Method Article

Prosta i niedroga metoda określania wrażliwości na zimno i adaptacji u myszy

DOI:

10.3791/52640

⸱

March 17th, 2015

 ,  ,  , 
1MSTP, Neuroscience Program, Washington University in St. Louis, 2Washington University Pain Center, Department of Anesthesiology, Washington University in St. Louis

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Test Cold Plantar (CPA) mierzy reakcję na zimno w zakresie od 30 °C do 5 °C, a także może mierzyć adaptację do zimna. Protokół ten opisuje, jak używać CPA do pomiaru nadwrażliwości na zimno, analgezji i adaptacji u myszy.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nadwrażliwość na zimno jest poważnym problemem klinicznym, dotykającym szeroką grupę pacjentów i powodującym znaczne obniżenie jakości życia. Test zimnej podeszwy pozwala na obiektywną i niedrogą ocenę wrażliwości na zimno u myszy i może określić ilościowo zarówno analgezję, jak i nadwrażliwość. Myszy aklimatyzują się na szklanej płytce, a sprasowane granulki suchego lodu są przytrzymywane na szklanej powierzchni pod tylną łapą. Opóźnienie do wyjęcia ze szkła chłodzącego jest używane jako miara wrażliwości na zimno.

Odczucie zimna jest również ważne dla przetrwania w regionach z sezonowymi zmianami temperatury, a aby zachować wrażliwość, zwierzęta muszą być w stanie dostosować swoje progi reakcji termicznej do temperatury otoczenia. Test Cold Plantar Assay (CPA) umożliwia również badanie adaptacji do zmian temperatury otoczenia poprzez testowanie wrażliwości myszy na zimno w temperaturach w zakresie od 30 °C do 5 °C. Myszy są aklimatyzowane zgodnie z powyższym opisem, ale szklana płyta jest schładzana do żądanej temperatury początkowej za pomocą aluminiowych pudełek (lub opakowań z folii aluminiowej) wypełnionych gorącą wodą, mokrym lodem lub suchym lodem. Temperatura płytki jest mierzona w środku za pomocą sondy termopary typu T z żarnikiem. Gdy płytka osiągnie żądaną temperaturę początkową, zwierzęta są badane w sposób opisany powyżej.

Ten test pozwala na testowanie myszy w temperaturach od nieszkodliwych do szkodliwych. CPA daje jednoznaczne i spójne reakcje behawioralne u zdrowych myszy i może być stosowany do ilościowego określania zarówno nadwrażliwości, jak i analgezji. Protokół ten opisuje, jak używać CPA do pomiaru nadwrażliwości na zimno, analgezji i adaptacji u myszy.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomiar reakcji na zimno u gryzoni jest ważny dla lepszego zrozumienia potencjalnych mechanizmów wrażliwości na zimno u ludzi zarówno w warunkach normalnych, jak i patologicznych. Test Cold Plantar Assay (CPA), pierwotnie opracowany kilkalat temu1, ma na celu generowanie powtarzalnych, jednoznacznych mysich reakcji behawioralnych na zimny bodziec dostarczony w RT. Nowsze udoskonalenia tego testu umożliwiły powtarzalny pomiar wrażliwości na zimno w szerokim zakresie temperatur2. Obie wersje są również zaprojektowane tak, aby były stosunkowo wydajne i niedrogie w użyciu.

Duży postęp został osiągnięty w zrozumieniu mechanizmów wrażliwości na zimno przy użyciu innych metod behawioralnych. Jedną z metod jest test parowania acetonu, który polega na nałożeniu lub rozpyleniu acetonu na łapę myszy i zmierzeniu czasu, jaki mysz spędza na pstrykaniu łapą3,4. Niestety, reakcje na parowanie acetonu są zakłócone przez uczucie wilgoci i zapach acetonu. Ponadto bodziec zimny, który jest stosowany w teście parowania acetonu, może się różnić w zależności od ilości zastosowanego acetonu i jest trudny do oszacowania. Wreszcie, nieuszkodzone myszy mają minimalne reakcje na aceton na początku badania, co uniemożliwia zmierzenie analgezji przy braku nadwrażliwości tą metodą.

Innym klasycznym testem na zimne reakcje jest test ruchu ogona, gdzie opóźnienie do wycofania jest mierzone po zanurzeniu ogona w zimnej wodzie5,6. Chociaż reakcje behawioralne w tym teście są jednoznaczne, a test mierzy reakcje na określoną temperaturę, zwierzęta muszą być skrępowane podczas testowania, co może zmienić reakcję na zimno poprzez dobrze opisane mechanizmy przeciwbólowe wywołane stresem7.

Innym często używanym narzędziem jest test zimnej płyty, który mierzy reakcje behawioralne myszy po umieszczeniu ich na płytce chłodzonej peltierem8-10. Chociaż narzędzie to dostarcza informacji o reakcjach zwierząt w określonych temperaturach, jest również niekonsekwentnie stosowane; Różne grupy mierzyły różne typy odpowiedzi, w tym liczbę skoków8,11, opóźnienie do pierwszej odpowiedzi8,11-13 i liczbę uniesień łap11,13,14 z bardzo różnymi wynikami. Test na zimnej płytce jest również stosunkowo mało wydajny, ponieważ tylko jedno zwierzę może być testowane na raz i wymaga drogiego i delikatnego urządzenia Peltiera.

Test preferencji temperatury na 2 płytkach jest powszechnie używaną pochodną testu zimnej płyty, który mierzy względną ilość czasu, jaką zwierzęta spędzają na dwóch połączonych płytkach o różnych temperaturach9,15-17. Innym podobnym, powszechnie stosowanym testem jest test gradientu termicznego, w którym mierzy się czas, jaki myszy spędzają w różnych strefach temperaturowych w zakresie od 5 °C do 45 °C na długiej metalowej płytce16. Chociaż testy te pozwalają na porównanie temperatur, nie jest jasne, czy zachowanie to reprezentuje awersję do temperatury, czy preferencję temperaturową.

Na koniec, dynamiczny test zimnej płytki został użyty do zmierzenia, jak myszy reagują na zmieniające się temperatury otoczenia18. Metoda ta polega na umieszczeniu myszy na urządzeniu ogniwa ogniwa Peltiera RT i obniżeniu go do 1 °C, jednocześnie mierząc, jak bardzo myszy skaczą lub liżą łapy przy różnych temperaturach płytki. Chociaż testuje to, jak myszy przystosowują się do chłodnego środowiska, nie zapewnia sposobu na sprawdzenie, jak myszy reagują na zimny bodziec w otoczeniu niższej temperatury otoczenia. Ponadto wymaga drogiego sprzętu do wykonania i nie zapewnia sposobu na przyzwyczajenie myszy do sprzętu testowego przed pomiarem ich wrażliwości na zimno.

Aby uzupełnić te testy, CPA testuje zaaklimatyzowane reakcje na dobrze zdefiniowany bodziec zimny w różnych zakresach temperatur lub podczas procesu adaptacji do niskich temperatur otoczenia. Za pomocą naszej obecnej aparatury może testować do 14 myszy jednocześnie, z potencjałem do niedrogiego zwiększenia do testów o wysokiej przepustowości.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie protokoły dotyczące myszy były zgodne z wytycznymi National Institutes of Health i zostały zatwierdzone przez Komitet Badań nad Zwierzętami Washington University School of Medicine (St. Louis, MO).

1. Przygotowanie płytki testowej i obudów

  1. Oczyść szklaną powierzchnię.
  2. Przymocuj sondę termopary z żarnikiem typu T do powierzchni pośrodku szklanej płytki za pomocą taśmy laboratoryjnej.
  3. Umieść pomieszczenia dla zwierząt na szklanej płycie w jednej linii wzdłuż środka płytki.
  4. Przełóż sondę termopary przez środkową obudowę dla zwierząt i podłącz do rejestratora danych. Włącz rejestrator danych podczas dezaktywacji funkcji automatycznego wyłączania i podłącz rejestrator danych do komputera za pomocą dostarczonego.
    1. Jeśli rejestrujesz temperaturę płyty podczas eksperymentu, otwórz oprogramowanie rejestratora danych, aby rozpocząć rejestrowanie temperatury płyty.
    2. W razie potrzeby dostosuj oprogramowanie tak, aby rejestrowało temperaturę płyty raz na sekundę.
    3. Rozpocznij rejestrację temperatury za pomocą oprogramowania dołączonego do rejestratora danych termicznych.
  5. Oddziel obudowę czarnymi wkładkami, aby zapobiec wizualnej interakcji między myszami.
  6. Lusterka należy umieścić pod szkłem w taki sposób, aby spód obudów był widoczny z wygodnej pozycji siedzącej.

2. Podgrzewanie/chłodzenie szklanej płyty

  1. Napełnij aluminiowe pudełka podgrzaną wodą, mokrym lodem lub suchym lodem i umieść je odpowiednio na szklanej płycie (saszetki z folii aluminiowej wypełnione suchym lodem mogą być również używane do chłodzenia szkła; Rysunek 1)Rozdział 2.
    1. W przypadku badania w temperaturze 30 °C należy umieścić aluminiowe pudełka w odległości około 0,25 cala od pomieszczeń dla zwierząt (rysunek 2B)2.
      1. Ustaw podgrzewany cyrkulator wody po obu stronach szklanej płyty. Ustaw cyrkulator na 45 - 60 °C i użyj go do napełnienia aluminiowych pojemników stałym strumieniem gorącej wody (Rysunek 1C)2.
      2. Ustawić pompy cyrkulacyjne w taki sposób, aby gorąca woda z aluminiowych skrzynek spływała bezpośrednio z powrotem do zbiornika pompy cyrkulacyjnej z każdej strony (Rysunek 1C)2.
    2. W przypadku badania w RT pozostaw pola puste (Rysunek 2)2.
    3. W przypadku badania w temperaturze 17 °C należy umieścić pudełka w odległości około 0,25 cala od pomieszczeń dla zwierząt po obu stronach i napełnić je mokrym lodem (rysunek 2)2.
    4. W celu przeprowadzenia badania w temperaturze 12 °C należy umieścić pudełka w odległości około 1,25 cala od obudów po obu stronach i napełnić suchym lodem (rysunek 2)2.
    5. W celu przeprowadzenia badania w temperaturze 5 °C należy umieścić pudełka w odległości około 0,25 cala od obudów po obu stronach i napełnić je suchym lodem (rysunek 2)2.
      1. Podczas schładzania szkła suchym lodem należy upewnić się, że jest wystarczająca wentylacja, aby zapobiec gromadzeniu się CO2 w pomieszczeniu.
  2. Poczekaj, aż szkło osiągnie żądany zakres temperatur.
  3. Dodaj myszy do obudów na tabliczce.
    UWAGA: W celu zmniejszenia zakłóceń hałasu można użyć generatora białego szumu.
  4. Poczekaj, aż myszy się zaaklimatyzują.
    UWAGA: W naszym obiekcie zajmuje to około 2,5 godziny, ale może się to znacznie różnić w zależności od warunków przetrzymywania zwierząt i obchodzenia się z nimi.
  5. Utrzymuj szklankę w żądanym zakresie temperatur, upewniając się, że pudełka są wypełnione podgrzaną wodą, mokrym lodem lub suchym lodem.
    UWAGA: W naszym urządzeniu pudełka muszą być napełniane lodem mniej więcej co 90 min.
    UWAGA: W przypadku 17 °C pomocne jest opróżnienie większości wody z aluminiowych skrzynek przez otwory spustowe przed ponownym napełnieniem ich lodem. To lepiej ustabilizuje temperaturę i zapobiegnie przepełnieniu
    UWAGA: Dokładna ilość suchego lodu będzie się zmieniać sezonowo, ale ogólnie rzecz biorąc, utrzymywanie pudełek wypełnionych więcej niż w 1/4 na całej długości pudełka utrzyma stałą temperaturę.

3. Testowanie myszy w stałych temperaturach

  1. Na zewnątrz pomieszczenia behawioralnego napełnij wiadro z lodem wypełnione suchym lodem mniej więcej do połowy.
  2. Za pomocą młotka lub młotka zmiażdż suchy lód na drobny proszek.
    UWAGA: Przepełnienie wiadra utrudni pełne rozdrobnienie suchego lodu na proszek.
  3. Za pomocą prostej żyletki lub nożyczek odetnij górną część strzykawki o pojemności 3 ml.
  4. Za pomocą igły 21 G zrobić 3 otwory po przeciwnych stronach strzykawki (w sumie 6 otworów).
    UWAGA: Otwory te zmniejszą ciśnienie wytwarzane przez sublimację podczas ściskania suchego lodu. Odcięta strzykawka może być ponownie użyta do wielu eksperymentów.
  5. Zabierz strzykawkę, suchy lód w proszku i ręczny stoper do pokoju behawioralnego.
  6. Napełnij komorę strzykawki do połowy suchym lodem w proszku. Przytrzymać odcięty koniec strzykawki przy płaskim przedmiocie i mocno ścisnąć proszek za pomocą tłoka. Ostrożnie; Plastikowy tłok może się wygiąć lub pęknąć pod wpływem nacisku. W takim przypadku należy wymienić tłok z nowej strzykawki.
  7. Wysunąć końcówkę sprasowanego granulatu suchego lodu poza krawędź strzykawki.
  8. Przetestuj myszy, które są w pełni w spoczynku.
    1. W temperaturze 30 °C, 23 °C i 17 °C testuj myszy, które mają wszystkie 4 łapy na szkle i nie poruszają się, ale nie śpią w pełni19.
    2. W temperaturze 12 °C i 5 °C testuj myszy, które są na 2 łapach lub 4 łapach i nie poruszają się ani nie skaczą.
  9. Używając lusterek do celowania, delikatnie, ale stanowczo dociśnij płaską kulkę równo z szklaną powierzchnią pod tylną łapą myszy (Rysunek 1A)2. Uruchom stoper czasowy.
  10. Zatrzymaj minutnik i wyjmij granulkę, gdy mysz odsunie się od schłodzonej szklanki.
    UWAGA: Ruch wypłaty może być pionowy lub poziomy.
    1. Jeśli mysz bardzo krótko poruszy łapą, a następnie zwróci ją na powierzchnię chłodzącą, kontynuuj odmierzanie czasu i stymulację, aż mysz wykona trwały ruch.
      UWAGA: W większości przypadków nasze laboratorium stosuje maksymalny czas bodźca wynoszący 20 sekund dla myszy.
  11. Powtarzaj tę procedurę testową, aż do uzyskania co najmniej 3 wartości na każdej łapie każdego zwierzęcia. Oddzielne próby testujące przeciwległe łapy na tej samej myszy przez co najmniej 7 minut i oddzielne kolejne próby na dowolnej pojedynczej łapie przez co najmniej 15 minut.
  12. W razie potrzeby użyj różnych grubości szkła, aby wygenerować różne szybkości chłodzenia (Rysunek 3)1.
    UWAGA: Szybkość chłodzenia jest odwrotnie skorelowana z grubością szkła.

4. Testowanie myszy podczas adaptacji do zimna

UWAGA: To jest alternatywny protokół, który pozwala na testowanie podczas stygnięcia szklanej płytki, a nie gdy płyta się ustabilizowała, a myszy w pełni przystosowały się do zimnego środowiska.

  1. Postępuj zgodnie z instrukcjami wymienionymi w rozdziale 1, aby skonfigurować urządzenie.
  2. Postępuj zgodnie z instrukcjami podanymi w sekcji 3, aby wykonać pomiary podstawowe w RT (rysunek 7A)2.
  3. Wstępnie schłodzić aluminiowe pudełka suchym lodem.
  4. Po zmierzeniu podstawowych opóźnień odsysania umieść wstępnie schłodzone pudełka na płycie w odległości około 1.25 cala od obudów po obu stronach (Rysunek 7A, strzałka oznaczona "Dodano suchy lód") 2.
  5. Postępuj zgodnie z instrukcjami wymienionymi w sekcji 3, aby wykonać pomiary, gdy szklana płytka stygnie, wykonując pomiary tak często, jak to możliwe.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reakcje behawioralne wywołane u myszy począwszy od 30 °C, 23 °C, 17 °C i 12 °C są wysoce powtarzalne (Rysunek 4A)20. W celu zmierzenia bodźca zimnego generowanego pod tylną łapą, myszy znieczulono koktajlem ketaminy/ksylazyny/acepromazyny, a ich łapy zabezpieczono na szkle na termoparze z włóknem typu T (ryc. 4B)20. Szkło zostało schłodzone lub podgrzane do pożądanego zakresu testowego. Chociaż płyta jest chłodzona równomiernie na całej długości płyty (rysun...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

CPA można wykorzystać do oceny wrażliwości na zimno i adaptacji do zimna u myszy. Zapewnia niedrogi i skuteczny sposób pomiaru reakcji na zimno u nieskrępowanych, zaaklimatyzowanych zwierząt w szerokim zakresie temperatur. Zapewnia również jednoznaczną odpowiedź behawioralną z łatwą do określenia ilościowego i przeanalizowania zmienną wyjściową. Został już wykorzystany do oceny zmian wrażliwości na zimno wywołanych stanem zapalnym1, uszkodzeniem neuropatycznym1, lekami przeciwbólowymi1

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować całemu Laboratorium Gereau za redakcję manuskryptu. Prace te są wspierane przez fundusze NINDS 1F31NS078852 dla DSB oraz fundusz NINDS NS42595 dla RWG.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Sonda termopary typu TPhysitempIT-24pSłuży do pomiaru temperatury powierzchni szkła (http://www.physitemp.com/products/probesandwire/)
Płyta szklanaLokalna firma szklarska (w St. Louis, Stemmerich Inc)Używamy szkła pyrexowego (pływak borokrzemianowy). Nasze laboratorium zazwyczaj używa 1/4 '', ale przydatne są również 3/16 '' i 1/8 ''
Rejestrator danych termicznychExtechEA15Termolog do śledzenia temperatury szkła (http://www.extech.com/instruments/product.asp?catid=64&prodid=408)
3 ml StrzykawkaBD309657Górna część jest odcinana, a suchy lód jest ściskany w strzykawce w celu wygenerowania zimnej sondy
KomputerJeśli używasz rejestratora Extech, każdy komputer będzie działał
Pudełka aluminioweUniversity w St. Louis Pudełka warsztatowemają 3 'długości, 4,5 '' szerokości i 3 '' wysokości z uszczelnioną pokrywą. W jednym krótkim boku każdego pudełka, w pobliżu dna, znajduje się otwór o średnicy 1/2 cala. Otwory te są wypełnione gumowymi zaworami odcinającymi, gdy pudełka są wypełnione mokrym lodem lub gorącą wodą.
Podgrzewany cyrkulator wodyVWRBędzie działał każdy model cyrkulatora wody z pompą
Igła 21 GBD305165Dokładny rozmiar igły nie jest ważny
ZegarKażdy minutnik ręczny będzie działał
LustroKażde płaskie lustro będzie działać
Washington ręczny

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Brenner, D. S., Golden, J. P., Gereau, R. W. A Novel Behavioral Assay for Measuring Cold Sensation in Mice. Plos ONE. 7 (6), 8(2012).
  2. Brenner, D. S., Vogt, S. K., Gereau, R. W. A technique to measure cold adaptation in freely behaving mice. Journal of Neuroscience Methods. , (2014).
  3. Choi, Y., Yoon, T. W., Na, H. S., Kim, S. H., Chung, J. M. Behavioral signs of ongoing pain and cold allodynia in a rat model of neuropathic pain. Pain. 59 (3), 369-376 (1994).
  4. Gauchan, P., Andoh, T., Kato, A., Kuraishi, Y. Involvement of increased expression of transient receptor potential melastatin 8 in oxaliplatin-induced cold allodynia in mice. Neuroscience letters. 458 (2), 93-95 (2009).
  5. Carlton, S. M., Lekan, H. A., Kim, S. H., Chung, J. M. Behavioral manifestations of an experimental model for peripheral neuropathy produced by spinal nerve ligation in the primate. Pain. 56 (2), 155-166 (1994).
  6. Pizziketti, R. J., Pressman, N. S., Geller, E. B., Cowan, A., Adler, M. W. Rat cold water tail-flick: A novel analgesic test that distinguishes opioid agonists from mixed agonist-antagonists. European Journal of Pharmacology. 119 (1-2), 23-29 (1985).
  7. Pinto-Ribeiro, F., Almeida, A., Pego, J. M., Cerqueira, J., Sousa, N. Chronic unpredictable stress inhibits nociception in male rats. Neuroscience letters. 359 (1-2), 73-76 (2004).
  8. Karashima, Y., et al. TRPA1 acts as a cold sensor in vitro and in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (4), 1273-1278 (2009).
  9. Knowlton, W. M., Bifolck-Fisher, A., Bautista, D. M., McKemy, D. D. TRPM8, but not TRPA1, is required for neural and behavioral responses to acute noxious cold temperatures and cold-mimetics in vivo. Pain. 150 (2), 340-350 (2010).
  10. Allchorne, A. J., Broom, D. C., Woolf, C. J. Detection of cold pain, cold allodynia and cold hyperalgesia in freely behaving rats. Molecular pain. 1, 36(2005).
  11. Colburn, R. W., et al. Attenuated cold sensitivity in TRPM8 null mice. Neuron. 54 (3), 379-386 (2007).
  12. Dhaka, A., Murray, A. N., Mathur, J., Earley, T. J., Petrus, M. J., Patapoutian, A. TRPM8 is required for cold sensation in mice. Neuron. 54 (3), 371-378 (2007).
  13. Bautista, D. M., et al. The menthol receptor TRPM8 is the principal detector of environmental cold. Nature. 448 (7150), 204-208 (2007).
  14. Obata, K., et al. TrpA1 induced in sensory neurons contributes to cold hyperalgesia after inflammation and nerve injury. The Journal of Clinical Investigation. 115 (9), 2393-2401 (2005).
  15. Tang, Z., et al. Pirt functions as an endogenous regulator of TRPM8. Nature communications. 4, 2179(2013).
  16. Lee, H., Iida, T., Mizuno, A., Suzuki, M., Caterina, M. J. Altered thermal selection behavior in mice lacking transient receptor potential vanilloid 4. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 25 (5), 1304-1310 (2005).
  17. Pogorzala, L. A., Mishra, S. K., Hoon, M. A. The cellular code for Mammalian thermosensation. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 33 (13), 5533-5541 (2013).
  18. Yalcin, I., Charlet, A., Freund-Mercier, M. -J., Barrot, M., Poisbeau, P. Differentiating thermal allodynia and hyperalgesia using dynamic hot and cold plate in rodents. The journal of pain official journal of the American Pain Society. 10 (7), 767-773 (2009).
  19. Callahan, B. L., Gil, A. S., Levesque, A., Mogil, J. S. Modulation of mechanical and thermal nociceptive sensitivity in the laboratory mouse by behavioral state. The journal of pain: official journal of the American Pain Society. 9 (2), 174-184 (2008).
  20. Brenner, D. S., Golden, J. P., Vogt, S. K., Dhaka, A., Story, G. M., Gereau, R. W. A dynamic set point for thermal adaptation requires phospholipase C-mediated regulation of TRPM8 in vivo. Pain. , (2014).
  21. Patwardhan, A. M., Scotland, P. E., Akopian, A. N., Hargreaves, K. M. Activation of TRPV1 in the spinal cord by oxidized linoleic acid metabolites contributes to inflammatory hyperalgesia. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (44), 18820-18824 (2009).
  22. Fujita, F., Uchida, K., Takaishi, M., Sokabe, T., Tominaga, M. Ambient Temperature Affects the Temperature Threshold for TRPM8 Activation through Interaction of Phosphatidylinositol 4,5-Bisphosphate. Journal of Neuroscience. 33 (14), 6154-6159 (2013).
  23. Rohacs, T., Lopes, C. M., Michailidis, I., Logothetis, D. E. PI(4,5)P2 regulates the activation and desensitization of TRPM8 channels through the TRP domain. Nature neuroscience. 8 (5), 626-634 (2005).
  24. Daniels, R. L., Takashima, Y., McKemy, D. D. Activity of the neuronal cold sensor TRPM8 is regulated by phospholipase C via the phospholipid phosphoinositol 4,5-bisphosphate. The Journal of biological chemistry. 284 (3), 1570-1582 (2009).
  25. Zhang, H., et al. Neurokinin-1 receptor enhances TRPV1 activity in primary sensory neurons via PKCepsilon: a novel pathway for heat hyperalgesia. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 27 (44), 12067-12077 (2007).
  26. Wang, H., Zylka, M. J. Mrgprd-expressing polymodal nociceptive neurons innervate most known classes of substantia gelatinosa neurons. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 29 (42), 13202-13209 (2009).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Cold Plantar AssayCold SensitivityMouse AdaptationDry Ice PelletGlass PlateThermocouple ProbeWithdrawal LatencyAnalgesia MeasurementHypersensitivity TestTemperature Acclimation

Related Articles