostępne są tylko mikrolitrowe objętości próbek, jak w badaniach biologicznych, kryminalistycznych, toksykologicznych i klinicznych3. Aby zmniejszyć zużycie próbki, opracowano nebulizatory o mniejszych wymiarach dysz3. Jednak zmniejszony rozmiar dyszy zwiększa ryzyko zatkania, gdy konieczne jest analizowanie próbek niestrawionych płynów biologicznych lub stężonych roztworów soli3.

Inne podejście do wprowadzania próbek zostało zaproponowane przez Olesika i wsp.4. Autorzy wstrzyknęli do ICPMS ciecz w postaci monodyspersyjnych dyskretnych mikrokropel, które zostały wytworzone przez mikropompę napędzaną piezoelektrycznie. Mimo, że sam ten system nie znalazł szerokiego zastosowania, zapoczątkował dalszy rozwój koncepcji dyskretnego wprowadzania kropel w ICPMS. Obecnie można zakupić piezoelektryczne systemy dozujące, które mogą generować kropelki o wielkości 30, 50, 70 i 100 μm oraz przy częstotliwościach 100-2 000 Hz. Kropelki mogą być transportowane do ICPMS z wydajnością bliską 100%5. Te dozowniki mikrokropel zostały zastosowane do ilościowego pomiaru pojedynczych nanocząstek5,6, a także do charakteryzowania pojedynczych komórek biologicznych7. Podobny system oparty na technologii termicznego druku atramentowego8 został przetestowany do analizy próbek biologicznych9. Chociaż dostępne systemy wprowadzania pojedynczych kropel są bardzo wydajne, mogą być stosowane do małych objętości próbek i są obiecujące do analizy nanocząstek i komórek, mają kilka ograniczeń. W przypadku stałego rozmiaru dyszy wielkość kropli może być zmieniana tylko nieznacznie (chyba że używane są ustawienia niestandardowe10). Zmiany właściwości fizycznych cieczy (pH, zawartość soli) mogą zmienić charakterystykę kropel (wielkość, prędkość wtrysku). Ponadto urządzenia te są dość drogie, podatne na zatykanie i trudne do czyszczenia.

Inna metoda generowania kropelek znana jest w dziedzinie mikrofluidyki kropelkowej11. W ostatnich latach mikrofluidyka kropelkowa zyskała zainteresowanie w reakcjach (bio)chemicznych12-15 oraz w badaniach pojedynczych komórek16,17. Dodatkowo technikę tę zastosowano do wprowadzania próbek w spektrometrii mas z jonizacją elektrorozpylaną18,19 oraz do przygotowania próbek w spektrometrii mas z desorpcją/jonizacją laserową wspomaganą matrycą20,21.

Niedawno wprowadziliśmy system mikroprzepływowy do wprowadzania próbek w ICPMS22. Kluczowym elementem naszego systemu wprowadzającego jest chip do wyrzucania kropel wspomagany cieczą (LADE). Ten chip składa się w całości z poli(dimetylosiloksanu) (PDMS). W pierwszym kanale przepływ złączowy ogniskowanie służy do generowania monodyspersyjnych kropelek wodnego roztworu próbki (rysunek 1). W tym celu stosuje się wysoce lotny (temperatura wrzenia 58-60 °C23) i niemieszający się perfluoroheksan (PFH) w fazie nośnej (ryc. 1). Te właściwości PFH umożliwiają stabilne wytwarzanie kropel i szybkie usuwanie fazy nośnej. Zmiany właściwości cieczy próbki mają mniejszy wpływ na tę metodę generowania w porównaniu z innymi generatorami kropel. Wielkość kropli można regulować w szerokim zakresie poprzez zmianę natężenia przepływu fazy wodnej i PFH. W dolnym skrzyżowaniu wtórnym dodaje się więcej PFH, aby zwiększyć prędkość przepływu do co najmniej 1 m sec-1. Przy tej prędkości ciecz może być wyrzucana z wióra w stabilnym i prostym strumieniu (rysunek 1) bez niszczenia kropel (rysunek 1 wstawka). Ta konstrukcja z podwójnym złączem umożliwia kontrolowanie stabilności strumienia niezależnie od generowania kropel. Kropelki są transportowane do ICPMS za pomocą dostosowanego systemu transportowego. System ten składa się z rurki opadającej i rozpuszczalnika membranowego do usuwania PFH. Wysuszone pozostałości kropelek wody są następnie jonizowane w plazmie ICPMS, a detektor masy mierzy jony. Przednia część chipa ma kształt beczki, aby zapewnić ścisłe połączenie z systemem transportu kropel. Wyrzucanie próbki wodnej w postaci kropelek w PFH jest korzystne, ponieważ unika się kontaktu z dyszą. To znacznie zmniejsza ryzyko zatkania dyszy, co może stanowić problem podczas pracy z zawiesinami komórek lub stężonymi roztworami soli. Chipy LDE, wytwarzane przez miękką litografię PDMS, są tanie (koszt materiału około 2 USD za chip), jednorazowe i łatwe do modyfikacji. W połączeniu z produkcją, która wymaga tylko niewielkiej ilości pracy ręcznej, każdy eksperyment można przeprowadzić z nowym chipem. Dzięki temu nie jest potrzebne pracochłonne czyszczenie, a zanieczyszczenie krzyżowe jest zminimalizowane.

Tutaj opisane jest wytwarzanie chipa LADE za pomocą miękkiej litografii i jego zastosowanie w ICPMS. Przedstawiono przykłady pomiarów z roztworem wodnym i zawiesiną komórki.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Główna produkcja SU-8 (Rysunek 2)

UWAGA: Przeprowadź produkcję form wzorcowych SU-8 w czystym pomieszczeniu, aby zapobiec defektom spowodowanym przez cząsteczki kurzu. Do produkcji potrzebne są dwie płytki, jedna z cechami mikroprzepływowymi, a druga bez.

  1. Przygotuj formy wzorcowe dla chipa mikroprzepływowego. Najpierw nałóż warstwę adhezyjną na płytkę silikonową.
    1. Odwodnić wafel krzemowy przez 10 minut w temperaturze 200 °C. Schłodzić wafel do temperatury RT i załadować go do powlekarki wirowej i obtoczyć w wirówce SU-8 2002 zgodnie z następującym protokołem.
    2. Dozować około 3 ml rezystancji na wafel.
    3. Wiruj wafel z prędkością 500 obr./min przez 10 sekund, aby rozprowadzić opór na całej płytce.
    4. Wiruj płytkę z prędkością 2 000 obr./min przez 30 sekund, aby osiągnąć wysokość oporu około 2 μm.
  2. Usuń nadmiar oporu z krawędzi wafla za pomocą wacika nasączonego acetonem, aby zapobiec przywieraniu wafla do płyty grzejnej w następnym kroku. Piecz wafelek przez 60 sekund w temperaturze 95 °C na gorącej płycie.
  3. Naświetlić całą płytkę światłem ultrafioletowym (80 mJ/cm2 przy 365 nm). Piecz wafel przez 120 sekund do 95 °C.
  4. Ostudzić wafel i natychmiast ponownie go obtoczyć, korzystając z następującego protokołu dla SU-8 2050:
    1. Wiruj wafel z prędkością 100 obr./min przez 20 sekund (na tym etapie dozuj około 3 ml rezystancji SU-8).
    2. Wiruj wafel z prędkością 500 obr./min przez 10 sekund, aby rozprowadzić opór na całej płytce.
    3. Wiruj wafel z prędkością 3,250 obr./min przez 30 sekund, uzyskując grubość rezystu około 40 μm.
  5. Ponownie usuń nadmiar oporu z krawędzi wafla za pomocą wacika nasączonego acetonem i delikatnie piecz wafel na gorącej płycie przez 180 sekund w temperaturze 65 °C i przez 360 sekund w temperaturze 95 °C.
  6. Przygotuj fotomaskę, przyklejając ją do szklanki sodowo-wapniowej. Patrz rysunek 3, aby zapoznać się z projektem maski. Użyj nakładki do maski, aby naświetlić rezystancję światłem ultrafioletowym (160 mJ/cm2, mierzonym przy 365 nm) przez przygotowaną maskę. Ponownie piecz odsłonięty wafel na gorącej płycie przez 60 sekund w temperaturze 65 °C i przez 360 sekund w temperaturze 95 °C.
  7. Po schłodzeniu wafla do temperatury deszczowej zanurz go w szklanej szalce Petriego wypełnionej wywoływaczem na 5 minut, aby wytworzyć rezystyw. Delikatnie poruszyć szalkę Petriego, aby usunąć nienaświetlony SU-8. Opłucz wafel izopropanolem i wysusz go pistoletem do azotu.
  8. Zbadaj wafel pod mikroskopem. W przypadku, gdy na elementach pozostaje nierozwinięty opór, ponownie wywołaj płytkę przez kilka minut, jak opisano w kroku 1.7.
  9. Usuń wszelkie pozostałości rozpuszczalnika, piecząc wafle przez 2 godziny w temperaturze 200 °C. Sprawdź wysokość elementów za pomocą profilera schodkowego. W przypadku, gdy zmierzona wysokość różni się od żądanej, należy ponownie rozpocząć od tego protokołu i dostosować prędkość wirowania w kroku 1.1.4.
  10. Aby zapobiec przywieraniu PDMS do płytki, należy ją sylizanizować, umieszczając ją w eksykatorze razem z 50 μl 1H,1 H, 2H, H-perfluorodecylotrichlorosilanu w małym naczyniu porcelanowym. Zmniejszyć ciśnienie w eksykatorze do 100 mbar i inkubować płytkę przez 12 godzin.
    1. W przypadku ślepych części PDMS sjonalizuj inną płytkę krzemową metodą opisaną w kroku 1.10. Aby zaoszczędzić czas, sjonalizuj obie płytki jednocześnie w jednym eksykatorze.

2. Produkcja chipów LADE

UWAGA: Chip LADE składa się z dwóch elementów PDMS, które są połączone ze sobą za pomocą kleju24. Pierwsza część zawiera cechy mikroprzepływowe. Druga część jest płaska i służy do uszczelniania kanałów. Połączone ze sobą, tworzą okrągły kształt niezbędny do połączenia chipa z systemem transportu kropel. W tym miejscu opisano wytwarzanie dwóch części i ich łączenie. Wszystkie etapy procesu pokazano na rysunku 4.

  1. Przygotuj 44 g PDMS, mieszając 40 g prepolimeru z 4 g utwardzacza PDMS (w ten sposób uzyskasz do 6 wiórów). Odgazuj PDMS w eksykatorze do momentu, gdy będzie wolny od pęcherzyków (zajmie to około 20 minut).
  2. Formowanie repliki strukturalnych połówek.
    1. Umieść formę odlewaną na wierzchu płytki i zatrzaśnij ją na miejscu za pomocą struktur prowadzących wokół wzoru (patrz rysunek 5). Pomiń zatrzaskiwanie na miejscu dla płaskiej połowy PDMS.
    2. Wlać około 3 do 4 g odgazowanego PDMS do formy odlewniczej i umieścić na 6 minut na płycie grzejnej w temperaturze 150 °C. Ostudzić utwardzony PDMS w formie odlewniczej i ostrożnie podnieść wafel formy odlewniczej za pomocą szpatułki.
    3. Aby zapobiec zanieczyszczeniu kanałów mikroprzepływowych, należy zakryć taśmą stronę chipa, która wcześniej stykała się z płytką. Ostrożnie przeciąć taśmę wzdłuż krawędzi części PDMS, aby usunąć nadmiar PDMS.
  3. Aby wytworzyć płaskie połówki PDMS, powtórz wyżej wymienione kroki od 2.2.1 do 2.2.3 z pustą silanizowaną płytką.
  4. Oderwij taśmę i przebij otwory łączące płyn w strukturalnych połówkach za pomocą dziurkacza do biopsji. Zabezpiecz konstrukcje taśmą podczas przechowywania.
  5. Połączyć ze sobą części PDMS za pomocą kleju za pomocą utwardzacza PDMS24.
    1. Weź nieobrobioną płytkę silikonową i obróć ją utwardzaczem PDMS przez 30 sekund przy 6,000 obr./min. Wyjmij wafel z powlekarki wirowej.
    2. Usuń taśmę ze strukturalnych połówek i umieść je strukturami skierowanymi w dół na płytce. Delikatnie dociśnij PDMS, aby usunąć pęcherzyki powietrza.
    3. Usuń taśmę z pustych połówek PDMS. Weź ustrukturyzowaną połówkę z płytki i ręcznie wyrównaj ją na płaskiej połówce PDMS. Delikatnie ściśnij część, aby usunąć pęcherzyki powietrza i pozwól zmontowanemu wiórowi utwardzić się przez 24 godziny w temperaturze pokojowej. Nie dociskaj części do siebie siłą, ponieważ może to spowodować zapadnięcie się kanałów.
  6. Przeciąć końcówkę wióra wzdłuż linii wskaźnika prostopadłej do kanału dyszy za pomocą noża uniwersalnego, aby otworzyć dyszę wylotową. Użyj urządzenia wyrównującego, aby zapewnić proste cięcie, które jest niezbędne do prostego wyrzutu cieczy. Sprawdź chip pod mikroskopem pod kątem wad w kanałach mikroprzepływowych i cząstek kurzu. Umieść taśmę na otworach wlotowych, aby chronić wióry podczas przechowywania.
  7. Podłącz butelkę Woulff z rurką do suchego źródła azotu i do wszystkich wlotów chipa LADE. Umieścić 50 μl 1H,1 H,2 H,H-perfluorodecylotrichlorosilanu na dnie butelki Woulff i zamknąć ją.
  8. Silanizować kanały mikroprzepływowe, przepłukując wszystkie kanały przez 20 minut strumieniem azotu przenoszącym 1H,1 H,2 H,2 H-perfluorodecylotrichlorosilan o natężeniu przepływu około 1 ml/sek. Chipy są gotowe do eksperymentów i mogą być przechowywane przez co najmniej kilka tygodni w RT.

3. Przygotowanie do pomiaru / System transportu kropelek

UWAGA: Zbuduj cały system transportu kropel na stole optycznym, ponieważ konieczne jest zbudowanie stabilnej konstrukcji nośnej dla instalacji. Schemat całego systemu transportu kropel przedstawiono na rysunku 6.

  1. Zainstaluj niestandardowy adapter cyklonowy z poli(metakrylanu metylu) (PMMA) z przymocowaną rurką ze stali nierdzewnej o długości 50 cm w pionie. Podłącz adapter do źródła helu z regulatorem przepływu masowego. Podłącz (szybką) kamerę i lampę do adaptera w przeciwległych miejscach, aby uzyskać wizualizację kropel.
  2. Umieść grzałkę nabojową na środku stalowej rurki i użyj rurki z poli(chlorku winylu) (PVC) i łącznika rurki Legris, aby połączyć koniec stalowej rurki z wlotem rozpuszczalnika membranowego.
  3. Podłącz wylot desolwatora za pomocą innej rurki PVC do adaptera przepływu laminarnego, który jest bezpośrednio podłączony do wlotu ICPMS. Podłącz adapter przepływu laminarnego do źródła argonu z regulatorem przepływu masowego, a następnie użyj go do domieszania argonu, aby uzyskać stabilne warunki pracy.
  4. Wyrównaj adapter oraz stalową rurę w pionie z poziomicą. Jeśli wyrównanie nie jest dokładne, może to prowadzić do znacznych strat kropel. Włóż wtyczkę do adaptera, aby zapobiec wyciekaniu gazów podczas nagrzewania systemu.
  5. Uruchomić wszystkie wyżej wymienione przepływy gazu i urządzenia korzystając z ustawień z tabeli 1. Pozwól systemowi się rozgrzać przez 15 minut. Grzałka wkładu potrzebuje 2 godzin, aby ustabilizować temperaturę, włącz ją wcześniej.
  6. Umieść pompy strzykawkowe na stojaku na wysokości cyklonowego adaptera helowego. Odległość między pompkami strzykawkowymi a adapterem powinna być jak najmniejsza.

4. Pomiary

UWAGA: Poniższy protokół jest napisany w ogólnych terminach ze względu na różnorodność rozwiązań i zawieszeń, które mogą być użyte. Jednakże zawiesiny komórek należy rozcieńczyć do stężenia < 1 x 107 komórek/ml, gdy przeprowadzana jest analiza pojedynczych komórek, aby zapewnić, że większość kropelek zawiera tylko jedną komórkę. W przypadku pomiarów za pomocą komórek należy ustawić pompy strzykawkowe pod takim kątem, aby wylot strzykawek był skierowany w dół i zamontować rurki w taki sposób, aby były skierowane w dół.

  1. Podłączyć rurkę do strzykawek. Umieścić dwie strzykawki o pojemności 5 ml z perfluoroheksanem i jedną strzykawkę o pojemności 1 ml z roztworem próbki lub zawiesiną. Usunąć wszystkie pęcherzyki uwięzione w strzykawkach i rurkach.
  2. Zainstaluj strzykawki w pompie strzykawkowej i podłącz je do wlotów chipa. Uruchomić pompy strzykawkowe, korzystając z ustawień startowych z tabeli 1 (lub wyższych natężeń przepływu). Daj przepływom od 3 do 5 minut na ustabilizowanie się.
    1. Usuń nadmiar płynu z końcówki chipa za pomocą chusteczki. Ciecze powinny teraz wyrzucać się z wióra w prostym strumieniu. Jeśli nie można uzyskać prostego wyrzutu przez przetarcie chusteczką, wymień chip i zacznij od nowa, wykonując ten krok.
  3. Wyjmij wtyczkę z adaptera i ostrożnie włóż chip do adaptera. W razie potrzeby nasmaruj chip FC-40. Chip może być używany przez co najmniej 2 godziny eksperymentów.
  4. Zmień natężenie przepływu tak, aby mieściło się w zalecanych ustawieniach pomiaru z tabeli 1. Niższe natężenie przepływu PFH nie tylko oszczędza PFH, ale także redukuje tło sygnału, spowodowane zakłóceniami izobarycznymi.
  5. Daj systemowi 2-5 minut na ustabilizowanie się (w zależności od wybranego natężenia przepływu). Zoptymalizuj ICPMS pod kątem najwyższej intensywności sygnału analitów będących przedmiotem zainteresowania.
    1. Kolejno regulować przepływy wszystkich gazów w masowych regulatorach przepływu (patrz zalecane zakresy w tabeli 1), aż do osiągnięcia maksymalnego natężenia sygnału analitów będących przedmiotem zainteresowania. W ten sam sposób dostosuj moc plazmy i napięcie soczewki skupiającej (zgodnie z zakresami zalecanymi przez producenta) w ICPMS.
  6. Ustaw ICPMS na czas oczekiwania wynoszący 10 ms (dotyczy samego używanego ICPMS, ale można go dostosować za pomocą innych instrumentów, aby zapewnić akwizycję z rozdzielczością czasową). Rozpocznij nagrywanie sygnału o określonej m/z za pomocą protokołu producenta.
  7. Po pomiarze przenieś surowe dane do programu do analizy danych w celu oceny. Podziel dane podane w liczbach na 10 ms za pomocą wbudowanej funkcji i wykreśl wynikowe wartości środka pojemnika względem liczb. Dopasuj każdy pik na wykreślonym histogramie rozkładu częstotliwości za pomocą funkcji Gauss. Średnia i sigma dopasowania reprezentują odpowiednio średnie natężenie sygnału i jego odchylenie standardowe.

5. Koncepcja kalibracji

  1. Zmierzyć jedno- lub wielopierwiastkowy roztwór wzorcowy zawierający pierwiastek lub pierwiastki będące przedmiotem zainteresowania przy tych samych natężeniach przepływu co próbka.
  2. Umieść chip LADE na szalce Petriego pod mikroskopem. Aby uzyskać lepszą jakość obrazu, użyj nieokrągłego chipa. Wykonaj ten chip zgodnie z opisem w kroku 2, ale przy użyciu prostej prostokątnej formy odlewu zamiast częściowo okrągłej.
  3. Wykonaj kroki od 4.1 do 4.2.1, aby rozpocząć generowanie kropel. Ustaw natężenia przepływu zgodnie z natężeniami przepływu używanymi w kroku 5.1.
  4. Rejestruj obrazy kropel wody za pomocą szybkiej kamery podłączonej do mikroskopu (obiektyw 20X). Użyj oprogramowania do analizy obrazu, takiego jak oprogramowanie do morfometrii i prędkości kropel firmy Basu25, aby uzyskać średnią średnicę kropli na podstawie nagrań.
  5. Użyj średniej średnicy kropli, aby obliczyć objętość kropli, zakładając, że kropla jest obiektem sferycznym.
    1. Na podstawie tej objętości i znanego stężenia analitu w kropli oblicz liczbę odpowiadających mu atomów. Podziel liczbę zmierzonych jonów na kroplę przez liczbę atomów, aby uzyskać skuteczność wykrywania. Użyj tej skuteczności wykrywania, aby obliczyć liczbę atomów w nieznanej próbce.
      UWAGA: Ponieważ różnice między poszczególnymi wiórami są niewielkie22, nie jest konieczne powtarzanie pomiaru wielkości kropli dla każdego chipa lub roztworu, jeśli natężenia przepływu pozostają takie same. Wykaz wielkości i częstości występowania kropel w zależności od konkretnych natężeń przepływu jest publikowany przez Verboket i wsp.Lokal mieszkalny 22.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentowany system może być wykorzystany do pomiaru małych objętości roztworów lub zawiesin zawierających komórki lub nanocząstki. Przykłady pomiaru roztworu wzorcowego i charakterystyki pojedynczych komórek przedstawiono tutaj. Więcej przykładów można znaleźć w Verboket et al.Lokal mieszkalny 22.

Zazwyczaj sygnał pojedynczej kropli roztworu jest bardzo krótkim zdarzeniem. Zwykle trwa to kilka 100 μsek26. W przypadku zastosowanego tutaj protokołu ICPMS (czas prz...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż produkcja chipów jest bardzo niezawodna, podczas produkcji istnieją pewne krytyczne punkty, które wymagają szczególnej uwagi. Po pierwsze, czystość podczas montażu jest bardzo ważna, aby zapobiec zanieczyszczeniu wióra przez kurz. Pył może blokować kanały i uniemożliwiać stabilne wytwarzanie kropel. Po drugie, szczególnie ważne jest, aby końcówka była przycięta prostopadle do kanału dyszy. Kąt cięcia ma duży wpływ na kąt wyrzutu. Jeśli ciecz zostanie wyrzucona pod kątem, może to spowodować utratę wyrzuconych krop...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Europejską Radę ds. Badań Naukowych (ERC Starting Grant nμLIPIDS, nr 203428) i ETH Zurich (numer projektu: ETH-49 12-2). Autorzy tego manuskryptu chcieliby podziękować Bodo Hattendorfowi za pomoc w ICP-MS oraz F. Kurthowi za liczenie komórek. Autorzy chcieliby również podziękować Christophowi Bärtschiemu i Rolandowi Mäderowi za ich wsparcie przy budowie mechanicznego zestawu. Obiekt clean room FIRST na ETH Zurich jest znany ze wsparcia w zakresie mikroprodukcji.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Wafel krzemowy 100 mmSi-Mat (Kaufering, Niemcy)
SU-8 2002Microchem Corp. (Massachusetts, USA)
SU-8 2050Microchem Corp. (Massachusetts, Stany Zjednoczone)
AcetonMerk VWR (Darmstadt, Niemcy)100014
MR-developer 600Microresist Technology GmbH (Berlin, Niemcy)
IzopropanolMerk VWR (Darmstadt, Niemcy)109634
1H,1H,2H,2H-perfluorodecylotrichlorosilanABCR-Chemicals (Karlsruhe, Niemcy)AB111155
Sylgard 184 zestaw elastomerów silikonowych (PDMS)Dow Corning (Michigan, Stany Zjednoczone)39100000
Perfluoroheksan 99%Sigma-Aldrich (Missouri, Stany Zjednoczone)
FC-40ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Niemcy)AB103511
Solanka buforowana fosforanami Life Technologies (Paisley, Zjednoczone Królestwo) 10010-015
Czerwone krwinki w roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanamiRockland Immunochemicals Inc. (Pensylwania, Stany Zjednoczone) R400-0100
Jednopierwiastkowe roztwory wzorcowe Na, FeInorganic Ventures (Wirginia, Stany Zjednoczone)
Wieloelementowe rozwiązanie standardowe Merck Millipore (Massachusetts, Stany Zjednoczone)IV
Kwas azotowyPrzegotowana
woda o ultrawysokiej czystościMerck Millipore (Massachusetts, Stany Zjednoczone)
Płyta grzejna HP 160 III BMSawatec (Sax, Szwajcaria)używana do przygotowania wafli
Moduły wirujące SM 180 BMSawatec (Sax, Szwajcaria)używana do przygotowania wafli
Fotomaska filmowa o wysokiej rozdzielczościMicrolitho (Essex, Wielka Brytania)
Profiler krokowy Dektak XT zaawansowanyBruker  (Massachusetts, Stany Zjednoczone)
Płyta grzejna MR 3002Heidolph (Schwabach, Niemcy)używana do formowania replik 
Dziurkacz do biopsji 1,5 mmMiltex (Pensylwania, USA)33-31AA/33-31A Powlekarka
wirowa  WS-400 BZ-6NPP/LITELaurell (Pensylwania, Stany Zjednoczone)stosowany do klejenia
Pompka strzykawkowa neMESYSCetoni (Korbussen, Niemcy)
Strzykawka 1 ml Codan (Lensahn, Niemcy) 62.1002
Strzykawka 5 ml B. Braun (Melsungen, Niemcy) Rurki PTFE 4606051V
 PKM S.A. (LYSS, SZWAJCARIA)&NBSP;PTFE-AWG-TFT20. N
Quadrupol ICPMS ELAN6000PerkinElmer (Massachusetts, Stany Zjednoczone) 
Desolwator membranowy CETAC6000ATCETAC Technologies (Nebraska, Stany Zjednoczone) jest tylko jednostka desolwatora
Kamera szybkoobrotowa Miro M110Vision Research (New Jersey, USA)
Program do analizy danych Origin proOriginLab Corp. (Massachusetts, Stany Zjednoczone)wersja 8.6
MikroskopOlympus (Tokio, Japonia)IX71
281042+ używana

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Todoli, J. -L., Mermet, J. -M. Liquid sample introduction in ICP spectrometry: A Practical Guide. , Elsevier. Amsterdam. 10-1016 (2008).
  2. Sutton, K. L., B'Hymer, C., Caruso, J. A. Ultraviolet absorbance and inductively coupled plasma mass spectrometric detection for capillary electrophoresis - A comparison of detection modes and interface designs. J. Anal. At. Spectrom. 13 (9), 885-891 (1998).
  3. Todoli, J. -L., Mermet, J. -M. Sample introduction systems for the analysis of liquid microsamples by ICP-AES and ICP-MS. Spectrochim. Acta, Part B. 61 (3), 239-283 (2006).
  4. Olesik, J. W., Hobbs, S. E. Monodisperse dried microparticulate injector - A new tool for studying fundamental processes in inductively-coupled plasma. Anal. Chem. 66 (20), 3371-3378 (1994).
  5. Gschwind, S., Hagendorfer, H., Frick, D. A., Günther, D. Mass quantification of nanoparticles by single droplet calibration using inductively coupled plasma mass spectrometry. Anal. Chem. 85 (12), 5875-5883 (2013).
  6. Garcia, C. C., Murtazin, A., Groh, S., Horvatic, V., Niemax, K. Characterization of single Au and SiO2 nano- and microparticles by ICP-OES using monodisperse droplets of standard solutions for calibration. J. Anal. At. Spectrom. 25 (5), 645-653 (2010).
  7. Shigeta, K., et al. Sample introduction of single selenized yeast cells (Saccharomyces cerevisiae) by micro droplet generation into an ICP-sector field mass spectrometer for label-free detection of trace elements. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 637-645 (2013).
  8. Orlandini v. Niessen, J. O., Schaper, J. N., Petersen, J. H., Bings, N. H. Development and characterization of a thermal inkjet-based aerosol generator for micro-volume sample introduction in analytical atomic spectrometry. J. Anal. At. Spectrom. 26 (9), 1781-1789 (2011).
  9. Orlandini v. Niessen, J. O., Petersen, J. H., Schaper, J. N., Bings, N. H. Comparison of novel and conventional calibration techniques for the analysis of urine samples using plasma source mass spectrometry combined with a new dual-drop-on-demand aerosol generator. J. Anal. At. Spectrom. 27 (8), 1234-1244 (2012).
  10. Shigeta, K., et al. Application of a micro-droplet generator for an ICP-sector field mass spectrometer - optimization and analytical characterization. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 646-656 (2013).
  11. Teh, S. -Y., Lin, R., Hung, L. -H., Lee, A. P. Droplet microfluidics. Lab on a Chip. 8 (2), 198-220 (2008).
  12. Zheng, B., Tice, J. D., Ismagilov, R. F. Formation of arrayed droplets by soft lithography and two-phase fluid flow, and application in protein crystallization. Adv. Mater. 16 (15), 1365-1368 (2004).
  13. Theberge, A. B., et al. Microfluidic platform for combinatorial synthesis in picolitre droplets. Lab Chip. 12 (7), 1320-1326 (2012).
  14. Li, L., et al. Nanoliter microfluidic hybrid method for simultaneous screening and optimization validated with crystallization of membrane proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (51), 19243-19248 (2006).
  15. Zhang, Q., Liu, X., Liu, D., Gai, H. Ultra-small droplet generation via volatile component evaporation. Lab Chip. 14 (8), 1395-1400 (2014).
  16. Baret, J. C., Beck, Y., Billas-Massobrio, I., Moras, D., Griffiths, A. D. Quantitative cell-based reporter gene assays using droplet-based microfluidics. Chem. Biol. 17 (5), 528-536 (2010).
  17. Brouzes, E., et al. Droplet microfluidic technology for single-cell high-throughput screening. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (34), 14195-14200 (2009).
  18. Pei, J., Li, Q., Lee, M. S., Valaskovic, G. A., Kennedy, R. T. Analysis of samples stored as individual plugs in a capillary by electrospray ionization mass spectrometry. Anal. Chem. 81 (15), 6558-6561 (2009).
  19. Kelly, R. T., Page, J. S., Marginean, I., Tang, K., Smith, R. D. Dilution-free analysis from picoliter droplets by nano-electrospray ionization mass spectrometry. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (37), 6832-6835 (2009).
  20. Küster, S. K., et al. Interfacing droplet microfluidics with matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: label-free content analysis of single droplets. Anal. Chem. 85 (3), 1285-1289 (2013).
  21. Pabst, M., Jefimovs, K., Zenobi, R., Dittrich, P. S. High-Resolution Droplet-Based Fractionation of Nano-LC Separations onto Microarrays for MALDI-MS Analysis. Analytical Chemistry. 86 (10), 4848-4855 (2014).
  22. Verboket, P. E., Borovinskaya, O., Meyer, N., Günther, D., Dittrich, P. S. A New Microfluidics-Based Droplet Dispenser for ICPMS. Analytical Chemistry. 86 (12), 6012-6018 (2014).
  23. Ammerman, C. N., You, S. M. Determination of the boiling enhancement mechanism caused by surfactant addition to water. J. Heat Transfer. 118 (2), 429-435 (1996).
  24. Samel, B., Chowdhury, M. K., Stemme, G. The fabrication of microfluidic structures by means of full-wafer adhesive bonding using a poly(dimethylsiloxane) catalyst. J Micromech Microeng. 17 (8), 1710-1714 (2007).
  25. Basu, A. S. Droplet morphometry and velocimetry (DMV): a video processing software for time-resolved, label-free tracking of droplet parameters. Lab Chip. 13 (10), 1892-1901 (2013).
  26. Dziewatkoski, M. P., Daniels, L. B., Olesik, J. W. Time-resolved inductively coupled plasma mass spectrometry measurements with individual, monodisperse drop sample introduction. Anal. Chem. 68 (7), 1101-1109 (1996).
  27. Abate, A. R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).
  28. Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. Decompressing emulsion droplets favors coalescence. Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501(2008).
  29. Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits. Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).
  30. Song, H., Ismagilov, R. F. Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents. J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).
  31. Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. Reactions in droplets in microflulidic channels. Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).
  32. Lombardi, D., Dittrich, P. S. Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions. Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).
  33. Edgar, J. S., et al. Compartmentalization of chemically separated components into droplets. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).
  34. Edgar, J. S., et al. Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis. Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).
  35. Baret, J. C., et al. Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity. Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).
  36. Agresti, J. J., et al. Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microfluidic ChipICPMS Sample IntroductionDroplet GenerationPerfluorohexanePDMS FabricationSyringe PumpDesolvation SystemSingle Cell AnalysisElemental QuantificationFlow Stabilization

Related Articles