Tutaj prezentujemy protokół opisujący natlenioną perfuzję ex situ przeszczepów wątroby dawcy. Ten artykuł zawiera protokół krok po kroku dotyczący pozyskania i przygotowania przeszczepu wątroby do perfuzji maszynowej, przygotowania płynu perfuzyjnego, zalania maszyny perfuzyjnej i przeprowadzenia natlenionej normotermicznej perfuzji maszynowej przeszczepu wątroby.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Ex situ Perfuzja maszynowa Normothermiczna wątroby dawcy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
W przeciwieństwie do konwencjonalnej statycznej konserwacji na zimno (0-4 °C), perfuzja maszynowa ex situ może zapewnić lepszą ochronę wątroby dawcy. Ciągła perfuzja narządów daje możliwość poprawy jakości narządów i umożliwia ocenę ex situ żywotności wątroby dawcy przed przeszczepieniem. Ten artykuł wideo zawiera protokół krok po kroku dla normotermicznej perfuzji maszynowej ex situ (37 °C) ludzkich wątrob dawców przy użyciu urządzenia, które zapewnia pulsacyjną perfuzję tętnicy wątrobowej sterowaną ciśnieniem i temperaturą oraz ciągłą perfuzję żyły wrotnej. Płyn perfuzyjny jest natleniany przez dwa natleniacze z membraną z pustych włókien, a temperaturę można regulować w zakresie od 10 °C do 37 °C. Podczas perfuzji aktywność metaboliczną wątroby, a także stopień uszkodzenia można ocenić za pomocą analizy biochemicznej próbek pobranych z płynu perfuzyjnego. Perfuzja maszynowa jest bardzo obiecującym narzędziem do zwiększania liczby wątrob, które nadają się do przeszczepu.
Wprowadzenie
Obecna metoda konserwacji organów w transplantacjach wątroby polega na przepłukaniu i późniejszym przechowywaniu wątroby dawcy w zimnym (0-4 °C) płynie konserwującym (takim jak roztwór University of Wisconsin lub roztwór histydyno-tryptofano-ketoglutaranowy). Metoda ta nazywana jest statycznym przechowywaniem w niskiej temperaturze (SCS). Chociaż tempo metabolizmu wątrób w temperaturze 0-4 °C jest bardzo niskie, zapotrzebowanie na tlen wynosi nadal 0,27 µmol oxygen/min/g tkanki wątroby, czego nie można zapewnić podczas SCS1. Konwencjonalna metoda SCS prowadzi zatem do pewnego stopnia (dodatkowego) uszkodzenia wątrob dawców. O ile taki poziom uszkodzenia w procesie konserwacji nie stanowi problemu w przypadku wątrob dawców dobrej jakości, o tyle może on stać się krytycznym i ograniczającym czynnikiem w przypadku wątrob suboptimalnych, które doznały już pewnego stopnia uszkodzenia u dawcy. Z tego powodu wątroby o suboptimalnej jakości lub tzw. wątroby od dawców o rozszerzonych kryteriach (ECD) są często odrzucane w procesie transplantacji, ponieważ ryzyko wczesnego odrzutu przeszczepu uznaje się za zbyt wysokie. Wysokie wskaźniki opóźnionej funkcji przeszczepu, pierwotnego braku funkcji oraz nieanastomotycznych zwężeń dróg żółciowych (NAS) opisywano u biorców wątrob pobranych po stwierdzeniu zgonu krążeniowego (DCD), od starszych dawców lub biorców przeszczepów steatotycznych2. NAS są główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności po transplantacji wątroby. NAS mogą wystąpić zarówno w pozawątrobowych, jak i wewnątrzwątrobowych drogach żółciowych dawcy i mogą im towarzyszyć wewnątrzkanałowy osad żółciowy oraz tworzenie się odlewów3,4. Choć uważa się, że etiologia NAS jest wieloczynnikowa, głównym mechanizmem podstawowym jest uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne dróg żółciowych podczas konserwacji i transplantacji przeszczepu2,5. Transplantacja przeszczepu DCD została zidentyfikowana jako jeden z najsilniejszych czynników ryzyka rozwoju NAS. Uważa się, że połączenie okresu ciepłego niedokrwienia u dawcy DCD, zimnego niedokrwienia podczas konserwacji organu oraz późniejszego uszkodzenia reperfuzyjnego u biorcy odpowiada za nieodwracalne uszkodzenie dróg żółciowych, co w połączeniu ze słabą zdolnością regeneracyjną dróg żółciowych prowadzi do włóknienia i zwężenia dróg żółciowych po transplantacji wątroby2,5. NAS zgłaszano u 30% pacjentów otrzymujących wątrobę DCD6-8. Stało się jasne, że obecna metoda SCS przeszczepów wątroby do transplantacji jest niewystarczająca dla wcześniej uszkodzonych wątrob ECD, takich jak te od dawców DCD. Konieczne są alternatywne metody, aby zwiększyć i zoptymalizować wykorzystanie wątrob ECD w transplantacjach.
Perfuzja maszynowa (MP) to metoda konserwacji organów, która może zapewniać lepszą ochronę organów dawców w porównaniu do SCS. MP może mieć szczególne znaczenie w przypadku konserwacji przeszczepów ECD. Istotną zaletą MP jest możliwość dostarczania tlenu do przeszczepu w okresie konserwacji. MP może być prowadzona w różnych temperaturach, które sklasyfikowano jako MP hipotermiczna (0-10 °C), subnormotermiczna (10-36 °C) oraz normotermiczna (36-37 °C) (NMP). W zależności od temperatury stosowanej podczas MP należy dostosować rodzaj płynu perfuzyjnego, a wraz ze wzrostem temperatury należy dostarczać więcej tlenu. Pierwsze kliniczne zastosowanie MP w transplantacji wątroby u ludzi opierało się na perfuzji hipotermicznej bez aktywnego natleniania płynu perfuzyjnego9,10. W modelach zwierzęcych wykazano, że natleniona MP hipotermiczna (0-10 °C) wykazuje działanie ochronne przeciwko uszkodzeniu niedokrwienno-reperfuzyjnemu przeszczepów wątroby11 oraz zapewnia lepszą konserwację splotu naczyniowego okołodukcikowego dróg żółciowych12. W modelach zwierzęcych badano również natlenioną MP subnormotermiczną w temperaturze 20 °C lub 30 °C, wykazując szybsze przywrócenie funkcji przeszczepu wątroby DCD w porównaniu do SCS13,14. Wykonalność natlenionej MP subnormotermicznej ludzkich wątrob została niedawno zgłoszona w serii siedmiu odrzuconych ludzkich wątrob dawców15. NMP (37 °C) umożliwia ocenę żywotności i funkcjonalności przeszczepu przed transplantacją16,17. Dodatkowo MP pozwala na stopniowe ogrzewanie przeszczepu wątroby przed transplantacją, co – jak wykazano – ułatwia regenerację i reanimację przeszczepu18.
Urządzenie do perfuzji zastosowane w niniejszym protokole do maszynowej perfuzji wątroby umożliwia podwójną perfuzję (poprzez żyłę wrotną i tętnicę wątrobową) z wykorzystaniem dwóch pomp odśrodkowych, które zapewniają ciągły przepływ wrotny oraz pulsujący przepływ tętniczy. System jest sterowany ciśnieniem, co pozwala na autoregulację przepływu przez wątrobę w zależności od oporu wewnątrzwątrobowego. Dwa oksygenatory membranowe z pustymi włóknami umożliwiają natlenianie przeszczepu wątroby, a także usuwanie CO2. Temperaturę można ustawić w zależności od planowanego rodzaju MP (minimalna temperatura 10 °C). Przepływ, ciśnienie i temperatura są wyświetlane na urządzeniu w czasie rzeczywistym, co pozwala na ciągłą kontrolę procesu perfuzji. Dla każdego przeszczepu dostępny jest nowy, sterylny, jednorazowy zestaw drenów, zbiornika i oksygenatorów (Rysunek 1).
Celem niniejszego artykułu wideo jest przedstawienie szczegółowego protokołu normotermicznej perfuzji maszynowej wątroby ludzkiej z donora ex situ z wykorzystaniem nowo opracowanej maszyny do perfuzji wątroby.
Rycina 1: (A) rysunek schematyczny, (B) zdjęcie maszyny do perfuzji, (C) zbliżenie na oksygenator oraz (D) pompa odśrodkowa wykorzystywana do normotermicznej perfuzji ludzkich wątrób od dawców. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Protokół ten został zatwierdzony przez Komisję Etyki Medycznej (Medisch Ethische Toetsingscommissie) Uniwersyteckiego Centrum Medycznego w Groningen, Holandia.
1. Przygotowanie płynu perfuzyjnego
Uwaga: Całkowita objętość płynu perfuzyjnego przygotowanego do normotermicznej perfuzji maszynowej zgodnie z niniejszym protokołem wynosi 2,233 ml, a docelowa osmolarity płynu perfuzyjnego to 302 mOsmol/L.
- Z komponentów płynu perfuzyjnego opisanych w Tabeli 1, należy oddzielnie przechowywać ludzkie koncentraty krwinek czerwonych, świeżo mrożoną plazmę oraz albuminę ludzką. Pozostałe składniki wymieszać w sposób sterylny i przechowywać roztwór w sterylnej torbie w celu transportu na salę operacyjną (SO). Czynność tę należy przeprowadzić w środowisku sterylnym (idealnie w zakładzie spełniającym normy Dobrej Praktyki Produkcyjnej) lub w komorze z laminarnym przepływem powietrza w pomieszczeniu do hodowli komórkowych.
| Komponenty | Ilość |
| Upakowane erytrocyty (hematokryt 60%) | 840 ml |
| Świeża mrożona plazma | 930 ml |
| Albumin ludzki 200 g/L (Albuman, Sanquin) | 100 ml |
| Modyfikowane żywienie pozajelitowe (Clinimix N17G35E, Baxter International Inc.) | 7,35 ml |
| Witaminy wieloskładnikowe do infuzji (Cernevit, Baxter International Inc.) | 7 μl |
| Stężony roztwór mikroelementów do infuzji (Nutritrace, B. Braun Melsungen AG) | 7,35 ml |
| Metronidazol do podania dożylnego (5 mg/ml) (Flagyl, Sanofi-Aventis) | 40 ml |
| Cefazolina 1000 mg, fiolka 5 ml, proszek do podania dożylnego (Servazolin, Sandoz) | 2 ml |
| Szybko działająca insulina (100 IU/ml) (Actrapid®, Novo Nordisk) | 20 ml |
| Glubionian wapnia, roztwór do wlewu dożylnego 10%, 137,5 mg/ml (Sandoz) | 40 ml |
| Sterylny H2O | 51,3 ml |
| roztwór NaCl 0,9% | 160 ml |
| Roztwór wodorowęglanu sodu 8,4% | 31 ml |
| Heparyna 5 000 IE/ml do podania dożylnego | 4 ml |
| Suma | 2,233 ml |
Tabela 1: Składniki płynu perfuzyjnego16.
- Przenieść ludzkie czerwone krwinki w koncentracie (840 ml), świeżo mrożony osocze (930 ml), albuminę ludzką 200 g/L (100 ml) oraz roztwór przygotowany w kroku 1.1 do sali operacyjnej, aby zostały podane do urządzenia perfuzyjnego.
2. Przygotowanie urządzenia do perfuzji
- Do urządzenia, poprzez złącze na górnej części oksygenatorów, dodać składniki płynu perfuzyjnego, w tym ludzkie czerwone krwinki w koncentracie, świeżą mrożoną osocze, albuminę ludzką oraz roztwór przygotowany w kroku 1.1, a następnie usunąć wszystkie pęcherzyki powietrza z drenów.
- Włączyć pompę żylną i postępować zgodnie z instrukcjami producenta wyświetlanymi na ekranie. Następnie włączyć pompę tętniczą i postępować zgodnie z instrukcjami producenta na ekranie.
- Wykonać zerowanie manometrów względem ciśnienia atmosferycznego zgodnie z instrukcjami na ekranie. Zapewnia to, że ciśnienie mierzone podczas perfuzji jest rzeczywistym ciśnieniem na poziomie żyły wrotnej i tętnicy wątrobowej.
- Rozpocząć oksygenację przy użyciu karbogenu (95% O2 + 5% CO2) przy przepływie 4 L/min. Przepływ powietrza zostanie podzielony pomiędzy dwa oksygenatory (2 L/min na oksygenator), co powinno skutkować pO2 na poziomie około 60 kPa (lub 450 mmHg) w płynie perfuzyjnym. W przypadku dłuższych perfuzji zaleca się stosowanie oddzielnych źródeł tlenu i dwutlenku węgla. Pozwala to na niewielkie korekty stosunku O2/CO2, co może być wykorzystane do regulacji pH oraz pCO2 płynu perfuzyjnego.
- Pobrać próbkę płynu perfuzyjnego do pomiaru gazometrii 15-20 min po przygotowaniu urządzenia i odpowiednio monitorować pH oraz elektrolity.
UWAGA: Przed pobraniem próbek należy odrzucić około 3 ml płynu perfuzyjnego, ponieważ płyn ten znajduje się w drenach peryferyjnych i nie reprezentuje płynu perfuzyjnego w systemie. W celu zwiększenia pojemności buforowej dodać roztwór wodorowęglanu sodu 8,4%, dążąc do fizjologicznego pH (7,35-7,45). Na przykład dodać 25-35 ml roztworu wodorowęglanu sodu 8,4% i sprawdzać poziom pH oraz wodorowęglanów w płynie perfuzyjnym, pobierając próbki do gazometrii w regularnych odstępach czasu.
3. Pozyskiwanie i przygotowanie wątrób dawców
Uwaga: Pobierz narząd stosując standardową technikę chłodzenia in situ i przepłucz go zimnym płynem konserwującym (0-4 °C)19. Aby ułatwić kaniulację tętnicy, pozostaw odcinek aorty nadpniowej przytwierdzony do tętnicy wątrobowej (Rycina 2A).
- Przepłucz drogi żółciowe płynem konserwującym (t.j. roztworem University of Wisconsin). Przewiąż przewód pęcherzykowy szwem chirurgicznym.
- Zapakuj i przechowuj organ w standardowej sterylnej torbie i pudełku do organów dawcy z kruszonym lodem w celu późniejszego transportu do centrum MP.
- Rozpocznij procedurę na stole preparacyjnym natychmiast po dostarczeniu wątroby dawcy na salę operacyjną.
- Pobierz próbkę co najmniej 10 ml płynu konserwującego do badań mikrobiologicznych.
- Za pomocą nożyczek chirurgicznych usuń przyczepy przeponowe do gołej powierzchni wątroby oraz wszelkie pozostałości mięśnia sercowego z górnego mankietu żyły głównej.
- Wypreparuj tętnicę i żyłę wrotną za pomocą nożyczek preparacyjnych i podwiąż odgałęzienia boczne szwami chirurgicznymi lub klipsami naczyniowymi.
- Zamknij koniec dystalny segmentu aorty nadpniowej szwem monofilamentowym niewchłanialnym (np. 3-0 Prolene). Wprowadź kaniulę tętniczą do końca proksymalnego aorty nadpniowej i przymocuj szwami (Rycina 2A). Użyj kaniuli dostarczonej w zestawie jednorazowym od producenta urządzenia do perfuzji.
- Wprowadź kaniulę żylną do żyły wrotnej i przymocuj szwami. Użyj kaniuli dostarczonej w zestawie jednorazowym. Żyła wątrobowa pozostaje niekaniulowana.
- Przepłucz przewód żółciowy roztworem konserwującym. Wprowadź cewnik silikonowy do przewodu żółciowego i przymocuj szwami.
UWAGA: Nie wprowadzaj cewnika zbyt głęboko do przewodu żółciowego, ponieważ może to spowodować uszkodzenie nabłonka dróg żółciowych. - Przepłucz wątrobę roztworem 0.9% NaCl przez kaniulę żyły wrotnej w następujący sposób:
- Jeśli przeszczep był konserwowany roztworem University of Wisconsin, przepłucz wątrobę 2,000 ml zimnego (0-4 °C) roztworu 0.9% NaCl, a następnie 500 ml ciepłego (37 °C) roztworu 0.9% NaCl.
- Jeśli przeszczep był konserwowany roztworem Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate, przepłucz wątrobę 1,000 ml zimnego (0-4 °C) roztworu 0.9% NaCl, a następnie 500 ml ciepłego (37 °C) roztworu 0.9% NaCl. Celem ciepłego płukania jest zapobieganie znacznemu spadkowi temperatury płynu perfuzyjnego.
- Wykonaj ciepłe płukanie bezpośrednio przed podłączeniem wątroby do urządzenia do perfuzji.
UWAGA: Czas między ciepłym płukaniem a rozpoczęciem NMP powinien być zawsze krótszy niż 1-2 min.
| Charakterystyka dawców (N = 12) | Liczba (%) lub mediana (IQR) |
| Wiek (lata) | 61 (50-64) |
| Płeć (męska) | 8 (67%) |
| Typ dawcy DCD, typ III według klasyfikacji maastrichtowej DBD | 10 (83%) 2 (17%) |
| Wskaźnik masy ciała (BMI) | 27 (25-35) |
| Przyczyna odrzucenia wiek DCD+ >60 lat DCD+ wysoki BMI DCD+ z różnych przyczyn* Ciężka stłuszczenie wątroby | 5 (41%) 3 (25%) 2 (17%) 2 (17%) |
| Roztwór konserwujący roztwór UW roztwór HTK | 6 (50%) 6 (50%) |
| Czas ciepłego niedokrwienia dawcy w DCD (min) | 14 (17 - 20) |
| Czas niedokrwienia na zimno (min) | 389 (458-585) |
| Wskaźnik ryzyka dawcy (DRI) | 2.35 (2.01-2.54) |
Tabela 2: Charakterystyka dawców. * w przypadku jednego przeszczepu w wywiadzie dawcy nadużywanie narkotyków dożylnie, a w przypadku innego przedłużone sO2 <30% po odłączeniu od aparatury podtrzymującej życie. Skróty: DCD, donacja po śmierci krążeniowej; DBD, donacja po śmierci mózgowej; UW, University of Wisconsin; HTK, histydyno-tryptofano-ketoglutaran
Rycina 2: (A) Zdjęcia przeszczepu wątroby od ludzkiego dawcy przygotowanego na stole operacyjnym oraz (B-D) poddanego następnie perfuzji normotermicznej. (A) Kaniula tętnicza jest wprowadzona do aorty powyżej pnia trzewnego, a kaniula żylna do żyły wrotnej. Przewód żółciowy zostaje zakaniulowany silikonowym cewnikiem żółciowym. (B) Wątroba jest umieszczona w komorze organowej powierzchnią przednią skierowaną w dół, a kaniule są połączone z przewodami urządzenia do perfuzji. (C) 30 min po rozpoczęciu normotermicznej perfuzji maszynowej. (D) 6 hr po rozpoczęciu normotermicznej perfuzji maszynowej. Podczas zabiegu komora organowa jest przykryta przezroczystą osłoną w celu utrzymania sterylnego i wilgotnego środowiska dla wątroby (niewidoczne na tych zdjęciach). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
4. Normotermiczna perfuzja maszynowa
- Umieść wątrobę w komorze organowej powierzchnią przednią skierowaną w dół. Natychmiast podłącz wątrobę do przygotowanego urządzenia do perfuzji, łącząc kaniulę żyły wrotnej z rurką doprowadzającą przepływ wrotny urządzenia oraz kaniulę tętniczą z rurką doprowadzającą przepływ tętniczy urządzenia.
- Rozpocznij perfuzję po stronie wrotnej i tętniczej, postępując zgodnie z instrukcjami producenta wyświetlanymi na ekranie. Ustaw średnie ciśnienie tętnicze na 70 mmHg oraz średnie ciśnienie w żyłach wrotnych na 11 mmHg.
- Pobieraj próbki płynu perfuzyjnego co 30 min w celu natychmiastowej analizy parametrów gazometrycznych (pO2, pCO2, sO2, HCO2- i pH) oraz parametrów biochemicznych (glukoza, wapń, mleczan, potas i sód) przy użyciu konwencjonalnego analizatora gazometrycznego. Pamiętaj, aby przed pobraniem próbek odrzucić około 3 ml płynu perfuzyjnego, ponieważ płyn ten znajduje się w przewodach peryferyjnych i nie reprezentuje płynu perfuzyjnego w systemie.
- Aby pobrać te próbki, odessaj płyn perfuzyjny za pomocą strzykawki 1 ml z złączy do pobierania próbek, które są częścią jednorazowego zestawu przewodów urządzenia do perfuzji. Do każdej próbki użyj nowej strzykawki i natychmiast usuń wszelkie pęcherzyki powietrza ze strzykawki po aspiracji płynu perfuzyjnego. Następnie włóż strzykawkę do analizatora gazometrycznego i postępuj zgodnie z instrukcjami producenta zawartymi w instrukcji obsługi analizatora.
- Z płynu perfuzyjnego wydziel plazmę, zamroź i przechowuj w temperaturze -80 °C w celu oznaczenia fosfatazy alkalicznej (AlkP), gamma-glutamylotransferazy (gamma-GT), alaninaminotransferazy (ALT), mocznika i bilirubiny całkowitej. Plazmę pobierz po 5 min wirowania płynu perfuzyjnego przy 1,500 x g i 4 °C.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Do badań wykorzystano 12 ludzkich wątrób, które z różnych powodów nie zakwalifikowano do transplantacji, po uzyskaniu świadomej zgody na badania od rodzin dawców. Charakterystyka dawców została opisana w Tabeli 2. Ludzkie wątroby dawców poddano perfuzji normotermicznej przez 6 hr zgodnie z protokołem opisanym w niniejszej pracy. Jakość przeszczepów wątroby oceniano poprzez monitorowanie makroskopowej homogeniczności perfuzji wątroby (Rycina 2A-D). Hemody...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Ten film przedstawia krok po kroku protokół normotermicznej perfuzji maszynowej ludzkich wątrob dawców przy użyciu urządzenia, które umożliwia kontrolowaną ciśnieniem podwójną perfuzję przez tętnicę wątrobową i żyłę wrotną. Podczas stosowania tego protokołu nie wystąpiły awarie techniczne maszyny do perfuzji, a wszystkie przeszczepy były dobrze perfundowane i dobrze natlenione. Perfundowane wątroby ex situ miały stabilną hemodynamikę i były aktywne metabolicznie, zgodnie z definicją produkcji żółci16,17
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy tego manuskryptu nie mają konfliktu interesów, który mogliby ujawnić.
Podziękowania
Ta praca badawcza była finansowana z grantów przyznanych przez Innovatief Actieprogramma Groningen (IAG-3), Jan Kornelis de Cock Stichting i Tekke Huizingafonds, wszystkie w Holandii. Jesteśmy wdzięczni wszystkim holenderskim koordynatorom ds. transplantacji za zidentyfikowanie potencjalnie wyrzuconych wątrob i uzyskanie świadomej zgody.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Liver Assist | Asystent narządów | OA. Li.Li.140 | Urządzenie do perfuzji |
| Liver Assist jednorazowy pakiet | Organ Assist | OA. Li.DP.540 | Jednorazowy zestaw i kaniule |
| Meredith No.8 | Vygon Nederlands B.V. | 1362082 | Kaniula przewodu żółciowego Albumina |
| ludzka 200 g/L / ALBUMAN | Sanquin | 15522598 | 100 ml |
| Zmodyfikowane żywienie pozajelitowe | Baxter Nederland B.V. | N14G30E | 7,35 ml |
| Multiwitaminy do infuzji / CERNEVIT | Baxter International Inc. | 9800927 | 7 & mu; l |
| Skoncentrowane pierwiastki śladowe do infuzji / NUTRITRACE | B. Braun Melsungen AG | 14811332 | 7,35 ml |
| Metronidazol 5 mg/ml | Baxter Nederland B.V. | 98181882 | 40 ml |
| Cefazolina / SERVAZOLIN | Sandoz B.V. | 15611337 | 2 ml |
| Insulina szybko działająca | różnych dostawców | 20 ml | |
| Glubionian wapnia, roztwór dożylny 10%, 137,5 mg/ml | Sandoz | 97038695 | 40 ml |
| Sterylne H2O | Fresenius Kabi Nederland B.V. | 98084453 | 51,3 ml |
| NaCl 0,9% | Baxter Nederland B.V. | 15262510 | 160 ml |
| Heparyna 5 000 IE/ml do podawania dożylnego | LEO Pharma B.V. | 98026178 | 4 ml |
| Wodorowęglan sodu 8,4% | B. Braun Melsungen AG | 97973874 | Ilość zależy od pH |
| Upakowane krwinki czerwone (w SAGM) | Bank krwi (Sanquin)N0012000 | 750 ml | |
| Świeżo mrożone osocze | Bank krwi (Sanquin) | N04030A0/N04030B0 | 900 ml |
Bibliografia
- Plaats, A., et al. Hypothermic machine preservation in liver transplantation revisited: Concepts and criteria in the new millennium. Ann. Biomed. Eng. 32 (4), 623-631 (2004).
- op den Dries, S., Sutton, M. E., Lisman, Y., Porte, R. J. Protection of bile ducts in liver transplantation: Looking beyond ischemia. Transplantation. 92 (4), 373-379 (2011).
- Seehofer, D., Eurich, D., Veltzke-Schlieker, W., Neuhaus, P. Biliary complications after liver transplantation: Old problems and new challenges. Am. J. Transplant. 13 (2), 253-265 (2013).
- Buis, C. I., et al. Nonanastomotic biliary strictures after liver transplantation, part 1: Radiological features and risk factors for early vs. late presentation. Liver. Transpl. 13 (5), 708-718 (2007).
- Karimian, N., op den Dries, S., Porte, R. J. The origin of biliary strictures after liver transplantation: Is it the amount of epithelial injury or insufficient regeneration that counts. J. Hepatol. 58 (6), 1065-1067 (2013).
- Gastaca, M. Biliary complications after orthotopic liver transplantation: A review of incidence and risk factors. Transplant. Proc. 44 (6), 1545-1549 (2012).
- Sanchez-Urdazpal, L., et al. Ischemic-type biliary complications after orthotopic liver transplantation. Hepatology. 16 (1), 49-53 (1992).
- Dubbeld, J., et al. Similar liver transplantation survival with selected cardiac death donors and brain death donors. Br. J. Surg. 97 (5), 744-753 (2010).
- Guarrera, J. V., et al. Hypothermic machine preservation in human liver transplantation: The first clinical series. Am. J. Transplant. 10 (2), 372-381 (2010).
- Henry, S. D., et al. Hypothermic machine preservation reduces molecular markers of ischemia/reperfusion injury in human liver transplantation. Am. J. Transplant. 12 (9), 2477-2486 (2012).
- Schlegel, A., Rougemont, O., Graf, R., Clavien, P. A., Dutkowski, P. Protective mechanisms of end-ischemic cold machine perfusion in DCD liver grafts. J. Hepatol. 58 (2), 278-286 (2013).
- op den Dries, S., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion prevents arteriolonecrosis of the peribiliary plexus in pig livers donated after circulatory death. PLoS. One. 9 (2), e88521(2014).
- Tolboom, H., et al. Subnormothermic machine perfusion at both 20 degrees C and 30 degrees C recovers ischemic rat livers for successful transplantation. J. Surg. Res. 175 (1), 149-156 (2012).
- Gringeri, E., et al. Subnormothermic machine perfusion for non-heart-beating donor liver grafts preservation in a swine model: A new strategy to increase the donor pool? Transplant. Proc. 44 (7), 2026-2028 (2012).
- Bruinsma, B. G., et al. Subnormothermic machine perfusion for ex vivo preservation and recovery of the human liver for transplantation. Am. J. Transplant. 14 (6), 1400-1409 (2014).
- op den Dries, S., et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers. Am. J. Transplant. 13 (5), 1327-1335 (2013).
- Sutton, M. E., et al. Criteria for viability assessment of discarded human donor livers during ex vivo normothermic machine perfusion. PLoS. One. 9 (11), (2014).
- Minor, T., Efferz, P., Fox, M., Wohlschlaeger, J., Luer, B. Controlled oxygenated rewarming of cold stored liver grafts by thermally graduated machine perfusion prior to reperfusion. Am. J. Transplant. 13 (6), 1450-1460 (2013).
- Makowka, L., et al. Surgical technique of orthotopic liver transplantation. Gastroenterol. Clin. North. Am. 17 (1), 33-51 (1988).
- Hansen, T., et al. Histological examination and evaluation of donor bile ducts received during orthotopic liver transplantation--a morphological clue to ischemic-type biliary lesion? Virchows Arch. 461 (1), 41-48 (2012).
- Monbaliu, D., Brassil, J. Machine perfusion of the liver: Past, present and future. Curr. Opin. Organ. Transplant. 15 (2), 160-166 (2010).
- Oldani, G., et al. Pre-retrieval reperfusion decreases cancer recurrence after rat ischemic liver graft transplantation. J. Hepatol. 61 (2), 278-285 (2014).
- Tromans, D. Temperature and pressure dependent solubility of oxygen in water: A thermodynamic analysis. Hydrometallurgy. 48 (3), 327-342 (1998).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
