Artykuł metodologiczny

Charakterystyka stanu metabolicznego u naczelnych innych niż ludzie za pomocą dożylnego testu tolerancji glukozy

DOI:

10.3791/52895

⸱

13 listopada 2016

 ,  ,  ,  , 
1Cardiovascular and Metabolism Group, Crown Bioscience

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego protokołu jest przedstawienie standardowej metody przeprowadzania dożylnych testów tolerancji glukozy (IVGTT) w celu oceny kontroli glikemii u naczelnych innych niż ludzie i oceny ich statusu metabolicznego od zdrowego do dysmetabolicznego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dożylny test tolerancji glukozy (IVGTT) odgrywa kluczową rolę w charakterystyce homeostazy glukozy. Biorąc pod uwagę profile biochemiczne surowicy, w tym poziom glukozy we krwi zarówno po posiłku, jak i na czczo, HbA1c, poziom insuliny, historię kliniczną diety, skład ciała i stan masy ciała, można dokonać oceny prawidłowej i nieprawidłowej kontroli glikemii. Interpretacja IVGTT odbywa się poprzez pomiar zmian poziomu glukozy i insuliny w czasie w odniesieniu do prowokacji dekstrozą. Kluczowymi elementami, które należy wziąć pod uwagę, są: szczytowe poziomy glukozy i insuliny osiągnięte w odniesieniu do T0 (koniec infuzji glukozy), szybkość klirensu glukozy K wynikająca z nachylenia szybkiego klirensu glukozy w ciągu pierwszych 20 minut (T1 do T20), czas powrotu do wartości wyjściowej glukozy oraz obszar pod krzywą (AUC). Te pomiary IVGTT pokażą charakterystyczne zmiany, gdy homeostaza glukozy przechodzi ze stanu zdrowego do choregostanu metabolicznego 5. W tym miejscu opiszemy charakterystykę naczelnych innych niż ludzie (makaki Rh i Cynomolgus), które są najistotniejszym zwierzęcym modelem cukrzycy typu II (T2D) u ludzi oraz IVGTT i profile kliniczne tych zwierząt od szczupłego, zdrowego do otyłego, dysmetabolicznego i T2D 8, 10, 11.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

IVGTT to wygodny test funkcjonalny, który jest rutynowo używany do określania funkcji komórek β u ludzi na różnych stanach metabolicznych 5, 7. W zwierzęcych modelach cukrzycy typu 2 jest dobrze rozpoznawany jako narzędzie do charakteryzowania zwierząt, które wykazują postęp choroby metabolicznej od zdrowego do dysmetabolicznego stanu hiperglikemii 8, 9. Najbliższy zwierzęcy model cukrzycy typu 2 wykazano u naczelnych innych niż ludzie (NHP), z których godnymi uwagi przykładami są makaki rezusy i cynomolgus. U tych zwierząt naturalnie rozwija się cukrzyca typu 2 z tymi samymi czynnikami ryzyka, takimi jak wiek i otyłość, które przyczyniają się do jej występowania, jak u ludzi 10. Co więcej, istnieje podobna progresja choroby i patologia trzustki, które wykazują złogi amyloidu w miarę postępu choroby dysmetabolicznej 11.

Tutaj opisujemy naszą standardową metodę przeprowadzania IVGTT u NHP jako część naszej charakterystyki stanu metabolicznego kolonii u tych zwierząt. Ta metoda jest łatwa do wykonania w porównaniu z innymi, bardziej czasochłonnymi i kosztownymi technikami 2. IVGTT jest przydatny do szybkiego i częstego charakteryzowania dużej kolonii zwierząt. Biorąc pod uwagę poziom hemoglobiny glikowanej (HbA1C), dietę zwierzęcia i historię spożycia pokarmu, a także ich procentową masę beztłuszczową i tkankę tłuszczową, IVGTT jest zwykle wystarczający do scharakteryzowania stanu metabolicznego zwierzęcia i progresji w kierunku jawnej cukrzycy 6, 8.

HbA1C reprezentuje średni poziom glikemii w ciągu życia czerwonej krwinki, dostarczając wiarygodnego pomiaru poziomu glukozy w ciągu ostatnich sześciu tygodni do trzech miesięcy. Wartość ta, mierzona na podstawie wyjściowej próbki krwi na czczo z IVGTT, zapewnia wgląd w kontrolę glikemii w miesiącach między zabiegami. Jeśli zwierzę przeszło od fazy dysmetabolicznej do cukrzycowej od czasu ostatniego IVGTT, wartość HbA1C znacznie wyższa niż poprzednia wartość wskazywałaby, że przejście rozpoczęło się wkrótce po ostatnim IVGTT, podczas gdy wartość HbA1C bliższa poprzedniej wartości wskazywałaby, że przeszło dopiero niedawno. Ogólnie rzecz biorąc, u makaków rezusów wartości HbA1C większe niż 6% są uważane za nieprawidłowe i wskazują na słabą kontrolę glikemii 10, 23.

Poziomy glikemii powinny być interpretowane w kontekście zachowania i ogólnego stanu zdrowia zwierzęcia jako całości. Makaki z cukrzycą - podobnie jak ludzie - wykazują hiperfagię, polidypsję i wielomocz. Grupowe trzymanie zwierząt stanowi poważne wyzwanie dla pomiaru tych wskaźników i indywidualnej opieki wymaganej w przypadku małp z dysmetabolicznym i cukrzycą. Zalecamy trzymanie zwierząt pojedynczo, aby zapewnić im bardziej spersonalizowaną opiekę i łatwiej monitorować behawioralne markery zdrowia małp 8. Dodatkowo makaki z cukrzycą będą wykazywać utratę masy ciała, a także podwyższony profil lipidowy (podwyższony poziom cholesterolu, hipertriglicerydemia) oraz zaburzony metabolizm minerałów w surowicy. Ważne jest, aby mierzyć markery czynności wątroby i nerek w chemii surowicy, ponieważ uszkodzenie tych narządów jest często powikłaniem postępującej choroby metabolicznej/cukrzycy i może być współczynnikiem determinantów zaburzeń równowagi glikemicznej, lipidowej i mineralnej 9, 11, 18, 24.

Podczas korzystania z tej metody, wartości historyczne generowane z wielu, częstych charakterystyk w ciągu życia małpy mają szczególną wartość. Jeśli inne procedury, takie jak zacisk glukozowy lub stopniowany wlew glukozy (GGI), są potrzebne do pełnej oceny stanu zdrowia zwierzęcia, zwykle jest to spowodowane wstępną charakterystyką, gdy jego historia jest niedostępna. Jednak po ustaleniu poziomu wyjściowego powtarzanie IVGTT z częstotliwością co trzy miesiące jest zwykle wystarczające do śledzenia postępów zwierzęcia. Jest to szczególnie ważne, gdy zwierzęta są włączane do wielu badań w ciągu roku kalendarzowego w oparciu o ich status metaboliczny. Podczas gdy ich zdrowie może pozostawać względnie stabilne przez lata, gdy stan metaboliczny zwierzęcia pogarsza się, dramatyczny wzrost insulinooporności i nietolerancji glukozy może nastąpić bardzo szybko. Wartości HbA1C pozwalają na pewną interpolację pogorszenia lub poprawy stanu zdrowia zwierzęcia między zabiegami zaplanowanymi w odstępie trzech miesięcy. Z tego powodu metoda ta idealnie nadaje się do charakteryzowania zwierząt wykorzystywanych w wielu badaniach podłużnych w trakcie ich naturalnego życia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytut Badawczy Davida H. Murdocka IACUC zlokalizowany na Kampusie Badawczym Karoliny Północnej (NCRC), zgodnie z protokołem 14-017, Charakterystyka modelu cukrzycy i stanu przedcukrzycowego/insulinooporności oraz skuteczność terapii poprawiających wrażliwość na insulinę i funkcje metaboliczne.

1. Selekcja zwierząt i przygotowanie do badań

  1. Wybierz zwierzęta o stabilnej diecie i wadze na podstawie miesięcznego spożycia pokarmu i zapisów masy ciała.
    UWAGA: Zwierzęta, które wykazały niedawny spadek apetytu, nie powinny być charakteryzowane, dopóki ich spożycie pokarmu nie ustabilizuje się.
    1. W przypadku zwierząt dojrzałych (> 5 - 6 lat) nie wybieraj zwierząt, których masa ciała między kolejnymi miesiącami różni się o więcej niż 10%, bez uprzedniego zbadania małpy i wykluczenia przyczyn innych niż zmiana statusu metabolicznego dla dramatycznej zmiany masy ciała.
  2. W przypadku analitów glukozy, insuliny i peptydu c należy przygotować probówki do pobierania próbek K2EDTA z inhibitorem proteazy (aprotyniną i DPP4I).
    UWAGA: Koktajl DPP4I + Aprotynina zapewnia szerokie spektrum hamowania proteazy, jeśli jest to wymagane dla dodatkowych analitów (glukagon, GLP-1). W przypadku, gdy dodatkowe anality nie zostaną pobrane, probówki z krwią należy przygotować w ten sam sposób, aby zachować spójność w pobieraniu próbek. Próbki do badań, które nie zostały zwalidowane dla tej metody, należy pobierać oddzielnie, zgodnie z zaleceniami producenta.
    1. Przygotuj koktajl inhibitorów proteazy, mieszając 100 mg liofilizowanej aprotyniny z 10 ml DPP4I. Dodać 10 μl mieszaniny Aprotynina + DPP4I do każdej probówki z krwią na każdy mililitr pobranej krwi.
    2. Dodaj dodatkowe 10 μl koktajlu inhibitorów proteazy do każdej probówki w celu ewentualnego nadmiaru kolekcji. Probówki z krwią poddaną działaniu substancji należy przechowywać w temperaturze -20 °C do czasu użycia. Podczas zabiegu probówki należy przechowywać na mokrym lodzie i wirować w temperaturze 4 °C.
    3. Użyj probówki separatora surowicy, aby pobrać próbkę krwi na początku badania do standardowej analizy biochemicznej surowicy. Do pełnej morfologii krwi (CBC) należy użyć standardowego K2EDTA bez inhibitorów proteazy. Za pomocą kriowialiów należy podzielić osocze i surowicę po odwirowaniu próbek krwi.
    4. Oznacz probówki z krwią i kriowiale odpowiednio danymi identyfikacyjnymi zwierzęcia, datą, procedurą, punktem czasowym i objętością próbki. Oznaczyć kriowiale analitem (analitami) w osoczu w celu przeprowadzenia odpowiednich testów.
  3. Przygotować płukanie solą fizjologiczną z heparyną, wstrzykując 0,15 ml 1000 jednostek USP na ml heparyny do worka o pojemności 250 ml soli fizjologicznej. Otrzymać roztwór 0,06 mg heparyny/ml. Pobrać 40 - 60 ml tego roztworu do śluzy soli fizjologicznej w celu przepłukania między próbkami. Pobrać dodatkowe 1 ml i 5 ml do oddzielnych strzykawek w celu przepłukania portu infuzji dekstrozy odpowiednio przed i po infuzji.

2. Uspokojenie i przygotowanie zwierząt

  1. Usunąć pokarm z klatki zwierzęcia nie mniej niż 14 godzin przed zabiegiem i nie później niż 18 godzin.
    UWAGA: Ważne jest, aby zwierzęta były na czczo przed zabiegiem, aby uniknąć jakichkolwiek poposiłkowych zmian wartości glikemii. Jest to również środek ostrożności, aby uniknąć niedomykalności i aspiracji treści żołądkowej podczas znieczulenia.
  2. Na czas zabiegu IVGTT należy uspokoić zwierzęta ketaminą podawaną domięśniowo w znieczuleniu ogólnym w dawce 10 mg/kg. Dodatkową ketaminę (5 - 10 mg/kg) należy podawać w odstępach 20 - 30 minut lub w razie potrzeby w trakcie zabiegu.
    1. Zważ zwierzę poddane sedacji. Umieść zwierzę w pozycji bocznej leżącej na podgrzewanym stole zabiegowym.
    2. Monitoruj parametry kliniczne co 15 do 20 minut, aby upewnić się, że zwierzę znajduje się w stabilnej płaszczyźnie znieczulenia. Zmierz tętno (100 - 200 uderzeń na minutę) i SPO2 (> 92%) za pomocą pulsoksymetru. Zmierz częstość oddechów (20 - 50 oddechów/min) za pomocą stopera, licząc oddechy wizualnie lub ręcznie w ciągu piętnastu sekund i mnożąc przez cztery. Zmierz temperaturę (> 97 °F) doodbytniczo. Monitoruj kolor błony śluzowej wokół dziąseł i warg (wilgotny, różowy).
  3. Przygotuj dwa miejsca na kaniulę. Użyj maszynki do strzyżenia włosów, aby przyciąć włosy z obszaru zainteresowania, w którym zostanie wprowadzony cewnik, i wysterylizuj cały obszar naprzemiennymi peelingami z chlorheksydyny i 70% alkoholu.
    1. Umieścić jeden cewnik w okolicy lewej lub prawej żyły głowowej lub odpiszczelowej i podłączyć go do płukania soli fizjologicznej heparyny (0,06 mg heparyny/ml) za pomocą trójdrożnego kranu odcinającego. To jest miejsce pobierania próbek.
    2. Umieść drugi cewnik w innej nodze lub ramieniu w okolicy żył głowowych lub odpiszczelowych i podłącz port. Użyj tej strony do naparu z dekstrozy. Użyj małego, 1 ml płukania heparynizowaną solą fizjologiczną, aby zachować patent na kaniulę przed infuzją dekstrozy.

3. Procedura IVGTT

UWAGA: Procedura IVGTT składa się z 8 punktów czasowych pobierania próbek krwi (Tabela 1).

  1. Pobrać próbkę wyjściową i użyć ręcznego glukometru, aby zmierzyć poziom glukozy we krwi na czczo. Należy pobrać próbkę surowicy do standardowej analizy biochemicznej, a także próbkę krwi pełnej do morfologii krwi w celu oceny ogólnego stanu zdrowia zwierzęcia. Pobrać próbki osocza w celu oznaczenia poziomu glukozy i insuliny z próbki wyjściowej za pomocą zestawu zatwierdzonego do stosowania z makakami zgodnie z instrukcjami producenta 8, 9.
    UWAGA: Ważne jest, aby przed pobraniem jakiejkolwiek próbki do pobrania krwi pobrać 0,5 ml z kaniuli w celu usunięcia resztek krwi lub heparyny z martwej przestrzeni kaniuli.
  2. Po uzyskaniu próbki podstawowej należy podać dawkę 50% dekstrozy (250 mg/kg) w ciągu 30 sekund do portu infuzji dekstrozy.
    UWAGA: Można stosować modele z wyższymi dawkami (500 mg/kg), chociaż dawka powinna być ustalona dla wszystkich procedur w celu dokonania porównań podłużnych.
    1. Przepłukać port infuzyjny 5 ml heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej, aby upewnić się, że w porcie nie pozostała dekstroza. Końcem infuzji jest T0. Poproś technika o wymianę rękawiczek, ponieważ resztki dekstrozy z infuzji mogą zanieczyścić kolejne próbki krwi.
  3. Pierwszy punkt czasowy próbki po infuzji to T3 min, od zakończenia infuzji dekstrozy, następnie T5 min, T7 min, T10 min, T15 min, T20 min, a ostatni punkt czasowy próbki to T30 min. Pobrać osocze z każdego punktu czasowego, aby oznaczyć poziomy glukozy i insuliny z próbką wyjściową (patrz krok 3.1).
    1. W punkcie czasowym T3 min użyj ręcznego glukometru, aby ponownie sprawdzić poziom glukozy we krwi.
      UWAGA: Odczyty glukometru na początku badania i T3 służą jedynie do potwierdzenia infuzji dekstrozy. Poziom glukozy we krwi w punkcie czasowym T3 min powinien być o ~ 100 mg/dl wyższy w porównaniu z wyjściowym poziomem glukozy w osoczu na czczo.

4. Odzyskiwanie zwierząt i przetwarzanie próbek

  1. Wyjmij kaniule i uciskaj miejsca cewnikowania w celu hemostazy po upływie 30 min punktu czasowego. Monitoruj zwierzę, dopóki nie odzyska przytomności i nie zacznie siadać. Podawaj karmę, gdy zwierzę w pełni wyzdrowieje.
  2. Natychmiast umieścić każdą próbkę krwi pełnej w probówkach K2EDTA na lodzie. Odwirować z prędkością 3 000 obr./min w temperaturze 4 °C w ciągu 10 minut od pobrania. Próbki osocza podsycić do kriowialiów, zamrozić i przechowywać w temperaturze -80 °C do czasu analizy.
    1. Pozostawić krew w probówce surowicy do standardowej analizy biochemicznej surowicy w temperaturze pokojowej nie krócej niż 20 minut i nie dłużej niż 30 minut przed odwirowaniem z prędkością 3000 obr./min w temperaturze pokojowej. Próbki surowicy należy zamrozić do czasu oznaczenia w ciągu 48 godzin od pobrania><. UWAGA: Próbki krwi pełnej pobrane do analizy morfologii krwi należy przechowywać w lodówce do momentu oznaczenia w ciągu 24 godzin od pobrania.

5. Przetwarzanie danych

  1. Po ustaleniu krzywych insuliny i stężenia glukozy w osoczu należy określić szybkość klirensu glukozy K od nachylenia logarytmu naturalnego wartości stężenia glukozy powyżej linii podstawowej 16, 17,
    UWAGA: Można oczekiwać, że zdrowy NHP będzie miał wskaźnik klirensu glukozy K znacznie powyżej 1, często większy niż 2 lub więcej, ponieważ zdrowe zwierzę często powraca do wyjściowych wartości glukozy w ciągu 30 minut. Wraz ze spadkiem produkcji insuliny wskaźnik klirensu glukozy K spadnie bardziej dramatycznie, spadając poniżej 1.
  2. Obliczyć AUC jako całość, jako sumę całkowitych powierzchni trapezów reprezentujących obszar pod krzywą każdego odcinka linii między punktami czasowymi, do T30 16, 17.
    UWAGA: Tradycyjnie, AUC z pierwszych dziesięciu minut procedury jest uważane za ostrą odpowiedź insulinową na glukozę (AIR), podczas gdy AUC z ostatnich 20 minut procedury jest uważane za późną odpowiedź insulinową (LIR). W miarę jak zwierzę staje się bardziej dysmetaboliczne, AUC insuliny wzrasta, odzwierciedlając kompensację rosnącej niewrażliwości na insulinę. Jednak w miarę jak zwierzę przechodzi w jawną cukrzycę, AUC zmniejsza się, często początkowo w ostrej fazie insuliny, wychwyconej przez AIR.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wyniki przedstawione na Ryc. 1 obrazują typowe krzywe poziomu glukozy i insuliny u dojrzałych, zdrowych oraz chorych na cukrzycę makaków cynomolgus w trakcie 30-minutowego IVGTT. Dane od małp zdrowych i z zaawansowaną cukrzycą zostały zestawione, aby ukazać wyraźne różnice między zwierzętami z obu ekstremalnych końców zakresu charakterystyki metabolicznej. Ten protokół IVGTT był z sukcesem stosowany przez autorów u makaków rezus, dając podobne wyniki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

IVGTT ocenia zdolność uwalniania insuliny stymulowanej glukozą przez pojedynczy wlew dekstrozy na podstawie masy ciała 5, 12, 13. Na podstawie testu uzyskuje się poziom glukozy we krwi na czczo i poziom insuliny, co pozwala na ocenę zdolności zwierzęcia do uwalniania insuliny i powrotu podwyższonego poziomu glukozy do wartości wyjściowej. Dostarcza to użytkownikowi informacji pozwalających scharakteryzować zwierzę jako zdrowe zwierzę z prawidłowym poziomem glukozy i insuliny, zwierzę dysmetaboliczne z hiperins...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy są powiązani z organizacją prowadzącą badania na zlecenie (Crown Bioscience) działającą w dziedzinie chorób metabolicznych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować za silne wsparcie ze strony personelu opieki nad zwierzętami DHMRI CLAS, Kierownika Obiektu, Pana Daniela Peralty i lekarza weterynarii, Dr. Glicerio Ignacio, DVM MRCVS.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Allegra X-15R: 4 ° C przy 3,000 obr./min przez 10 min
Sorvall ST16R: 22 ° C przy 3,000 obr./min przez 10 min
Thermo Scientific -86 ° C Zamrażarka, seria Forma 88000Model: 88500A Dekstroza
I.V. D50
2 x 2Midwest Veterinary Suppy366.23000.4Używane suche, z 70% alkoholem i 2% roztworem chloroheksu 4
ml probówki do separatora surowicy Midwest Veterinary Supply366.45000.4probówka do pobierania krwi do panelu superchemicznego
K2EDTA, 2 mlVWR95057-239probówki do pobierania krwi
Aprotynina, 100 mgSigmaA1153-100MGprobówka do pobierania krwi dodatek proteazy
22 G x 1" CewnikiMidwest Veterinary Suppy193.75250.2Cewnik dożylny 
Korek iniekcyjny z nasadkąMidwest Veterinary Suppy001.11500.2%50 port infuzyjny dekstrozy
Taśma Porus, 1/2" x 10 jardówMidwest Veterinary Suppy001.85000.2utrzymuje przyleganie cewników i hep. Zamki
Roztwór chlorheksydyny 2%Midwest Veterinary Suppy193.08855.3przygotowania cewnika
70% etanoluVWR71001-654miejsce przygotowania cewnika
opaska uciskowaWebster07-8003432
3-drogowy kranMidwest Veterinary Supply366.28510.4hep. lock
37" zestaw przedłużającyWebster07-8454200hep. lock
Exel 50-60cc LL StrzykawkiMidwest Veterinary Suppy001.12250.2Heparynizowana sól fizjologiczna do spłukiwania
250 ml worek 0,9% soli fizjologicznejWebster07-8365593płukanie
1,000 U Heparyna, 10 mlWebster07-883-4916
Ketamina (Ketaset) 100  mg / mlFort Dodge(zamówione AV)
Paski testowe do pomiaru glukozy Precision Xtra 50 / bxAbbott (amerykańska hurtownia diabetologiczna)9381599728K7test baseline/T3 poziom glukozy we krwi
Masimo Rad 57DRE6052057Vpulsoksymetr
Pavia termometr doodbytniczyPatterson07-8391335
Precyzyjny glukometr XtraAbbott9381599728K7Glukometr ręczny
Osocze wirówki Surowica wirówkowa 50% (D50)Webster 07-8008986 Dożylny infuzat glukozy 3 ml Strzykawka Luer Lock Midwest Veterinary Suppy seryjne pobieranie krwi 5 ml Strzykawka Luer Lock Midwest Veterinary Suppy heparynizowany roztwór soli fizjologicznej 10 ml Strzykawka Luer Lock Midwest Veterinary Suppy dostawa gąbek z gazy miejsce

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bergman, R., Phillips, L., Cobelli, C. Physiologic evaluation of factors controlling glucose tolerance in man. J. Clin. Invest. 68, 1456-1457 (1981).
  2. Bergman, R., Prager, R., Volund, A., Olefsky, J. M. Equivalence of the insulin sensitivity index in man derived by the minimal model and the euglycemic glucose clamp. J. Clin. Invest. 79, 790-800 (1987).
  3. Hovorka, R., et al. Partitioning glucose distribution/transport, disposal, and endogenous production during IVGTT. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 282, E992-E1007 (2002).
  4. Salinari, S., Guidone, C., Bertuzzi, A., Manco, M., Asnaghi, S., Mingrone, G. First-phase insulin secretion restoration and differential response to glucose load depending on the route of administration in type 2 diabetic subjects after beriatric surgery. Diabetes Care. 32 (3), 375-380 (2009).
  5. Clinical Diabetes Research: Methods and Techniques. Roden, M. , John Wiley & Sons. (2007).
  6. Cobelli, C., Pacini, G. Insulin secretion and hepatic extraction in humans by minimal modeling of c-peptide and insulin kinetics. Diabetes. 37, 223-231 (1988).
  7. Lorenzo, C., et al. Disposition index, glucose effectiveness, and conversion to type 2 diabetes: the insulin resistance atherosclerosis study. Diabetes Care. 33, 2098-2103 (2010).
  8. Hansen, B. C. Investigation and treatment of type 2 diabetes in nonhuman primates. Methods Mol Biol. 933, 177-185 (2012).
  9. Hansen, B. C., Bodkin, N. L. Standardization of IVGTT. Importance of method used to calculate glucose disappearance. Diabetes Care. 16 (5), 847(1993).
  10. Hardwood, J. H., Listrani, P., Wagner, J. D. Nonhuman primates and other animal models in diabetes research. J Diabetes Sci Tech. 3, 503-514 (2012).
  11. De Koning, E. J., Bodkin, N. L., Hansen, B. C., Clark, A. Diabetes mellitus in Macaca mulatta monkeys is characterized by islet amyloidosis and reduction in beta-cell population. Diabetologia. 36, 378-384 (1993).
  12. Letiexhe, M. R., Scheen, A. J., Gerard, P. L., Desaive, C., Lefebvre, P. J. Insulin secretion, clearance and action before and after gastroplasty in severely obese subjects. Int J Obes Relat Metab Disord. 18, 295-300 (1994).
  13. Letiexhe, M. R., Scheen, A. J., Gerard, P. L., Desaive, C., Lefebvre, P. J. Postgastroplasty recovery of ideal body weight normalizes glucose and insulin metabolism in obese women. J Clin Endocrinol Metab. 80, 364-369 (1995).
  14. Kim, S. H., Abbasi, F., Chu, J. W., McLaughlin, T. L., Lamendola, C., Polonsky, K. S., Reaven, G. M. Rosiglitazone reduces glucose-stimulated insulin secretion rate and increases insulin clearance in nondiabetic, insulin-resistant individuals. Diabetes. 54, 2447-2452 (2005).
  15. Toffolo, G., Breda, E., Cavaghan, M. K., Ehrmann, D. A., Polonsky, K. S., Cobelli, C. Quantitative indexes of beta-cell function during graded up and down glucose infusion from C-peptide minimal models. Am J Physiol Endocrinol Metab. 280, E2-E10 (2001).
  16. Wang, X., et al. Quantification of beta-cell insulin secretory function using a graded glucose-infusion with C-peptide deconvolution in dysmetabolic, and diabetic cynomolgus monkeys. Diabetology and Metabolic Syn. 5, 40(2013).
  17. Xiao, Y. F., Wang, B., Wang, X., Du, F., Benzinou, M., Wang, Y. X. Xylazine-induced reduction of tissue sensitivity to insulin leads to acute hyperglycemia in diabetic and normoglycemic monkeys. Anesthesiology. 13 (33), (2013).
  18. Porte, D., Kahn, S. β-cell dysfunction and failure in type 2 diabetes potential mechanisms. Diabetes. 50, Suppl 1. S160-S163 (2001).
  19. DeFronzo, R. A., Tobin, J. D., Andres, R. Glucose clamp technique: a method for quantifying insulin secretion and resistance. American Journal of Physiology. 237 (3), G214-G223 (1979).
  20. Ferrannini, E., Gastaldelli, A., Miyazaki, Y., Matsuda, M., Mari, A., DeFronzo, R. A. β-cell function in subjects spanning the range from normal glucose tolerance to overt diabetes: a new analysis. J Clin Endocrinol Metab. 90 (1), 493-500 (2005).
  21. Vaughan, K. L., Szarowicz, M. D., Herbert, R. L., Mattison, J. A. Comparison of anesthesia protocols for intravenous glucose tolerance testing in rhesus monkeys. J Med Primatol. 43, 162-168 (2014).
  22. Kemnitz, J. W., Kraemer, G. W. Assessment of glucoregulation in rhesus monkeys sedated with ketamine. American Journal of Primatology. 3, 201-210 (1982).
  23. Dutton, C. J., Parvin, C. A., Gronowski, A. M. Measurement of glycated hemoglobin percentages for use in the diagnosis and monitoring of diabetes mellitus in nonhuman primates. Am J Vet Res. 64, 562-568 (2003).
  24. Rai, V., Iyer, U., Mani, I., Mani, U. V. Serum biochemical changes in insulin dependent and non-insulin dependent diabetes mellitus and their role in the development of secondary complications. Int J Diab Dev Countries. 17, 33-37 (1997).
  25. Shirasaki, Y., Yoshioka, N., Kanazawa, K., Maekawa, T., Horikawa, T., Hayashi, T. Effect of physical restraint on glucose tolerance in cynomolgus monkeys. J Med Primatol. 42, 165-168 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Homeostaza glukozyChoroba metabolicznaGlikemiaPoziomy insulinyPole pod krzywTempo klirensu glukozyS l fizjologiczna z heparyny a odpiszczelowa

Powiązane artykuły