Artykuł metodologiczny

Atymiczny model szczura do oceny zmodyfikowanych przeszczepów więzadła krzyżowego przedniego

DOI:

10.3791/52797

⸱

26 marca 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles, 2Department of Bioengineering, University of California Los Angeles

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Modele zwierzęce są ważnymi narzędziami do oceny przeszczepów wytwarzanych metodą inżynierii tkankowej. W pracy przedstawiono protokół przygotowania elektroprzędzonego biodegradowalnego przeszczepu polimerowego do zastosowania w inżynierii tkankowej więzadła krzyżowego przedniego, a także protokół chirurgiczny implantacji w modelu szczurzym.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zerwanie więzadła krzyżowego przedniego (ACL) jest częstym urazem więzadła, które często wymaga operacji, ponieważ ACL nie goi się dobrze bez interwencji. Obecne strategie leczenia obejmują rekonstrukcję więzadeł za pomocą autoprzeszczepu lub przeszczepu allogenicznego, z których każdy ma swoje ograniczenia. W związku z tym istnieje zainteresowanie zaprojektowaniem przeszczepu opartego na inżynierii tkankowej do zastosowania w rekonstrukcji ACL. Opisujemy wytwarzanie elektroprzędzonego przeszczepu polimerowego do stosowania w inżynierii tkankowej ACL. Ten przeszczep polikaprolaktonu jest biokompatybilny, biodegradowalny, porowaty i składa się z wyrównanych włókien. Ponieważ do oceny takiego przeszczepu niezbędny jest model zwierzęcy, w niniejszym artykule opisano wewnątrzstawowy model rekonstrukcji ACL u szczurów, który można wykorzystać do oceny przeszczepów zmodyfikowanych, w tym tych obsianych komórkami ksenogenicznymi. Przedstawiono reprezentatywne wyniki badań histologicznych i biomechanicznych po 16 tygodniach od operacji, przy czym przeszczepy są testowane natychmiast po implantacji, a przeciwległe natywne ACL służą jako kontrole. Niniejsze badanie dostarcza powtarzalnego modelu zwierzęcego, za pomocą którego można ocenić przeszczepy ACL wykonane metodą inżynierii tkankowej i demonstruje potencjał podejścia medycyny regeneracyjnej do leczenia zerwania ACL.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zerwanie więzadła krzyżowego przedniego (ACL) jest jednym z najczęstszych urazów więzadeł kolana1. Ponieważ pęknięty ACL nie jest w stanie zagoić się bez interwencji chirurgicznej, ograniczenia w czynnościach życia codziennego, a także uczestnictwie w sporcie zmuszają ponad 175 000 pacjentów do poddawania się operacji każdego roku2, przy szacowanym koszcie miliarda dolarów rocznie3. Obecnie do rekonstrukcji więzadeł stosuje się autoprzeszczep lub przeszczep allogeniczny. Chociaż wysokie wskaźniki sukcesu można osiągnąć zarówno w przypadku autoprzeszczepu, jak i wymiany przeszczepu allogenicznego, te opcje rekonstrukcji wiążą się z poważnymi powikłaniami4. Tkanka autoprzeszczepu wiąże się z chorobowością miejsca dawczego i jest ograniczona w podaży, szczególnie w przypadkach ponownego pęknięcia lub uszkodzenia wielowięzadłowego. Z drugiej strony, tkanka przeszczepu allogenicznego wiąże się z opóźnioną integracją przeszczepu, niepożądaną reakcją zapalną, teoretycznym ryzykiem infekcji i ograniczoną podażą5. Syntetyczne, nieulegające degradacji przeszczepy zostały opracowane w latach 1970. i 1980., ale były utrudnione przez przedwczesne pęknięcie przeszczepu, reakcje na ciała obce, osteolizę i zapalenie błony maziowej6. W wyniku tych poważnych obaw obecnie w Stanach Zjednoczonych nie ma dostępnych syntetycznych przeszczepów do użytku klinicznego.

Ze względu na te ograniczenia w istniejących opcjach przeszczepów oraz najnowsze osiągnięcia w biologii, inżynierii i medycynie regeneracyjnej, pojawiło się duże zainteresowanie rozwiązaniem inżynierii tkankowej do przeszczepu ACL. Obecne strategie inżynierii tkankowej wykorzystują degradowalne materiały biologiczne i syntetyczne, aby umożliwić wrastanie tkanki gospodarza przy jednoczesnym unikaniu ograniczeń związanych ze stałą implantacją materiału syntetycznego7.

Polikaprolakton (PCL) to biodegradowalny polimer, który jest zatwierdzony przez FDA do wielu zastosowań medycznych, w tym do bariery adhezyjnej i opatrunków na rany8, który był używany w szerokiej gamie zastosowań, w tym w inżynierii naczyniowej, kostnej, chrzęstnej, nerwowej, skórnej i przełyku5,9-16. Korzystna biokompatybilność, stosunkowo długi okres półtrwania in vivo, odpowiednia wytrzymałość mechaniczna i wysoka elastyczność przyczyniają się do popularności tego polimeru w inżynierii tkankowej. W modelu gojenia się ran u gryzoni wykazano, że wszczepiony elektroprzędzony PCL jest nieimmunogenny i integruje się z lokalną tkanką bez działań niepożądanych13. Obraz SEM elektroprzędzonego PCL pokazano na rysunku 1.

Przy obecnych standardach regulacyjnych FDA, skuteczność i bezpieczeństwo zarówno w małych, jak i dużych modelach zwierzęcych byłyby wymagane, aby PCL lub jakikolwiek inny zmodyfikowany przeszczep ACL mógł zostać przeniesiony do badań klinicznych w Stanach Zjednoczonych. Dodatkowo, warunki in vivo mogą często zwiększyć właściwości przeszczepu ACL in vitro z wykorzystaniem inżynierii tkankowej. Wcześniej opisano szczurzy model autologicznej rekonstrukcji ACL ze ścięgnem zginacza długiego palca, w którym odcięto natywny ACL, wywiercono tunele udowe i piszczelowe, a przeszczep poddano i zabezpieczono na miejscu szwem17-22. W tym artykule opiszemy modyfikację tego modelu w celu oceny inżynieryjnych zamienników ACL, a nie rekonstrukcji opartej na autoprzeszczepie (ryc. 2).

Chociaż istnieje wiele modeli zwierzęcych do inżynierii tkankowej więzadeł, szczur jest korzystny w porównaniu z większymi modelami z wielu powodów. Do zalet tych należą łatwiejsza hodowla i obsługa, mniej względów etycznych i niższe koszty17,23. Ponadto model szczura był szeroko stosowany jako model do ortopedycznej regeneracji tkanek, w tym inżynierii tkanki chrzęstnej, ścięgien i kości24. W szczególności wybrano atymiczne nagie szczury ze względu na brak odpowiedzi immunologicznej za pośrednictwem komórek25, co pozwoliło na ostateczne wszczepienie ksenogenicznych komórek dawcy w tym modelu w celu dalszego ulepszenia zmodyfikowanego przeszczepu w przyszłości. W tym artykule opisano wytwarzanie i chirurgiczną implantację bezkomórkowego, biodegradowalnego przeszczepu polimerowego w atymicznym szczurzym modelu rekonstrukcji ACL.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Wszystkie operacje na zwierzętach zostały zatwierdzone przez lokalny personel weterynaryjny i komitet ds. użytkowania zwierząt przed rozpoczęciem eksperymentów.

1. Przygotowanie elektrowirowanych rusztowań polikaprolaktonowych

  1. Zważyć i rozpuścić poli(ε-kaprolakton) klasy medycznej zakończony estrami w postaci granulek w 1,1,1,3,3,3-heksafluoro-2-propanolu w celu wytworzenia 10% m/w roztworu polimeru PCL. Pozwól roztworowi mieszać za pomocą płytki mieszającej przez co najmniej 3 godziny, aby zapewnić jednorodny roztwór.
  2. Elektrowiruj roztwór PCL, aby stworzyć mankiet z wysoce wyrównanych włókien PCL do produkcji rusztowań.
    1. Przygotuj zestaw do elektroprzędzenia w dygestoriach chemicznych z włączonym wentylatorem przez cały czas. Składa się on z dużego akrylowego pudełka, które będzie służyć jako izolowane medium próżniowe do procesu elektroprzędzenia i ma punkty wejścia dla źródłowego roztworu PCL napędzanego przez źródło napięcia, trzpień zbierający zasilany silnikiem oraz port próżniowy. Dokładnie wyczyść akrylowe pudełko etanolem i przykryj wszystkie powierzchnie arkuszami Parafilm, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia, które mogą zagrozić jakości produktu elektroprzędzonego.
    2. Załadować około 3 ml powyższego roztworu do strzykawki o pojemności 10 ml z igłą igłą 18 G, 1 1/2 cala. Usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza, popychając strzykawkę do góry. Umieścić roztwór w programowalnej pompie strzykawkowej. Włóż igłę przez mały otwór do akrylowego pudełka, pozostawiając około 1/2 cala igły na zewnątrz akrylowego pudełka w celu zamocowania przewodu źródłowego napięcia.
    3. Użyj obrotowego trzpienia tokarki o średnicy 30 mm jako kolektora dla wysoce wyrównanych włókien PCL; szczelnie przykryj trzpień cienkim paskiem folii aluminiowej. Zablokuj trzpień w silniku po przeciwnej stronie pudełka w odległości około 15 cm od igły strzykawki.
    4. Włóż plastikowy wąż do portu podciśnieniowego i podłącz do źródła podciśnienia pod wyciągiem. Włącz źródło podciśnienia i przykryj akrylowe pudełko pokrywką.
    5. Ustaw szybkość infuzji programowalnej pompy strzykawkowej na 2,5 ml/godz. Włącz silnik, aby uruchomić trzpień z prędkością 3,450 obr./min i podłącz dodatni przewód źródła napięcia do końcówki igły na zewnątrz pudełka za pomocą zacisku krokodylkowego.
    6. Po rozpoczęciu infuzji roztworu PCL włączyć źródło napięcia i ustawić napięcie robocze 20 kV.
    7. Mieszać roztwór przez 12 minut, aby uzyskać jednorodny mankiet z 0,5 ml roztworu PCL.
      UWAGA: Średnio każdy mankiet ma wystarczającą ilość elektroprzędzonego materiału, aby utworzyć dwa sześciopaskowe arkusze, które można wykorzystać do stworzenia łącznie trzech czterowarstwowych rusztowań.
  3. Wytnij laserowo mankiet PCL, aby utworzyć wiele małych arkuszy na wycinarce VersaLaser Cutter 2.3 działającej przy ustawieniu niskiej próżni, napięciu lądowania 10,0 keV, odległości roboczej 6,4 mm i średnicy sondy 3,0,
    UWAGA: W tym przykładzie wykorzystano projekt wspomagany komputerowo, aby poinstruować frez, aby tworzył wiele arkuszy rusztowań o wymiarach 1,5 mm x 35 mm x 150 μm z równomiernie rozmieszczonymi otworami o średnicy 150 μm przy 15% powierzchni porów.
  4. Wytrawianie plazmowe rusztowań PCL za pomocą myjki plazmowej w celu wywołania hydrofilowości powierzchni PCL z przyspieszeniem jonów. Ustaw podciśnienie na 450 mTorr i obrób rusztowania przez 30 sekund z dużą mocą (29,6 W).
  5. Kąpać rusztowania w 70% etanolu w sterylnym środowisku.
  6. Pokryj poszczególne rusztowania kolagenem, aby ułatwić adhezję komórkową i proliferację in vivo.
    1. Stworzyć roztwór powlekający kolagen, rozcieńczając sterylny roztwór kolagenu Purecol 3 mg/ml roztworu wzorcowego kolagenu Purecol 3 mg/ml 10x PBS i 0,1 N NaOH 1:9 w 1x PBS w temperaturze 4 °C. Dokładnie wymieszać, aby zapewnić jednorodność roztworu.
    2. Powij pojedyncze rusztowania o wymiarach 1,5 mm x 35 mm x 150 μm cienkowarstwową warstwą powyższego roztworu kolagenu. Pozostawić do wyschnięcia na 24 godziny w sterylnym środowisku.
  7. Używając szwów 5-0 Vicryl, ułóż i przymocuj cztery indywidualne rusztowania o wymiarach 1,5 mm x 35 mm x 150 μm za pomocą ściegu Krackowa, aby stworzyć końcowe, wielowarstwowe, pokryte kolagenem rusztowanie o grubości 0,6 mm, które jest gotowe do implantacji.

2. Protokół operacji na szczurach

  1. Wywołaj znieczulenie, umieszczając szczura w komorze inhalacyjnej i podając 2% izofluranu z 2 l/min tlenu. Upewnij się, że szczur jest odpowiednio znieczulony, wywierając nacisk na tylną łapę i oceniając jakąkolwiek reakcję.
  2. Na niesterylnym tylnym stole wstrzyknąć podskórnie 25 mg/kg ampicyliny i 0,03 mg/kg buprenorfiny.
  3. Nałóż maść okulistyczną na oczy. Obetnij sierść z operowanej kończyny tylnej i przygotuj miejsce operacji trzema naprzemiennymi peelingami chlorheksydyny i 70% etanolu.
  4. Przenieś szczura na stół operacyjny na podgrzewaną podkładkę, aby zapobiec hipotermii. Zabezpiecz stożek nosowy i utrzymuj znieczulenie przez cały zabieg za pomocą 2% izofluranu w 2 l/min tlenu, dostarczonego stożek nosowy. Ułożyć w sterylny sposób, pozostawiając kończynę operacyjną odsłoniętą.
  5. Przed przystąpieniem do zabiegu należy najpierw potwierdzić odpowiednie znieczulenie poprzez brak reakcji na ucisk tylnej części stopy.
  6. Wykonaj pionowe nacięcie o długości 2 cm przyśrodkowo do kolana, wyśrodkowane na poziomie rzepki. Cofnij skórę na boki, aż nacięcie znajdzie się wyśrodkowane nad kolanem.
  7. Użyj skalpela, aby wykonać artrotomię przyśrodkową przyrzepki, przecinając tylko przyśrodkowo do rzepki i rozciągając się proksymalnie do poziomu połączenia mięśniowo-ścięgnistego mięśnia czworogłowego i dystalnie do poziomu przyczepu ścięgna rzepki na guzku piszczelowym. Uważaj, aby nie przeciąć ścięgien rzepki lub mięśnia czworogłowego.
  8. Zwolnij rzepkę bocznie, wykonując pionowe nacięcie o długości 1 cm przez torebkę kolana tuż obok ścięgna rzepki.
  9. Upewnij się, że kolano jest wyprostowane. Weź parę cienkich nożyczek i przełóż pod rzepką od bocznej do środkowej. Rozłóż nożyczki kilka razy, aby mechanizm prostownika można było przesunąć na dowolną stronę.
  10. Zginając kolano, przesuń rzepkę na boki, aby odsłonić wnętrze stawu kolanowego. Zapewnić wyraźną wizualizację wcięcia międzykłykciowego i kłykci kości udowej. Za pomocą skalpela przeciąć ACL i PCL w wycięciu.
  11. Załaduj wiertarkę drutem k 1,6 mm. Umieść końcówkę k-wire na początku ACL w wcięciu międzykłykciowym. Wywierć superolateralnie i zwizualizuj punkt wyjścia po bocznej stronie kości udowej, usuwając w razie potrzeby tkankę miękką za pomocą skalpela. Przełóż drut k kilka razy, aby zapewnić wolne przejście dla przeszczepu.
  12. Umieść drut k na śladzie ACL na płaskowyżu piszczelowym. Wywierć przednio-bocznie i zwizualizuj punkt wyjścia na przednio-bocznej bliższej kości piszczelowej. W razie potrzeby użyj skalpela, aby oczyścić tkankę miękką, tak aby punkt, w którym drut k wychodzi z kości piszczelowej, był w pełni uwidoczniony.
  13. Przełóż skróconą igłę Keitha (najlepiej nie większą niż 2 cale długości) przez tunel kości udowej. Przeciągnij dwa końce szwu z jednego końca przeszczepu przez oczko igły Keitha. Użyj igły, aby przeciągnąć jeden koniec przeszczepu przez kanał kości udowej.
  14. Powtórz poprzedni krok, aby przejść drugi koniec przeszczepu przez tunel piszczelowy.
  15. Użyj szwu 4-0 Vicryl, aby przymocować koniec kości udowej przeszczepu do otaczającej okostnej lub innej tkanki miękkiej za pomocą szwu ósemkowego. Ręcznie napnij przeszczep z kolanem w wyprostu. Przymocuj piszczelowy koniec przeszczepu do otaczającej okostnej lub innej tkanki miękkiej za pomocą ściegu ósemkowego.
  16. Użyj nożyczek, aby odciąć nadmiar przeszczepu na obu końcach, pozostawiając 1-2 mm na każdym końcu poza ściegiem ósemkowym.
  17. Przedłuż kolano i zmniejsz rzepkę. Używając 4-0 vicryl, umieść pojedynczy szew ósemkowy, aby zamknąć przyśrodkową torebkę stawową, zapobiegając bocznemu podwichnięciu rzepki.
  18. Zamknij skórę biegnącym podskórnym szwem 5-0 Monocryl lub Vicryl, uważając, aby nie zszyć leżącego pod spodem mięśnia ani nie mieć widocznego szwu po zamknięciu skóry.
  19. Szczurom należy wstrzykiwać podskórnie buprenorfinę co 12 godzin przez łącznie trzy dni po operacji. Sprawdzić, czy w miejscu operowanym nie ma drenażu lub rozejścia się rany w momencie wstrzyknięcia. Utykanie i obrzęk są normalne w ciągu pierwszych kilku dni po zabiegu, ale wszelkie problemy pooperacyjne należy natychmiast rozwiązać we współpracy z personelem weterynaryjnym. Zwierzę może wrócić do mieszkania socjalnego po 2 tygodniach od operacji, kiedy nacięcia chirurgiczne są całkowicie zagojone.

3. Protokół zbierania danych

  1. W momencie składania ofiary szczury dusi się pojedynczo w zamkniętej komorze CO2 , a następnie przeprowadza się torakotomię.
  2. Zbierz zarówno chirurgicznie zrekonstruowane, jak i przeciwległe kończyny, oddzielając je w stawie biodrowym.
    1. W przypadku zrekonstruowanych kończyn należy usunąć całą tkankę miękką, w tym więzadło krzyżowe tylne i pozostałości po chirurgicznie uszkodzonym natywnym ACL, poprzez dokładne rozwarstwienie, aby wyizolować tylko kość udową, piszczel i przeszczep.
    2. W przypadku kończyn przeciwległych usuń wszystkie tkanki miękkie z wyjątkiem natywnego ACL, a także kości udowej i piszczelowej przez dokładne rozwarstwienie.
    3. Użyj narzędzia obrotowego, takiego jak Dremel, aby usunąć całą kość z wyjątkiem 3/4 do 1 cm z każdego końca kompleksu kość udowa-przeszczep-piszczel.
    4. Podczas tego procesu i podczas badań biomechanicznych należy regularnie i często spryskiwać obszary więzadeł zwykłą solą fizjologiczną, aby zapobiec wysuszeniu pobranego kolana, co może fałszywie zmienić wyniki.
  3. W celu analizy histologicznej należy umocować każde kolano indywidualnie w 4% roztworze paraformaldehydu w temperaturze 25 °C przez 48 godzin. Następnie zanurz kolano w roztworze odczynnika Immunocal w celu całkowitego odwapnienia; Proces ten jest zależny od wapiennej zawartości próbki i może trwać do pięciu dni. Codziennie sprawdzaj poszczególne próbki, aby ocenić postęp, ponieważ niepełne odwapnienie może obniżyć jakość próbki. Po zakończeniu wykonaj sekcjonowanie, montaż ślizgowy i barwienie zgodnie z potrzebami.
  4. Wykonaj badania biomechaniczne w celu oceny zdolności funkcjonalnej więzadła inżynierii tkankowej.
    1. Zabezpiecz kość udową i piszczelową, owijając drut stalowy ocynkowany o wadze 28 G wokół nasady każdej kości z osobna. Ma to na celu zapobieżenie nieprawidłowym danym z badań biomechanicznych spowodowanemu przedwczesnym uszkodzeniem próbki przy rozciąganiu przy kości, a nie przy więzadle będącym przedmiotem zainteresowania.
    2. Wsadzić kość udową do mieszaniny cementu kostnego z polimetakrylanu metylu (PMMA). Aby to zrobić, wymieszaj dwa składniki cementu i natychmiast użyj lepkiej mieszanki, aby zabezpieczyć kość udową w metalu, całkowicie otaczając trzon kości w cementowanym doniczce z nasadą i przyczepionym więzadłem wystającym swobodnie. Pozwól, aby spontaniczna polimeryzacja wolnorodnikowa stopniowo przekształciła mieszane lepkie składniki w materiał o konsystencji ciasta, a ostatecznie w stałą utwardzoną matrycę.
      UWAGA: Proces ten trwa kilka minut i można go monitorować, ręcznie oceniając temperaturę bolusa wykonanego z pozostałego cementu; temperatura powinna przejściowo wzrosnąć podczas reakcji polimeryzacji egzotermicznej i ustąpić do RT po zestaleniu się materiału.
    3. Powtórz ten sam proces powyżej, aby zacementować kość piszczelową, z wyjątkiem utrzymania więzadła kolana przy zgięciu pod kątem 20 ° w celu uzyskania idealnych testów mechanicznych.
    4. Zamontuj scementowany kompleks kość udowo-graftowo-piszczelowa na aparacie do prób rozciągania i przygotuj się do rejestrowania obciążenia i przemieszczenia w funkcji czasu od początku naprężenia do uszkodzenia. W tym przykładzie użyliśmy modelu 5564 firmy Instron z czujnikiem wagowym 1 kN.
    5. Wstępnie naprężyć szczepion do 2 N z prędkością narastania 0,5 N/min, a następnie przetestować przeszczep do uszkodzenia przy szybkości odkształcania 0,5 mm/s. W trakcie procesu należy upewnić się, że więzadło ulega uszkodzeniu w połowie substancji oraz że kostna kość udowa i piszczelowa są bezpieczne i nie ulegają przedwczesnemu uszkodzeniu, co może niedokładnie ocenić właściwości biomechaniczne badanego więzadła.
    6. Za pomocą wygenerowanych krzywych obciążenia-przemieszczenia oblicz obciążenie niszczące i sztywność badanego więzadła.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W naszym doświadczeniu obejmującym 92 operacje szczurów wykonane przez jednego chirurga, średni czas operacji od nacięcia do zamknięcia rany wynosił 16,9 min, przy odchyleniu standardowym 4,7 min. W momencie uśmiercenia szczury ważyły 356 ± 23 g. Wszystkie szczury dobrze zniosły zabieg i nie wystąpiły żadne powikłania. Bezpośrednio po operacji zauważono, że szczury obciążają operowaną kończynę, jednak wykazywały lekkie utykanie. Tydzień po operacji wszystkie szczury poruszały się bez widocznego utykania. Wszystkie zwierz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urazy ACL są częstym schorzeniem w ortopedycznej chirurgii sportowej, z ograniczonymi możliwościami rekonstrukcji w chwili obecnej. W celu opracowania odpowiedniego substytutu ACL opartego na inżynierii tkankowej, który umożliwi regenerację in vivo, potrzebny jest odpowiedni model zwierzęcy. W tym badaniu opisano wytwarzanie biodegradowalnego przeszczepu inżynieryjnego, podobnie jak jego implantację in vivo przy użyciu powtarzalnego modelu rekonstrukcji ACL u szczura atymicznego. Model ten można wykorzy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować Gabrielowi Aromowi i Michaelowi Yeranosianowi za ich techniczny wkład we wcześniejsze wersje tego projektu. Projekt ten został sfinansowany przez OREF Clinician Scientist Training Grant (NL), H H Lee Surgical Research Grant (NL), Veterans Administration BLR&D Merit Review 1 I01 BX00012601 (DM) oraz Musculoskeletal Transplantation Foundation Young Investigator Award (FP).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Polimer medyczny z zakończeniem estrowym (ε-kaprolakton), w formie granulek (MW = 110,000)figure-materials-1 Lactel Absorbable PolymersPolimer syntetyzowany na zamówienie do pożądanej masy cząsteczkowej
1,1,1,3,3,3-heksafluoro-2-propanolSigma-Aldrich105228Rozpuszczalnik do polimeru PCL
Igła ścięta 18 G x 1½"BD Medical305196
Programowalna pompa strzykawkowa Remote Infuse/WithdrawHarvard Apparatus702101
Grawer laserowy VersaLaser VLS2.30Microgeo USAVLS2.30
Rozszerzona myjka plazmowa 115 VHarrick PlasmaPDC-001Trawienie plazmowe bezpośrednio przed powlekaniem kolagenem w celu modyfikacji powierzchni
Standardowy roztwór kolagenu PureCol, 3 mg/mlAdvanced Biomatrix5015-AMieszanina roztworu PureCol, 10x PBS i 0,1 N NaOH w proporcjach 8:1:2,5, rozcieńczona 1:9 w 1x PBS
Nici chirurgiczne, 5-0 VicrylHenry Schein1086471
Nici chirurgiczne, 4-0 VicrylHenry Schein6540072
Ostre nożyczki preparacyjne (proste; 4,5 cala)Fisher Scientific8940
Chlorowodorek buprenorfinySigma-AldrichB9275Stosować w dawce 0,03 mg/kg zarówno śródoperacyjnie, jak i pooperacyjnie w celu kontroli bólu
Ampicylina, do wstrzykiwańHenry Schein1185678Stosować w dawce 25 mg/kg podskórnie w trakcie zabiegu
Drut K, 1,6 mmSpectrum SurgicalSI040062
Igła Keitha, prosta 1½"Delasco Dermatology Lab & SupplyKE-112
Roztwór dekalcyfikujący ImmunocalFisher ScientificNC9491030
Akrylowy cement kostny Opticryl (PMMA) (monomer i polimer)US Dental DepotOPTICRYL 100410 
Maszyna do badań rozciągania Instron Model 5564Instron5564Odpowiednie będzie każde porównywalne urządzenie do badań rozciągania

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fetto, J. F., Marshall, J. L. The natural history and diagnosis of anterior cruciate ligament insufficiency. Clin Orthop Relat Res. (147), 29-38 (1980).
  2. Kim, Y. M., Lee, C. A., Matava, M. J. Clinical results of arthroscopic single-bundle transtibial posterior cruciate ligament reconstruction: a systematic review. Am J Sports Med. 39 (2), 425-434 (2011).
  3. Andersson, C., Odensten, M., Gillquist, J. Knee function after surgical or nonsurgical treatment of acute rupture of the anterior cruciate ligament: a randomized study with a long-term follow-up period. Clin Orthop Relat Res. (264), 255-263 (1991).
  4. Klimkiewicz, J. J., Petrie, R. S., Harner, C. D. Surgical treatment of combined injury to anterior cruciate ligament, posterior cruciate ligament, and medial structures. Clin Sports Med. 19 (3), 479-492 (2000).
  5. Petrigliano, F. A., McAllister, D. R., Wu, B. M. Tissue engineering for anterior cruciate ligament reconstruction: a review of current strategies. Arthroscopy. 22 (4), 441-451 (2006).
  6. Groot, J. H., et al. Use of porous polyurethanes for meniscal reconstruction and meniscal prostheses. Biomaterials. 17 (2), 163-173 (1996).
  7. Leong, N. L., Petrigliano, F. A., McAllister, D. R. Current tissue engineering strategies in anterior cruciate ligament reconstruction. J Biomed Mater Res A. 102 (5), 1614-1624 (2014).
  8. Duling, R. R., Dupaix, R. B., Katsube, N., Lannutti, J. Mechanical characterization of electrospun polycaprolactone (PCL): a potential scaffold for tissue engineering. J Biomech Eng. 130 (1), 011006(2008).
  9. Shao, Z., et al. Polycaprolactone electrospun mesh conjugated with an MSC affinity peptide for MSC homing in vivo. Biomaterials. 33 (12), 3375-3387 (2012).
  10. Tillman, B. W., et al. The in vivo stability of electrospun polycaprolactone-collagen scaffolds in vascular reconstruction. Biomaterials. 30 (4), 583-588 (2009).
  11. Wise, S. G., et al. A multilayered synthetic human elastin/polycaprolactone hybrid vascular graft with tailored mechanical properties. Acta Biomater. 7 (1), 295-303 (2011).
  12. Vargel, I., Korkusuz, P., Menceloğlu, Y. Z., Pişkin, E. In vivo performance of antibiotic embedded electrospun PCL membranes for prevention of abdominal adhesions. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 81 (2), 530-543 (2007).
  13. Cao, H., McHugh, K., Chew, S. Y., Anderson, J. M. The topographical effect of electrospun nanofibrous scaffolds on the in vivo and in vitro foreign body reaction. J Biomed Mater Res A. 93 (3), 1151-1159 (2010).
  14. Joshi, V. S., Lei, N. Y., Walthers, C. M., Wu, B., Dunn, J. C. Macroporosity enhances vascularization of electrospun scaffolds. J Surg Res. 183 (1), 18-26 (2013).
  15. Pham, Q. P., Sharma, U., Mikos, A. G. Electrospun poly(epsilon-caprolactone) microfiber and multilayer nanofiber/microfiber scaffolds: characterization of scaffolds and measurement of cellular infiltration. Biomacromolecules. 7 (10), 2796-2805 (2006).
  16. Vaz, C. M., van Tuijl, S., Bouten, C. V., Baaijens, F. P. Design of scaffolds for blood vessel tissue engineering using a multi-layering electrospinning technique. Acta Biomater. 1 (5), 575-582 (2005).
  17. Kawamura, S., Ying, L., Kim, H. J., Dynybil, C., Rodeo, S. A. Macrophages accumulate in the early phase of tendon-bone healing. J Orthop Res. 23 (6), 1425-1432 (2005).
  18. Hays, P. L., et al. The role of macrophages in early healing of a tendon graft in a bone tunnel. J Bone Joint Surg Am. 90 (3), 565-579 (2008).
  19. Dagher, E., et al. Immobilization modulates macrophage accumulation in tendon-bone healing. Clin Orthop Relat Res. 467 (1), 281-287 (2009).
  20. Bedi, A., et al. Effect of early and delayed mechanical loading on tendon-to-bone healing after anterior cruciate ligament reconstruction. J Bone Joint Surg Am. 92 (14), 2387-2401 (2010).
  21. Bedi, A., Kawamura, S., Ying, L., Rodeo, S. A. Differences in tendon graft healing between the intra-articular and extra-articular ends of a bone tunnel. HSS J. 5 (1), 51-57 (2009).
  22. Fu, S. C., et al. Effect of graft tensioning on mechanical restoration in a rat model of anterior cruciate ligament reconstruction using free tendon graft. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 21 (5), 1226-1233 (2013).
  23. Fan, H., Liu, H., Wong, E. J., Toh, S. L., Goh, J. C. In vivo study of anterior cruciate ligament regeneration using mesenchymal stem cells and silk scaffold. Biomaterials. 29 (23), 3324-3337 (2008).
  24. Landis, J. R., Koch, G. G. The measurement of observer agreement for categorical data. Biometrics. 33 (1), 159-174 (1977).
  25. Joshi, S. M., Mastrangelo, A. N., Magarian, E. M., Fleming, B. C., Murray, M. M. Collagen-platelet composite enhances biomechanical and histologic healing of the porcine anterior cruciate ligament. Am J Sports Med. 37 (12), 2401-2410 (2009).
  26. Leong, N. L., et al. In vitro and in vivo evaluation of heparin mediated growth factor release from tissue-engineered constructs for anterior cruciate ligament reconstruction. J Orthop Res. 10, (2014).
  27. Seo, Y. K., et al. Increase in cell migration and angiogenesis in a composite silk scaffold for tissue-engineered ligaments. J Orthop Res. 27 (4), 495-503 (2009).
  28. Freeman, J. W., Woods, M. D., Laurencin, C. T. Tissue engineering of the anterior cruciate ligament using a braid-twist scaffold design. J Biomech. 40 (9), 2029-2036 (2007).
  29. Bashur, C. A., Shaffer, R. D., Dahlgren, L. A., Guelcher, S. A., Goldstein, A. S. Effect of fiber diameter and alignment of electrospun polyurethane meshes on mesenchymal progenitor cells. Tissue Eng Part A. 15 (9), 2435-2445 (2009).
  30. Dash, T. K., Konkimalla, V. B. Poly-є-caprolactone based formulations for drug delivery and tissue engineering: A review. J Control Release. 158 (1), 15-33 (2012).
  31. Yoshimoto, H., Shin, Y. M., Terai, H., Vacanti, J. P. A biodegradable nanofiber scaffold by electrospinning and its potential for bone tissue engineering. Biomaterials. 24 (12), 2077-2082 (2003).
  32. Xu, Y., Ao, Y. F. Histological and biomechanical studies of inter-strand healing in four-strand autograft anterior cruciate ligament reconstruction in a rabbit model. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 17 (7), 770-777 (2009).
  33. Shino, K., et al. Replacement of the anterior cruciate ligament by an allogeneic tendon graft. An experimental study in the dog. J Bone Joint Surg Br. 66 (5), 672-681 (1984).
  34. Stasiak, M. E., et al. A novel device to apply controlled flexion and extension to the rat knee following anterior cruciate ligament reconstruction. J Biomech Eng. 134 (4), 041008(2012).
  35. Brophy, R. H., et al. Effect of short-duration low-magnitude cyclic loading versus immobilization on tendon-bone healing after ACL reconstruction in a rat model. J Bone Joint Surg Am. 93 (4), 381-393 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Sztuczna przeszczep tkankowyelektroprz ony rusztowanie polimeroweprzeszczep z polikaprolaktonurekonstrukcja ACLbadanie biomechaniczneanaliza histologicznazasiew kom rek ksenogenicznychtechnika chirurgiczna

Powiązane artykuły