Artykuł metodologiczny

Ablacja specyficzna dla hepatocytów u danio pręgowanego w celu zbadania regeneracji wątroby napędzanej przez drogi żółciowe

DOI:

10.3791/52785

⸱

20 maja 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Developmental Biology, McGowan Institute for Regenerative Medicine, University of Pittsburgh

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby pomóc ocenić mechanizmy molekularne leżące u podstaw regeneracji wątroby u danio pręgowanego za pomocą dróg żółciowych, stworzyliśmy model uszkodzenia wątroby, w którym hepatocyty wykazujące ekspresję nitroreduktazy są genetycznie ablowane po leczeniu metronidazolem. W tym protokole opisujemy, jak umiejętnie manipulować, monitorować i analizować ablację hepatocytów i regenerację wątroby napędzaną przez żółć.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wątroba ma dużą zdolność do regeneracji. Hepatocyty, komórki miąższowe wątroby, mogą regenerować się na jeden z dwóch sposobów: regenerację wątroby za pomocą hepatocytów lub dróg żółciowych. W regeneracji wątroby sterowanej hepatocytami, regenerujące się hepatocyty pochodzą z wcześniej istniejących hepatocytów, podczas gdy w regeneracji napędzanej żółcią regenerujące się hepatocyty pochodzą z komórek nabłonka dróg żółciowych (BEC). W przypadku regeneracji wątroby opartej na hepatocytach istnieją doskonałe modele gryzoni, które znacząco przyczyniły się do obecnego zrozumienia regeneracji wątroby. Nie istnieje jednak taki model gryzoni do regeneracji wątroby sterowanej przez żółć. Niedawno informowaliśmy o modelu uszkodzenia wątroby danio pręgowanego, w którym BEC w znacznym stopniu powodują powstawanie hepatocytów po poważnej utracie hepatocytów. W tym modelu hepatocyty są specyficznie ablowane za pomocą środków farmakogenetycznych. Tutaj szczegółowo przedstawiamy metody ablacji hepatocytów i analizy procesu regeneracji wątroby sterowanego przez BEC. Ten specyficzny dla hepatocytów model ablacji może być dalej wykorzystywany do odkrywania molekularnych i komórkowych mechanizmów regeneracji wątroby napędzanej przez żółć. Co więcej, metody te mogą być stosowane do chemicznych badań przesiewowych w celu identyfikacji małych cząsteczek, które zwiększają lub hamują regenerację wątroby.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wątroba jest organem wysoce regenerującym. Podczas regeneracji wątroby regenerujące się hepatocyty, komórki miąższowe wątroby, pochodzą z wcześniej istniejących hepatocytów (regeneracja wątroby sterowana przez hepatocyty) lub BEC (regeneracja wątroby sterowana przez żółć)1,2. Uszkodzenie wątroby zwykle wywołuje proliferację wcześniej istniejących hepatocytów; jednakże, gdy proliferacja hepatocytów jest zagrożona, BEC mogą przyczyniać się do hepatocytów2-4. Te dwa tryby regeneracji wątroby mają znaczenie kliniczne. Po chirurgicznym usunięciu części ludzkiej wątroby (np. z powodu guzów wątroby lub żywych dawców wątroby), hepatocyty w pozostałej wątrobie namnażają się, aby odzyskać utraconą masę wątroby. Natomiast u pacjentów z ciężkimi chorobami wątroby proliferacja hepatocytów jest znacznie upośledzona, tak że BEC lub komórki progenitorowe wątroby (LPC) wydają się przyczyniać do regeneracji hepatocytów5,6. Model częściowej hepatektomii 2/3 gryzoni, w którym hepatocyty namnażają się w celu odzyskania utraconej masy wątroby, znacząco przyczynił się do obecnego zrozumienia regeneracji wątroby sterowanej przez hepatocyty7,8. Nie ma jednak prawidłowego modelu gryzoni, w którym regenerujące się hepatocyty pochodzą głównie z BEC. Chociaż kilka modeli toksyn wątrobowych gryzoni doprowadziło do identyfikacji regeneracji wątroby sterowanej przez drogi żółciowe2-4, ostatnie badania śledzenia linii u myszy wskazują na minimalny wkład BEC w regenerację hepatocytów w tych modelach9,10. Niektóre z modeli uszkodzeń wątroby gryzoni, w tym częściowa hepatektomia11-13 i uszkodzenie wątroby wywołane paracetamolem14,15, zostały zastosowane u danio pręgowanego i doprowadziły do identyfikacji nowych genów lub szlaków zaangażowanych w regenerację wątroby. Jednak regeneracja wątroby sterowana przez hepatocyty, ale nie przez BEC, występuje w tych modelach uszkodzenia wątroby danio pręgowanego. W związku z tym potrzebny jest nowy model uszkodzenia wątroby, w którym BEC w znacznym stopniu przyczyniają się do regeneracji hepatocytów, aby lepiej zrozumieć regenerację wątroby sterowaną przez BEC.

Ogólne cele opisanego tutaj modelu ablacji hepatocytów to (1) wygenerowanie modelu uszkodzenia wątroby, w którym BEC w znacznym stopniu przyczyniają się do regeneracji hepatocytów, oraz (2) wyjaśnienie molekularnych i komórkowych mechanizmów leżących u podstaw regeneracji wątroby sterowanej przez BEC. Postawiliśmy hipotezę, że ciężkość urazu determinuje sposób regeneracji wątroby; W związku z tym przewidywaliśmy, że regeneracja wątroby napędzana przez drogi żółciowe rozpocznie się po ciężkim uszkodzeniu hepatocytów. Aby przetestować tę hipotezę, opracowaliśmy model uszkodzenia wątroby danio pręgowanego, generując linię transgeniczną, Tg(fabp10a:CFP-NTR)s931, która wykazuje wysoką ekspresję bakteryjnej nitroreduktazy (NTR) połączonej z cyjanowym białkiem fluorescencyjnym (CFP) pod specyficznym dla hepatocytów promotorem fabp10a. Ponieważ NTR przekształca nietoksyczny prolek, metronidazol (Mtz), w lek cytotoksyczny, dokonuje ablacji tylko zamierzonych komórek wykazujących ekspresję NTR16-18, w tym przypadku hepatocytów. Manipulując czasem trwania leczenia Mtz, można kontrolować zakres ablacji hepatocytów. Korzystając z tego modelu, niedawno informowaliśmy, że po poważnej utracie hepatocytów, BEC w znacznym stopniu powodują regenerację hepatocytów19, co zostało dodatkowo potwierdzone w dwóch innych niezależnych badaniach20,21. Dlatego też, w porównaniu z wyżej wymienionymi modelami uszkodzeń wątroby gryzoni i danio pręgowanego, nasz model ablacji hepatocytów jest bardziej korzystny do badania regeneracji wątroby sterowanej przez BEC.

Ten protokół opisuje procedurę przeprowadzania eksperymentów z regeneracją wątroby przy użyciu modelu ablacji hepatocytów danio pręgowanego. Model ten będzie odpowiedni do określenia mechanizmów leżących u podstaw regeneracji wątroby napędzanej przez drogi żółciowe oraz do badań chemicznych w celu identyfikacji małych cząsteczek, które mogą hamować lub zwiększać regenerację wątroby.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Danio pręgowany był hodowany i hodowany zgodnie ze standardową procedurą; eksperymenty zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu w Pittsburghu.

1. Przygotowanie zarodków/larw

  1. Aby przeprowadzić krycie na czas, ustaw dorosłe samce i samice Tg(fabp10a:CFP-NTR)s931 hemizygotyczne lub homozygotyczne ryby O/N i umieść między nimi przegrodę. Usuń tę przegrodę następnego ranka, gdy pożądane jest krycie. Zbieraj zarodki, odcedzając wodę za pomocą sitka z drobną siatką z tworzywa sztucznego.
  2. Odwróć sitko do góry nogami i spłucz powierzchnię siatki drobnym strumieniem wody jajecznej nalewanej z wyciskanej butelki. Przenieś 100 zarodków na szalkę Petriego o średnicy 100 mm z 25 ml wody jajecznej. Przechowywać nie więcej niż 100 zarodków na szalce Petriego i hodować je w temperaturze 28 °C.
  3. Aby zahamować pigmentację, dodaj fenylotiomocznik (PTU) do szalek Petriego przed 10 godzinami po zapłodnieniu (hpf) i hoduj zarodki/larwy do 80 hpf. Końcowe stężenie PTU wynosi 0,2 mM. UWAGA: PTU jest toksyczny. Stosować zgodnie z odpowiednimi wytycznymi dotyczącymi obchodzenia się z produktem.
  4. Znieczulić larwy poprzez dodanie estru etylowego kwasu 3-aminobenzoesowego (Trikaina) o końcowym stężeniu 0,016% do szalek Petriego. Następnie, za pomocą mikroskopu epifluorescencyjnego, posortuj larwy CFP-dodatnie. Używaj larw o podobnej wielkości wątroby i odrzucaj te z mniejszą lub większą wątrobą.
    UWAGA: można użyć dowolnych larw CFP-dodatnich, niezależnie od intensywności, ponieważ nie ma różnicy w zakresie ablacji hepatocytów między larwami hemizygotycznymi i homozygotycznymi. UWAGA: trikaina jest toksyczna. Stosować zgodnie z odpowiednimi wytycznymi dotyczącymi obchodzenia się z produktem.
  5. Usuń wodę jajeczną zawierającą trikainę i dodaj wodę jajeczną uzupełnioną 0,2 mM PTU. Przechowywać zarodki/larwy w temperaturze 28 °C.

2. Leczenie Mtz

  1. Przygotować świeży roztwór 10 mM Mtz, rozpuszczając 0,171 g proszku Mtz w 100 ml wody jajecznej uzupełnionej 0,2% DMSO i 0,2 mM PTU. Aby całkowicie rozpuścić Mtz, wymieszaj roztwór w temperaturze pokojowej, szybko mieszając przez 20-30 minut. Aby pomóc w rozpuszczaniu Mtz i zwiększyć przenikanie Mtz do larw, dodaj DMSO podczas przygotowywania Mtz. UWAGA: długotrwałe narażenie lub zwiększone stężenie Mtz jest toksyczne. Stosować zgodnie z odpowiednimi wytycznymi dotyczącymi obchodzenia się z produktem.
  2. Podzielić larwy na grupy kontrolne i eksperymentalne, przenosząc żądaną liczbę larw na dwie różne 100-milimetrowe szalki Petriego lub płytkę wielodołkową. W przypadku grupy doświadczalnej larwy należy przechowywać w roztworze o stężeniu 10 mM Mtz; w przypadku grupy kontrolnej trzymaj je w wodzie jajecznej zawierającej 0,2% DMSO.
  3. Przykryć płytki lub szalki Petriego zawierające roztwór Mtz folią aluminiową, aby zapobiec fotoinaktywacji Mtz, i inkubować w temperaturze 28 °C. Czas trwania leczenia Mtz zależy od stadium larwalnego i linii transgenicznej.
  4. Aby zaobserwować podobną ciężką ablację hepatocytów w linii Tg(fabp10a:CFP-NTR), należy potraktować larwy roztworem Mtz od 3,5 dnia po zapłodnieniu (dpf) (przez 36 godzin) lub od 5 dpf (przez 24 godziny).

3. Analiza regeneracji wątroby pod wpływem dróg żółciowych

  1. Pod koniec okresu ablacji należy usunąć roztwór Mtz z płytek. Umyj larwy poddane działaniu Mtz, dodając 25 ml wody jajecznej. Zakręć płytką 2-3 razy, aby umyć larwy przed wylaniem wody z jaja. Powtórz trzy razy, a następnie ponownie zanurz larwy w wodzie z jaj. Aby uniknąć obrzęku serca i śmierci larw u larw leczonych Mtz, należy dodać niższe stężenie trikainy, o końcowym stężeniu 0,008%, w celu unieruchomienia larw.
  2. W celu analizy wątroby należy zbadać wielkość wątroby larw leczonych Mtz pod mikroskopem epifluorescencyjnym z filtrem CFP. Oceń poziom ablacji hepatocytów na podstawie względnej wielkości wątroby: duża (bez ablacji; 0-10% larw), średnia (częściowo poddana ablacji; 10-20%) i bardzo mała (całkowicie poddana ablacji; 80-90%).
  3. Usunąć larwy z wątrobami niepoddanymi ablacji lub częściowo poddanymi ablacji. Trzymaj larwy tylko z maleńką wątrobą, co wskazuje na ciężką ablację hepatocytów. W celu analizy wątroby w punkcie czasowym regeneracji 0 godz. (R0h) należy pobrać larwy po wypłukaniu Mtz i sortowaniu CFP. W przeciwnym razie posortowane larwy należy przechowywać w wodzie jajowej uzupełnionej 0,2 mM PTU, aż będą gotowe do zbioru.
  4. Zebrane larwy przenieść do probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml i zastąpić wodę z jaj roztworem utrwalającym 3% formaldehydu w buforze PEM. Inkubować probówkę na rotatorze O/N w temperaturze 4 °C.
  5. Zastąp roztwór utrwalający 1 ml PBSDT i obracaj probówkę zawierającą larwy na rotatorze przez 5 minut.
  6. Przenieść utrwalone larwy na 100-milimetrową szalkę Petriego zawierającą PBSDT i za pomocą kleszczy ręcznie usunąć żółtko i płetwy piersiowe pod mikroskopem preparacyjnym. Przenieść do 20 wypreparowanych larw do probówki o pojemności 1,5 ml.
  7. Zastąp roztwór PBSDT 1 ml roztworu blokującego i kołysz probówką na rotatorze w temperaturze pokojowej przez 2 godziny.
  8. Zastąp roztwór blokujący 100 μl roztworu blokującego zawierającego przeciwciała pierwszorzędowe. Powoli kołysz rurką na rotatorze O/N w temperaturze 4°C.
  9. Usunąć roztwór przeciwciała pierwotnego i przemyć PBSDT 5 razy przez 10 minut za każdym razem. Następnie dodaj 100 ul roztworu blokującego zawierającego przeciwciała drugorzędowe i kołysz nim na rotatorze w temperaturze pokojowej przez 2 godziny.
  10. Myć 5 razy PBSDT przez 10 minut za każdym razem w temperaturze pokojowej, kołysząc się na rotatorze.
  11. Ustaw larwy bocznie na szkiełku mikroskopowym i dodaj kroplę podłoża mocującego. Ostrożnie przykryj je szkłem nakrywkowym i uszczelnij szkło nakrywkowe polerką do paznokci. Teraz jest gotowy do mikroskopii konfokalnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Leczenie Mtz przez 36 godzin (A36h, A oznacza ablację) od 3,5 do 5 dpf radykalnie zmniejszyło rozmiar wątroby (Rysunek 1B). Po wypłukaniu Mtz, uważanym za początek regeneracji wątroby (R), silna ekspresja fabp10a:CFP-NTR i fabp10a:dsRed pojawiła się ponownie w ciągu 30 godzin (Figura 1B). Wewnątrzwątrobowa sieć żółciowa, oceniana na podstawie ekspresji Alcam, który jest obecny w błonie BECs22, początkowo zapadła się, ale została przywrócona po 54 godzinach od...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Poważna, ale nie łagodna ablacja hepatocytów wywołuje regenerację wątroby napędzaną przez żółć. Dlatego po leczeniu Mtz i wypłukaniu ważne jest zbadanie wielkości wątroby larw leczonych Mtz, którą można ocenić za pomocą wewnętrznej fluorescencji CFP z transgenu fabp10a:CFP-NTR . Ponieważ niewielki odsetek larw leczonych Mtz będzie wykazywał nieablowaną (0-5%) lub częściowo ablowaną (10-20%) wątrobę, konieczne jest uporządkowanie i przeanalizowanie tylko larw z bardzo małą wątrobą, co wskazuje na ciężką ablację h...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują doktorom Hukriede i Tsangowi za dyskusje. M.K. otrzymał wsparcie w ramach grantu szkoleniowego NIH (T32EB001026). Praca ta była częściowo wspierana przez granty z American Liver Foundation, March of Dimes Foundation (5-FY12-39) i NIH (DK101426) dla D.S.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ester etylowy kwasu 3-aminobenzoesowego (Trikaina) w proszkuSigma-AldrichA5040Zrób 0,4% (15 mM) wywar trykainowy: Przynieś 0,4 g trikainy do 100 ml z wodą jajeczną. Dostosuj do pH 7. 
Dimetylosulfotlenek (DMSO)Sigma-AldrichD8418
MetronidazolSigma-AldrichM1547
Triton X-100Sigma-AldrichT8532
FormaldehydSigma-Aldrich252549
Dwuwodny siarczan wapniaSigma-AldrichC3771
N-fenylotiomocznik (PTU)Sigma-AldrichP7629
Materiały montażowe (Vectashield)Vector LaboratoriesH-1000
Szalka Petriego 100 x 15 mm Denville Scientific Inc.M5300
Fisher Scientific50949071
drobne kleszczeFine Science Tools11251-20Dumont #5 
szkiełko szklaneFisher Scientific12-544-1
szkiełko nakrywkoweFisher Scientific12-540-A i 12-542-A 18x 18 mm
zn-5 (mysz anty-Alcam)ZIRCzn-5:10 rozcieńczenie
koza anty-Hnf4aSanta Cruzsc-6556 (C-19)1:50 rozcieńczenie
szczura anty-RFPAllel BiotechnologiaACT-CM-MRRFP101:300 rozcieńczenie
AlexaFluor 647 AffiniPure Donkey Anty-kozie IgG (H+L)Jackson laboratories705-605-1471:500 rozcieńczenie
AlexaFluor 647 AffiniPure Goat Anti-mouse IgG (H+L)InvitrogenA212401:500 rozcieńczenie
Cy3 osioł anty-szczurzy IgGJackson laboratories712-165-1501:500 rozcieńczenie
mikroskop preparacyjnyLeica MicrosystemsS6F
mikroskop epifluorescencyjnyLeica MicrosystemsM205FA
Carl ZeissLSM700
woda0,3 g/L soli morskich ' Natychmiastowy ocean" i 0,5 mM CaSO4 w wodzie destylowanej.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
[nagłówek]
10X PBS25,6 g Na2HPO4· 7H2O, 80 g NaCl, 2 g KCl, 2 g KH2PO4.  Doprowadzić do 1 l wodą destylowaną. Dostosuj pH 7.  Autoklaw przez 20 min w temperaturze 121&C.
1X PBSDT0,2% Triton X-100 i 0,2% DMSO w 1 X PBS.
Bufor30,2 g RURKI, 761 mg EGTA, 1 mM MgSO4.  Doprowadzić do 1 l wodą destylowaną. Dostosuj pH 7.
Roztwór: Wymieszaj 1 ml inaktywowanej termicznie surowicy końskiej z 9 ml 1X PBSDT.
Bezbarwny lakier do paznokci 1 Mikroskop konfokalny jajeczna PEM blokujący

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Riehle, K. J., Dan, Y. Y., Campbell, J. S., Fausto, N. New concepts in liver regeneration. J Gastroen Hepatol. 26, 203-212 (2011).
  2. Fausto, N., Campbell, J. S. The role of hepatocytes and oval cells in liver regeneration and repopulation. Mechanisms of Development. 120, 117-130 (2003).
  3. Duncan, A. W., Dorrell, C., Grompe, M. Stem Cells and Liver Regeneration. Gastroenterology. 137, 466-481 (2009).
  4. Michalopoulos, G. K. Liver regeneration: Alternative epithelial pathways. Int J Biochem Cell B. 43, 173-179 (2011).
  5. Falkowski, O., et al. Regeneration of hepatocyte 'buds' in cirrhosis from intrabiliary stem cells. Journal of hepatology. 39, 357-364 (2003).
  6. Yoon, S. M., et al. Epithelial Cell Adhesion Molecule (EpCAM) Marks Hepatocytes Newly Derived from Stem/Progenitor Cells in Humans. Hepatology. 53, 964-973 (2011).
  7. Michalopoulos, G. K. Liver regeneration. J Cell Physiol. 213, 286-300 (2007).
  8. Michalopoulos, G. K. Liver Regeneration after Partial Hepatectomy Critical Analysis of Mechanistic Dilemmas. Am J Pathol. 176, 2-13 (2010).
  9. Yanger, K., et al. Adult hepatocytes are generated by self-duplication rather than stem cell differentiation. Cell stem cell. 15, 340-349 (2014).
  10. Schaub, J. R., Malato, Y., Gormond, C., Willenbring, H. Evidence against a Stem Cell Origin of New Hepatocytes in a Common Mouse Model of Chronic Liver Injury. Cell reports. 8, 933-939 (2014).
  11. Dovey, M., et al. Topoisomerase II alpha is required for embryonic development and liver regeneration in zebrafish. Molecular and cellular biology. 29, 3746-3753 (2009).
  12. Goessling, W., et al. APC mutant zebrafish uncover a changing temporal requirement for wnt signaling in liver development. Developmental Biology. 320, 161-174 (2008).
  13. Sadler, K. C., Krahn, K. N., Gaur, N. A., Ukomadu, C. Liver growth in the embryo and during liver regeneration in zebrafish requires the cell cycle regulator, uhrf1. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104, 1570-1575 (2007).
  14. Cox, A. G., et al. S-nitrosothiol signaling regulates liver development and improves outcome following toxic liver injury. Cell reports. 6, 56-69 (2014).
  15. North, T. E., et al. PGE2-regulated wnt signaling and N-acetylcysteine are synergistically hepatoprotective in zebrafish acetaminophen injury. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 17315-17320 (2010).
  16. Curado, S., et al. Conditional targeted cell ablation in zebrafish: A new tool for regeneration studies. Developmental Dynamics. 236, 1025-1035 (2007).
  17. Pisharath, H., Rhee, J. M., Swanson, M. A., Leach, S. D., Parsons, M. J. Targeted ablation of beta cells in the embryonic zebrafish pancreas using E. coli nitroreductase. Mech Dev. 124, 218-229 (2007).
  18. Curado, S., Stainier, D. Y. R., Anderson, R. M. Nitroreductase-mediated cell/tissue ablation in zebrafish: a spatially and temporally controlled ablation method with applications in developmental and regeneration studies. Nat Protoc. 3, 948-954 (2008).
  19. Choi, T. Y., Ninov, N., Stainier, D. Y., Shin, D. Extensive conversion of hepatic biliary epithelial cells to hepatocytes after near total loss of hepatocytes in zebrafish. Gastroenterology. 146, 776-788 (2014).
  20. Huang, M., et al. Antagonistic interaction between Wnt and Notch activity modulates the regenerative capacity of a zebrafish fibrotic liver model. Hepatology. , (2014).
  21. He, J., Lu, H., Zou, Q., Luo, L. Regeneration of liver after extreme hepatocyte loss occurs mainly via biliary transdifferentiation in zebrafish. Gastroenterology. 146, 789-800 (2014).
  22. Sakaguchi, T. F., Sadler, K. C., Crosnier, C., Stainier, D. Y. Endothelial signals modulate hepatocyte apicobasal polarization in zebrafish. Curr Biol. 18, 1565-1571 (2008).
  23. Ninov, N., Borius, M., Stainier, D. Y. R. Different levels of Notch signaling regulate quiescence, renewal and differentiation in pancreatic endocrine progenitors. Development. 139, 1557-1567 (2012).
  24. Lorent, K., Moore, J. C., Siekmann, A. F., Lawson, N., Pack, M. Reiterative use of the notch signal during zebrafish intrahepatic biliary development. Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 239, 855-864 (2010).
  25. Itoh, T., Miyajima, A. Liver Regeneration by Stem/Progenitor Cells. Hepatology. 59, 1617-1626 (2014).
  26. Mathias, J. R., Zhang, Z., Saxena, M. T., Mumm, J. S. Enhanced cell-specific ablation in zebrafish using a triple mutant of Escherichia coli nitroreductase. Zebrafish. 11, 85-97 (2014).
  27. Stueck, A. E., Wanless, I. R. Regression of cirrhosis: The maturation sequence of buds arising from hepatocyte progenitor cells. Hepatology. 58, 235A(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ablacja hepatocyt wregeneracja indukowana drogami ciowymimodel w troby rybki zebrafishleczenie MTZlarwy CFP dodatniemikroskopia konfokalnaepi fluorescencjaocena wielko ci w trobykom rki nab onka dr g ciowychregeneracja hepatocyt w

Powiązane artykuły