Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie skalowalnych, metalicznych nanokompozytów o wysokim współczynniku kształtu w biologicznym ciekłym ośrodku

8.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52901

⸱

8 lipca 2015

 ,  ,  ,  , 
1Biophysics Department, Centenary College of Louisiana, 2Department of Chemistry, Louisiana Tech University, 3Department of Integrative Physiology, University of North Texas Health Sciences Center, 4Biomedical Engineering, Louisiana Tech University, 5Institute for Micromanufacturing, Louisiana Tech University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół syntezy nowatorskich biokompozytów o wysokim współczynniku proporcji w warunkach biologicznych i w płynnych podłożach. Biokompozyty skalują się odpowiednio od nanometrów do mikrometrów pod względem średnicy i długości. Nanocząstki miedzi (CNP) i siarczan miedzi w połączeniu z cystyną są kluczowymi składnikami syntezy.

Streszczenie

Celem tego protokołu jest opisanie syntezy dwóch nowych biokompozytów o strukturach o wysokim współczynniku proporcji. Biokompozyty składają się z miedzi i cystyny, przy czym nanocząstki miedzi (CNP) lub siarczan miedzi stanowią składnik metaliczny. Syntezę przeprowadza się w cieczy w warunkach biologicznych (37 °C), a samoorganizujące się kompozyty tworzą się po 24 godzinach. Po uformowaniu kompozyty te są wysoce stabilne zarówno w środowisku płynnym, jak i w postaci wysuszonej. Kompozyty mają długość od nano do mikro oraz od kilku mikronów do 25 nm średnicy. Skaningowa mikroskopia elektronowa z emisją polową ze spektroskopią rentgenowską z dyspersją energii (EDX) wykazała, że siarka była obecna w strukturach liniowych pochodzących z NP, podczas gdy nie było jej w wyjściowym materiale CNP, potwierdzając tym samym cystynę jako źródło siarki w końcowych nanokompozytach. Podczas syntezy tych liniowych nano- i mikrokompozytów w naczyniu syntezy powstaje zróżnicowany zakres długości struktur. Wykazano, że sonikacja ciekłej mieszaniny po syntezie pomaga w kontrolowaniu średniej wielkości struktur poprzez zmniejszanie średniej długości wraz ze wzrostem czasu sonikacji. Ponieważ uformowane struktury są bardzo stabilne, nie aglomerują się i są formowane w fazie ciekłej, wirowanie może być również stosowane w celu pomocy w zagęszczaniu i segregacji powstałych kompozytów.

Wprowadzenie

Miedź jest wysoce reaktywnym metalem, który w świecie biologicznym jest niezbędny do niektórych funkcji enzymów 1,2, ale w wyższych stężeniach jest silnie toksyczny, w tym w postaci nanocząstek 3,4. Obawy dotyczące toksyczności miedzi stały się bardziej istotne w miarę wykorzystywania CNP i innych nanomateriałów na bazie miedzi, ze względu na zwiększoną powierzchnię/masę nanostruktur. Tak więc nawet niewielka masa miedzi w postaci nanocząstek może powodować miejscową toksyczność ze względu na jej zdolność do przenikania do komórki i rozkładu na formy reaktywne. Niektóre gatunki biologiczne mogą kompleksować się z jonami metali i chelatować je, a nawet włączać je do struktur biologicznych, jak opisano w małżach morskich 5. Badając potencjalne skutki toksyczne nanomateriałów4, odkryto, że z biegiem czasu i w warunkach biologicznych stosowanych do typowej hodowli komórek (37 °C i 5% CO2 ) można tworzyć stabilne biokompozyty miedzi o strukturze liniowej o wysokim współczynniku kształtu.

Poprzez proces eliminacji, początkowe odkrycie tych liniowych biokompozytów, które miały miejsce w kompletnych pożywkach do hodowli komórkowych, zostało uproszczone do zdefiniowanego protokołu niezbędnych elementów potrzebnych do samoorganizacji biokompozytów. Odkryto, że samoorganizacja dwóch rodzajów wysoce liniowych biokompozytów jest możliwa dzięki dwóm wyjściowym składnikom metalowym: 1) CNP i 2) siarczanowi miedzi, przy czym wspólnym składnikiem biologicznym jest cystyna. Chociaż wcześniej opisywano bardziej złożone, tak zwane struktury miedzi typu "jeżowiec" i "nanokwiat" o cechach w skali nano i mikro, były one wytwarzane w warunkach niebiologicznych, takich jak temperatury 100 °C lub wyższe 6-8. O ile nam wiadomo, synteza pojedynczych, liniowych nanostruktur zawierających miedź, które są skalowalne w fazie ciekłej w warunkach biologicznych, nie była wcześniej opisana.

Jeden z materiałów wyjściowych wykorzystywanych do syntezy nanokompozytów, a mianowicie CNP, był wcześniej opisywany jako bardzo toksyczny dla komórek 4. Niedawno doniesiono, że po utworzeniu nanokompozytów struktury te są mniej toksyczne w przeliczeniu na masę niż wyjściowe NP 9. Tak więc opisana tutaj synteza może pochodzić z reakcji biologicznej i biochemicznej, która ma zastosowanie w stabilizacji reaktywnych form miedzi, zarówno w sensie przekształcania formy NP w większe struktury, jak i w wytwarzaniu kompozytów mniej toksycznych dla komórek.

W przeciwieństwie do wielu innych form nanomateriałów, o których wiadomo, że agregują się lub zbrylają po interakcji z biologicznymi płynnymi mediami 10,11, po uformowaniu, wysoce liniowe kompozyty opisane tutaj unikają agregacji, prawdopodobnie z powodu redystrybucji ładunku, która została wcześniej opisana 9. Jak szczegółowo opisano w obecnej pracy, to unikanie agregacji jest wygodne dla celów pracy z raz utworzonymi strukturami z co najmniej 3 powodów: 1) raz uformowane struktury kompozytowe mogą być zagęszczone za pomocą wirowania, a następnie łatwo ponownie zdyspergowane za pomocą mieszania wirowego; 2) uformowane struktury mogą być zmniejszone w średniej wielkości przez sonikację przez różne okresy czasu; oraz 3) uformowane struktury liniowe mogą stanowić dodatkowe narzędzie do unikania opisanego niedawno "efektu pierścienia kawy" 12, a tym samym stanowić domieszkanie do tworzenia bardziej równomiernie rozłożonych powłok materiałów, zwłaszcza tych zawierających cząstki sferyczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Planowanie eksperymentów

  1. Określ objętość nanokompozytów miedzi potrzebnych do syntezy. Na tej podstawie należy wybrać kilka kolb o małej objętości (25 cm2) lub większe kolby, jak wskazano poniżej, podczas przygotowywania materiałów.
  2. Do tej syntezy należy użyć inkubatora o temperaturze 37 °C z 5% CO2 i wilgotnością co najmniej 40%. Upewnij się, że taki inkubator jest dostępny i że nie będzie on wielokrotnie zakłócany w okresie syntezy (około 24 godzin).
    UWAGA: Wielokrotne otwieranie i zamykanie inkubatora z pewnością spowoduje wahania temperatury, co może skutkować zmienioną syntezą struktur nanokompozytowych.

2. Przygotowanie materiałów

  1. Przygotuj wszystkie materiały na świeżo przed rozpoczęciem eksperymentu, dodając materiały stałe do rozpuszczalników tuż przed rozpoczęciem syntezy. Przechowywanie roztworów podstawowych cystyny i miedzi w płynie przez długi czas przed eksperymentem nie jest zalecane i może prowadzić do zmiennych wyników. Po otwarciu od sprzedawcy utrzymuj materiały wyjściowe w suchości, owijając górną część pojemnika Parafilm.
    Uwaga: Poniższy protokół służy jako przykład reakcji w kolbie do hodowli komórkowej o średnicy 25cm2 przy użyciu 7 μl cystyny, 6,643 μl sterylnej wody i 350 μl CNP.
  2. Przygotować roztwór nanocząstek miedzi o stężeniu 2 mg/ml, odważając co najmniej 2 mg CNP. Podczas tego etapu należy nosić jednorazowe rękawiczki, aby zapobiec możliwemu kontaktowi CNP ze skórą. Umieść nanocząstki w pustej sterylnej szklanej fiolce o pojemności 16 ml.
    1. Do fiolki zawierającej CNP dodać sterylną wodę dejonizowaną w odpowiedniej objętości, aby uzyskać roztwór o stężeniu 2 mg/ml i wirować roztwór przez 20 sekund, aby zapewnić dyspersję nanocząstek przed rozpoczęciem syntezy (zalecana jest co najmniej 1 ml całkowitej objętości). Nie napełniać fiolki wodą więcej niż do połowy, ponieważ zahamuje to mieszanie przez wirowanie. CNP szybko osiądną na dnie fiolki i będą miały ciemny kolor (od szarego do czarnego).
    2. Sonikować roztwór CNP przez 17 minut w temperaturze pokojowej, aby zapewnić maksymalną dyspersję CNP przed rozpoczęciem syntezy. Okresowo sprawdzaj, czy CNP mieszają się z powodu sonikacji. Po udanej sonikacji, CNP pozostają zawieszone w roztworze przez co najmniej 30 minut, a roztwór będzie miał ciemny kolor.
  3. Odważyć cystynę o masie wystarczającej do sporządzenia roztworu o stężeniu 72,9 mg/ml do syntezy. Ponieważ cystyna nie jest bezpośrednio rozpuszczalna w wodzie, należy umieścić zważoną cystynę w antystatycznym naczyniu wagowym.
    1. Do naczynia wagowego zawierającego cystynę dodać wystarczającą ilość sterylnego 1 M NaOH, aby cystyna całkowicie się rozpuściła. Na przykład całkowicie rozpuść 7,29 mg cystyny w 100 μl 1 M NaOH, aby uzyskać roztwór o stężeniu 72,9 mg/ml.
    2. Aby utrzymać sterylne warunki, wykonaj ten krok w sterylnym kapturze do hodowli tkankowych.
      UWAGA: NaOH o stężeniu 1 M jest, dlatego na tym etapie należy nosić jednorazowe rękawiczki, aby zapobiec kontaktowi skoncentrowanego NaOH ze skórą
  4. Pracując w sterylnym kapturze do hodowli tkankowej, należy najpierw dodać 7 μl cystyny z 6,643 μl sterylnej wody do sterylnej kolby do syntezy i pozostawić na 30 minut w inkubatorze w temperaturze 37 °C z odpowietrzoną (luźną) nasadką kolby w celu zapewnienia skutecznego mieszania. Ponownie zawiesić roztwór CNP o stężeniu 2 mg/ml przez wirowanie przez 30 sekund, ponieważ CNP osiądą po etapie sonikacji.
    1. Dodać wystarczającą ilość roztworu CNP do kolby syntezowej (przy użyciu techniki sterylnej), aby utrzymać następujące proporcje składników: połączyć 1 część cystyny, 50 części CNP i 949 części sterylnej wody w kolbie do hodowli komórkowych o średnicy 25 cm, aby rozpocząć syntezę. Na przykład, aby uzyskać objętość syntezy 7 ml, połącz 7 μl roztworu podstawowego cystyny, 350 μl CNP i 6,643 μl sterylnej wody. Załóż nakrętkę na kolbę i dokręć tak, aby była bezpieczna.
    2. Po połączeniu wszystkich składników do syntezy, delikatnie wymieszać w kolbie, mieszając 4-5 razy. Umieścić kolbę w inkubatorze CO2 i odpowietrzyć kolbę, poluzowując nasadkę, tak aby podczas syntezy nastąpiła wymiana gazowa do i z kolby.
  5. Pozostawić syntezę w inkubatorze na około 24 godziny. Podczas syntezy można zaobserwować, za pomocą mikroskopii i oka, tworzenie się wysoce liniowych kompozytów.
    Uwaga: Proces powstawania struktur może nastąpić nagle w tym sensie, że struktury są początkowo trudne do wykrycia, a następnie pojawianie się szybko postępuje do rosnącej gęstości. Formacja może zatem nastąpić przed 24 godziną. Proces ten można również zaobserwować gołym okiem, gdy struktury stają się większe, a ich gęstość wzrasta. Podczas gdy powstawanie struktur można obserwować w czasie pod mikroskopem i wzrokowo w późniejszych punktach czasowych, ciągłe przerywanie warunków syntezy i temperatury doprowadzi do słabych wyników syntezy.
  6. Zakończyć syntezę biokompozytów poprzez szczelne zamknięcie kolby syntezatoryjnej i umieszczenie naczynia w lodówce (4 °C). Raz wygenerowane struktury pozostają stabilne w tej formie przez co najmniej rok. Oznaczyć kolbę warunkami syntezy, w tym użytymi składnikami, datą syntezy i czasem inkubacji syntezy przed zakończeniem.

3. Synteza z użyciem siarczanu miedzi

  1. Przeprowadź syntezę samoorganizacji, zastępując CNP solą siarczanu miedzi. Stosując sterylną technikę, rozpuścić co najmniej 2 mg siarczanu miedzi w wystarczającej objętości sterylnej wody dejonizowanej, aby uzyskać roztwór o stężeniu 2 mg/ml. Kryształy siarczanu miedzi łatwo przechodzą do roztworu o tym stężeniu, ale w razie potrzeby należy zawirować fiolkę i sprawdzić na oko, aby upewnić się, że wszystkie kryształy są rozpuszczone.
  2. Po przygotowaniu siarczanu miedzi przeprowadzić syntezę zgodnie z wcześniejszym opisem, ale zastępując CNP siarczanem miedzi.
    Uwaga: Stwierdzono, że samoorganizujące się nanokompozyty wykorzystujące siarczan miedzi jako materiał wyjściowy są znacznie bardziej spójne pod względem ostatecznego kształtu niż w przypadku struktur syntetyzowanych z CNP.
  3. Zakończyć syntezę biokompozytów siarczanu miedzi jak w przypadku kompozytów CNP (etap 2.6) i przechowywać je przez długi czas w temperaturze 4 °C.

4. Charakterystyka i postępowanie z biokompozytami po syntezie

  1. Scharakteryzować biokompozyty pochodzące z CNP i siarczanu miedzi za pomocą mikroskopii światła białego9 i mikroskopii elektronowej9.
    1. Do charakterystyki i kontroli biokompozytów po syntezie za pomocą mikroskopii światła białego należy użyć mikroskopu odwróconego, ponieważ kompozyty osiądą na dolnej powierzchni kolby w ciągu kilku minut od ułożenia kolby płasko, a następnie można je ustawić w ostrości. Użyj ustawienia jasnego pola w mikroskopie, aby zmaksymalizować kontrast między biokompozytami a ciekłym medium. Kompozyty pochodzące z CNP i siarczanu miedzi będą miały kolor przezroczysty lub nieprzezroczysty, ale nieprzereagowane agregaty CNP będą miały bardzo ciemny kolor.
      1. Użyj kamery cyfrowej podłączonej do mikroskopu, aby uchwycić obrazy kompozytów. Obserwowany będzie zakres długości poszczególnych konstrukcji.
    2. W celu scharakteryzowania i kontroli biokompozytów po syntezie i po przechowywaniu w temperaturze 4 °C, należy pozostawić kolby do stanu pokojowego na co najmniej 15 minut, ponieważ kolby będą początkowo tworzyć kondensację po wyjęciu z lodówki, co zaciemni skuteczne ogniskowanie podczas wykonywania obrazowania mikroskopowego. Po umożliwieniu zrównoważenia do RT, wytrzyj górną i dolną powierzchnię kolby czystym ręcznikiem papierowym, aby zmaksymalizować jakość obrazowania mikroskopowego.
    3. Podczas pracy z kompozytami, które były przechowywane przez długi czas, należy obracać kolbę przez 30 sekund, aby oddzielić grudki kompozytów, które tworzą się w lodówce. Po wirowaniu sprawdź struktury za pomocą odwróconego mikroskopu, aby upewnić się, że agregaty uległy dysocjacji i w razie potrzeby powtórz wirowanie.
    4. Użyj mikroskopii odwróconego światła białego, aby ocenić skuteczność syntezy dla danego eksperymentu z użyciem CNP. Na przykład należy udokumentować obecność lub brak nieprzereagowanych CNP w kolbach syntezowych stosowanych do biokompozytów pochodzących z CNP z kolb o różnych parametrach, takich jak czas syntezy.
      Uwaga: Pojedyncze CNP są zbyt małe, aby można je było zaobserwować pod mikroskopem świetlnym, ale nieprzereagowane agregaty CNP będą wyglądały jak okrągłe i ciemne obiekty, w przeciwieństwie do pomyślnie zsyntetyzowanych kompozytów CNP, które będą miały wysoki współczynnik kształtu, liniową formę i będą miały zakres różnych długości. Unikaj przeprowadzania syntezy przez zbyt długi okres czasu przed zakończeniem, ponieważ spowoduje to powstanie silnie rozgałęzionych struktur typu "jeżowiec", które są trudne do rozproszenia na pojedyncze struktury po uformowaniu.
    5. Użyj mikroskopii odwróconego światła białego, aby ocenić skuteczność syntezy dla danego eksperymentu z użyciem siarczanu miedzi. Ponieważ siarczan miedzi przechodzi w pełni do roztworu przy użyciu tego protokołu, roztwór będzie wydawał się mniej ciemny niż roztwór z syntezy przy użyciu CNP. Udokumentuj rozmiar i zakres kompozytów siarczanu miedzi, porównując kolby z różnymi warunkami syntezy, takimi jak czas syntezy przed zakończeniem.
      Uwaga: Pomyślnie zsyntetyzowane kompozyty będą miały różne długości. Należy unikać przeprowadzania syntezy przez zbyt długi okres czasu przed zakończeniem, ponieważ spowoduje to powstanie silnie rozgałęzionych agregatów kompozytów, z których niektóre będą miały strukturę "jeżową" i które są trudne do rozproszenia w pojedyncze struktury po uformowaniu.
  2. Aby zagęścić biokompozyty po syntezie, odwiruj roztwory kompozytów w probówce wirówkowej. Dodać 6 ml struktur pochodzących z CNP lub struktur pochodzących z siarczanu miedzi do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml. Wirować przez 10 minut przy 500 x g w temperaturze pokojowej, aby uzyskać osad. W przypadku mniejszych objętości dodać 500 μl struktur w roztworze do probówek o wielkości 0,6 ml. Wirować przy 2 000 x g w temperaturze pokojowej przez co najmniej 10 minut, aby uzyskać osad.
    1. Po odwirowaniu przez wystarczający czas (co najmniej 10 minut w przypadku mikrofugów), należy zachować obserwowalny osad na dnie probówki, gdzie koncentrują się struktury, ostrożnie usuwając ciekłość sklarowaną nad osadem. Struktury biokompozytowe pochodzące z siarczanu miedzi mają kolor niebieski, a struktury pochodzące z CNP są ciemniejsze (od szarego do czarnego).
    2. Dodaj więcej kompozytów do tej probówki i powtórz proces w tej samej probówce, aby w razie potrzeby skoncentrować struktury. Aby rozproszyć skoncentrowane granulki, dodaj żądaną objętość roztworu do probówki i wiruj przez 10-30 sekund.
  3. Sonikacja struktur raz uformowanych, aby przesunąć średnią wielkość populacji (długości) struktur do niższych wartości. Umieść struktury w sterylnej wodzie dejonizowanej i poddaj sonikacji przez co najmniej 10 minut. Korzystając z tego procesu, z biegiem czasu struktury stają się fragmentaryczne i mają średnią długość mniejszą (zob. rys. 6 w tekście). Dokumentuj zmiany rozmiarów kompozytów z różnymi czasami sonikacji za pomocą mikroskopu z odwróconym białym światłem i kamery cyfrowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia schemat blokowy etapów syntezy liniowych biokompozytów opisanych w niniejszej pracy. CNP lub siarczan miedzi, jako materiały wyjściowe, łączy się ze sterylną wodą w celu przygotowania roztworu o stężeniu 2 mg/ml; roztwór ten jest mieszany i poddawany sonikacji w celu uzyskania jednorodnej mieszaniny, a następnie roztwór miedzi jest mieszany w następującym stosunku do syntezy: 949 części sterylnej wody: 50 części mieszaniny miedzi: 1 część roztworu cystyny. Rzeczywiste objętości mogą...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Oceniając potencjalne skutki toksyczne nanomateriałów, w tym CNP, zaobserwowano, że w perspektywie długoterminowej CNP uległy przekształceniu z początkowo bardziej rozproszonego rozkładu cząstek stałych w większą, zagregowaną formę (rysunek 2). W niektórych przypadkach te wysoce zagregowane formacje, które zostały wytworzone w naczyniu do hodowli komórkowej, w warunkach biologicznych, utworzyły wysoce liniowe wypustki z centralnego agregatu, przypominające wcześniej opisane "jeżowce" zawierające miedź

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować za pomoc techniczną Alfreda Gunasekarana w badaniach mikroskopii elektronowej w Instytucie Mikroprodukcji na Louisiana Tech University, oraz dr Jima McNamary za pomoc w dodatkowych badaniach mikroskopowych. Opisana praca była częściowo wspierana przez zarząd Regents PKSFI w Luizjanie nr umowy. LEQSF (2007-12)-ENH-PKSFI-PRS-04 oraz profesura ufundowana przez Jamesa E. Wyche'a III z Louisiana Tech University (do doktora medycyny).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mini VortexerVWR (https://us.vwr.com)58816-121
Inkubator CO2 Model # 2425-2VWR (https://us.vwr.com)Skontaktuj się z dostawcąAktualny model calalog # 98000-360
Wirówka Eppendorf (mikrowirówka z chłodzeniem)Labnet (http://labnetinternational.com/)C2500-RModel Prism
R Wirówka do hodowli komórkowych Model Z323KLabnet (http://labnetinternational.com/)Skontaktuj się z dostawcąAktualny model Z206A katalog # C0206-A
Sonicator (myjka ultradźwiękowa)Branson Ultrasonics Corporation (http://www.bransonic.com/)1510R-MTH
BalanceSartorius (http://dataweigh.com)Model CP225D podobny model CPA225D
Mikroskop światła odwróconego Olympus IX51Olympus ( http://olympusamerica.comSkontaktuj się z dostawcą
Aparat cyfrowy do mikroskopu Olympus DP71Olympus (http://olympusamerica.comSkontaktuj się z dostawcą
zewnętrzny zasilacz - białe światło do mikroskopuOlympus Obiektywy mikroskopowe Olympus (http://olympusamerica.comTH4-100
10X, 20X i 40XOlympus (http://olympusamerica.comSkontaktuj się z dostawcą
Skaningowy mikroskop elektronowyHitachi (http://hitachi-hitec.com/global/em/sem/sem_index.html)model S-4800
Transmisyjny mikroskopelektronowy Zeiss (http://zeiss.com/microscopy/en_de/products.html)model Libra 120
Stołowa stacja robocza Jednokierunkowy przepływ Czysta ławkaEnvirco (http://envirco-hvac.com)model PNG62675Służy do sterylnej hodowli komórek technika

Bibliografia

  1. Klinman, J. P. The copper-enzyme family of dopamine beta-monooxygenase and peptidylglycine alpha-hydroxylating monooxygenase: resolving the chemical pathway for substrate hydroxylation. The Journal of biological chemistry. 281, 3013-3016 (2006).
  2. Uauy, R., Olivares, M., Gonzalez, M. Essentiality of copper in humans. The American journal of clinical nutrition. 67, 952S-959S (1998).
  3. Karlsson, H. L., Cronholm, P., Gustafsson, J., Copper Moller, L. oxide nanoparticles are highly toxic: a comparison between metal oxide nanoparticles and carbon nanotubes. Chemical research in toxicology. 21, 1726-1732 (2008).
  4. Parekh, G., et al. Layer-by-layer nanoencapsulation of camptothecin with improved activity. International journal of pharmaceutics. 465, 218-227 (2014).
  5. Harrington, M. J., Masic, A., Holten-Andersen, N., Waite, J. H., Fratzl, P. Iron-clad fibers: a metal-based biological strategy for hard flexible coatings. Science. 328, 216-220 (2010).
  6. Keyson, D., et al. CuO urchin-nanostructures synthesized from a domestic hydrothermal microwave method. Materials Research Bulletin. 43, 771-775 (2008).
  7. Liu, B., Zeng, H. C. Mesoscale organization of CuO nanoribbons: formation of 'dandelions'. J Am Chem Soc. 126, 8124-8125 (2004).
  8. Peng, M., et al. Controllable synthesis of self-assembled Cu2S nanostructures through a template-free polyol process for the degradation of organic pollutant under visible light. Materials Research Bulletin. 44, 1834-1841 (2009).
  9. Deodhar, S., Huckaby, J., Delahoussaye, M., DeCoster, M. A. High-Aspect Ratio Bio-Metallic Nanocomposites for Cellular Interactions. IOP Conference Series: Materials Science and Engineering. 64, 012014(2014).
  10. Montes-Burgos, I., et al. Characterisation of nanoparticle size and state prior to nanotoxicological studies. Journal of Nanoparticle Research. 12, 47-53 (2010).
  11. Wiogo, H. T., Lim, M., Bulmus, V., Yun, J., Amal, R. Stabilization of magnetic iron oxide nanoparticles in biological media by fetal bovine serum (FBS). Langmuir. 27, 843-850 (2011).
  12. Yunker, P. J., Still, T., Lohr, M. A., Yodh, A. G. Suppression of the coffee-ring effect by shape-dependent capillary interactions. Nature. 476, 308-311 (2011).
  13. Kahler, H., Lloyd Jr, B., Eden, M. Electron Microscopic and Other Studies on a Copper–Cystine Complex. The Journal of Physical Chemistry. 56, 768-770 (1952).
  14. Furia, E., Sindona, G. Complexation of L-cystine with metal cations. Journal of Chemical & Engineering Data. 55, 2985-2989 (2010).
  15. Hawkins, C., Perrin, D. Polynuclear Complex Formation. II. Copper (II) with Cystine and Related Ligands. Inorganic Chemistry. 2, 843-849 (1963).
  16. Hallman, P., Perrin, D., Watt, A. E. The computed distribution of copper (II) and zinc (II) ions among seventeen amino acids present in human blood plasma. Biochem. J. 121, 549-555 (1971).
  17. Jensen, L. S., Maurice, D. V. Influence of sulfur amino acids on copper toxicity in chicks. The Journal of nutrition. 109, 91-97 (1979).
  18. Lee, Y., Choi, J. R., Lee, K. J., Stott, N. E., Kim, D. Large-scale synthesis of copper nanoparticles by chemically controlled reduction for applications of inkjet-printed electronics. Nanotechnology. 19, 415604(2008).
  19. Hume, J., et al. Engineered coiled-coil protein microfibers. Biomacromolecules. 15, 3503-3510 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Synteza nanocz stek miedzitworzenie biokompozytu cystynyskalowalna produkcja nanokompozyt wskaningowa mikroskopia elektronowa z emisj polowspektroskopia rentgenowska z dyspersj energiikontrola rozmiaru poprzez sonikacjmetoda zag szczania przez wirowaniecharakterystyka za pomoc mikroskopii w wietle bia ym

Powiązane artykuły