Techniki pomiaru termicznego w analitycznych urządzeniach mikroprzepływowych

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy trzy protokoły pomiarów termicznych w urządzeniach mikroprzepływowych.

Streszczenie

Techniki pomiaru termicznego były wykorzystywane do wielu zastosowań, takich jak charakterystyka termiczna materiałów i wykrywanie reakcji chemicznych. Techniki mikroobróbki pozwalają na zmniejszenie masy termicznej wytwarzanych konstrukcji oraz wprowadzają możliwość wykonywania pomiarów termicznych o wysokiej czułości w urządzeniach w skali mikro i nano. Połączenie technik pomiaru termicznego z urządzeniami mikroprzepływowymi umożliwia wykonywanie różnych pomiarów analitycznych przy niskim zużyciu próbki i skróconym czasie pomiaru dzięki integracji zminiaturyzowanego systemu na jednym chipie. W artykule przedstawiono procedury technik pomiaru termicznego do wykrywania cząstek, charakterystyki materiałów i detekcji chemicznej.

Wprowadzenie

W tym artykule przedstawiono trzy różne techniki pomiaru termicznego w mikroskali. Trzy różne konfiguracje urządzeń mikroprzepływowych są wykorzystywane do detekcji cząstek termicznych (TPD), charakterystyki termicznej (przewodność cieplna i ciepło właściwe) oraz kalorymetrycznego wykrywania reakcji i oddziaływań chemicznych.

Termiczna detekcja cząstek

Wykrywanie i liczenie cząstek w urządzeniach mikroprzepływowych jest szeroko stosowane w zastosowaniach środowiskowych, przemysłowych i biologicznych¹. TPD jest jednym z nowatorskich zastosowań pomiarów termicznych w urządzeniach mikroprzepływowych². Wykorzystanie wymiany ciepła do wykrywania i zliczania cząstek na podstawie wielkości cząstek zmniejsza złożoność, koszty i rozmiar systemu. W innych metodach do wykrywania cząstek wykorzystuje się złożoną optykę lub złożone pomiary elektryczne oraz zaawansowane oprogramowanie do przetwarzania sygnałów.

Charakterystyka termiczna substancji ciekłych za pomocą mikrokalorymetru

Charakterystyka termiczna próbki cieczy to drugie zastosowanie pomiarów termicznych w urządzeniach mikroprzepływowych. Wykonanie kalorymetrii w mikroskali zmniejszy zużycie próbki i zwiększy precyzję, oferując wyższą powtarzalność w porównaniu z konwencjonalnymi metodami kalorymetrii masowej. Procedury pomiaru przewodności cieplnej i ciepła właściwego za pomocą wbudowanego w układ mikrokalorymetryczny przedstawiono w innym miejscu³. Szczegóły techniki czasu przenikania ciepła do pomiaru przewodności cieplnej oraz analizy fal termicznych (TWA) do pomiarów ciepła właściwego w urządzeniach mikroprzepływowych są opisane w rozdziale protokołu.

Kalorymetryczna detekcja biochemiczna w papierowym urządzeniu mikroprzepływowym

Innym zastosowaniem pomiarów termicznych jest detekcja biochemiczna w mikrofluidyce opartej na papierze. Działanie kapilarne w porowatej strukturze papieru przenosi ciecz i pozwala uniknąć problemów z inicjacją pęcherzyków w mikrokanałach. Najczęstszymi mechanizmami detekcji w papierowych urządzeniach mikroprzepływowych są techniki optyczne lub elektrochemiczne. Detekcja optyczna cierpi z powodu dużej złożoności i konieczności stosowania zaawansowanego oprogramowania do przetwarzania obrazu w celu kwantyzacji wykrytego sygnału. Detekcje elektrochemiczne są również ograniczone, ponieważ można je stosować tylko do reakcji, w których powstają aktywne produkty uboczne. Niedawno wprowadzona kalorymetryczna platforma czujników biochemicznych na bazie papieru⁴ wykorzystuje system mikroprzepływowy oparty na papierze i mechanizm detekcji termicznej bez etykiet. Procedury kalorymetrycznej detekcji glukozy za pomocą enzymu oksydazy glukozowej (GOD) w papierowej platformie mikroprzepływowej przedstawiono w części dotyczącej protokołu.

Celem tego artykułu jest zademonstrowanie możliwości technik pomiaru termicznego w urządzeniach mikroprzepływowych. Przygotowanie urządzenia, obsługa próbki cieczy oraz wzbudzenie i pomiar czujnika rezystancyjnego detektora temperatury (RTD) przedstawiono w kolejnych rozdziałach.

Protokół

1. Termiczna detekcja cząstek (TPD)

1. Przygotować mikrofabrykowane urządzenie krzemowe z cienkowarstwową membraną z azotku krzemu i zintegrowanym czujnikiem temperatury metodą mikrobobróbki, stosując standardową technologię procesów półprzewodnikowych². Przepłukać wykonane urządzenie wodą dejonizowaną (DI).
   Uwaga: Metoda wykonania mikrofluidycznego urządzenia detektora cząstek termicznych została opisana w poprzedniej publikacji².
2. Aby wytworzyć podłoża z polidimetylosiloksanu (PDMS) z mikrokanałami, stworzyć formę SU8 przy użyciu standardowych procesów litograficznych⁵.
   Uwaga: Rozmiar kanału jest projektowany dla wymiarów konkretnej cząstki.
   1. Przygotować PDMS, mieszając bazę (30 ml) i czynnik sieciujący (3 ml) w stosunku 10:1. Wlać PDMS do formy i usunąć pęcherzyki powietrza poprzez krótką ekspozycję w próżni (5-10 min).
      Uwaga: Poziom próżni nie jest wartością krytyczną dla degazyfikacji; proces powinien trwać do całkowitego usunięcia pęcherzyków gazu z wymieszanego PDMS.
   2. Umieścić formę na płycie grzewczej (~70 °C) na 2 h w celu utwardzenia PDMS. Następnie bardzo ostrożnie odkleić PDMS, aby nie uszkodzić formy.
      Uwaga: Poziom próżni nie jest wartością krytyczną.
3. Za pomocą ręcznego wycinaka wykonać ciasny otwór (1 mm) dla rurki PTFE na jednym końcu. Na drugim końcu użyć większego wycinaka (2 mm), aby stworzyć zbiornik w PDMS. Umieścić wycięty mikrokanał na urządzeniu pod mikroskopem i wyrównać RTD w centrum mikrokanału (Rycina 1A).
4. W interfejsie elektrycznym połączyć piny elektryczne w pozycjach podkładek kontaktowych i dokręcić śruby blokujące. Upewnić się, że piny z regulowaną wysokością (piny Pogo) opierają się na odpowiednich podkładkach elektrod na urządzeniu.
5. Rozcieńczyć 10 µl stężonych kulek PS w 100 µl wody DI w probówce 1,5 ml.
6. Aby zapewnić neutralną wyporność kulek PS, dodać 2,7 µl glicerolu (1,26 g/cm³) do wody DI, aby dopasować gęstość cieczy do gęstości kulek polistyrenowych (PS) (1,05 g/cm³).
7. Podłączyć rurkę PTFE do kanału z jednej strony, a z drugiej do szklanej strzykawki 1 ml. Napełnić szklaną strzykawkę 0,5 ml wody DI.
   Uwaga: Ścisłe dopasowanie uzyskane poprzez wybór odpowiedniego rozmiaru wycinaka zapobiegnie wyciekom w rurkach.
8. Umieścić strzykawkę wypełnioną wodą DI w pompie strzykawkowej sterowanej komputerowo. Wtłoczyć wodę (5-20 µl/min) do kanału, aby wypełnić cały kanał cieczą aż do zbiornika.
9. Wprowadzić 10 µl zrównoważonego roztworu kulek do zbiornika i wprowadzić roztwór kulek do mikrokanału poprzez zmianę kierunku przepływu w pompie strzykawkowej.
10. Uruchomić RTD poprzez przyłożenie prądu stałego 1 mA za pomocą sterowanego komputerowo źródła/miernika, jednocześnie mierząc rezystancję źródłem/miernikiem i sortując zmierzone dane (Rycina 2).
    Uwaga: Podczas eksperymentu czujnik jest polaryzowany; w związku z tym temperatura jest mierzona w sposób ciągły aż do końca eksperymentu liczenia. Czujnik RTD jest polaryzowany elektrycznie poprzez przyłożenie prądu stałego w zakresie od 100 µA do 1 mA w celu ciągłego pomiaru temperatury do końca eksperymentu liczenia. Krytyczne jest wybranie odpowiedniego poziomu prądu, ponieważ istnieje kompromis między poziomem szumów a amplitudą wykrytego sygnału. Pompa strzykawkowa jest używana do generowania przepływu w mikrokanale. Wybór odpowiedniej prędkości przepływu do przeprowadzenia eksperymentu TPD jest ograniczony prędkością pomiaru. Prędkość ta jest funkcją stałej czasowej termicznej urządzenia oraz prędkości pomiaru elektrycznego. Wyniki eksperymentu termicznego wykrywania cząstek przedstawiono na Rycini 3.
11. Użyć opracowanego oprogramowania do przetwarzania danych (LabVIEW), aby przekształcić zmierzone dane rezystancji na temperaturę przy użyciu równania Callendara–Van Dusena⁶.

2. Charakterystyka termiczna substancji ciekłych z użyciem mikrokalerymetru

1. W tym procesie należy użyć zintegrowanego urządzenia kalorymetrycznego (Rysunek 4A) ³, aby zmierzyć dyfuzyjność cieplną oraz ciepło właściwe próbek.
   Uwaga: Na każdym krysztale znajdują się 2 komory mikrokalorymetru (Rysunek 4B). Każda komora posiada 2 wloty i jeden wylot. W każdej komorze zintegrowano grzałkę oraz czujnik RTD.
2. Umieścić urządzenie mikrokalorymetryczne w uchwycie urządzenia (Rysunek 4C). Wyrównać urządzenie z mikrofluidycznymi wlotami i wylotami za pomocą złączy uchwytu. Na górze urządzenia umieścić warstwę uszczelniającą z PDMS.
3. Zainstalować piny połączeń elektrycznych w uchwycie urządzenia i dokręcić śruby uchwytu.
   Uwaga: Należy upewnić się, że piny Pogo z regulacją wysokości są wyrównane z elektrycznymi polami kontaktowymi.
4. Zainstalować warstwę interfejsu mikrofluidycznego z zatrzaskami magnetycznymi w uchwycie urządzenia (Rysunek 4D). Podłączyć rurki PTFE do obu wlotów i do wylotu. Jeden wlot podłączyć do pompy strzykawkowej z załadowaną próbką, a drugi zamknąć, ponieważ w tym przypadku nie mierzy się entalpii.
5. Użyć opracowanego programu sterowanego komputerowo, aby wprowadzić próbkę do mikrokanału i komór.
   Uwaga: Program będzie wykorzystywać przepływ przerywany, aby zredukować nadmierne ciśnienie w komorze zawieszonej na cienkiej warstwie.
   1. Wprowadzić 300 µl próbki do szklanej strzykawki i umieścić ją w pompie strzykawkowej. W przypadku próbek o wysokiej lepkości (np. glicerolu i cieczy jonowych) stosować bardzo niskie (0,25 µl/min) stałe prędkości przepływu. Do pomiarów dyfuzyjności cieplnej należy użyć próbki glicerolu, a do pomiarów ciepła właściwego – cieczy jonowych.
6. Pomiary
   1. Pomiary dyfuzyjności cieplnej
      1. Podłączyć zestaw pomiarowy zgodnie z Rysunkiem 5A. Wprowadzić próbkę glicerolu do komory mikrokalorymetru. Uruchomić zmodyfikowany program sterowany komputerowo do pomiaru czasu penetracji ciepła.
      2. Użyć skalibrowanego równania penetracji ciepła, aby obliczyć dyfuzyjność cieplną z zmierzonego czasu penetracji ciepła⁷:
         
         gdzie α to dyfuzyjność cieplna, L to grubość komory, p to współczynnik kalibracji grubości wynikający ze zmienności procesu produkcji, a t₀ to czas penetracji ciepła.
   2. Pomiary ciepła właściwego
      1. Użyć zestawu pomiarowego TWA zgodnie z Rysunkiem 5B. Użyć tego samego programu wprowadzania próbek i wprowadzić ciecz jonową do komory. Uruchomić program TWA, aby uzyskać amplitudę fluktuacji temperatury prądu przemiennego (∂T_AC) i użyć równania ciepła właściwego do obliczenia ciepła właściwego, c_p, dla każdej próbki cieczy jonowej⁸:
         
         gdzie C₀ to współczynnik kalibracji mocy wejściowej, P_in to moc wejściowa, ω to częstotliwość sygnału wzbudzenia, a m to masa próbki cieczy.

3. Kalorymetryczna detekcja biochemiczna w papierowym urządzeniu mikrofluidycznym

1. Należy użyć mikrofabrykowanego czujnika RTD z cienkiej warstwy (40-50 nm niklu). Kroki wytwarzania czujnika RTD zostały wyjaśnione w poprzednich pracach⁴.
2. W celu wykonania kanałów papierowych⁴ należy użyć plotera tnącego do wycięcia papierowych kanałów mikroprzepływowych zgodnie z zaprojektowanym wzorem (w kształcie litery L). Papier należy położyć na macie do cięcia, włożyć papier wraz z matą do plotera i zastosować odpowiedni program cięcia, aby wyciąć papierowe kanały mikroprzepływowe⁴.
3. W celu integracji urządzenia i kanału należy użyć akrylowej warstwy klejącej (5 µm), aby przymocować papier do czujnika RTD. Należy użyć czystego ostrza, aby docisnąć papier do urządzenia i usunąć pęcherzyki powietrza (Rycina 6A). Folia akrylowa stanowi warstwę klejącą utrzymującą papier nad czujnikiem RTD.
4. W celu aktywacji enzymu należy użyć 50 mM buforu octanu sodu do aktywacji enzymu GOD. Należy dodać 1 mg enzymu GOD do 1 ml buforu octanu sodu, aby przygotować roztwór o stężeniu 1 mg/ml. Należy dostosować pH roztworu do wartości 5.1.
   Uwaga: Ilość kwasu octowego w buforze octanu sodu należy dostosować tak, aby utrzymać pH roztworu na poziomie 5.1.
5. Należy spolaryzować RTD prądem stałym 1 mA, aby aktywować RTD i rozpocząć ciągły pomiar za pomocą źródła/miernika rezystancji, aż rezystancja ustabilizuje się po eksperymencie (~4 min).
   Uwaga: Rycina 6B przedstawia układ pomiarowy dla papierowego testu kalorymetrycznego.
6. Za pomocą pipety należy wprowadzić 2 µl przygotowanego roztworu GOD do centrum papierowego mikrokanału (miejsce immobilizacji). Wykrywana temperatura (Rycina 7A) powinna zacząć spadać.
   Uwaga: Efekt chłodzenia wynika z połączenia wyższej temperatury pracy RTD oraz odparowania próbki.
7. Aby zmierzyć stężenie glukozy, należy wprowadzić standardowy roztwór kontrolny glukozy⁹ do wlotu kanału i zmierzyć zmianę rezystancji wywołaną reakcją. Należy powtórzyć ten eksperyment dla wszystkich różnych roztworów kontrolnych glukozy (stężenia wysokie, normalne i niskie) i zapisać dane dotyczące rezystancji.
8. Wykorzystując temperaturowy współczynnik rezystancji (TCR) dla niklowego RTD oraz równanie Callendara–Van Dusena, należy przeliczyć zmianę rezystancji na temperaturę. Stężenie glukozy w każdej próbce należy obliczyć, uwzględniając entalpię reakcji glukozy i enzymu GOD (ΔH = -80 kJ/mole) oraz korzystając z równania stężenia¹⁰:
   
   gdzie n_p to wykryte stężenie molowe, C_p to pojemność cieplna układu, a ΔT to obliczona temperatura.

Wyniki

Rysunek 3 przedstawia wykres zmierzonego sygnału termicznego. Sygnały wygenerowane w obecności kuleczek wraz z odpowiadającymi im obrazami optycznymi wskazują na pomyślną detekcję mikrosfery z PS w mikrokanale. Przewodność cieplna cieczy przepływającej przez mikrokanał zmienia się ze względu na obecność kuleczek PS. Ta zmiana przewodności cieplnej kanału wpływa na wymianę ciepła w mikrokanale. Zmiana wymiany ciepła w mikrokanale jest wykrywana przez RTD w formie fluktuacji rezystancji (Rysunek 3A...

Dyskusja

W niniejszej pracy przedstawiono różne techniki pomiaru termicznego w urządzeniach mikroprzepływowych i odpowiadające im procedury konfiguracji. Te metody pomiaru ciepła, takie jak monitorowanie przewodności cieplnej, czas przenikania ciepła, amplituda wahań termicznych prądu przemiennego oraz pomiar amplitudy wytwarzanego ciepła, są wykorzystywane do wykrywania określonych substancji i badania różnych reakcji i interakcji.

Termiczna stała czasowa odgrywa kluczową rolę we wspomnianych technik...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Polidimetylosiloksan (PDMS)	Dow	Corning Sylgard 184
PS - 90 μ m	Koraliki	100265
PS - 200 μ m	Krwinka	100271
Glicerol	SigmaAldrich	G5516
GOD	SigmaAldrich	G7141
Roztwór kontrolny glukozy - niski	kontur Bayera	Roztwór kontrolny glikemii o niskiej kontroli
- normalny	kontur Bayera	Normalny
roztwór kontrolny glikemii - wysoki	kontur Bayera	o wysokiej kontroli
	Whatman	3001-845
Szkło	VWR	48393-106
Folia akrylowa	Nitto Denko	5600
Szklana strzykawka (1 ml)	Hamilton	1001
Pompa strzykawkowa	Ploter nożowy New Era	NE-500
	Sylwetka	portret
Przedwzmacniacz prądowy	Stanford Research	SR-570
Ocilloskop	Agilent	DSO 2420A
Generator sygnału	HP	HP3324A
Lock-in Amplifire	Stanford Research	SRS-830
Źródło/miernik 2400	Keithley	2400
Źródło/miernik 2600	Keithley	2436A

Koraliki korpuskularne enzym Bibuła filtracyjna do chromatografii