Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie elektroretinogramu do oceny funkcji siatkówki gryzoni i ochronnych skutków warunkowania wstępnego niedokrwiennego kończyn na odległość

DOI:

10.3791/52658

⸱

9 czerwca 2015

 , 
1Discipline of Physiology and Bosch Institute, Sydney Medical School, University of Sydney

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektroretinogram (ERG) to potencjał elektryczny generowany przez siatkówkę w odpowiedzi na światło. W artykule opisano, w jaki sposób można wykorzystać ERG do oceny funkcji siatkówki u szczurów przystosowanych do ciemności oraz jak można go wykorzystać do oceny interwencji neuroprotekcyjnej, w tym przypadku zdalnego warunkowania niedokrwiennego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ERG to suma wszystkich aktywności siatkówki. ERG jest zwykle rejestrowany z rogówki, która działa jak antena, która zbiera i sumuje sygnały z siatkówki. ERG jest czułą miarą zmian w funkcji siatkówki, które są pan-siatkówkowe, ale jest mniej skuteczna w wykrywaniu uszkodzeń ograniczonych do małego obszaru siatkówki. W niniejszej pracy opisujemy, w jaki sposób rejestrować ERG "błysku", który jest potencjałem generowanym, gdy siatkówka jest wystawiona na działanie krótkiego błysku światła. Opisujemy metody znieczulenia, rozszerzenia źrenic i leczenia rogówki podczas rejestracji; jak utrzymać ciemność siatkówki w dostosowaniu; materiały i rozmieszczenie elektrod; zakres i kalibracja energii bodźca; rejestrowanie parametrów i ekstrakcja danych. Opisujemy również metodę wywoływania niedokrwienia w jednej kończynie oraz sposób wykorzystania ERG do oceny wpływu tego niedokrwienia odległego od siatkówki na funkcję siatkówki po lekkim uszkodzeniu. Opisano protokół dwóch błysków, który umożliwia izolację komponentu sterowanego stożkiem ERG przystosowanego do ciemności, a tym samym oddzielenie składowych pręcika i stożka. Ponieważ można go rejestrować za pomocą technik, które są minimalnie inwazyjne, ERG jest szeroko stosowany w badaniach nad fizjologią, farmakologią i toksykologią siatkówki. Opisujemy jeden przykład tej użyteczności, w którym ERG jest używany do oceny funkcji siatkówki uszkodzonej światłem, z interwencją neuroprotekcyjną i bez niej; Kondycjonowanie wstępne przez zdalne niedokrwienie.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ERG to potencjał elektryczny generowany przez siatkówkę w odpowiedzi na światło i rejestrowany z powierzchni rogówki oka. Gdy warunki rejestracji są starannie zarządzane, ERG może być używany na różne sposoby do oceny funkcji siatkówki. Tutaj opisaliśmy, jak rejestrować "flash ERG", potencjał generowany, gdy siatkówka jest wystawiona na krótki, jasny błysk prezentowany na tle Ganzfelda. Ganzfeld rozprasza światło jednorodnie, a błysk światła dociera do całej siatkówki w przybliżeniu równomiernie. Jeśli siatkówka jest przystosowana do ciemności przed rejestracją, a adaptacja do ciemności jest utrzymywana, gdy zwierzę jest przygotowywane do rejestracji, uzyskany ERG jest generowany zarówno przez fotoreceptory pręcikowe, jak i czopki.

Przystosowany do ciemności ERG lampy błyskowej ma charakterystyczny przebieg, który został przeanalizowany na dwa sposoby. Po pierwsze, wyróżniono wczesne i późne składowe kształtu fali ERG, związane z sekwencją aktywacji neuronów w siatkówce. Najwcześniejszym składnikiem jest ujemny potencjał o krótkim opóźnieniu, fala a (rysunek 1). Po tym następuje dodatni potencjał, zwany falą b. Faza narastająca fali b wykazuje oscylacje, które są uważane za oddzielny składnik (potencjały oscylacyjne lub OP). Uważa się, że fala a jest generowana przez fotoreceptory, fala b przez komórki wewnętrznej warstwy jądrowej, a OP przez komórki amakrynowe1.

Na podstawie siły bodźca, możliwe są reakcje na bardzo słabe błyski, określane jako skotopowa reakcja progowa. Przyjmuje się, że skotopowa odpowiedź progowa jest generowana z komórek zwojowych siatkówki2-4. Po drugie, ERG błysku można rozdzielić przez adaptację światła lub za pomocą protokołu dwóch błysków opisanego poniżej, na komponenty napędzane prętami i stożkami. W warunkach fotopowych załamek a nie jest wykrywalny u szczurów, ponieważ populacja czopków jest niska, ale OP i załamek b są czyste5. U naczelnych, których siatkówki mają wyższe populacje czopków, zarówno pręciki, jak i czopki generują wykrywalną falę A6.

Dwie użyteczne miary często wyodrębniane z ERG błysku to amplitudy fal a i b, mierzone jak na rysunku 1, z typowymi odpowiedziami błysku pokazanymi na rysunku 2. Kiedy populacja fotoreceptorów jest zmniejszona, na przykład przez ekspozycję na szkodliwie jasne światło, wszystkie składniki ERG są redukowane. Interwencje neuroprotekcyjne, takie jak zdalne warunkowanie niedokrwienne (RIP), można zwalidować poprzez zachowanie amplitud fal a i b (ryc. 3). Podsumowując, analiza ERG umożliwia porównanie zdrowej, uszkodzonej światłem i neuroprotekcjonalnej siatkówki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół jest zgodny z wytycznymi Uniwersytetu w Sydney dotyczącymi opieki nad zwierzętami.

1. Tworzenie elektrod

  1. Zbuduj elektrodę dodatnią (tę, która będzie stykać się z rogówką) z krótkiego (5 cm) drutu platynowego o średnicy 1-2 mm. Uformuj go w pętlę o średnicy kilku mm. Podłącz tę pętlę do konwencjonalnego przewodu, wystarczająco długiego, aby dotrzeć do stopnia wejściowego amplifier (patrz rysunek 4).
  2. Skonstruuj elektrodę ujemną (która znajdzie się w pysku zwierzęcia) za pomocą granulki Ag/AgCl o średnicy 1-2 mm, również podłączonej do przewodu konwencjonalnego (patrz rysunek 4).
  3. Jako elektrodę referencyjną (która zostanie umieszczona w zadzie zwierzęcia) należy użyć czystej igły podskórnej (23 G), również podłączonej do przewodu o odpowiedniej długości (patrz rysunek 4).
  4. Najlepiej użyć trójprzewodowych dostarczonych przez producentów przyrządów, aby podłączyć trzy elektrody (dodatnia → rogówka, ujemna → usta, referencyjna → zad) do amplifier.

2. Podłączenie i kalibracja bodźca świetlnego oraz ustawienia ERG

  1. Stwórz (lub zlokalizuj) małe laboratorium nagraniowe, które można zaciemnić. Wyposaż się w jedną lub obie lampy wiszące nad ławką w kolorze czerwonym lub czerwoną lampę czołową.
  2. Użyj luksomierza, aby potwierdzić, że natężenie oświetlenia czerwonego docierające do oka szczura podczas konfiguracji nie przekracza 1 luksa.
    Uwaga: Do zmniejszenia jasności lampy można użyć filtra o neutralnej gęstości, a źródło światła lampy musi emitować światło czerwone. Adaptacja do ciemności będzie zagrożona, jeśli źródła światła emitują niższe (widzialne) długości fal.
  3. Uszczelnij całe rozproszone światło wpadające do laboratorium nagrywającego (często wymaga to trwałości za pomocą nieprzezroczystej taśmy) i przygotuj filtr o neutralnej gęstości (można go kupić w arkuszach) wystarczająco duży, aby zmieścił się na każdym ekranie komputera, który będziesz miał w laboratorium, a tym samym przyciemnił.
    Uwaga: Światło rozproszone i światło ekranu są wystarczające, aby zapobiec adaptacji oka szczura do ciemności.
  4. Podłącz amplifier do sprzętu do akwizycji danych. Podłącz przewody dodatnie, ujemne i odniesienia do amplifier. Upewnij się, że komputer i zasilacz LED Ganzfeld są prawidłowo podłączone do źródła uziemienia.
    Uwaga: Niektóre laboratoria mają wyspecjalizowane punkty uziemienia, połączone z uziemieniem budynku; Fajka wodna jest skuteczną alternatywą.
  5. Skalibruj źródło światła LED za pomocą radiometru o jakości badawczej. Zamocuj czujnik miernika w pozycji, w której będzie znajdować się oko zwierzęcia podczas eksperymentu.
  6. Zaprogramuj diody LED Ganzfelda tak, aby uruchamiały protokół ERG pełnego pola ze stopniowym wzrostem energii błysku, czasu trwania błysku, powtarzania błysku i czasu między błyskami, zwanych interwałami między bodźcami (ISI), ustawienia. Przykładowy protokół obejmujący pełne pole znajduje się w tabeli 1.
    Uwaga: Błyski ERG w pełnym polu zwiększają się z powtarzających się przyciemnionych błysków do jasnych błysków w sposób stopniowy. Program podwójnej błysku jest kontynuacją protokołu pełnego pola i umożliwia izolację odpowiedzi pręcików i stożków.

3. Dzień przed eksperymentem ERG

  1. Dark adaptuje szczury Sprague-Dawley przez 12 godzin przed nagraniem. Wygodnie jest to zrobić w laboratorium nagraniowym, po wyeliminowaniu światła rozproszonego.

4. Dzień eksperymentów ERG

  1. Zadbaj o to, aby zwierzę było delikatnie ogrzewane podczas nagrywania. Używamy lekkiej metalowej platformy zbudowanej tak, aby głowa zwierzęcia mogła spoczywać w odpowiednim miejscu przy wejściu do Ganzfeld. Platforma posiada wbudowane rurki, przez które pompujemy wodę podgrzaną do temperatury 40 °C w łaźni wodnej.
    Uwaga: Doświadczenie pokazuje, że dzięki temu temperatura ciała zwierzęcia utrzymuje się na poziomie 37 °C.
  2. Zważ szczura w ciemnych warunkach. Zanotować masę ciała i uzupełnić odpowiednią dawkę ketaminy (60 mg/kg) i ksylazyny (5 mg/kg). Delikatnie skrępuj szczura i wstrzyknij środek znieczulający dootrzewnowo.
  3. Zanotuj czas wstrzyknięcia. Gdy zwierzę straci przytomność (zwykle w ciągu 5 minut), sprawdź głębokość znieczulenia, lekko szczypiąc jedną opuszkę stopy, aby zobaczyć, czy występuje reakcja odruchowa. Najlepiej poczekać, aż ten odruch będzie nieobecny lub słaby, zanim przejdziesz dalej.
  4. Nałóż jedną kroplę atropiny i drugą proksmetakainę na rogówkę.
  5. Wytnij czarną nić o długości 10 cm. Zrób pętlę z prostym węzłem i nasuń pętlę na równik oka. Lekko dokręć; Efektem jest lekkie przyciągnięcie gałki ocznej do przodu, przy minimalnym nacisku. Dzięki temu rogówka jest wolna od powiek.
  6. Nałóż krople do oczu z karbomerem na powierzchnię rogówki. Upewnij się, że karbomer pozostaje na powierzchni rogówki i nie rozlewa się na powieki ani twarz.
  7. Umieść chłonną ściółkę na podgrzewanej platformie.
  8. Ułóż szczura na ściółce, z głową w zalecanym miejscu w otworze Ganzfelda.
  9. Włóż wewnętrzną sondę temperatury do odbytnicy. Zamocuj sondę temperatury na miejscu, przyklejając przewód sondy do ogona.
  10. Włóż elektrodę odniesienia (igłę 23 G) podskórnie do tylnej nogi i podłącz do amplifier.
  11. Umieść elektrodę ujemną (osad Ag/AgCl) bezpiecznie w jamie ustnej. Aby zapobiec wyślizgiwaniu się z ust, przymocuj przewód łączący do stabilnej powierzchni.
  12. Umieść elektrodę dodatnią nad środkiem rogówki. Za pomocą mikromanipulatora upewnij się, że elektroda delikatnie dotyka rogówki.
  13. Sprawdź temperaturę ciała na poziomie 37.0 - 37.5 °C.
  14. Gdy zwierzę jest już prawidłowo ustawione, a elektrody są na miejscu, ułóż cały zestaw (Ganzfeld i zwierzę) nieprzezroczystym materiałem (aby zachować adaptację do ciemności). Używamy miękkiej czarnej szmatki.
  15. W oprogramowaniu akwizycyjnym ustawionym na częstotliwość próbkowania 2 kHz z czasem zbierania 100-1000 ms z 5 ms próbkowania przed pobraniem. Ustaw filtry pasmowoprzepustowe na 1-1,000 Hz i upewnij się, że próbkowanie jest wyzwalane w celu próbkowania przez okres ~250 ms po błysku.
  16. Sprawdź linię bazową nagrywania. Powinien być wolny od zewnętrznych szumów, ale powinien wykazywać pewien szum wzmacniacza i oscylacje oddechowe.
  17. Jeśli linia bazowa pokazuje zewnętrzny szum, rozpocznij rozwiązywanie problemów. Większość problemów jest związana z poślizgiem w położeniu elektrody lub uziemieniem. Użyj klatki Faradaya, aby upewnić się, że nagrania są wolne od zewnętrznych szumów.
  18. Uruchom testowy flash, 0,4 log scot cd.s.m-2. Powinien pojawić się przebieg ERG podobny do rysunku 2A. W naszym laboratorium typowe reakcje na błysk 0,4 log scot cd.s.m-2 to (fala a: -474 ± 39 μV i fala b: 1,512 ± 160 μV, n = 11).
  19. Pozwól zwierzęciu ponownie przystosować się do ciemności przez 10 minut. Wygodnie jest wykorzystać te 10 minut do ponownego sprawdzenia linii bazowej.
  20. Po potwierdzeniu stabilnego sygnału rozpocznij nagrywanie.
  21. Pod koniec sesji nagraniowej sprawdź, czy temperatura ciała została utrzymana. Usuń elektrody. Ponownie nałóż polimer karbomerowy na rogówkę. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie na poduszce grzewczej, aż stanie się w pełni mobilne i aktywne, zanim wróci do pomieszczenia dla zwierząt.

5. Zdalne niedokrwienie

  1. Wykonaj zdalne niedokrwienie u obudzonych lub znieczulonych gryzoni.
  2. Jeśli zwierzę jest znieczulone, połóż je na podgrzewanej platformie (powyżej) i wsuń mankiet ciśnieniomierza na górną część kończyny tylnej, z dala od kolana.
  3. Jeśli zwierzęta są przyzwyczajone do obchodzenia się z nimi, możliwe jest wykonanie tej procedury bez znieczulenia; wymaga to dwóch osób. Jedna osoba delikatnie krępuje zwierzę, a druga zakłada mankiet ciśnieniomierza i obsługuje ciśnieniomierz.
  4. W przypadku obudzonych zwierząt użyj kawałka ręcznika o wymiarach ~15 cm x 30-50 cm, aby delikatnie owinąć zwierzę, tak aby jedna tylna kończyna była wolna. Połóż zwierzę na plecach na (powiedzmy) lewym przedramieniu, z głową schowaną między ramieniem posiadacza a tułowiem i umieść mankiet zgodnie z opisem.
  5. Opróżnij mankiet i upewnij się, że zawór ciśnienia powietrza jest zamknięty. Napompować mankiet do 160 mmHg u znieczulonych zwierząt i do 180 mmHg u zwierząt obudzonych. Przekracza to ciśnienie skurczowe (zwykle odpowiednio 140 mmHg i 160 mmHg).
  6. Utrzymuj te ciśnienia zgodnie z wymaganiami, używając pompy ręcznej.
  7. Po planowanym czasie na niedokrwienie (stosujemy 2 okresy po 5 minut oddzielone 5 minutową reperfuzją), należy obniżyć ciśnienie w mankiecie, poluzowując zawór ciśnienia powietrza.
  8. Potwierdź efekt zdalnego niedokrwienia za pomocą sondy temperatury skóry przymocowanej do podnóżka. Temperatura skóry zwykle spada z 32-30 °C w ciągu 5 minut i wraca do normy po reperfuzji.

6. Lekkie obrażenia

  1. Upewnij się, że szczury są w ciemności przystosowane przez noc, przed procedurą uszkodzenia przez światło.
  2. W odpowiednim czasie po niedokrwieniu kończyn (w naszych eksperymentach bez zwłoki) każde zwierzę jest umieszczane pojedynczo w pudełkach z pleksiglasu, z wodą i jedzeniem w pojemnikach na podłodze.
    Uwaga: Uszkodzenia wywołane światłem mogą być dokonywane tylko u zwierząt albinosów.
  3. Włącz wstępnie skalibrowane białe światło o natężeniu 1,000 luksów o standardowej porze (zwykle 9 rano) i utrzymuj ten stan przez 24 godziny.

7. Ekstrakcja i analiza danych ERG

  1. Pozyskaj uśrednione kształty fal ERG. W razie potrzeby popraw wartość bazową różną od zera, odejmując.
  2. Zmierz amplitudę fali a (prezentowaną przy średniej lub wysokiej intensywności bodźca) jako różnicę napięcia między linią bazową a pierwszym (<30 ms opóźnienia) dołkiem (rysunek 1).
  3. Zmierz amplitudę fali b jako różnicę napięcia między szczytem fali a dodatnim biegunem następnej fali, zwykle występującą z opóźnieniem 80-100 ms (rysunek 1).
  4. Izoluj potencjały oscylacyjne za pomocą transformaty Fouriera do filtrowania danych w zakresie 60-235 Hz, z pasmem przejścia 90 Hz7. W razie potrzeby izolowany sygnał potencjału oscylacyjnego można następnie odjąć od niefiltrowanego kształtu fali, aby potwierdzić tożsamość doliny fali a.
  5. Utajony czas (opóźnienie) szczytów fali a i b może być również użyteczną miarą (rysunek 1). Użyj podwójnych błysków, aby odizolować reakcję pręta. Odejmij odpowiedź stożka (błysk 2) od odpowiedzi mieszanej (błysk 1), aby wyizolować odpowiedź pręcika (rysunek 2).
  6. Normalizuj indywidualne amplitudy załamków a i b natężenia światła (po leczeniu/po leczeniu) lub uśrednione dla grup leczonych. Krzywe natężenie-odpowiedź wykreślają amplitudy grupy i błąd w stosunku do energii błysku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół może być używany do pomiaru funkcji wzrokowych siatkówki gryzoni in vivo. Załamek a, miara funkcji fotoreceptorów, i załamek b, miara funkcji wewnętrznej siatkówki, są oznaczone na rysunku 1.

Sygnał ERG zdominowany przez pręciki zwiększa się wraz ze wzrostem bodźca świetlnego, jak pokazano na rysunku 2A. Fala a staje się widoczna przy ~0,4 log scot cd.s.m-2, a amplituda fali a wzrasta aż do nasycenia przy 2,5 log scot cd.s.m-2 (nie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisana powyżej metoda ERG dostosowana do ciemności jest wiarygodną metodą oceny funkcji siatkówki u szczurów. Zarówno fala a, jak i fala b zostały zredukowane przez obrażenia od światła. Zdalne kondycjonowanie wstępne niedokrwienne złagodziło wywołane uszkodzeniem światłem zmniejszenie zawału a i zawału b. To zachowanie funkcji siatkówki sugeruje, że zdalne warunkowanie niedokrwienne wywołało neuroprotekcję, przypominając inne formy wstępnego kondycjonowania ochronnego, takie jak niedotlenienie, niedokrwienie i ćwiczeni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jonathan Stone jest dyrektorem CSCM Pty Ltd

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy są wdzięczni za pomoc Pani Sharon Spana w monitorowaniu, obchodzeniu się i eksperymentowaniu z gryzoniami. Wsparcie w finansowaniu studiów doktoranckich zostało zapewnione przez Uniwersytet w Sydney i Australijskie Centrum Badawcze ds. Doskonałości w Wizji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Komputer
Powerlab, 4-kanałowy sprzęt do akwizycjiAD InstrumentsPL 35044Przejęcie ERG
Animal Bio AmpAD InstrumentsFE 136Wzmacniacz do
wykresuLab AD InstrumentsOprogramowanie do zbierania sygnałów
GanzfieldRozwiązania fotometryczneFS-250ABodźce świetlne
System operacyjny Ganzfieldfotometryczne
Badania RadiometrMiędzynarodowe technologie świetlneILT-1700kalibruj serię świateł
LuksomierzLX-1010Bsprawdź ilustrację światła czerwonego
Excelołowiane
Microsoft AD InstrumentsPołącz pozytywny, ujemny elektrody uziemiające do wzmacniacza
Przewody ołowiane - aligatorAD Instrumentsuziemienie ganzfield i sprzęt do zakupu do komputera
Przewód platynowy 95%A& Elektroda dodatnia
Elektroda ustna Ag/AgCl PelletSDRE205elektrooda ujemna
26 G igłaBDelektroda gruntowa
Pompa wodna
wodna
Rurki
homeotermicznych z elastyczną sondąHarvard Appartus507222F
Atropina 1% w/vBausch & Lombmiejscowe rozszerzenie źrenic
Proksmetykaina 0,5% w/vBausch & Lombznieczulenie miejscowe
Visco łzy krople do oczuNovartisPolimer karbomerowy
Gwintcofający powiekę
Pęseta
Klej wielokrotnego użytkuBlu tacPrzyciemniona czerwona latarka czołowa. Elektrody mocujące
Ściółka chłonna
Ketamil - ketamina 100 mg/ml - 50 mlTroy Laboratories Pty Ltddysocjacyjny
Ksylium - Ksylazyna 100 mg / ml - 50 mlTroy Laboratories Pty Ltdzwiotczający mięśnie
Skala
PC ERG Rozwiązania Przewody z metali EKąpiel System środek

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Arden, G. B., Heckenlively, J. Principles and practice of clinical electrophysiology of vision. , MIT Press. 139-183 (2006).
  2. Bui, B. V., Fortune, B. Ganglion cell contributions to the rat full-field electroretinogram. Journal of Physiology-London. 555 (1), 153-173 (2004).
  3. Fortune, B., et al. Selective ganglion cell functional loss in rats with experimental glaucoma. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (6), 1854-1862 (2004).
  4. Alarcon-Martinez, L., et al. Short and long term axotomy-induced ERG changes in albino and pigmented rats. Molecular Vision. 15 (254-255), 2373-2383 (2009).
  5. Lyubarsky, A. L., et al. Functionally rodless mice: transgenic models for the investigation of cone function in retinal disease and therapy. Vision Research. 42 (4), 401-415 (2002).
  6. Bush, R. A., Sieving, P. A. A PROXIMAL RETINAL COMPONENT IN THE PRIMATE PHOTOPIC ERG A-WAVE. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 35 (2), 635-645 (1994).
  7. Liu, K., et al. Development of the electroretinographic oscillatory potentials in normal and ROP rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (12), 5447-5452 (2006).
  8. Casson, R. J., Wood, J. P. M., Melena, J., Chidlow, G., Osborne, N. N. The effect of ischemic preconditioning on light-induced photoreceptor injury. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 44 (3), 1348-1354 (2003).
  9. Lawson, E. C., et al. Aerobic Exercise Protects Retinal Function and Structure from Light-Induced Retinal Degeneration. Journal of Neuroscience. 34 (7), 2406-2412 (2014).
  10. Grimm, C., et al. HIF-1-induced erythropoietin in the hypoxic retina protects against light-induced retinal degeneration. Nature Medicine. 8 (7), 718-724 (2002).
  11. Weymouth, A. E., Vingrys, A. J. Rodent electroretinography: Methods for extraction and interpretation of rod and cone responses. Progress in Retinal and Eye Research. 27 (1), 1-44 (2008).
  12. Bayer, A. U., Cook, P., Brodie, S. E., Maag, K. P., Mittag, T. Evaluation of different recording parameters to establish a standard for flash electroretinography in rodents. Vision Research. 41 (17), 2173-2185 (2001).
  13. Pugh, E. N., Lamb, T. D. AMPLIFICATION AND KINETICS OF THE ACTIVATION STEPS IN PHOTOTRANSDUCTION. Biochimica Et Biophysica Acta. 1141 (2-3), 111-149 (1993).
  14. Breton, M. E., Schueller, A. W., Lamb, T. D., Pugh, E. N. ANALYSIS OF ERG A-WAVE AMPLIFICATION AND KINETICS IN TERMS OF THE G-PROTEIN CASCADE OF PHOTOTRANSDUCTION. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 35 (1), 295-309 (1994).
  15. Mizota, A., Adachi-Usami, E. Effect of body temperature on electroretinogram of mice. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 43 (12), 3754-3757 (2002).
  16. Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Research Bulletin. 56 (1), 7-14 (2001).
  17. Charng, J., et al. Conscious Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potentials in Rats. Plos One. 8 (9), (2013).
  18. Galambos, R., Juhasz, G., Kekesi, A. K., Nyitrai, G., Szilagyi, N. NATURAL SLEEP MODIFIES THE RAT ELECTRORETINOGRAM. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (11), 5153-5157 (1994).
  19. Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmar, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (4), 2083-2088 (2001).
  20. Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plasticity. 11 (3-4), 241-250 (2004).
  21. Huang, J. C., Salt, T. E., Voaden, M. J., Marshall, J. NON-COMPETITIVE NMDA-RECEPTOR ANTAGONISTS AND ANOXIC DEGENERATION OF THE ERG B-WAVE IN-VITRO. Eye (London). 5 (4), 476-480 (1991).
  22. Sasovetz, D. KETAMINE HYDROCHLORIDE - EFFECTIVE GENERAL ANESTHETIC FOR USE IN ELECTRORETINOGRAPHY. Annals of Ophthalmology. 10 (11), 1510-1514 (1978).
  23. Mojumder, D. K., Wensel, T. G. Topical Mydriatics Affect Light-Evoked Retinal Responses in Anesthetized Mice). Investigative Ophthalmology & Visual Science. 51 (1), 567-576 (2010).
  24. Fraunfel, F. t, Burns, R. P. ACUTE REVERSIBLE LENS OPACITY - CAUSED BY DRUGS, COLD, ANOXIA, ASPHYXIA, STRESS, DEATH AND DEHYDRATION. Experimental Eye Research. 10 (1), 19(1970).
  25. Calderone, L., Grimes, P., Shalev, M. ACUTE REVERSIBLE CATARACT INDUCED BY XYLAZINE AND BY KETAMINE-XYLAZINE ANESTHESIA IN RATS AND MICE. Experimental Eye Research. 42 (4), 331-337 (1986).
  26. Behn, D., et al. Dark adaptation is faster in pigmented than albino rats. Documenta Ophthalmologica. 106 (2), 153-159 (2003).
  27. Sugawara, T., Sieving, P. A., Bush, R. A. Quantitative relationship of the scotopic and photopic ERG to photoreceptor cell loss in light damaged rats. Experimental Eye Research. 70 (5), 693-705 (2000).
  28. Machida, S., et al. P23H rhodopsin transgenic rat: Correlation of retinal function with histopathology. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41 (10), 3200-3209 (2000).
  29. Brandli, A., Stone, J. Remote Ischemia Influences the Responsiveness of the Retina. Observations in the Rat. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (4), 2088-2096 (2014).
  30. Maccarone, R., Di Marco, S., Bisti, S. Saffron supplement maintains morphology and function after exposure to damaging light in mammalian retina. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49 (3), 1254-1261 (2008).
  31. Hood, D. C., Birch, D. G. Assessing abnormal rod photoreceptor activity with the a-wave of the electroretinogram: Applications and methods. Documenta Ophthalmologica. 92 (4), 253-267 (1996).
  32. Robson, J. G., Frishman, L. J. The rod-driven a-wave of the dark-adapted mammalian electroretinogram. Progress in Retinal and Eye Research. 39, 1-22 (2014).
  33. Hood, D. C., Birch, D. G. A COMPUTATIONAL MODEL OF THE AMPLITUDE AND IMPLICIT TIME OF THE B-WAVE OF THE HUMAN ERG. Visual Neuroscience. 8 (2), 107-126 (1992).
  34. Wachtmeister, L. Oscillatory potentials in the retina: what do they reveal. Progress in Retinal and Eye Research. 17 (4), 485-521 (1998).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

ElectroretinogramRetinal FunctionRemote Ischemic PreconditioningDark Adapted ERGA Wave B WaveKetamine Xylazine AnesthesiaGanzfeld StimulationCorneal Electrode PlacementLight Damage ModelPhotoreceptor Response Assessment

Powiązane artykuły