Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie pływających powierzchniowo wysięków poczwarkowych Chironomidae (Dipterae) jako protokołu szybkiej oceny biologicznej zbiorników wodnych

11.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52558

⸱

24 lipca 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Entomology, University of Minnesota, 2Biology, Chemistry & Physics, and Mathematics Department, Northern State University, 3Environmental Analysis and Outcomes Division, Minnesota Pollution Control Agency, 4RMB Environmental Laboratories, Inc.

W tym artykule

Podsumowanie

Protokoły szybkiej oceny biologicznej wykorzystujące makrobezkręgowce bentosowe są często używane do monitorowania i oceny jakości wody. Skuteczny protokół obejmuje kolekcje wysięków poczwarkowych Chironomidae unoszących się na powierzchni (SFPE). Opisano tu techniki zbierania w terenie, obróbki laboratoryjnej, montażu szkiełek i identyfikacji Chironomidae SFPE.

Streszczenie

Protokoły szybkiej oceny biologicznej wykorzystujące zespoły makrobezkręgowców bentosowych zostały z powodzeniem wykorzystane do oceny wpływu człowieka na jakość wody. Niestety, tradycyjne metody pobierania próbek larw bentosowych, takie jak sieć zanurzeniowa, mogą być czasochłonne i kosztowne. Alternatywny protokół polega na zbieraniu wysięków poczwarkowych Chironomidae unoszących się na powierzchni (SFPE). Chironomidae to bogata gatunkowo rodzina much (Diptera), których niedojrzałe stadia zwykle występują w siedliskach wodnych. Dorosłe chironomidy wyłaniają się z wody, pozostawiając skórę poczwarki lub wydzieliny unoszące się na powierzchni wody. Wysięki często gromadzą się wzdłuż brzegów lub za przeszkodami pod wpływem wiatru lub prądu wodnego, gdzie można je zebrać w celu oceny różnorodności i bogactwa chironomidów. Chironomidy mogą być stosowane jako ważne wskaźniki biologiczne, ponieważ niektóre gatunki są bardziej tolerancyjne na zanieczyszczenia niż inne. W związku z tym względna liczebność i skład gatunkowy zebranych SFPE odzwierciedlają zmiany jakości wody. W tym miejscu szczegółowo opisano metody związane z pozyskiwaniem w terenie, przetwarzaniem laboratoryjnym, montażem szkiełek i identyfikacją chironomidu SFPE. Do zalet metody SFPE należą: minimalne zakłócenia na obszarze pobierania próbek, wydajne i ekonomiczne pobieranie próbek oraz przetwarzanie laboratoryjne, łatwość identyfikacji, możliwość zastosowania w prawie wszystkich środowiskach wodnych oraz potencjalnie bardziej czuły pomiar stresu ekosystemowego. Ograniczenia obejmują niemożność określenia wykorzystania mikrosiedlisk larwalnych i niemożność zidentyfikowania wysięków poczwarkowych u gatunków, jeśli nie zostały one powiązane z dorosłymi samcami.

Wprowadzenie

Programy monitorowania biologicznego, które wykorzystują żywe organizmy do oceny zdrowia środowiskowego, są często używane do oceny jakości wody lub monitorowania powodzenia programów odbudowy ekosystemów. Protokoły szybkiej oceny biologicznej (RBP) wykorzystujące zbiorowiska makrobezkręgowców bentosowych są popularne wśród państwowych agencji ds. zasobów wodnych od 1989 r.1. Tradycyjne metody pobierania próbek makrobezkręgowców bentosowych pod kątem RBP, takie jak sieć zanurzeniowa, próbnik Surber i próbnik Hessa2, mogą być czasochłonne, kosztowne i mogą mierzyć tylko zbiorowiska z określonego mikrosiedliska3. Wydajnym, alternatywnym RBP do generowania informacji biologicznych o konkretnym zbiorniku wodnym jest zbieranie wysięków poczwarkowych Chironomidae pływających na powierzchni (SFPE)3.

Chironomidae (Insecta: Diptera), powszechnie znane jako niegryzące muszki, to holometaboliczne muchy, które zazwyczaj występują w środowisku wodnym, zanim pojawią się jako dorosłe osobniki na powierzchni wody. Rodzina chironomidów jest bogata gatunkowo, z około 5,000 gatunków opisanych na całym świecie; Szacuje się jednak, że istnieje aż 20 000 gatunków4. Chironomidy są przydatne w dokumentowaniu jakości wody i siedlisk w wielu ekosystemach wodnych ze względu na ich dużą różnorodność i zmienny poziom tolerancji na zanieczyszczenia5. Ponadto są one często najliczniejszymi i najbardziej rozpowszechnionymi makrobezkręgowcami bentosowymi w systemach wodnych, stanowiąc zazwyczaj 50% lub więcej gatunków w zbiorowisku5,6. Po pojawieniu się dorosłego osobnika lądowego, wysięk poczwarki (odlewana skóra poczwarki) unosi się na powierzchni wody (ryc. 1). Wysięki poczwarkowe gromadzą się wzdłuż brzegów lub za przeszkodami pod wpływem wiatru lub prądu wody i można je łatwo i szybko zebrać, aby uzyskać kompleksową próbkę gatunków chironomidae, które pojawiły się w ciągu ostatnich 24-48 godzin7.

Względna obfitość i skład taksonomiczny zebranych SFPE odzwierciedla jakość wody, biorąc pod uwagę, że niektóre gatunki są bardzo odporne na zanieczyszczenia, podczas gdy inne są dość wrażliwe5. Metoda SFPE ma wiele zalet w porównaniu z tradycyjnymi technikami pobierania próbek larw chironomidów, w tym: (1) minimalne, jeśli w ogóle, zakłócenia siedliska występują na obszarze pobierania próbek; (2) próbki nie koncentrują się na zbieraniu organizmów żywych, ale raczej na skórze nieożywionej, więc trajektoria dynamiki społeczności nie jest zakłócona; (3) identyfikacja do rodzaju, a często gatunku, jest stosunkowo łatwa pod warunkiem odpowiednich kluczy i opisów3; (4) pobieranie, przetwarzanie i identyfikowanie próbek jest wydajne i ekonomiczne w porównaniu z tradycyjnymi metodami pobierania próbek3,8,9; (5) nagromadzone wysięki reprezentują taksony pochodzące z szerokiego zakresu mikrosiedlisk10; (6) Metoda ma zastosowanie w prawie wszystkich środowiskach wodnych, w tym w strumieniach i rzekach, ujściach rzek, jeziorach, stawach, basenach skalnych i terenach podmokłych; oraz (7) SFPE może być bardziej czułym wskaźnikiem zdrowia ekosystemu, ponieważ reprezentują osobniki, które ukończyły wszystkie niedojrzałe etapy i pomyślnie wyłoniły się jako dorosłe11.

Metoda SFPE nie jest nowym podejściem do zbierania informacji o społecznościach chironomidów. Zastosowanie SFPE zostało po raz pierwszy zasugerowane przez Thienemanna12 na początku XX wieku. W różnych badaniach wykorzystano SFPE do badań taksonomicznych (np. 13-15), badań nad bioróżnorodnością i ekologią (np. 7,16-19) oraz ocen biologicznych (np. 20-22). Ponadto niektóre badania dotyczyły różnych aspektów projektowania próby, wielkości próby i liczby zdarzeń związanych z próbką wymaganych do osiągnięcia różnych poziomów wykrywalności gatunków lub rodzajów (np. 8,9,23). Badania te wskazują, że stosunkowo wysoki odsetek gatunków lub rodzajów można wykryć przy umiarkowanym wysiłku lub kosztach związanych z przetwarzaniem próbek. Na przykład Anderson i Ferrington8 ustalili, że na podstawie 100-krotnej podpróbki potrzeba było o 1/3 mniej czasu na pobranie próbek SFPE w porównaniu z próbkami zanurzanymi. Inne badanie wykazało, że 3-4 próbki SFPE można posortować i zidentyfikować dla każdej próbki z sieci zanurzeniowej oraz że próbki SFPE były bardziej skuteczne niż próbki z sieci zanurzeniowej w wykrywaniu gatunków wraz ze wzrostem bogactwa gatunków3. Na przykład na stanowiskach o wartości bogactwa gatunkowego 15-16 gatunków średnia skuteczność sieci zanurzeniowej wynosiła 45,7%, podczas gdy próbki SFPE były wydajne w 97,8%3.

Co ważne, metoda SFPE została ustandaryzowana w Unii Europejskiej24 (znana jako technika wysięku poczwarki chironomidu (CPET)) i Ameryce Północnej25 do oceny ekologicznej, ale metoda ta nie została szczegółowo opisana. Jedno z zastosowań metodologii SFPE zostało opisane przez Ferringtona i wsp.Rozdział 3; jednak głównym celem tego badania była ocena wydajności, skuteczności i ekonomii metody SFPE. Celem tej pracy jest szczegółowe opisanie wszystkich etapów metody SFPE, w tym pobierania próbek, przetwarzania laboratoryjnego, montażu szkiełek i identyfikacji rodzaju. Grupą docelową są absolwenci, badacze i profesjonaliści zainteresowani rozszerzeniem tradycyjnych działań związanych z monitorowaniem jakości wody na swoje studia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie materiałów do zbiórki w terenie

  1. Określ liczbę próbek SFPE, które należy pobrać w oparciu o projekt badania i zdobądź jeden słoik na próbkę (np. 60 ml) dla każdej próbki.
  2. Przygotuj dwie etykiety z datą i miejscowością dla każdego słoika z próbką. Umieść jeden w środku, a drugi przymocuj na zewnątrz słoika. Upewnij się, że każda etykieta z datą i miejscowością zawiera następujące informacje: kraj, stan, powiat, miasto, zbiornik wodny, współrzędne GPS, datę i imię i nazwisko osoby (osób) pobierającej próbkę.
  3. Zbierz inne konkretne materiały i wyposażenie (patrz Tabela Konkretnych Materiałów/Wyposażenia).

2. Kolekcja pól

  1. Trzymaj tacę na larwy w jednej ręce, a sito w drugiej. Zanurz tackę na larwy w wodzie, w której gromadzą się SFPE (np. nagromadzenie piany, zaczepy, wschodząca roślinność, gruz, wiry wsteczne i wzdłuż krawędzi brzegu) (Rysunek 2A), pozwól, aby woda, wysięki i zanieczyszczenia dostały się do tacki na larwy i przelej ten materiał przez sito. W przypadku pobierania próbek w układzie lotycznym, należy rozpocząć od dolnego końca dotarcia do próbki i pracować przed nią (rysunek 2B). W przypadku pobierania próbek w układzie soczewkowym, należy rozpocząć od linii brzegowej zawietrznej.
    1. Powtórzyć krok 2.1 przez 10 minut (lub w inny sposób określony dla konkretnego reżimu pobierania próbek) w obrębie każdego z góry określonych zasięgu próbki (zazwyczaj 100–200 m w przypadku próbek pobranych ze strumieni, ale w zależności od całkowitego obszaru punktu monitorowania wód); przemieszczać się między obszarami akumulacji SFPE, jeśli jest to właściwe.
  2. Zagęścić zanieczyszczenia w jednym obszarze sita za pomocą butelki ze zraszaczem wypełnionej wodą z miejsca pobierania próbki i ostrożnie przenieść próbkę SFPE do wstępnie oznakowanego słoika na próbkę za pomocą kleszczy i strumienia etanolu z butelki do zraszania. Napełnij słoik na próbkę etanolem.
  3. Powtórzyć kroki od 2.1 do 2.2 dla wszystkich próbek.

3. Pobieranie próbek

UWAGA: Reszta tego protokołu odnosi się do podpróbki 300 SFPE i może wymagać modyfikacji dla innych rozmiarów podpróby. Zapoznaj się z9 wytycznymi Boucharda i Ferringtona dotyczącymi podpróbkowania i częstotliwości próbkowania, aby dostosować metody SFPE do celów i zasobów specyficznych dla badania.

  1. Przydzielić fiolkę 1 dram na każdą próbkę SFPE; przygotować etykietę z datą i miejscowością, aby umieścić ją w każdej fiolce i napełnić fiolkę w 3/4
    2. etanolem.
  2. Zdjąć pokrywkę z odpowiedniego słoika na próbkę i sprawdzić, czy nie ma dołączonych wysięków poczwarki. Delikatnie spłucz zawartość z pokrywki na szalkę Petriego za pomocą butelki ze spryskiwaczem wypełnionej etanolem. Zlokalizuj i usuń etykietę z wnętrza słoika na próbkę za pomocą kleszczyków i delikatnie spłucz zawartość etykiety na szalkę Petriego. Odłóż etykietę na bok.
  3. Przenieść zawartość słoika na próbkę do tacki na larwy, spłukując ją etanolem, aby upewnić się, że w słoiku na próbkę nie pozostał SFPE. Przenieść część wysięku poczwarki, pozostałości i etanolu z tacki na szalkę Petriego. Upewnij się, że próbka jest pokryta etanolem.
  4. Umieścić szalkę Petriego pod mikroskopem stereoskopowym. Systematycznie skanuj zawartość szalki Petriego w poszukiwaniu wysięków poczwarki. Za pomocą kleszczy zbierz wszystkie wysięki poczwarki z naczynia i umieść je w fiolce. Nie wybieraj okazów, które są złamane (tj. nie mają co najmniej połowy głowotułowia i brzucha), wysuszone lub ściśnięte, aby uniknąć późniejszych problemów z identyfikacją.
    UWAGA: Identyfikacja gatunku często wymaga, aby obecny był cały okaz, chociaż w niektórych przypadkach identyfikacja na poziomie rodzaju może być możliwa w przypadku okazów częściowych.
    1. Zakręć szalką i zeskanuj w poszukiwaniu dodatkowych wysięków poczwarki, w tym tych, które mogą być przyklejone do boków naczynia, a także wszelkich małych i półprzezroczystych próbek, które mogły nie zostać początkowo wykryte. Powtarzaj, aż dwa kolejne skany nie ujawnią żadnych dodatkowych wysięków poczwarkowych.
  5. Powtarzać kroki 3.3 i 3.4 aż do pobrania wszystkich lub 300 wysięków poczwarki. Po pobraniu 300 wysięków z poczwarek należy zwrócić pozostałość z szalki Petriego do tacki na larwy i przepłukać szalkę Petriego etanolem. Następnie przenieś pozostałość z tacki na larwy do pustego słoika na próbkę, dodaj etykietę z datą i miejscowością, a następnie przykryj słoik pokrywką. Zatrzymywanie lub utylizacja pozostałości zgodnie z protokołami specyficznymi dla projektu.

4. Sortowanie próbek

  1. Wlej wszystkie pobrane wysięki poczwarki z oznakowanej fiolki na szalkę Petriego wypełnioną wystarczającą ilością etanolu, aby pokryć tylko próbki.
  2. Pod mikroskopem stereoskopowym podziel próbki na różne grupy morfologiczne (tj. morfotaksony) i umieść każdy morfotakson w oddzielnie oznakowanych fiolkach wypełnionych w 3/4 etanolem.
    1. Wykorzystaj zewnętrzne cechy morfologiczne do oddzielenia morfotaksonów chironomidów. Na przykład z głowotułowia użyj różnic w obecności, rozmiarze, kształcie i ubarwieniu guzków głowowych, brodawek czołowych, szczeciny czołowej i rogu piersiowego. Z brzucha użyj kolców, przyponów, shagreen, szczecinek i ostróg segmentów brzusznych, oprócz płatów odbytu do separacji morfotaksonów (ryc. 4A). Patrz Ferrington i wsp. 5,Sæther 26, Pinder i Reiss 27 w celu uzyskania dodatkowych opisów i rycin cech morfologicznych.
    2. Użyj dodatkowego etanolu, jeśli próbki zaczną wysychać.

5. Montaż ślizgowy

  1. Napełnij jedną studzienkę płytki wielodołkowej dla każdego morfotaksonu 95% etanolem.
    1. Umieść wiele reprezentacji (np. 25% całości) każdego morfotaksonu, który ma być wsunięty do poszczególnych dołków płytki. Pozwól próbkom dobrze siedzieć przez co najmniej 10 minut, aby wystarczająco się odwodniły.
  2. Oznacz slajdy odpowiednimi informacjami o miejscu, kolekcji i identyfikacji (Rysunek 3).
  3. Umieść szkiełko w mikroskopie stereoskopowym.
    UWAGA: Szablon slajdu przyklejony taśmą do stołu montażowego jest przydatny do spójnego umieszczania.
  4. Umieścić kroplę Euparal na szkiełku podstawowym; rozprowadzić Euparal tak, aby był zbliżony do rozmiaru szkiełka nakrywkowego. Podczas pracy z Euparal.
    należy stosować odpowiednią wentylację. UWAGA: Podczas pracy z Euparal należy stosować odpowiednią wentylację.
  5. Osadź przedstawiciela pierwszego morfotaksonu w Euparal za pomocą kleszczy.
    UWAGA: Aby usunąć nadmiar etanolu z próbki, za pomocą kleszczy delikatnie postukaj próbką w chusteczki laboratoryjne przed umieszczeniem jej w Euparal.
  6. Oddziel głowotułów od brzucha za pomocą kleszczy z cienką końcówką i/lub sond preparacyjnych (ryc. 4A).
    1. Podziel głowotułów wzdłuż szwu ekdyzjalnego (ryc. 4B) i otwórz głowotułów tak, aby krawędzie szwu znajdowały się po przeciwnych stronach (ryc. 4C).
    2. Ustaw głowotułów tak, aby strona brzuszna była skierowana do góry (ryc. 4C).
    3. Ustaw brzuch grzbietową stroną do góry; umieść bezpośrednio pod głowotułowiem (ryc. 4C).
  7. Umieść szkiełko nakrywkowe na próbce. Trzymaj szkiełko nakrywkowe pod kątem, tak aby jedna krawędź dotykała szkiełka, a następnie powoli opuść i upuść szkiełko nakrywkowe, aby zmniejszyć tworzenie się pęcherzyków powietrza. Lekko dociśnij szkiełko nakrywkowe, aby spłaszczyć próbkę.
  8. Powtórz kroki od 5.3 do 5.7 dla wszystkich odwodnionych próbek.

6. Identyfikacja rodzaju

  1. Określ rodzaj próbek montowanych na szkiełku za pomocą mikroskopu złożonego. Zidentyfikuj okazy do rodzaju za pomocą kluczy i diagnoz w Wiederholm 28 i Ferrington, et al.5. W razie potrzeby potwierdź identyfikację na poziomie rodziny za pomocą Ferrington i wsp.5. UWAGA: Od czasu Wiederholm28 i Ferrington i wsp. pojawiło się wiele ogólnych opisów i poprawek.5, dlatego te klucze i diagnozy są niekompletne i muszą być uzupełnione o literaturę podstawową.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia cykl życiowy ochotkowatych; stadia niedojrzałe (jajo, larwa, poczka) zazwyczaj przebiegają w środowisku wodnym lub w bliskim związku z nim. Po zakończeniu stadium larwalnego larwa buduje rurkowate schronienie, przytwierdza się jedwabnymi wydzielinami do otaczającego podłoża i następuje przepoczwarzenie. Gdy rozwijający się osobnik dorosły osiągnie dojrzałość, poczka uwalnia się i przepływa na powierzchnię wody, gdzie imago może wyjść z poczki (eguviae). Wyglinka wypełnia się powietr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Najważniejszymi etapami pomyślnego pobierania, pobierania, sortowania, montażu szkiełek i identyfikacji próbek SFPE są: (1) zlokalizowanie obszarów o dużej akumulacji SFPE na badanym obszarze podczas zbierania w terenie (Rysunek 2A); (2) powolne skanowanie zawartości płytki Petriego w celu wykrycia wszystkich SFPE podczas pobierania próbki; (3) rozwijanie sprawności manualnej niezbędnej do wypreparowania głowotułowia z jamy brzusznej podczas montażu ślizgu (ryc. 4A); oraz (4) rozpoznawan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Fundusze na napisanie i opublikowanie tego artykułu zostały zapewnione poprzez liczne granty i kontrakty dla Chironomidae Research Group (L. C. Ferrington, Jr., PI) na Wydziale Entomologii Uniwersytetu w Minnesocie. Podziękowania dla Nathana Robertsa za udostępnienie zdjęć z badań terenowych, które posłużyły jako rysunki w filmie związanym z tym rękopisem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
EtanolFisher ScientificS25309B 70-95%
Plastikowe butelki do myciaFisher Scientific0340923B
Słoik na próbkiFisher Scientific0333510BSzkło lub plastik, zalecane 60 ml
Sito testoweAdvantech120SS12FRozmiar oczek 125 mikronów
Taca na larwyBioQuip5524Biały
mikroskop stereoskopowy
Fiolki ze szklaną skorupkąFisher Scientific0333926BRozmiar 1-dram
Plastikowy zakraplaczThermo Scientific 137111030 do 35 kropli/ml
Drobne kleszczeBioQuip4524#5
Szalka PetriegoCarolina741158Szklana lub plastikowa
płytka wielodołkowaThermo Scientific144530Szkło lub plastik
Mikroszkiełka szklaneThermo 3010002 naukowy3 x 1 cal.
Szkiełka nakrywkowe szklaneThermo Scientific12-519-21GOkrągłe lub kwadratowe
Medium montażowe Euparal BioQuip6372B
Pióro PigmaBioQuip1154F
BioQuip4751
KimwipesKimberly-Clark Professional™Numer katalogowy: 34120
sonda

Bibliografia

  1. Southerland, M. T., Stribling, J. B. Biological Assessment and Criteria: Tools for Water Resource Planning and Decision Making. Davis, W. S., Simon, T. P. , Lewis Publishers. 81-96 (1995).
  2. Merritt, R. W., Cummins, K. W., Resh, V. H., Batzer, D. P. An Introduction to the Aquatic Insects of North America. Merritt, R. W., Cummins, K. W., Berg, M. B. , 4th edition, Kendall/Hunt Publishing Company. 15-37 (2008).
  3. Ferrington, L. C., et al. Sediment and Stream Water Quality in a Changing Environment: Trends and Explanation. , International Association of Hydrological Sciences Press. 181-190 (1991).
  4. Ferrington, L. C. Freshwater Animal Diversity Assessment in Hydrobiology. Balian, E. V., Lévêque, C., Segers, H., Martens, K. , Springer. Netherlands. 447-455 (2008).
  5. Ferrington, L. C., Berg, M. B., Coffman, W. P. An Introduction to the Aquatic Insects of North America. Merritt, R. W., Cummins, K. W., Berg, M. B. , 4th ed, Kendall/Hunt Publishing Company. 847-989 (2008).
  6. Armitage, P. D., Cranston, P. S., Pinder, L. C. V. The Chironomidae: Biology and Ecology of Non-Biting Midges. 572, Chapman & Hall. (1995).
  7. Coffman, W. P. Energy Flow in a Woodland Stream Ecosystem: II. The Taxonomic Composition of the Chironomidae as Determined by the Collection of Pupal Exuviae. Archiv fur Hydrobiologie. 71, 281-322 (1973).
  8. Anderson, A. M., Ferrington, L. C. Proceedings of 18th International Symposium on Chironomidae on Fauna norvegica. Ekrem, T., Stur, E., Aagaard, K. 31, (2011).
  9. Bouchard, R. W., Ferrington, L. C. The Effects of Subsampling and Sampling Frequency on the Use of Surface-Floating Pupal Exuviae to Measure Chironomidae (Diptera) Communities in Wadeable Temperate Streams. Environmental Monitoring and Assessment. 181, 205-223 (2011).
  10. Wilson, R. S. Monitoring the Effect of Sewage Effluent on the Oxford Canal Using Chironomid Pupal Exuviae. Water and Environment Journal. 8, 171-182 (1994).
  11. Wentsel, R., McIntosh, A., McCafferty, W. P. Emergence of the Midge Chironomus tentans when Exposed to Heavy Metal Contaminated Sediment. Hydrobiologia. 57, 195-196 (1978).
  12. Thienemann, A. Das Sammeln von Puppenhäuten der Chironomiden. Eine Bitte um Mitarbeit. Archiv fur Hydrobiologie. 6, 213-214 (1910).
  13. Anderson, A. M., Kranzfelder, P., Egan, A. T., Ferrington, L. C. Survey of Neotropical Chironomidae (Diptera) on San Salvador Island, Bahamas. Florida Entomologist. 97, 304-308 (2014).
  14. Coffman, W. P., de la Rosa, C. Taxonomic Composition and Temporal Organization of Tropical and Temperate Assemblages of Lotic Chironomidae. Journal of the Kansas Entomological Society. 71, 388-406 (1998).
  15. Brundin, L. Transantarctic Relationships and their Significance, as Evidenced by Chironomid Midges. With a Monograph of the Subfamilies Podonominae and Aphroteniinae and the Austral Heptagyiae. Svenska Vetenskapsakademiens Handlingar. 11, 1-472 (1966).
  16. Anderson, A. M., Ferrington, L. C. Resistance and Resilience of Winter-Emerging Chironomidae (Diptera) to a Flood Event: Implications for Minnesota Trout Streams. Hydrobiologia. 707, 59-71 (2012).
  17. Anderson, T. Contributions to the Systematics and Ecology of Aquatic Diptera-A Tribute to Ole A. Saether. , Caddis Press. 99-105 (2007).
  18. Bouchard, R. W., Ferrington, L. C. Winter Growth, Development, and Emergence of Diamesa mendotae (Diptera: Chironomidae) in Minnesota Streams. Environmental Entomology. 38, 250-259 (2009).
  19. Hardwick, R. A., Cooper, P. D., Cranston, P. S., Humphrey, C. L., Dostine, P. L. Spatial and Temporal Distribution Pattens of Drifting Pupal Exuviae of Chironomidae (Diptera) in Streams of Tropical Northern Australia. Freshwater Biology. 34, 569-578 (1995).
  20. Wilson, R. S., Bright, P. L. The Use of Chironomid Pupal Exuviae for Characterizing Streams. Freshwater Biology. 3, 283-302 (1973).
  21. Raunio, J., Paavola, R., Muotka, T. Effects of Emergence Phenology, Taxa Tolerances and Taxonomic Resolution on the Use of the Chironomid Pupal Exuvial Technique in River Biomonitoring. Freshwater Biology. 52, 165-176 (2007).
  22. Ruse, L. Lake Acidification Assessed using Chironomid Pupal Exuviae. Fundamental and Applied Limnology. 178, 267-286 (2011).
  23. Rufer, M. R., Ferrington, L. C. Sampling Frequency Required for Chironomid Community Resolution in Urban Lakes with Contrasting Trophic States. Boletim do Museu Municipal do Funchal (História Natural) Supplement. 13, 77-84 (2008).
  24. CEN. 15196, European Committee for Standardization. Brussels. 1-13 (2006).
  25. Ferrington, L. C. Collection and Identification of Surface Floating Pupal Exuviae of Chironomidae for Use in Studies of Surface Water Quality. Standard Operating Procedure No. FW 130A. , (1987).
  26. Saither, O. A. Glossary of Chironomid Morphology Terminology (Chironomidae Diptera). Entomologica Scandinavica Supplement. 14, 51(1980).
  27. Pinder, L. C. V., Reiss, F. Chironomidae of the Holarctic region. Keys and Diagnoses Part 2. Pupa. Wiederholm, T. 28, Entomologica Scandinavica Supplement. 299-456 (1986).
  28. Wiederholm, T. Chironomidae of the Holarctic region - Keys and Diagnoses, Part 2, Pupae. 28, Entomologica Scandinavica Supplement. (1989).
  29. Merritt, R. W., Webb, D. W. An Introduction to the Aquatic Insects of North America. , 4th edition, Kendall/Hunt Publishing Company. (2008).
  30. Wilson, R. S., Ruse, L. P., Sutcliffe, D. W. A Guide to the Identification of Genera of Chironomid Pupal Exuviae Occurring in Britain and Ireland (including Common Genera from Northern Europe) and Their Use in Monitoring Lotic and Lentic Fresh Waters. , Freshwater Biological Association. (2005).
  31. Egan, A. T. Communities in Freshwater Coastal Rock Pools of Lake Superior, with a Focus on Chironomidae (Diptera). , University of Minnesota. (2014).
  32. Raunio, J., Heino, J., Paasivirta, L. Non-Biting Midges in Biodiversity Conservation and Environmental Assessment: Findings from Boreal Freshwater Ecosystems. Ecological Indicators. 11, 1057-1064 (2011).
  33. Kavanaugh, R. G., Egan, A. T., Ferrington, L. C. Factors affecting decomposition rates of chironomid (Diptera) pupal exuviae. Chironomus: Newsletter on Chironomidae Research. 27, 16-24 (2014).
  34. Anderson, A. M., Stur, E., Ekrem, T. Molecular and Morphological Methods Reveal Cryptic Diversity and Three New Species of Nearctic Micropsectra (Diptera: Chironomidae). Freshwater Science. 32, 892-921 (2013).
  35. Ekrem, T., Willassen, E. Exploring Tanytarsini Relationships (Diptera: Chironomidae) using Mitochondrial COII Gene Sequences. Insect Systematics & Evolution. 35, 263-276 (2004).
  36. Ekrem, T., Willassen, E., Stur, E. A Comprehensive DNA Sequence Library is Essential for Identification with DNA Barcodes. Molecular Phylogenetics and Evolution. 43, 530-542 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

wygl ce poczwarek Chironomidaewygl ce p ywaj ce na powierzchniocena jako ci wodymetoda poboru pr b w terenieobr bka laboratoryjnatechnika przygotowania preparat w na szkie kachwydzielanie grup morfologicznychidentyfikacja rodzaj w i gatunk wpobieranie pr bek ze rodowiska wodnego
Wykorzystanie pływających powierzchniowo wysięków poczwarkowych Chironomidae (Dipterae) jako protokołu szybkiej oceny biologicznej zbiorników wodnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.