Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Opracowanie algorytmu do przeprowadzenia kompleksowego badania dysrefleksji autonomicznej u zwierząt z dużym uszkodzeniem rdzenia kręgowego przy użyciu urządzenia telemetrycznego

7.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52809

⸱

29 lipca 2016

 ,  ,  , 
1International Collaboration on Repair Discoveries (ICORD), Faculty of Medicine, University of British Columbia, 2Department of Medicine, Division of Physical Medicine and Rehabilitation, University of British Columbia, GF Strong Rehabilitation Centre

W tym artykule

Podsumowanie

Cewnik urządzenia telemetrycznego jest wszczepiany do aorty brzusznej w celu ciągłego zbierania danych hemodynamicznych od zwierząt przed i po przecięciu rdzenia kręgowego w obrębie klatki piersiowej. Nowatorskie oprogramowanie JAVA wykorzystano do analizy parametrów hemodynamicznych, a także częstotliwości i intensywności spontanicznych epizodów dysrefleksji autonomicznej.

Streszczenie

Uraz rdzenia kręgowego (SCI) jest wyniszczającym schorzeniem neurologicznym charakteryzującym się dysfunkcjami somatycznymi i autonomicznymi. W szczególności SCI powyżej połowy klatki piersiowej może prowadzić do potencjalnie zagrażającego życiu stanu nadciśnieniowego zwanego dysrefleksją autonomiczną (AD), który często jest wywoływany przez szkodliwe lub nieszkodliwe bodźce somatyczne lub trzewne poniżej poziomu urazu. Jednym z najczęstszych czynników wywołujących AZS jest rozdęcie wnętrzności miednicy, na przykład podczas wzdęcia pęcherza moczowego i jelit lub ewakuacji. Protokół ten przedstawia nowatorski algorytm rozpoznawania wzorców opracowany dla oprogramowania platformy JAVA do badania wahań parametrów sercowo-naczyniowych, a także liczby, nasilenia i czasu trwania spontanicznie występujących zdarzeń AD. Oprogramowanie jest w stanie zastosować algorytm rozpoznawania wzorców na danych hemodynamicznych, takich jak skurczowe ciśnienie krwi (SBP) i tętno (HR) wyodrębnione z nagrań telemetrycznych przytomnych i nieskrępowanych zwierząt przed i po całkowitym przecięciu klatki piersiowej (T3). Dzięki temu oprogramowaniu parametry hemodynamiczne i epizody choroby Alzheimera mogą być wykrywane i analizowane przy minimalnym odchyleniu eksperymentatora.

Wprowadzenie

Dysrefleksja autonomiczna (AD) jest zagrażającym życiu stanem zagrożenia u osób po ostrym lub przewlekłym urazie rdzenia kręgowego (SCI) w odcinku szyjnym lub piersiowym i zwykle charakteryzuje się epizodami uporczywego nadciśnienia i bradykardii1. Choroba Alzheimera jest głównie spowodowana zakłóceniem zstępujących ścieżek rdzeniowych, które zwykle dostarczają dane wejściowe z ośrodków nadrdzeniowych do rdzeniowych współczulnych neuronów przedzwojowych, które kontrolują aktywność współczulną i napięcie naczyniowe1-4. Epizody AZS charakteryzują się skokiem skurczowego ciśnienia krwi (SBP) do 300 mmHg i nieleczone mogą prowadzić do drgawek, krwotoku śródczaszkowego, zawału mięśnia sercowego, a nawet śmierci5-8. Różne szkodliwe i nieszkodliwe bodźce działają jako wyzwalacz AZS, w tym wzdęcia jelit i pęcherza, skurcze, odleżyny, cewnikowanie pęcherza moczowego lub zabiegi jatrogenne9-12.

Czasowy rozwój AD w odpowiedzi na SCI został zbadany zarówno w modelach ludzkich9, jak i zwierzęcych13,14. Zazwyczaj w badaniach tych stosowano metodę "indukowanej choroby Alzheimera" (tj. urodynamiki, wibrostymulacji prącia u ludzi lub wzdęcia jelita grubego u zwierząt) w celu określenia czasowego rozwoju choroby Alzheimera. Takie podejście jest ograniczone ze względu na konieczność wielokrotnych ocen w odizolowanych punktach czasowych, które mogą uniemożliwić dokładne określenie czasowego rozwoju choroby Alzheimera. Zastosowanie 24-godzinnego monitorowania ciśnienia krwi u ludzi pozwala na wykonywanie seryjnych pomiarów ciśnienia krwi w określonych wcześniej odstępach czasu. Technika ta została ostatnio zastosowana do monitorowania spontanicznie występującej choroby Alzheimera u pacjentów z przewlekłym SCI. W modelach zwierzęcych półprzewodnikowe przetworniki ciśnienia są coraz częściej używane do przewlekłego monitorowania ciśnienia tętniczego krwi w każdym uderzeniu. Ostatnio Rabchesvky i wsp. (2012) opracowano algorytm, który wyodrębnił jednosekundowe średnie ciśnienie tętnicze (MAP) i porównał je z progiem średniej ruchomej15. Spontaniczne zdarzenia AD scharakteryzowano na podstawie pików MAP, które są o 10 mmHg lub więcej powyżej progu przy jednoczesnym spadku tętna o 10 uderzeń na minutę lub większym.

Tutaj prezentowane jest nowatorskie oprogramowanie JAVA, które ma wbudowany algorytm wykrywania AD. Algorytm ten działa poprzez wykrywanie z góry określonych wzorców ciśnienia tętniczego krwi (ABP) i częstości akcji serca (HR), które wskazują na spontanicznie występujące zdarzenie AD. Użytkownik jest w stanie ręcznie dostosować wszystkie zmienne wejściowe do oprogramowania w taki sposób, aby "algorytm wykrywania" można łatwo dostosować do konkretnych parametrów, które go interesuje. Oprogramowanie jest również w stanie dychotomizować ABP i HR w danej epoce tak, że można analizować dobową rytmiczność parametrów hemodynamicznych16. W niniejszym manuskrypcie podano szczegółowe wyjaśnienie techniki chirurgicznej, która jest używana do wszczepiania urządzeń telemetrycznych i przeprowadzania operacji SCI. Podano również przykłady dotyczące możliwości przetwarzania końcowego oprogramowania do wykrywania choroby Alzheimera oraz tego, jak funkcja układu sercowo-naczyniowego jest zmieniona po SCI. Dla celów porównawczych przedstawiono również metodologię i wyniki uzyskane za pomocą metody indukowanej choroby Alzheimera znanej jako rozdęcie jelita grubego (CRD).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Samiec szczurów rasy Wistar (Hsd: WI Wistar) w wieku 7 tygodni i wadze 300-350 g został wykorzystany w tym eksperymencie. Wszystkie szczury były utrzymywane w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność i otrzymywały standardową laboratoryjną karmę dla szczurów i wodę ad libitum. Wszystkie procedury eksperymentalne były zgodne z przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt doświadczalnych ustanowionym przez Kanadyjską Radę ds. Opieki nad Zwierzętami i zatwierdzonym pod względem etycznym przez Uniwersytet Kolumbii Brytyjskiej. Chirurgia i opieka nad zwierzętami były przeprowadzane zgodnie ze standardowymi procedurami w naszym laboratorium (Ramsey i wsp. 2010)17.

1. Przygotowanie zwierząt: Zabiegi chirurgiczne

  1. Implantacja urządzenia telemetrycznego
    Uwaga: Protokół został wdrożony zgodnie ze specyfikacją producenta i naszymi wcześniejszymi doświadczeniami z implantacją urządzenia: 16
    1. Przed operacją należy podawać zwierzętom enrofloksacynę raz na dobę przez 3 dni (10 mg/kg mc. podp.).
    2. Usuń pokarmy stałe z klatki na 9-13 godzin przed zabiegiem. W tym okresie można zapewnić zamiennik posiłku zastępującego posiłek odżywczy w diecie miękkiej.
    3. Znieczulić zwierzęta za pomocą dawki indukcyjnej 4% izofluranu w komorze indukcyjnej i dawki podtrzymującej około 1,5% izofluranu (z 1-1,5 l/min tlenu) przy użyciu obwodu Baina. Użyj odruchu szczypania palca u nogi i odruchów rogówki, aby ocenić, czy zwierzęta znajdują się na operacyjnym płaszczyźnie znieczulenia. Oddychanie musi być monitorowane, aby ocenić, czy głębokość znieczulenia jest zbyt duża (tj. bardzo wolne tempo oddychania i sapanie, blade błony śluzowe) lub zbyt niska (tj. szybkie, płytkie oddechy wskazujące, że zwierzę może nie znajdować się na operacyjnym poziomie znieczulenia). Podczas zabiegu należy powtarzać monitorowanie płaszczyzny operacyjnej znieczulenia co około 5 minut i w razie potrzeby dostosować dawkę izofluranu.
      Uwaga: Wszystkie operacje są przeprowadzane przy użyciu techniki aseptycznej: w szczególności chirurdzy noszą fartuchy chirurgiczne, czepek, maskę i sterylne rękawiczki. Obserwuje się procedurę stosowania otwartych rękawiczek, autoklawowany pakiet chirurgiczny zawierający narzędzia chirurgiczne jest otwierany przy użyciu sterylnej techniki, a zwierzę jest drapowane przed rozpoczęciem operacji. Narzędzia chirurgiczne są sterylizowane końcówkami w gorących kulkach między operacjami (do pięciu operacji). Gąbki chirurgiczne i gaza są sterylizowane w autoklawie przed użyciem. Podczas operacji zwierzęta trzymane są na kocu z cyrkulacją wody utrzymywanym w temperaturze 37 °C.
    4. Buprenorfinę (0,02 mg/kg mc. podp.) należy podawać bezpośrednio przed zabiegiem chirurgicznym. Ponadto przed zabiegiem chirurgicznym należy podać ketoprofen (5 mg/kg mc. podp.) w celu zapewnienia multimodalnej analgezji. Bupiwakainę należy podawać (5 mg/kg mc.; podp.) bezpośrednio przed zabiegiem chirurgicznym w celu zapewnienia miejscowej blokady linii. Po ogoleniu brzucha nałóż naprzemiennie waciki z chlorheksydyną i 70% etanolem (trzy razy każdy), a następnie jodem powidonu na co najmniej 1 minutę i usuń 70% etanolem (za każdym razem nowo otwartą chusteczką nasączoną alkoholem). Wymaz ze skóry wykonuje się w sposób koncentryczny, zaczynając od środka linii nacięcia i zataczając krąg na zewnątrz (aby nie zanieczyścić obszaru ruchami "w przód / w tył"). Używaj sterylnych wacików z gazy i wyrzucaj między każdą aplikacją. Proces ten powtarza się trzy razy przed rozpoczęciem chirurgii na zwierzętach. Podczas strzyżenia i chirurgicznego szorowania zwierzęta należy trzymać na stożku nosowym podłączonym do obwodu bezwziewnego Bain pod około 1,5% dawką podtrzymującą izofluranu. Dostosuj poziom izofluranu zgodnie z wymaganiami, aby utrzymać zwierzę w chirurgicznym planie znieczulenia.
    5. Wykonaj nacięcie brzucha w linii środkowej o długości 5 cm, przecinając mięśnie i otrzewną, odsłaniając jelita.
    6. Cofnij jelita (spowoduje to odsłonięcie zstępującej aorty przy tylnej ścianie brzucha), przykryj jelito sterylną gazą chirurgiczną zwilżoną 2-3 ml roztworu Ringera i utrzymuj wilgoć z dodatkowymi Ringerami tak często, jak to konieczne, aby zapobiec wysuszeniu tkanek podczas zabiegu.
    7. Tępo rozetnij okolice aorty i oddziel aortę od żyły głównej dolnej za pomocą szpatułek tęczówki.
    8. Umieść ligatury (szwy monofilamentowe 8-0) wokół rostralnych i ogonowych końców najbardziej zewnętrznej warstwy przybyszowej aorty, tuż dystalnie do tętnicy nerkowej.
    9. Podnieś ligatury na krótko, blokując przepływ krwi i nakłuj aortę na poziomie 1-2 mm przed rozwidleniem biodrowym za pomocą igły o rozmiarze 25 zgiętej pod kątem 90° na końcu.
    10. Wprowadź końcówkę cewnika urządzenia telemetrycznego do aorty za pomocą zakrzywionej igły w rozmiarze 20. Przesuwaj się rostralnie, aby upewnić się, że końcówka jest tylko dystalna do tętnic nerkowych
      1. Napraw go za pomocą niewielkiej ilości kleju tkankowego. Usuń ligatury i upewnij się, że nie ma niedrożności przepływu krwi z powodu cewnika lub kleju tkankowego.
    11. Przymocuj korpus urządzenia telemetrycznego do ściany brzucha za pomocą jedwabnych szwów 4-0. Użyj szwów 4-0 Vicryl i 4-0 Prolene, aby zamknąć odpowiednio mięsień i skórę.
  2. Implantacja telemetryczna Opieka pooperacyjna
    Uwaga: Przez pierwsze 14 dni po operacji zwierzęta powinny być badane co najmniej 3 razy dziennie, oprócz szczegółowej oceny monitorowania raz dziennie. Oceniaj zwierzęta w 7 kategoriach: masa ciała, wygląd fizyczny (ból ocenia się na podstawie objawów, takich jak zwiększona produkcja porfiryny obserwowana wokół oczu, nosa i przednich łap oraz objawy grymasu twarzy), zachowanie/aktywność, defekacja, skóra (w tym garbienie się, piloerekcja, gojenie się nacięć i surowiczaka), nawodnienie i oddychanie.
    1. Karm zwierzęta owocami, asortymentem zbóż, miękkimi zamiennikami posiłków odżywczych i dostarczaj wodę ad libitum przez 6 dni po wszczepieniu urządzenia telemetrycznego. Zwierzęta powinny mieć regularną, stałą karmę dla gryzoni odstawioną przez pierwszy dzień po operacji. Zwierzęta należy wstrzykiwać podskórnie podgrzany roztwór Ringera z mleczanami (5 ml) przez pierwsze 3 dni po zabiegu chirurgicznym i po wystąpieniu objawów odwodnienia. Roztwór Ringersa (5 ml) należy podać w razie potrzeby po ocenie zwierząt (oznaki skóry, namiot, blade uszy/błony śluzowe) podczas porannych i wieczornych kontroli.
    2. Podawać enrofloksacynę (10 mg/kg mc. s.c.) i ketoprofen (5 mg/kg s.c.) raz na dobę przez 3 dni po operacji. Buprenorfinę (0,02 mg/kg mc. podp.) należy podawać rano i wieczorem (tj. co 12 godzin) przez kolejne 3 dni po zabiegu. W przypadku zauważenia objawów bólu/niepokoju można podać buprenorfinę w ciągu dnia (0,02 mg/kg mc. j.c.).
  3. Całkowite przecięcie rdzenia kręgowego
    Uwaga: Pozwól zwierzętom dojść do siebie po operacji implantacji telemetrycznej przez co najmniej 14 dni przed operacją całkowitego przecięcia T3.
    1. Zwierzęta należy wstępnie leczyć profilaktyczną enrofloksacyną (10 mg/kg s.c.) przez trzy dni przed operacją SCI.
    2. Znieczulać zwierzęta dawką indukcyjną 4% izofluranu, jak opisano wcześniej. Ponadto należy wstrzykiwać zwierzętom chlorowodorek ketaminy (70 mg/kg, i.p.) i chlorowodorek deksmedetomidyny (0,5 mg/kg, i.p.).
      Uwaga: W przypadku operacji całkowitego przecięcia, rozszerzenie naczyń krwionośnych spowodowane izofluranem dość często powoduje problemy z hemostazą po przecięciu pępowiny. Temu problemowi można zapobiec, stosując koktajl ketamina/deksmedetomidyna. Po operacji przecięcia rdzenia kręgowego zwierzęta powinny być znieczulone przez 20-25 minut, a następnie odwrócone za pomocą atipamezolu (1 mg/kg mc. s.c.) po operacji przecięcia rdzenia kręgowego.
    3. Przed operacją podawać podskórnie buprenorfinę (0,02 mg/kg) i ketoprofen (5 mg/kg). Bupiwakainę należy podawać (5 mg/kg mc.; podp.) bezpośrednio przed zabiegiem chirurgicznym w celu zapewnienia miejscowej blokady linii. Po goleniu brzucha należy nakładać naprzemiennie pędzle chlorheksydyny i 70% etanolu (trzy razy każdy), a następnie jodowidonu na co najmniej 1 minutę i usunąć 70% etanolem (za każdym razem nowo otwartym wacikiem nasączonym alkoholem). Pędzle należy wykonywać w sposób koncentryczny, zaczynając od środka linii nacięcia i zataczając krąg na zewnątrz (aby nie zanieczyszczać obszaru ruchami "w przód / w tył"). Użyj sterylnej gazy i wyrzuć między każdą aplikacją. Powtórz ten proces trzy razy przed rozpoczęciem operacji na zwierzętach. Podczas strzyżenia i chirurgicznego szorowania zwierzęta należy trzymać na stożku nosowym pod około 1,5% dawką podtrzymującą izofluranu (dostosowaną w razie potrzeby w celu utrzymania znieczulenia chirurgicznego). Przez cały czas trwania zabiegu zwierzęta trzymane są na kocu z cyrkulacją wody utrzymywanym w temperaturze 37 °C.
    4. Wykonaj nacięcie w linii środkowej grzbietu o długości 2 cm w mięśniu powierzchownym pokrywającym kręgi C8-T3.
    5. sekcja w celu odsłonięcia warstwy opony twardej.
    6. Przebij warstwę opony twardej mikronożyczkami lub końcówką igły o rozmiarze 25.
    7. Otwórz oponę twardą w szczelinie międzykręgowej T2-T3 i wykonaj pełną transsekcję za pomocą mikronożyczek. Otwórz mikronożyczki, ale nie na tyle bocznie, aby pęknąć tętnice kręgowe i żyły. W szybkim ruchu przeciąć rdzeń kręgowy i poszukać przesadnego drgania w tylnych kończynach zwierzęcia. Potwierdź całkowitą transsekcję poprzez wizualne oddzielenie kikutów rdzenia kręgowego rostralnego i ogonowego.
    8. Po potwierdzeniu umieść piankę żelową między pniakami, aby uzyskać hemostazę. Nałożyć wystarczającą ilość pianki żelowej, aby zatrzymać krwawienie i oddzielić kikuty rdzenia kręgowego.
    9. Użyj szwów 4-0 Vicryl i 4-0 Prolene, aby zamknąć odpowiednio mięsień i skórę. Po operacji SCI należy podać zwierzętom wstępnie podgrzany roztwór Ringera z mleczanami (5 ml s.c. w temperaturze 30 °C) i pozwolić im dojść do siebie w środowisku o kontrolowanej temperaturze.
  4. Przekrój rdzenia kręgowego Opieka pooperacyjna
    Uwaga: Przez pierwsze 14 dni po operacji zwierzęta powinny być badane 3 razy dziennie, oprócz szczegółowej oceny monitorowania raz dziennie. Po upływie 14 dni szczegółowa ocena monitorująca może być powtarzana co drugi dzień. Oceniaj zwierzęta w 7 kategoriach: masa ciała, wygląd fizyczny (ból jest oceniany na podstawie objawów takich jak porfiryna i grymas twarzy), zachowanie/aktywność, wypróżnianie, skóra (w tym garbienie się, piloerekcja, gojenie się nacięć i surowica), nawodnienie i oddychanie. Przez pierwsze 5-7 dni pęcherze powinny być sprawdzane i odciągane co najmniej 3 razy dziennie.
    1. Karm zwierzęta owocami, asortymentem zbóż, odżywczymi zamiennikami miękkich posiłków dietetycznych i dostarczaj wodę ad libitum przez 8-14 dni po operacji przecięcia rdzenia kręgowego. Zwierzęta należy wstrzykiwać podskórnie podskórnie z podgrzanym roztworem Ringera z mleczanami przez pierwsze 3 dni po zabiegu chirurgicznym i przy objawach odwodnienia. W razie potrzeby podać roztwór Ringera (5 ml) po ocenie zwierząt podczas kontroli.
      Uwaga: Po przecięciu rdzenia kręgowego szczury wykazują paraliż kończyn tylnych i poruszają się za pomocą zgięcia i wyprostu kończyn przednich, co jest zachowane w tym modelu urazu. Szczury nie mają podparcia tułowia i ogona. Aby ułatwić ich poruszanie się w klatce, pod zwiniętą ściółką owsianą należy umieścić gumową kratkę. Dzięki temu szczury mogą chwytać siatkę przednimi łapami i łatwo poruszać się w klatce, aby uzyskać dostęp do pożywienia i wody. Pościel należy zmieniać codziennie. W 7 dniu po przecięciu rdzenia kręgowego ściółkę owsianą należy zastąpić oryginalną ściółką z wiórów drzewnych. Ściółka owsiana w rolce jest stosowana, ponieważ szczury, którym podawano buprenorfinę, mogą rozwinąć pica, w której jedzą ściółkę, co może powodować niedrożność przełyku. Nie zaobserwowano wałkowatych płatków owsianych chłonnych zaklinowania przełyku płatkami owsianymi.
    2. Podawać enrofloksacynę (10 mg/kg mc. podp.) i ketoprofen (5 mg/kg mc. pół.) raz na dobę przez 3 dni po operacji. Buprenorfinę (0,02 mg/kg mc. podp.) należy podawać rano i wieczorem (tj. co 12 godzin) przez kolejne 3 dni po zabiegu. W przypadku zauważenia objawów bólu/niepokoju można podać buprenorfinę w ciągu dnia.

2. Telemetryczne monitorowanie parametrów hemodynamicznych

  1. Mierz ciśnienie tętnicze krwi (ABP) i temperaturę ciała codziennie przez 24 godziny, przed i po SCI. Zmierz ciśnienie tętnicze krwi i temperaturę ciała przy 1,000 Hz w blokach 24-godzinnych za pomocą urządzenia telemetrycznego.
  2. Umieść SmartPad pod klatką dla zwierząt, aby bezprzewodowo naładować przetwornik i odbierać cyfrowe sygnały telemetryczne z przetworników.
    Uwaga: Napięcie wyjściowe jest następnie przekazywane do Konfiguratora podłączonego do komputera, który porządkuje przepływ danych z każdego kanału. Napięcie jest przekształcane na ciągłe zapisy ciśnienia tętniczego krwi i temperatury. Wizualizuj próbkowane dane za pomocą oprogramowania do akwizycji danych, takiego jak LabChart.
  3. Należy odrzucić dane telemetryczne zebrane podczas monitorowania zwierząt, a także 10 minut bezpośrednio przed monitorowaniem i 10 minut po monitorowaniu.

3. Ocena spontanicznych przypadków dysrefleksji autonomicznej (AD)

Uwaga: Częstotliwość, dotkliwość i czas trwania spontanicznych zdarzeń AD zostały ocenione za pomocą algorytmu opracowanego dla naszego własnego, nowatorskiego oprogramowania platformy JAVA do wykrywania AD (Rysunek 4). Opracowano nowatorski algorytm do automatycznego wykrywania spontanicznych zdarzeń AD na podstawie 24-godzinnych nagrań telemetrycznych SBP i HR przed i po SCI z wykorzystaniem parametrów określonych na rysunku 2.

  1. Wyodrębnij wartości SBP i HR z surowych danych telemetrycznych w okresie zainteresowania za pomocą oprogramowania do akwizycji.
    nuta: Oprogramowanie do akwizycji wykrywa i określa wartość pików SBP na podstawie ciągłych zapisów ABP. Tętno jest ekstrapolowane poprzez określenie odległości czasu trwania między sąsiednimi szczytami SBP.
  2. Prześlij plik CSV z nagraniami telemetrycznymi z interwałem międzytaktonowym w kolumnie A, wartościami SBP w kolumnie B, wartościami MAP w kolumnie C i porą dnia w kolumnie D (rysunek 4A).
  3. Korzystając z oprogramowania (Rysunek 4B-D), określ odpowiedni fizjologiczny zakres tętna (tj. interwał od R do R) dla zapisów SBP między 180 uderzeń na minutę a 625 uderzeń na minutę. Określ odpowiedni zakres tętna w oprogramowaniu w panelach Minimum tętna i Maksymalne tętno.
  4. Utwórz próg dla SBP i HR za pomocą okna średniej ruchomej wynoszącego 240 sekund. Wskaż długość przedziału progu średniej ruchomej dla analizy w panelu Próg czasu trwania usługi AD.
  5. Ustawić próg transpozycji SBP na poziomie 20 mmHg powyżej średniej ruchomej. Wskaż wartość transpozycji w panelu Próg średniej ruchomej Transpozycja BP.
  6. Izoluj klastry pików SBP, które przekraczają transponowany próg, z interwałem między szczytami krótszymi niż 2 sekundy i trwającymi dłużej niż 10 sekund. Określ interwał między szczytami za pomocą interwału między szczytami BP, a interwał czasu trwania za pomocą paneli BP Interwał klastra szczytów.
  7. Grupuj klastry pików SBP, które znajdują się w odległości nie większej niż 120 sekund od siebie.
    Uwaga: Wykryte potencjalne zdarzenia AD, które znajdują się w odległości nie większej niż 120 sekund od siebie, zostaną zgrupowane jako pojedyncze zdarzenie. Określ maksymalny dozwolony czas trwania między kolejnymi klastrami SBP, aby rozróżnić oddzielne zdarzenia usługi AD w panelu Próg czasu trwania usługi AD.
  8. Potwierdź, czy grupa klastrów pików SBP jest związana z potencjalnym spontanicznym zdarzeniem AD, wykrywając spadek tętna o 40 uderzeń na minutę lub więcej.
    1. Uśrednij 10% wartości tętna po wystąpieniu potencjalnego zdarzenia (określ ten procent w panelu górnego średniego zakresu spadku tętna). Uśrednij 75% wartości tętna od końca potencjalnego zdarzenia (określ ten procent w panelu dolnego średniego zakresu spadku tętna).
    2. Odejmij dolny próg tętna od wyższego progu tętna, aby zapewnić odpowiedni spadek o 40 uderzeń na minutę lub więcej. Określ ograniczenie spadku tętna za pomocą panelu ograniczenia spadku tętna.
  9. Po wypełnieniu paneli naciśnij OK. Przedstawiono graficzną prezentację wykrytych zdarzeń AD, które obejmują skoki SBP i powiązane dane HR (Rysunek 4C-D). Generowany jest również wyjściowy plik programu Excel z reakcją nacisku (mmHg), czasem trwania (s), maksymalnym skurczowym ciśnieniem krwi (mmHg), minimalnym tętnem (bpm) i spadkiem tętna (bpm) każdego wykrytego zdarzenia AD.

4. Rozdęcie jelita grubego w celu celowego wywołania AD

Uwaga: Nasilenie wywołanej choroby Alzheimera można określić za pomocą rozdęcia jelita grubego (CRD), klinicznie istotnego bodźca, który naśladuje rutynę jelitową3,18,19.

  1. Sprawdź, czy balon francuskiego cewnika (prosty, 10 francuski, 3 ml, 35 cm, bez lateksu) nie przecieka, napompując go 2 ml powietrza.
  2. Unieruchomić zwierzę, zawijając je w ręcznik i pozwól BP i HR ustabilizować się przez pół godziny.
  3. Umieść lubrykant na końcówce cewnika. Umieść znak na cewniku za pomocą markera permanentnego, 2 cm od środka balonu. Cewnik wprowadza się przez odbyt do okrężnicy, aż ślad będzie widoczny tylko przy otworze. Przymocuj cewnik do ogona za pomocą taśmy chirurgicznej. Umieść owinięte zwierzę ponownie w jego domowej klatce umieszczonej na odbiorniku SmartPad, dopasowując się do wszczepionego przetwornika wewnątrz zwierzęcia. Pozwól, aby ciśnienie krwi zwierzęcia unormowało się przez 10 minut.
  4. Po wprowadzeniu cewnika i związanym z tym okresie aklimatyzacji (tj. 10 minut) należy napełnić balon 2 ml powietrza w ciągu 10 sekund, pozwalając na ustabilizowanie się ciśnienia tętniczego i tętna. Utrzymuj napięcie przez 1 minutę. Upewnij się, że końcówka cewnika pozostaje wewnątrz odbytnicy. Ważne jest, aby nie nadmuchiwać balonu (tj. 3 ml+), aby uniknąć pęknięcia okrężnicy.
    Uwaga: Rozdęcie trwające 1 minutę daje odpowiedni czas na rozwój odpowiedzi uciskowej i spadku tętna za pośrednictwem baroreceptorów związanego z indukowanym epizodem choroby Alzheimera. Ponadto ten 1-minutowy okres zapewnia również wystarczający czas na normalizację wskaźników sercowo-naczyniowych.
  5. Powtórz rozdęcie 3 razy na próbę, powtarzając próby codziennie z minimalnym odstępem 10 minut między próbami. Po zakończeniu oceny usuń cewnik Foleya ze zwierzęcia.
  6. Uśredniaj dane uderzenie po uderzeniu w odstępach 1 sekundy i podaj maksymalny wzrost SBP i maksymalny spadek HR w wielu próbach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Za pomocą telemetrii ciśnienie tętnicze jest próbkowane z częstotliwością 1 000 Hz w sposób ciągły przez 24 h. Przykładowy zapis ciśnienia tętniczego (ABP) wykonany za pomocą programu LabChart przedstawiono na Rysunku 1B. Przykładowe ABP monitorowano za pomocą półprzewodnikowego czujnika ciśnienia wprowadzonego do aorty zstępującej. Nowatorskie oprogramowanie AD Detection oparte na platformie JAVA pozwala na wyodrębnienie istotnych szczytów SBP (mmHg) (Rysunek 1C). Możemy również wyznacz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół opisuje szczegółową implementację nowatorskiego oprogramowania do wykrywania AD na platformie JAVA, które zostanie połączone z urządzeniem telemetrycznym w celu długoterminowej dokładnej analizy ABP u zwierząt SCI (rysunek 1B). Jest to pierwsze oprogramowanie, które pozwala na scharakteryzowanie wzorców ABP w celu wykrycia spontanicznych zdarzeń AD, ponieważ występują one sporadycznie w ciągu dnia. Dobrze scharakteryzowany model zwierzęcy T3 SCI może zilustrować funkcjonalną zdolność oprogramowa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Te badania są finansowane przez Kanadyjski Instytut Badań nad Zdrowiem oraz Fundację Serca i Udaru Mózgu w BC i Jukonie. Dziękujemy Panu/Pani Rayshad Gopaul i dr Shelly McErlane za wsparcie techniczne i ekspertyzę w zakresie opieki nad zwierzętami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
11 samców szczurów Wistar -HSD-WI (250-300g)Envigo (dawniej Harlan Laboratories) 141
Wykres laboratoryjny (PowerLab® System Akwizycji Danych)AD Instruments 
Telemetr ciśnieniowy Millar Inc.Konfigurator RP-TRM54P
Millar Inc.TR190
SmartPadMillar Inc.TR180
Izofluran (Aerrane)Baxter Corp.DIN: 02225875
Enrofloksacyna (Baytril)Bayer HealthcareDIN: 02169428
5-0 Nici jedwabneEthiconS182
4-0 Vicryl SubcuticularEthiconJ496G
Buprenorfina (Temgesic)Reckitt BenckiserDIN: 0281250
Chlorowodorek bupiwakainy (Marcaine 0,5%)Hospira Healthcare Corp.  DIN: 02305909
Ketoprofen (Anafen)MerialDIN: 02150999
Chlorowodorek ketaminy (Vetalar)BionicheDIN: 01989529
Chlorowodorek deksmedetomidyny (Domitor)PfizerDIN: 02333929
Roztwór Ringera z mleczanami Braun Medical Inc.DIN: 01931636
Pianka żelowa #12Pharmacia & Upjohn Company03603-14-1
NożyczkiNarzędzia do nauki o naczyniu15003-008
Szpatułki do tęczówkiNarzędzia do nauki o naturze10094-13
10 Francuski 35  cm Cewnik FoleyaColoplast AA6110
Dietgel®  Clear H2O, Westbrook, ME76A
LabDiet Dieta dla gryzoni 5001Purina Mills (PMI®)5001
Chlorheksadina (hibitan)Wyeth Animal Health, Guelph, OntarioDIN 00245097
Chlorowodorek atypamezolu (antysedan)Orion PharmaDIN: 02237744

Bibliografia

  1. Krassioukov, A., Claydon, V. E. The clinical problems in cardiovascular control following spinal cord injury: an overview. Progress in brain research. 152, 223-229 (2006).
  2. Krassioukov, A. Autonomic function following cervical spinal cord injury. Respiratory physiology & neurobiology. 169, 157-164 (2009).
  3. Teasell, R. W., Arnold, J. M. O., Krassioukov, A., Delaney, G. A. Cardiovascular consequences of loss of supraspinal control of the sympathetic nervous system after spinal cord injury. Archives of physical medicine and rehabilitation. 81, 506-516 (2000).
  4. Alan, N., et al. Recurrent autonomic dysreflexia exacerbates vascular dysfunction after spinal cord injury. The Spine Journal. 10, 1108-1117 (2010).
  5. Eltorai, I., Kim, R., Vulpe, M., Kasravi, H., Ho, W. Fatal cerebral hemorrhage due to autonomic dysreflexia in a tetraplegic patient: case report and review. Spinal Cord. 30, 355-360 (1992).
  6. Pan, S. -L., et al. Intracerebral hemorrhage secondary to autonomic dysreflexia in a young person with incomplete C8 tetraplegia: A case report. Archives of physical medicine and rehabilitation. 86, 591-593 (2005).
  7. Ho, C., Krassioukov, A. Autonomic dysreflexia and myocardial ischemia. Spinal cord. 48, 714-715 (2010).
  8. Wan, D., Krassioukov, A. V. Life-threatening outcomes associated with autonomic dysreflexia: A clinical review. The journal of spinal cord medicine. 37, 2-10 (2014).
  9. Mathias, C. J., Frankel, H. Cardiovascular control in spinal man. Annual review of physiology. 50, 577-592 (1988).
  10. Hubli, M., Krassioukov, A. V. Ambulatory Blood Pressure Monitoring in Spinal Cord Injury: Clinical Practicability. Journal of neurotrauma. 31, 789-797 (2014).
  11. Liu, N., Fougere, R., Zhou, M., Nigro, M., Krassioukov, A. Autonomic dysreflexia severity during urodynamics and cystoscopy in individuals with spinal cord injury. Spinal cord. 51, 863-867 (2013).
  12. Phillips, A. A., Elliott, S. L., Zheng, M. M., Krassioukov, A. V. Selective alpha adrenergic antagonist reduces severity of transient hypertension during sexual stimulation after spinal cord injury. Journal of neurotrauma. , (2014).
  13. Maiorov, D. N., Fehlings, M. G., Weaver, L. C., Krassioukov, A. V. Relationship between severity of spinal cord injury and abnormalities in neurogenic cardiovascular control in conscious rats. Journal of neurotrauma. 15, 365-374 (1998).
  14. Maiorov, D. N., Weaver, L. C., Krassioukov, A. V. Relationship between sympathetic activity and arterial pressure in conscious spinal rats. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 41, H625(1997).
  15. Rabchevsky, A. G., et al. Effects of gabapentin on muscle spasticity and both induced as well as spontaneous autonomic dysreflexia after complete spinal cord injury. Frontiers in physiology. 3, (2012).
  16. Mayorov, D. N., Adams, M. A., Krassioukov, A. V. Telemetric blood pressure monitoring in conscious rats before and after compression injury of spinal cord. Journal of neurotrauma. 18, 727-736 (2001).
  17. Ramsey, J. B., et al. Care of rats with complete high-thoracic spinal cord injury. Journal of neurotrauma. 27, 1709-1722 (2010).
  18. Krassioukov, A. V., Furlan, J. C., Fehlings, M. G. Autonomic dysreflexia in acute spinal cord injury: an under-recognized clinical entity. Journal of neurotrauma. 20, 707-716 (2003).
  19. Krogh, K., Mosdal, C., Laurberg, S. Gastrointestinal and segmental colonic transit times in patients with acute and chronic spinal cord lesions. Spinal cord. 38, 615-621 (2000).
  20. Krassioukov, A. V., Johns, D. G., Schramm, L. P. Sensitivity of sympathetically correlated spinal interneurons, renal sympathetic nerve activity, and arterial pressure to somatic and visceral stimuli after chronic spinal injury. Journal of neurotrauma. 19, 1521-1529 (2002).
  21. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science: JAALAS. 48, 268(2009).
  22. Whitesall, S. E., Hoff, J. B., Vollmer, A. P., D'Alecy, L. G. Comparison of simultaneous measurement of mouse systolic arterial blood pressure by radiotelemetry and tail-cuff methods. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 286, H2408-H2415 (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

ci nienie skurczowemonitorowanie cz sto ci akcji sercaalgorytm rozpoznawania wzorc wprzzeci cie na poziomie T3wprowadzenie cewnika Foleyaci g y pomiar ci nienia t tniczegooprogramowanie do wykrywania AD
Opracowanie algorytmu do przeprowadzenia kompleksowego badania dysrefleksji autonomicznej u zwierząt z dużym uszkodzeniem rdzenia kręgowego przy użyciu urządzenia telemetrycznego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.