Integracja hodowli mikroalg z przemysłowymi gazami spalinowymi ostatecznie wprowadzi metale ciężkie i inne związki nieorganiczne do podłoża wzrostowego. W pracy przedstawiono procedurę zastosowaną do określenia końcowego losu i wpływu metali ciężkich i zanieczyszczeń nieorganicznych na wzrost Nannochloropsis salina hodowanych w fotobioreaktorach.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Kwantyfikacja metali ciężkich i innych zanieczyszczeń nieorganicznych na produktywność mikroglonów
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Rosnące zapotrzebowanie na paliwa odnawialne skłoniło badaczy do zbadania możliwości alternatywnych surowców, takich jak mikroalgi. Nieodłącznymi zaletami są wysoki potencjalny plon, wykorzystanie gruntów nieornych i integracja ze strumieniami odpadów. Zapotrzebowanie na składniki odżywcze w systemie produkcji mikroalg na dużą skalę będzie wymagało sprzężenia systemów uprawy z zasobami odpadów przemysłowych, takimi jak dwutlenek węgla ze spalin i składniki odżywcze ze ścieków. Zanieczyszczenia nieorganiczne obecne w tych odpadach mogą potencjalnie prowadzić do bioakumulacji w biomasie mikroalg, negatywnie wpływać na wydajność i ograniczać końcowe wykorzystanie. Niniejsze badanie koncentruje się na eksperymentalnej ocenie wpływu i losów 14 zanieczyszczeń nieorganicznych (As, Cd, Co, Cr, Cu, Hg, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V i Zn) na wzrost Nannochloropsis salina. Mikroalgi hodowano w fotobioreaktorach oświetlonych światłem 984 μmol m-2 sec-1 i utrzymywanych na poziomie pH 7 w pożywce wzrostowej zanieczyszczonej zanieczyszczeniami nieorganicznymi na poziomach oczekiwanych na podstawie składu występującego w komercyjnych systemach spalin węglowych. Zanieczyszczenia obecne w biomasie i pożywce pod koniec 7-dniowego okresu wzrostu określono analitycznie ilościowo za pomocą spektrometrii absorpcji atomowej zimnej pary dla Hg oraz za pomocą spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie dla As, Cd, Co, Cr, Cu, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V i Zn. Wyniki pokazują, że N. salina jest szczepem wrażliwym na środowisko wielometaliczne ze statystycznym spadkiem plonu biomasy wraz z wprowadzeniem tych zanieczyszczeń. Przedstawione tutaj techniki są odpowiednie do ilościowego określenia wzrostu glonów i określenia losu zanieczyszczeń nieorganicznych.
Wprowadzenie
W porównaniu z tradycyjnymi uprawami lądowymi, wykazano, że mikroalgi osiągają wyższe plony biomasy i lipidów dzięki wyższej wydajności konwersji energii słonecznej1,2. Uprawa mikroalg przy wysokich wskaźnikach produktywności wymaga dostarczania różnych składników odżywczych, w tym zewnętrznego źródła węgla. Oczekuje się, że wielkoskalowe instalacje do rozbudowy zostaną zintegrowane ze strumieniami odpadów przemysłowych, takimi jak spaliny przemysłowe, w celu zminimalizowania kosztów produkcji i jednoczesnej remediacji środowiska. Węgiel z odpadów przemysłowych występuje zazwyczaj w postaci gazowego dwutlenku węgla i może zawierać zanieczyszczenia, które mogą negatywnie wpływać na produkcję mikroalg. W szczególności gazy spalinowe pochodzące z węgla będą zawierały różne zanieczyszczenia, w tym między innymi produkty spalania wodę i dwutlenek węgla, a także tlenki siarki i azotu, drobny pył, zanieczyszczenia organiczne, takie jak dioksyny i furany, oraz zanieczyszczenia nieorganiczne, takie jak metale ciężkie. Wpływ większości tych zanieczyszczeń, w tym substancji nieorganicznych, z których niektóre znane są jako metale ciężkie, na produktywność mikroalg nie został zbadany. Niektóre z tych pierwiastków mogą być składnikami odżywczymi w odpowiednich stężeniach, jednak w wyższych stężeniach mogą powodować dysfunkcję komórek, a nawet śmierć3.
Integracja mikroalg z gazami spalinowymi ma potencjał do bezpośredniego wprowadzania zanieczyszczeń nieorganicznych do podłoża wzrostowego. Gazy spalinowe na bazie węgla zawierają różne pierwiastki nieorganiczne (np. As, Cd, Co, Cr, Cu, Hg, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V i Zn) w różnych stężeniach, z których niektóre w niskich stężeniach stanowią składniki odżywcze dla wzrostu mikroalg. Zanieczyszczenia nieorganiczne mają wysokie powinowactwo do wiązania się z mikroalgami i dalszego wewnętrznego wchłaniania przez transportery składników odżywczych. Niektóre zanieczyszczenia nieorganiczne (tj. Co, Cu, Zn i Mn) są składnikami odżywczymi, które wchodzą w skład enzymów biorących udział w fotosyntezie, oddychaniu i innych funkcjach3,4. Jednak w nadmiarze metale i metaloidy mogą być toksyczne. Inne pierwiastki, takie jak Pb, Cd, Sn, Sb, Se, As i Hg, nie są znane z tego, że wspierają funkcjonowanie komórek w żadnym stężeniu i reprezentują metale niezawierające składników odżywczych, które mogą negatywnie wpływać na wzrost kultur3,5,6. Obecność któregokolwiek z tych zanieczyszczeń może mieć negatywny wpływ na funkcjonowanie komórek mikroalg. Co więcej, interakcja wielu metali z mikroalgami komplikuje dynamikę wzrostu i może potencjalnie wpływać na wzrost.
Ekonomia na dużą skalę została bezpośrednio powiązana z produktywnością systemu uprawy7-19. Co więcej, recykling podłoża w systemie wzrostu mikroalg w otwartych stawach bieżniowych (ORP) lub fotobioreaktorach (PBR) ma kluczowe znaczenie, ponieważ stanowi odpowiednio 99,9 i 99,4%masy20. Obecność zanieczyszczeń nieorganicznych w pożywkach może ostatecznie ograniczyć produktywność mikroalg i recykling pożywek z powodu gromadzenia się zanieczyszczeń. W badaniu tym eksperymentalnie określono wpływ 14 zanieczyszczeń nieorganicznych (As, Cd, Co, Cr, Cu, Hg, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V i Zn), przy stężeniach oczekiwanych z integracji systemów uprawy mikroalg z gazami spalinowymi pochodzącymi z węgla, na produktywność N. salina uprawianej w PBR transportu powietrznego. Wykazano, że zanieczyszczenia użyte w tym badaniu są obecne nie tylko w gazach spalinowych na bazie węgla, ale także w gazach spalinowych z odpadów komunalnych, gazach spalinowych na bazie biologicznych odpadów stałych, ściekach komunalnych, wodzie produkowanej, uszkodzonych wodach gruntowych i wodzie morskiej21-23. Stężenia użyte w tym badaniu opierają się na tym, czego można by się spodziewać, gdyby systemy wzrostu mikroalg zostały zintegrowane ze źródłem CO2 na bazie węgla o wydajności absorpcji wykazanej w komercyjnych systemach PBR20. Szczegółowe obliczenia potwierdzające stężenia metali ciężkich i zanieczyszczeń nieorganicznych przedstawiono w Napan i wsp.24 Techniki analityczne wykorzystano w celu zrozumienia rozmieszczenia większości metali w biomasie, pożywkach i środowisku. Przedstawione metody umożliwiły ocenę potencjału produkcyjnego mikroalg pod wpływem stresu związanego z zanieczyszczeniami nieorganicznymi oraz ilościowe określenie ich końcowego losu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. System hodowli
Rysunek 1. System hodowli mikroalg. (A) rotametr powietrza, (B) rotametr CO2, (C) kontroler pH z elektrozaworem, (D) rejestrator danych, (E) liniowe filtry powietrza, (F) kolektor rozdzielczy powietrza, (G) panel lamp fluorescencyjnych, (H) mierniki pH, (I) system chłodzenia, (J) kąpiel wodna, (K) przewód termopary, (L) fotobioreaktor typu air-lift, (M) grzałka, (N) komora wyciągowa, (O) otwór wentylacyjny, (P) kapilarna rurka doprowadzająca powietrze, (Q) filtry powietrza, (R) rurka do pobierania próbek, (S) silikonowa pokrywa PBR oraz (T) otwór na sondę pH w silikonowej pokrywie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
- Zbuduj następujący eksperymentalny system wzrostu mikroalg (Rysunek 1).
- Przygotuj dwanaście fotobioreaktorów (PBR) typu airlift, składających się ze szklanych reaktorów rurowych o średnicy 4,5 cm i wysokości 80 cm z pojemnością hodowlaną 1,1 L oraz silikonowymi pokrywami. Przygotuj docięte szklane rurki kapilarne (średnica zewnętrzna 5 mm i średnica wewnętrzna 1 mm) o długości 10 cm (3 na PBR) oraz 85 cm (1 na PBR).
- Zamroź silikonowe pokrywy w zamrażarce o temperaturze -80 °C. Nasmaruj wiertło glicerolem i podczas gdy pokrywy są zamrożone, wywierć 3 otwory na rurki kapilarne odpowietrzające, pobierające i doprowadzające gaz oraz 1 otwór o średnicy 17 mm na sondę pH.
- Umieść 3 rurki kapilarne na ich miejscach, tak aby najdłuższa rurka wystawała 2 cm od dna PBR. W drugiej rurce kapilarnej zamocuj rurkę silikonową z dołączoną na drugim końcu rurką kapilarną, sięgającą do wyznaczonego punktu poboru prób. Otwór na pH-metr zamknij silikonowym korkiem rozmiaru 21D.
- Nawilżaj powietrze otoczenia poprzez przepuszczanie go przez wodę, a następnie doprowadź nawilżone powietrze do kolektora rozdzielczego. Przepuść gaz przez filtr 0,2 µm i podaj go do zawiesiny algowej poprzez najdłuższą szklaną kapilarę doprowadzającą.
- Doprowadzaj sprężone CO2 do strumienia nawilżonego powietrza, aby utrzymać neutralne pH 7,0 ± 0,1 w zawiesinie hodowlanej. Kontroluj szybkość doprowadzania CO2 za pomocą zautomatyzowanego systemu dozowania CO2 (kontrolera pH), który otwiera zawór elektromagnetyczny, gdy kultura alg osiągnie pH 7,1, i zamyka go przy pH 6,9.
- Zapewnij oświetlenie za pomocą 24 lamp fluorescencyjnych T5, które zapewniają średnie natężenie oświetlenia 984 µmol m-2 sec-1 , co odpowiada szczytowym warunkom zewnętrznym.
- Zanurz PBR w kąpieli wodnej w celu utrzymania stałej temperatury około 25 °C. Kontroluj temperaturę systemu za pomocą chłodnicy recyrkulacyjnej oraz automatycznej jednostki sterującej ogrzewaną kąpielą wodną z recyrkulacją.
- Monitoruj temperaturę i pH w czasie rzeczywistym i zapisuj dane za pomocą rejestratora danych.
- Upewnij się, że wszystkie komponenty systemu wzrostu mikroalg działają prawidłowo, szczególnie przed pobraniem inokulum mikroalg lub przygotowaniem zanieczyszczeń nieorganicznych, ponieważ nie mogą być one przechowywane.
2. Przygotowanie sprzętu laboratoryjnego
- Umyć kolby miarowe, PBR-y, kanistry oraz wszelkie pojemniki za pomocą mydła i wody z kranu. Przepłukać wodą dejonizowaną (DW).
- Przepłukać sprzęt laboratoryjny kwasem w celu usunięcia wszelkich śladów zanieczyszczeń nieorganicznych. Można to zrobić na dwa sposoby:
- Namoczyć sprzęt laboratoryjny przez noc (O/N) w 10% kwasie azotowym klasy trace metal (OSTRZEŻENIE: Nie wdychać oparów; stężony kwas azotowy może wytwarzać silnie żrące i toksyczne opary; pracować pod wyciągiem, używając rękawic nitrylowych, gogli i fartucha laboratoryjnego).
- Namoczyć sprzęt laboratoryjny przez 15 min w 50% kwasie azotowym klasy trace metal.
- Dokładnie przepłukać sprzęt laboratoryjny wodą DW co najmniej 3 razy, upewniając się, że cały kwas został usunięty. Kluczowe jest dokładne wypłukanie PBR-ów, zwłaszcza rurek do pobierania próbek i rurek kapilarnych. Niedopełnienie tego wymogu doprowadzi do zakwaszenia medium i możliwego zahamowania wzrostu. Sprawdzić pH wodyy płukanki, aby potwierdzić usunięcie całego kwasu.
- Sterylizować PBR-y, pojemniki i kolby w autoklawie w temperaturze 120 °C i pod standardowym ciśnieniem atmosferycznym przez co najmniej 30 min.
3. N. salina Przygotowanie pożywki
- Przygotowanie roztworu A: Kolbę miarową o pojemności 1 L wypełnij częściowo wodą destylowaną (DW). Włóż mieszadło magnetyczne i dodawaj sukcesywnie odczynniki wymienione w Tabeli 1. Upewnij się, że każdy składnik rozpuścił się całkowicie przed dodaniem kolejnego komponentu. Wyjmij mieszadło i uzupełnij ciecz w kolbie do kreski 1 L.
| Składnik | Ilość do dodania (g) | Stężenie końcowe (g/L) |
| H3BO3 | 0.900 | 0.900 |
| Na2MoO4·2H2O | 0.012 | 0.012 |
| MnCl2·4H2O | 0.300 | 0.300 |
| ZnSO4·7H2O | 0.060 | 0.060 |
| CuSO4·5H2O | 0.020 | 0.020 |
Tabela 1: Przepis na roztwór A. Ilości stanowią wartości potrzebne do przygotowania 1 L stężonego roztworu.
- Przygotowanie roztworu witamin: Do trzech oddzielnych kolb miarkowych należy dodać witaminy zgodnie z Tabelą 2. Każdy roztwór witamin przefiltrować przez sterylny filtr strzykawkowy 0,2 µm do sterylnego pojemnika. Witaminy przechowywać w temperaturze -4 °C w ciemności.
| Witaminy | Ilość (mg) | Objętość końcowa (mL) | Końcowe stężenie witaminy (mg/L) |
| Biotyna | 12.22 | 500 | 24.43 |
| Witamina B12 | 13.50 | 100 | 135.00 |
| Chlorowodorek tiaminy | 977.63 | 500 | 1,955.27 |
Tabela 2: Receptura roztworu witamin.** Ilości stanowią wartości niezbędne do przygotowania roztworu stężonego.
- Wypełnij częściowo autoklawowalny pojemnik o pojemności 20 L wodą destylowaną (DW) i włóż mieszadło magnetyczne. Postaw pojemnik na płycie mieszania magnetycznego i dodaj odczynniki wymienione w tabeli 3 (z wyjątkiem witamin), dodając je kolejno, po całkowitym rozpuszczeniu każdego z nich. Dopełnij pojemnik do objętości 20 L.
| Komponent | Ilość do dodania do podłoża | Jednostka |
| NaCl | 350.00 | g |
| CaCl22·2H2O | 3.00 | g |
| KCl | 9.60 | g |
| Na2SiO3·9H2O | 1.14 | g |
| MgSO₄4·7H2O | 29.60 | g |
| KNO3 | 20.40 | g |
| KH2PO4 | 1.36 | g |
| Cytrynian żelaza(III) i amonu | 0.10 | g |
| Roztwór A | 20.00 | ml |
| Roztwór biotyny* | 818.00 | µl |
| roztwór witaminy B12* | 296.20 | µl |
| Roztwór chlorowodorku tiaminy* | 521.60 | µl |
| * Dodać do schłodzonych, autoklawowanych pożywek |
Tabela 3: N. salina skład pożywki. Ilości odpowiadają zapotrzebowaniu przy przygotowaniu 20 L pożywki bogatej w składniki odżywcze.
- Sterylizuj pożywkę w autoklawie przez 30 min w temperaturze 120 °C i pod ciśnieniem atmosferycznym. Pozostaw pożywkę do ostygnięcia do RT.
- Umieść naczynie na mieszadle magnetycznym. Dodaj witaminy przygotowane w kroku 3.2 i wymieszaj pożywkę do całkowitego połączenia składników.
4. Przygotowanie roztworów stokowych zanieczyszczeń nieorganicznych
- Wypełnij częściowo kolby miarowe wskazane w Tabeli 4 wodą destylowaną (DW) i dodaj wymienioną poszczególną sól. Dolej DW do wymaganej objętości końcowej i dokładnie wymieszaj. Nie przechowuj tych roztworów zapasowych, ponieważ niektóre pierwiastki adsorbują się do ścianek kolb
OSTROŻNIE: Kilka zanieczyszczeń nieorganicznych stosowanych w tym protokole ma działanie rakotwórcze, teratogenne i mutagenne; podczas pracy z solami należy nosić maskę ochronną, rękawiczki i fartuch laboratoryjny.
| Analit | Źródło soli | Objętość roztworu zapasu do przygotowania (L) | Sól do dodania do kolby (mg soli) | Stężenie analitytu dodanego do hodowli (mg analitytu/L) |
| Jako | NaAsO₂2 | 0.1 | 14.8 | 7,74E-02 |
| Cd | CdCl₂2 | 0.5 | 13.5 | 1,50E-02 |
| Co | CoCl22.6H2O | 0.5 | 34.7 | 1,56E-02 |
| Cr | Na2Cr2O7·2H2O | 0.1 | 40.6 | 1,29E-01 |
| Cu | CuCl2.2H2O | 0.1 | 38.3 | 1,30E-01 |
| Hg | HgCl₂2 | 1.0 | 14.6 | 9,80E-03 |
| Mn | MnCl₂2.4H2O | 0.1 | 58.8 | 1,49E-01 |
| Ni | NiCl2.6H2O | 0.1 | 112.0 | 2,51E-01 |
| Ołów | PbCl22 | 0.5 | 39.9 | 5,41E-02 |
| Sb | Sb2O3 | 0.5 | 26.7 | 4,06E-02 |
| Se | Na2SeO3 | 0.5 | 11.8 | 9,80E-03 |
| Sn | SnCl22.2H2O | 0.5 | 3.9 | 3,76E-03 |
| V | V2O5 | 0.1 | 22.2 | 1,13E-01 |
| Zn | ZnCl22 | 0.1 | 99.9 | 4,36E-01 |
Tabela 4: Przygotowanie roztworów zapasowych skoncentrowanych zanieczyszczeń nieorganicznych. Dodanie 1 ml tego skoncentrowanego roztworu zapasowego do 1,1 L medium PBR pozwala uzyskać końcowe stężenie przedstawione w ostatniej kolumnie.
- Zesterylizuj roztwory zapasowe zanieczyszczeń nieorganicznych, przepuszczając roztwór przez sterylny filtr strzykawkowy 0.2 µm, a następnie zbierz filtrat do sterylnej probówki.
5. N. salina Przygotowanie inokulum
- Do kolby Erlenmeyera o pojemności 500 ml wlać 200 ml pożywki przygotowanej w kroku 3, a następnie dodać 3 g agaru. Kolbę przykryć folią aluminiową i autoklawować przez 20 min w temperaturze 120 °C. Roztwór przelać do sterylnych szalek Petriego i pozostawić do ostygnięcia aż do zestalenia. Czynność tę należy przeprowadzić w sterylnej komorze z laminarnym przepływem powietrza lub co najmniej w pobliżu płomienia w czystym środowisku, aby zminimalizować ryzyko kontaminacji.
- Komórki N. salina wysiać na sterylnych szalkach Petriego przygotowanych w kroku 5.1, używając sterylnej pętli do szczepienia. Szalki z kulturami umieścić na stole oświetlonym lampami T12 w temperaturze pokojowej (RT). Pozostawić mikroalgi do czasu, aż pojawią się widoczne kolonie.
- Kolonie przenieść do sterylnych kolb Erlenmeyera z przegrodami, zawierających 200 ml bogatej w składniki odżywcze pożywki przygotowanej w kroku 3, i inkubować na oświetlonym stole z wytrząsarką (1,000 RPM). Hodowlę prowadzić do momentu, aż pożywka nabierze zielonego koloru.
- Mikroalgi przenieść do sterylnego PBR o pojemności 1,1 L. PBR umieścić w kąpieli wodnej dla inokulatu, oświetlonej lampami fluorescencyjnymi T8 z natężeniem 200 µmol m-2 sec-1, z temperaturą utrzymywaną na poziomie 23 °C za pomocą chłodniczki recyrkulacyjnej i automatycznego sterownika grzewczej kąpieli wodnej. Rotametry powietrza i CO2 ustawić odpowiednio na 2,5 L min-1 oraz 25 cc min-1.
- Po tygodniu wzrostu podzielić biomasę do nowych PBR o pojemności 1,1 L zawierających nową pożywkę i hodować do momentu uzyskania łącznie co najmniej 28 g suchej masy biomasy w dwóch reaktorach, co można określić poprzez pomiar gęstości optycznej.
- Biomasę inokulatu zebrać poprzez wirowanie przy 2,054 × g przez 15 min w temperaturze 10 °C, używając sterylnych probówek wirówkowych i technik sterylnych, aby uniknąć kontaminacji. Odrzucić nadsącz i w razie potrzeby kontynuować zagęszczanie komórek.
- Po odwirowaniu całej biomasy resuspenderć komórki w 300 ml świeżej sterylnej pożywki.
- 0,1 ml kultury mikroalg rozcieńczyć w 3 ml DW, a następnie 0,1 ml tak otrzymanego roztworu rozcieńczyć w kolejnych 3 ml DW. Upewnić się, że próbka jest dokładnie wymieszana. Natychmiast zmierzyć gęstość optyczną (OD) koncentratu mikroalg przy 750 nm za pomocą spektrofotometru.
- Użyć równania (1) w celu wyznaczenia ilości biomasy w koncentracie.
Uwaga: Równanie (1) uzyskano z regresji liniowej między wartością a całkowitą zawartością ciał stałych w zawiesinie (w g/L-1) dla N. salina (R2=0,9995). Równanie 1 opracowano dla modelu spektrofotometru wymienionego w tabeli materiałów; w przypadku użycia innego modelu spektrofotometru należy przeprowadzić nową kalibrację.- Korzystając z równania (2), obliczyć objętość koncentratu mikroalg (w L) potrzebną do uzyskania gęstości kultury 4 g/L-1 w PBR o objętości 1,1 L (w L).
- Stosując techniki sterylne, dodaj objętość koncentratu mikroalg wyznaczoną w kroku 5.9 do autoklawowanego PBR, aby uzyskać początkową gęstość hodowli 4 g/L-1. Dolej do PBR pożywkę do objętości 1.1 L. Powtarzaj ten krok, aż zaszczepione zostanie 6 PBR. Umieść PBR w kąpieli wodnej dla inokulum.
- Pozostaw mikroalgi w PBR do wzrostu przez 8 dni, a następnie zbierz biomasę (powtarzając kroki 5.6 do 5.7). Powtórz krok 5.8, aby obliczyć początkową objętość inokulum dla początkowej gęstości hodowli 1 g/L-1.
6. Reaktory eksperymentalne
- Stosując techniki sterylne, wleć około 1 L pożywki przygotowanej w kroku 3 do każdego z 12 sterylnych PBR płukanych kwasem. Umieść PBR w łaźni wodnej eksperymentalnego systemu wzrostu. Włącz napowietrzanie z przepływem 1,5 L min-1.
- Zasterylizuj skalibrowany pH-metr, czyszcząc go 70% etanolem. Zmierz pH pożywki w PBR i upewnij się, że pH wynosi około 7,0; jeśli nie, powtórz krok 2, aby usunąć kwas pozostały po etapie płukania kwasowego.
- Skalibruj każdy kontroler pH przy użyciu buforu pH 7, zdezynfekuj sondy etanolem (70%), a następnie umieść je w pokrywach PBR.
- Do każdego PBR (z wyjątkiem PBR kontrolnych) dodaj 1 ml każdego ze sterylnych roztworów stokowych zanieczyszczeń nieorganicznych przygotowanych w kroku 4. Pozostaw zanieczyszczenia do dokładnego wymieszania w PBR. Końcowe stężenia zanieczyszczeń nieorganicznych w PBR podano w ostatniej kolumnie w Table 4; są to szacowane maksymalne stężenia oczekiwane podczas integracji z elektrownią węglową.
- Do kontrolnych PBR dodaj 14 ml sterylnej DW.
- Do eksperymentalnych PBR dodaj skoncentrowane szczepione mikroalgi uzyskane w kroku 5.11, aby uzyskać początkową gęstość kultury 1 g/L-1. Pozostaw biomasę do dokładnego wymieszania.
- Włącz oświetlenie o wysokim natężeniu (984 µmol m-2 sec-1) oraz kontrolery pH i ustaw przepływ CO2 na 30 cc min1. Od 3. dnia zwiększ przepływ CO2 do 50 cc min-1. Początkowo niski przepływ CO2 jest kluczowy, aby uniknąć gwałtownych zmian pH wynikających z opóźnień w transferze gaz-ciecz i pomiarze pH.
- Wykonuj pomiary i pobieraj próbki w razie potrzeby. Pamiętaj o zaznaczeniu poziomu wody po pobraniu próbki. (OSTRZEŻENIE: niektóre zanieczyszczenia nieorganiczne w PBR są rakotwórcze, teratogenne i mutagenne; podczas pracy z próbkami używaj rękawiczek i szczelnie zamykanych pojemników).
- Codziennie dodawaj sterylną DW do PBR, aby zrekompensować straty wynikające z odparowania.
- Po 7 dniach wzrostu odseparuj biomasę poprzez wirowanie przy 9 936 × g i przechowuj zarówno biomasę, jak i nadsącz z pożywki, w temperaturze -80 °C.
- Liofilizuj biomasę przy 0,1 mbar i -50 °C przez noc (O/N). Sproszkuj biomasę (użyj szpatułki do rozdrobnienia biomasy wewnątrz probówki do wirowania). Przechowuj liofilizowaną biomasę w temperaturze -80 °C.
7. Mineralizacja próbek wspomagana mikrofalowo
Trawienie próbek biomasy jest wymagane jako etap wstępnego przygotowania do analizy ICP-MS.
Uwaga: Kroki te wykorzystują system mikrofalowego trawienia w zamkniętych naczyniach z kontrolowanym odprowadzaniem ciśnienia. (OSTROŻNIE: Podczas trawienia kwasowego powstaje wysokie ciśnienie; przed każdym użyciem należy sprawdzić integralność fizyczną naczyń i osłon trawiennych oraz odpowiednio dopasować pokrywy naczyń do trawienia mikrofalowego).
- Umyć teflonowe naczynia do mineralizacji w mikrofalowej mineralizatorze za pomocą wody z mydłem, wypłukać wodą destylowaną (DW) i pozostawić do wyschnięcia na powietrzu. Aby usunąć śladowe zanieczyszczenia metalami z naczyń, przeprowadzić mineralizację kwasem zgodnie z opisem w poniższych krokach.
- Dopasować pokrywy naczyń do mineralizacji i szczelnie zamknąć fiolki.
- Do każdej z nich dodać 10 ml kwasu azotowego.
- Umieścić naczynie w osłonie zabezpieczającej. Należy upewnić się, że na ściankach osłony zabezpieczającej lub zewnętrznych ściankach naczyń do mineralizacji nie pozostała biomasa, woda ani żadne odczynniki, aby uniknąć uszkodzenia osłony. Zamknąć osłonę zabezpieczającą zaworem bezpieczeństwa, upewniając się, że sprężyna w fiolce przylega płasko. Umieścić osłonę w wirniku tak, aby otwory wentylacyjne w pokrywach były skierowane na zewnątrz w zewnętrznym rzędzie i do wewnątrz w rzędzie wewnętrznym.
- Do naczynia numer jeden włożyć ceramiczną tuleję termiczną oraz czujnik temperatury. Termometr ten monitoruje rzeczywistą temperaturę wewnętrzną w fiolce i służy jako parametr kontrolny do wykonania programu mineralizacji. Należy upewnić się, że fiolka numer jeden zawiera taką samą ilość próbki i odczynników jak pozostałe fiolki.
- Wprowadzić parametry mineralizacji przedstawione w Tabeli 5 i rozpocząć proces. Po zakończeniu programu schłodzić fiolki na powietrzu do temperatury pokojowej (RT).
| Krok | Płukanie fiolek | Mineralizacja próbek | ||||
| Temperatura (°C) | Czas (min) | Moc maks. (W) | Temperatura (°C) | Czas (min) | Maks. moc (W) | |
| 1 | RT do 190 | 25 | 1,000 | RT do 180 | 15 | 1,000 |
| 2 | 190 | 10 | 1,000 | 180 | 15 | 1,000 |
| Wyczerpać | - | 20 | - | - | 20 | - |
Tabela 5: Parametry zastosowane w programie mineralizacji mikrofalowej.
- Wewnątrz dygestorium należy włożyć narzędzie do uwalniania ciśnienia w nakrętce osłony, kierując otwory wentylacyjne nakrętki w stronę przeciwną do siebie. Po zwolnieniu ciśnienia otwórz nakrętkę (OSTRZEŻENIE: Probówki po trawieniu zawsze otwieraj w dygestorium, ponieważ trawienie biomasy kwasami wytwarza toksyczne opary).
- Zutylizuj kwas. Przepłucz naczynia teflonowe DW 3 razy. Pozostaw probówki do wyschnięcia na powietrzu.
- Aby przeprowadzić trawienie biomasy, dodaj 50 mg liofilizowanej biomasy do naczyń do trawienia w mikrofalówce. W celu kontroli jakości (QC) przygotuj następujące probówki: do dwóch różnych probówek dodaj odpowiednio 5 ml standardu Level 7 ICPMS lub 5 ml standardu Level 7 Hg CVAAS przygotowanego w krokach 9.1 i 10.1 (roztwór po trawieniu z tej probówki nazywany jest laboratoryjną próbą wzbogaconą (LFB)), kolejną probówkę pozostaw pustą (roztwór po trawieniu z tej probówki nazywany jest laboratoryjną próbą ślepą (LRB)).
- Aby przeprowadzić trawienie pożywki, dodaj 10 ml supernatantu pożywki do suchych, płukanych kwasem naczyń do trawienia w mikrofalówce. W celu kontroli jakości (QC) przygotuj następujące probówki: do dwóch różnych probówek dodaj 5 ml standardu metalu Level 7 ICPMS lub CVAAS przygotowanego w krokach 9.1 i 10.1 (roztwór po trawieniu z tej probówki nazywany jest LFB), do kolejnej probówki dodaj 10 ml DW (roztwór po trawieniu z tej probówki nazywany jest LRB).
- Ustaw prawidłowo pokrywy naczyń do trawienia w mikrofalówce i szczelnie zamknij probówki.
- Do każdej probówki dodaj 7 ml stężonego kwasu azotowego klasy trace metal grade oraz 3 ml nadtlenku wodoru. Zhomogenizuj zawartość, delikatnie mieszając roztwór ruchem wirowym. Przetraw zawartość probówek, powtarzając kroki od 7.4 do 7.7 (użyj parametrów trawienia mikrofalowego dla próbek podanych w Tabeli 5).
- Przenieś przetrawioną próbkę do kolby miarowej o pojemności 25 ml, płucząc naczynia DW w celu zwiększenia odzysku. Dopełnij kolbę miarkową DW do kreski.
- Przenieś przetrawione próbki do zamkniętego pojemnika. Przechowuj próbki w temperaturze 4 °C do momentu przeprowadzenia analizy. W niniejszym badaniu analiza Hg przeprowadzana jest w tym samym dniu, a pozostałych pierwiastków w ciągu trzech dni.
8. Próbki kontroli jakości (QC)
Uwaga: Próbki kontroli jakości (QC) należy analizować w celu zapewnienia wiarygodności wyników uzyskanych z próbek eksperymentalnych.
- Wypełnij częściowo kolbę miarową 1 L, wypłukaną kwasem, wodą destylowaną (DW). Dodaj 280 ml stężonego kwasu azotowego klasy trace metal i dokładnie wymieszaj (roztwór ten nazywany jest również roztworem ślepym) (UWAGA: zawsze dodawaj kwas do wody, nigdy wody do kwasu, ponieważ reakcja egzotermiczna może być gwałtowna). Pozostaw roztwór do ochłodzenia do temperatury pokojowej (RT).
- Oprócz próbek kontroli jakości (QC) przygotowanych w krokach 7.9 i 7.10, przygotuj następujące próbki QC:
- Dla weryfikacji ciągłości kalibracji (CCV): Napełnij probówkę polistyrenową standardem kalibracyjnym (sposób przygotowania opisano w krokach 9.2 i 10.1). Umieść roztwór standardowy Hg w statywie CVAAS, a roztwór standardowy ICPMS w autopodajniku ICPMS.
- Dla ślepej próby weryfikacji ciągłości kalibracji (CCB): Napełnij dwie probówki polistyrenowe (16 ml) roztworem ślepym (przygotowanym w kroku 8.1). Umieść jedną próbkę w statywie CVAAS, a drugą w autopodajniku ICPMS.
- Dla matrycy wzbogaconej laboratoryjnie (LFM): Wybierz losowo 1 próbkę z każdych 12 próbek dla każdego rodzaju próbki (t.j. biomasy lub medium) i wykorzystaj ją do przygotowania LFM. Dla ICPMS dodaj 0,5 ml standardu ICPMS Poziom 7 oraz 3 ml strawionej próbki eksperymentalnej (z biomasy lub medium) do probówki polistyrenowej.
- Wymieszaj zawartość i umieść fiolki w autopodajniku ICPMS. Dla CVAAS dodaj 2 ml standardu Hg Poziom 7 oraz 6 ml strawionej próbki eksperymentalnej (z biomasy lub medium) do probówki polistyrenowej. Wymieszaj zawartość i umieść fiolki w statywie CVAAS.
- Dla próbek powtórzonych: Wybierz losowo 1 próbkę z każdych 12 próbek dla każdego rodzaju matrycy (np. biomasy, medium, LFM lub dowolnej rozcieńczonej matrycy) i przygotuj powtórną fiolkę. Umieść powtórne fiolki w autopodajniku ICPMS lub w statywie CVAAS.
- Dla próbek powtórzonych: Wybierz losowo 1 próbkę z każdych 12 próbek dla każdego rodzaju matrycy (np. biomasy, medium, LFM lub dowolnej rozcieńczonej matrycy) i przygotuj powtórną fiolkę. Umieść powtórne fiolki w autopodajniku ICPMS lub w statywie CVAAS.
- Zdefiniuj kryteria jakości danych dla badania. W obecnym badaniu zastosowano kryteria jakości ustanowione przez Eatona, Clesceriego, Rice'a i Greenberga 25. Parametry ustanowione dla QC to: procentowa różnica (%D) dla CCV w zakresie ± 10%25 (z wyjątkiem Pb i Sb, patrz dyskusja), procent odzysku (%R) dla LFB w zakresie ± 70-130%25, procent odzysku (%R) dla LFM w zakresie 75-125%25, względna różnica procentowa (RPD) w zakresie ± 20%25 oraz ślepa próba weryfikacji ciągłości kalibracji (CCB) poniżej granicy raportowania metody (MRL)25. Równania obliczeniowe znajdują się w kroku 9.7.
9. Ilościowe oznaczenie metodą spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICPMS)
- W dniu analizy przenieść około 5 ml strawionej próbki do probówek polistyrenowych i umieścić je w aut samplerze ICPMS. Przenieść około 15 ml strawionych próbek do probówek polistyrenowych i umieścić je w statywie CVAAS.
- W tym samym dniu analizy przygotować standardy kalibracyjne. Do kolb miarowych płukanych kwasem dodać zakupiony roztwór standardowy do ICPMS i dopełnić go blankiem (roztworem przygotowanym w kroku 8.1) zgodnie z opisem w Tabeli 6 (opis roztworu standardowego znajduje się w Tabeli Materiałów).
| Parametr | Poziom 1 | Poziom 2 | Poziom 3 | Poziom 4 | Poziom 5 | Poziom 6 | Poziom 7 |
| Objętość dodanego zakupionego wzorca (ml) | - | - | - | - | - | - | 10.0 |
| Poziom 7 do dodania (ml) | 0.0 | 1.0 | 2.5 | 5.0 | 20.0 | 25.0 | - |
| Objętość końcowa* (ml) | - | 50.0 | 50.0 | 50.0 | 100.0 | 50.0 | 100.0 |
| Stężenie końcowe (µg/L) | |||||||
| 75Jako | 0.0 | 2.0 | 5.0 | 10.0 | 20.0 | 50.0 | 100.0 |
| 111Cd | 0.0 | 1.0 | 2.5 | 5.0 | 10.0 | 25.0 | 50.0 |
| 59Co | 0.0 | 10.0 | 25.0 | 50.0 | 100.0 | 250.0 | 500.0 |
| 52Cr | 0.0 | 2.0 | 5.0 | 10.0 | 20.0 | 50.0 | 100.0 |
| 63Cu | 0.0 | 5.0 | 12.5 | 25.0 | 50.0 | 125.0 | 250.0 |
| 55Mn | 0.0 | 3.0 | 7.5 | 15.0 | 30.0 | 75.0 | 150.0 |
| 60Ni | 0.0 | 8.0 | 20.0 | 40.0 | 80.0 | 200.0 | 400.0 |
| 208Pb | 0.0 | 1.0 | 2.5 | 5.0 | 10.0 | 25.0 | 50.0 |
| 121Sb | 0.0 | 12.0 | 30.0 | 60.0 | 120.0 | 300.0 | 600.0 |
| 51V | 0.0 | 10.0 | 25.0 | 50.0 | 100.0 | 250.0 | 500.0 |
| 66Zn | 0.0 | 4.0 | 10.0 | 20.0 | 40.0 | 100.0 | 200.0 |
| * Osiągnij tę objętość, dodając roztwór przygotowany w kroku 8.1 | |||||||
Tabela 6: Stężenia standardów kalibracyjnych. Poziomy od 1 do 7.
- Wyjmij stożki z ICPMS i poddaj je sonikacji przez 1 min w DW. Osusz stożki i zamontuj je z powrotem w urządzeniu.
- Włącz chłodziarkę wodną, gazy (Ar, H2, He), ICPMS, podłącz linie do standardu wewnętrznego i napełnij pojemniki płuczące autopróbnika (DW, 10% kwas azotowy, 1% kwas azotowy + 0,5% kwas solny).
- Uruchom oprogramowanie Masshunter Workstation, zapal plazmę, dostrój ICPMS i załaduj zestaw metody zgodnie z parametrami w Tabeli 7.
| Parametry | Wartości |
| Wzorce wewnętrzne | 72Ge, 115W |
| Moc RF | 1 500 W |
| Przepływ gazu plazmowego | 14.98 |
| Przepływ gazu w nebulizatorze | 1,1 l/min (łącznie gaz nośny i rozcieńczający – 0,6 + 0,5 l/min) |
| Stożek pobierający próbki | Nikiel dla soczewki x |
| Stożek odprowadzający pianę | Nikiel |
| Szybkość pobierania próbki | 0,3 rps |
| Pompa nebulizatora | 0,1 rps |
| Temperatura S/C | 2 °C |
| Warunki skanowania | Czas przebywania 1 s, liczba powtórzeń 3 |
| H2 przepływ gazu | Nie dotyczy |
| przepływ gazu He | 4,3 ml/min |
Tabela 7: Warunki pracy ICPMS.
- Umieść wzorce kalibracyjne, próbki QC oraz próbki badawcze w autosamplerze. W oprogramowaniu ICPMS dodaj sekwencję analizy i przeanalizuj próbki. Próbka jest zasysana do wnętrza instrumentu do plazmy, w której następuje jonizacja pierwiastków. Następnie próżnia przenosi jony do detektora. Jony rozdzielają się w zależności od ich masy atomowej, od najlżejszych do najcięższych.
OSTROŻNIE: Odpady z ICPMS należy zbierać w pojemnikach na odpady niebezpieczne i utylizować zgodnie z obowiązującymi procedurami. - Upewnij się, że wartość współczynnika korelacji (R) dla krzywej kalibracyjnej każdego metalu lub metaloidu jest większa niż 0,99524.
- Podczas analizy próbek oblicz %R, %D oraz RPD zgodnie z równaniami od 3 do 626 i porównaj wyniki z kryteriami jakości danych projektu opisanymi w punkcie 8.3.
- Oblicz procent odzysku (%R), aby określić straty/przyrosty z laboratoryjnego wzorca dodanego do próbki pustej (LFB) oraz interferencje matrycy z laboratoryjnego wzorca dodanego do matrycy (LFM).
- Oblicz procentową różnicę (%D), aby określić zmiany wydajności instrumentu w czasie podczas analizy próbek CCV.
- Oblicz względną różnicę procentową (RPD), aby określić zmiany precyzji metody w czasie podczas analizy próbek eksperymentalnych.
- Aby zmniejszyć interferencje matrycy (%R poza dopuszczalnym zakresem), rozcieńczyć próbki o niskim %R w stosunku 1:3 (próbka:DW).
10. Oznaczanie ilości Hg za pomocą spektrofotometru absorpcyjnego z zimną parą (CVAAS)
- Przygotuj wzorce kalibracyjne w tym samym dniu, w którym przeprowadzana jest analiza. Rozcieńcz zakupiony wzorzec Hg, dodając 1 ml zakupionego roztworu wzorca Hg do kolby miarowej o pojemności 100 ml, a następnie dopełnij roztworem przygotowanym w kroku 8.1.
- Dodaj 2,5 ml tego roztworu do kolby miarowej o pojemności 100 ml i dopełnij roztworem przygotowanym w kroku 8.1 (ten nowy roztwór to wzorzec Hg poziomu 7). Dodaj rozcieńczony wzorzec Hg poziomu 7 do kolb miarowych i dopełnij próbą ślepą (roztworem przygotowanym w kroku 8.1.) zgodnie z opisem w Tabeli 8 (opis zakupionego roztworu wzorca Hg znajduje się w Tabeli Materiałów).
| Parametr | Poziom 1 | Poziom 2 | Poziom 3 | Poziom 4 | Poziom 5 | Poziom 6 |
| Objętość standardu Hg L7 do dodania (ml) | 0 | 1 | 2.5 | 5 | 20 | 25 |
| Objętość końcowa* (ml) | - | 50 | 50 | 50 | 100 | 50 |
| Stężenie końcowe (µg/L) | 0 | 0.5 | 1.25 | 2.5 | 5 | 12.5 |
| * Objętość tę należy osiągnąć poprzez dodanie roztworu przygotowanego w kroku 8.1 | ||||||
Tabela 8: Stężenie wzorca kalibracyjnego Hg. Poziomy od 1 do 6.
- Otwórz zawory gazu Ar i powietrza, włącz spektrofotometr absorpcyjny oraz system analizy przepływowej z absorpcją atomową (FIAS). Uruchom oprogramowanie CVAAS Winlab, włącz lampę Hg i pozwól jej się rozgrzać, aż parametr energii w oprogramowaniu osiągnie wartość 79. Załaduj program do analizy Hg z parametrami podanymi w Tabeli 9. Dostrój drogę optyczną w urządzeniu, aby uzyskać maksymalną transmitancję.
| Parametry | Wartości |
| Gaz nośny | Argon, 100 ml/min |
| Lampa | bezelektrodowa lampa wyładowcza Hg, ustawiona na 185 mA |
| Długość fali | 253,7 nm |
| Szpara | 0,7 nm |
| Temperatura komórki | 100 °C |
| Objętość próbki | 500 µl |
| Nośnik | 3% HCl, 9,23 ml/min |
| Reduktor | 10% SnCl22, 5,31 ml/min |
| Pomiar | Wysokość piku |
| Replikaty odczytów | 3 |
Tabela 9: Warunki pracy CVAAS.
- Podłącz linię do roztworu nośnego składającego się z 3% kwasu solnego czystości śladowej (trace metal grade).
- Podłącz linię do roztworu reduktora składającego się z 10% chlorku cynawego (odpowiedniego do analizy Hg) w 3% kwasie solnym czystości śladowej. Roztwór ten należy przygotować w dniu analizy, ponieważ jest on podatny na utlenianie atmosferyczne (OSTRZEŻENIE: Chlorek cynawy jest substancją bardzo niebezpieczną, podczas pracy z nią należy stosować odzież ochronną. Odpady z CVAAS należy zbierać w pojemnikach na odpady niebezpieczne i utylizować zgodnie z przepisami).
- Umieść wzorce Hg, próbki QC oraz próbki doświadczalne w statywie CVAAS i wprowadź sekwencję do oprogramowania CVAAS Winlab. Przeanalizuj wzorce i wygeneruj równanie kalibracyjne.
- Przeanalizuj próbki QC oraz próbki doświadczalne. Urządzenie CVAAS pobiera około 5 ml próbki do instrumentu, redukuje obecny w próbce Hg do gazowego Hg pierwiastkowego (Hg0) i wypłukuje gaz z roztworu gazem nośnym (Ar) w układzie zamkniętym. Para Hg przechodzi przez celę w drodze światła lampy Hg. Detektor określa ilość światła pochłoniętego przy 253,7 nm i koreluje ją z stężeniem. (OSTRZEŻENIE: Para Hg jest toksyczna, należy upewnić się, że wyciąg instrumentu jest uruchomiony).
- Oblicz %R, %D oraz RPD w kroku 9.7 podczas analizy i porównaj wyniki z kryteriami jakości danych projektu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Wydajność biomasy
Produkcja N. salina w systemie PBR zastosowanym w niniejszym badaniu wzrosła z 1 g/L-1 do 8,5 ± 0,19 g/L-1 (N = 12) dla reaktorów kontrolnych oraz do 4,0 ± 0,3 g/L-1 (N = 12) dla reaktorów z zanieczyszczeniem wielometalowym w ciągu 7 dni. Eksperymenty dostarczyły powtarzalnych danych w trzech powtórzonych reaktorach i wielu seriach. Rysunek 2A przedstawia średnią gęstość kultury z bardzo małym błędem standardowym, obl...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Mikroalgi solankowe N. salina mogą być z powodzeniem uprawiane w zaprojektowanym systemie wzrostu z powtarzalnymi wynikami i wysokimi plonami biomasy. Mieszanie drogą powietrzną pozwoliło na uzyskanie dobrze wymieszanej zawiesiny z minimalnym osiadaniem lub biofoulingiem w ciągu 7-dniowych okresów wzrostu. Wykazano również, że minimalna zmienność światła w całym banku światła fluorescencyjnego nie powoduje zauważalnych różnic we wzroście.
Badania wykazały, że media zanieczyszczone met...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.
Podziękowania
Autorzy chcieliby podziękować za pomoc finansową od National Science Foundation (nagroda # 1335550), Utah Water Research Laboratory, profesor Joan McLean i Tessy Guy za ich pomoc podczas analizy metali/metaloidów. Autorzy dziękują również Laurze Birkhold za jej wsparcie w zbieraniu danych oraz Dannie Olbright.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Chemikalia | |||
| Chlorek sodu | Fisher Scientific | S271-3 | |
| Chlorek wapnia dwuwodny | Fisher Scientific | C79-500 | |
| Chlorek potasu | Fisher Scientific | P217-500 | |
| Metakrzemian sodu niewodny | Fisher Scientific | S408-500 | |
| Siarczan magnezu siedmiowodny | Fisher Scientific | M63-500 | |
| Azotan potasu | EMD Chemical | PX1520-5 | |
| Fosforan potasu jednozasadowy | Fisher Scientific | P285-500 | |
| Cytrynian amonu i żelaza | Fisher Scientific | I72-500 | |
| Kwas borowy | Fisher Scientific | A73-500 | |
| Molibdenian sodu, dihydrat | EMD Chemical | SX0650-2 | |
| Czterowodny chlorek manganu | Fisher Scientific | M87-500 | |
| Siarczan siedmiowodny | Fisher Scientific | Z68-500 | |
| Pięciowodny siarczan miedzi | Fisher Scientific | C489-500 | |
| Biotyna | Acros Organics | 230090010 | |
| Tiamina | Acros Organics | 148990100 | |
| Witamina B12 | Acros Organics | 405920010 | |
| Chlorek miedzi (II) dwuwodny | Sigma-Aldrich | 221783-100G | Drażniący, niebezpieczny dla środowiska |
| chlorek ołowiu (II) | Sigma-Aldrich | 268690-250G | Toksyczny, niebezpieczny dla środowiska |
| Dihydrat dwuchromianu sodu | Sigma-Aldrich | 398063-100G | Utleniający, wysoce toksyczny, niebezpieczny dla środowiska sześciowodny |
| chlorek kobaltu (II) | Sigma-Aldrich | 255599-100G | Toksyczny, niebezpieczny dla środowiska |
| sześciowodny chlorek niklu (II) | Sigma-Aldrich | 223387-500G | Toksyczny, niebezpieczny dla środowiska |
| (meta) arsenin sodu | Sigma-Aldrich | 71287 | Toksyczny, niebezpieczny dla środowiska |
| chlorek kadmu | Sigma-Aldrich | 202908-10G | Wysoce toksyczny, niebezpieczny dla środowiska |
| chlorek rtęci (II) | Sigma-Aldrich | 215465-100G | Toksyczny, niebezpieczny dla środowiska |
| dwuwodny chlorek cyny (II) | Fisher Scientific | T142-500 | . Nadaje się do analizy Hg. Bardzo niebezpieczne. |
| Tetrahydrat chlorku manganu | Fisher Scientific | M87-500 | |
| Tlenek wanadu (V) | Acros Organics | 206422500 | Niebezpieczny dla środowiska |
| Dwutlenek węgla | Air Liquide | I2301S-1 | Sprężony |
| nadtlenek wodoru | H325-500 | Fisher Scientific | 30% w wodzie |
| Norma ICP-MS | ICP-MS-6020 | Standardy | |
| Standard rtęci | CGHG1-1 | Nieorganiczne Ventures | 1000± 6 &mikro; g / ml w 5% kwasie azotowym |
| Argon | Air Liquide | Sprężony | |
| hel | Air Liquide | Sprężony, ultra wysokiej czystości | |
| Wodór | Air Liquide | Sprężony, ultra wysokiej czystości | |
| Kwas azotowy | Fisher Scientific | A509-P212 | 67-70% kwas azotowy, klasa metalu śladowego. Uwaga: manipulować pod wyciągiem. |
| Kwas solny | Fisher Scientific | A508-P212 | 35% kwas solny, klasa metali śladowych. Uwaga: manipulować pod wyciągiem. |
| Wyposażenie | |||
| Naukowy sterylizator wstępny | Steris | 31626A | SV-120 |
| Wirówka | Thermo Fisher | 46910 | RC-6 Plus |
| Spektrofotometr | Shimadzu | 1867 | UV-1800 |
| Kontroler pH | Hanna | BL981411 | X4 |
| , X5 | Dwyer | RMA-151-SSV | T31Y |
| Rotometr, X5 | Dwyer | RMA-26-SSV | T35Y |
| Cyrkulator kąpieli wodnej | Fisher Scientific | 13-873-45A Kompaktowy | |
| agregat chłodniczy | VWR | 13270-120 | |
| Liofilizator | Labconco | 7752020 | |
| Płytka mieszająca | Fisher Scientific | 11-100-49S Elektroda laboratoryjna | |
| pH | Phidgets Inc | 3550 | |
| Spektrometr masowy z plazmą sprzężoną indukcyjnie | Agilent Technologies | Seria 7700 ICP-MS | Dołączony do automatycznego podajnika próbek CETAC ASX-520 |
| FIAS 100 | Perkin Elmer Instruments | B0506520 | |
| Spektrometr absorpcji atomowej | Perkin Elmer Instruments | AAnalyst 800 | |
| Podgrzewacz komórek (kwarcowy) | Perkin Elmer Instruments | B3120397 | |
| Programowalny mikrofalowy | Milestone | maksymalna moc 1 200 W | |
| Wirnik mikrofalowy | Milestone | Rotor z naczyniami teflonowymi o pojemności 24-75 ml do mineralizacji mikrofalowej w zamkniętym naczyniu. | |
| Materiały | |||
| 0.2 μ m filtr strzykawkowy | Whatman | 6713-0425 | |
| 0,2 μ m filtr strzykawkowy | Whatman | 6713-1650 | |
| 0,45 μ m filtr strzykawkowy | Thermo Fisher | F2500-3 | |
| Rurki polistyrenowe | Evergreen | 222-2094-050 | 17 x 100 mm z nakrętką, 16 ml, polistyren |
| Oktonowy magnetyczny Mieszanie | pręty Fisher scientific | 14-513-60 | Magnesy zamknięte w fluoropolimerze PTFE |
Bibliografia
- Dismukes, G. C., Carrieri, D., Bennette, N., Ananyev, G. M., Posewitz, M. C. Aquatic phototrophs: efficient alternatives to land-based crops for biofuels. Curr Opin Biotechnol. 19 (3), 235-240 (2008).
- Moody, J. W., McGinty, C. M., Quinn, J. C. Global evaluation of biofuel potential from microalgae. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (23), 8691-8696 (2014).
- Pinto, E., et al. Heavy metal-induced oxidative stress in algae. J Phycol. 39 (6), 1008-1018 (2003).
- Gupta, A., Lutsenko, S. Evolution of copper transporting ATPases in eukaryotic organisms. Curr Genomics. 13 (2), 124-133 (2012).
- Perales-Vela, H. V., Peña-Castro, J. M., Cañizares-Villanueva, R. O. Heavy metal detoxification in eukaryotic microalgae. Chemosphere. 64 (1), 1-10 (2006).
- Sandau, E., Sandau, P., Pulz, O. Heavy metal sorption by microalgae. Acta Biotechnol. 16 (4), 227-235 (1996).
- Amer, L., Adhikari, B., Pellegrino, J. Technoeconomic analysis of five microalgae-to-biofuels processes of varying complexity. Bioresour Technol. 102 (20), 9350-9359 (2011).
- Benemann, J. R., Goebel, R. P., Weissman, J. C., Augenstein, D. C. Microalgae as a source of liquid fuels. Final Technical Report, US Department of Energy, Office of Research. , (1982).
- Benemann, J. R., Oswald, W. J. Report No. DOE/PC/93204--T5 Other: ON: DE97052880; TRN: TRN. Systems and economic analysis of microalgae ponds for conversion of CO2 to biomass. , (1996).
- Chisti, Y. Biodiesel from microalgae. Biotechnol Adv. 25 (3), 294-306 (2007).
- Davis, R., Aden, A., Pienkos, P. T. Techno-economic analysis of autotrophic microalgae for fuel production. Applied Energy. 88 (10), 3524-3531 (2011).
- Jones, S., et al. Process design and economics for the conversion of algal biomass to hydrocarbons: whole algae hydrothermal liquefaction and upgrading. U.S. Department of Energy Bioenergy Technologies Office. , (2014).
- Lundquist, T. J., Woertz, I. C., Quinn, N. W. T., Benemann, J. R. A realistic technology and engineering assessment of algae biofuel production. Energy Biosciences Institute. , Berkeley, CA. (2010).
- Nagarajan, S., Chou, S. K., Cao, S., Wu, C., Zhou, Z. An updated comprehensive techno-economic analysis of algae biodiesel. Bioresour Technol. 145, 150-156 (2011).
- Pienkos, P. T., Darzins, A. The promise and challenges of microalgal-derived biofuels. Biofuels Bioproducts & Biorefining-Biofpr. 3, 431-440 (2009).
- Richardson, J. W., Johnson, M. D., Outlaw, J. L. Economic comparison of open pond raceways to photo bio-reactors for profitable production of algae for transportation fuels in the Southwest. Algal Research. 1 (1), 93-100 (2012).
- Rogers, J. N., et al. A critical analysis of paddlewheel-driven raceway ponds for algal biofuel production at commercial scales. Algal Research. 4, 76-88 (1016).
- Sun, A., et al. Comparative cost analysis of algal oil production for biofuels. Energy. 36 (8), 5169-5179 (2011).
- Thilakaratne, R., Wright, M. M., Brown, R. C. A techno-economic analysis of microalgae remnant catalytic pyrolysis and upgrading to fuels. Fuel. 128, 104-112 (2014).
- Quinn, J. C., et al. Nannochloropsis production metrics in a scalable outdoor photobioreactor for commercial applications. Bioresour Technol. 117, 164-171 (2012).
- Borkenstein, C., Knoblechner, J., Frühwirth, H., Schagerl, M. Cultivation of Chlorella emersonii with flue gas derived from a cement plant. J Appl Phycol. 23 (1), 131-135 (2010).
- Douskova, I., et al. Simultaneous flue gas bioremediation and reduction of microalgal biomass production costs. Appl Microbiol Biotechnol. 82 (1), 179-185 (2009).
- Israel, A., Gavrieli, J., Glazer, A., Friedlander, M. Utilization of flue gas from a power plant for tank cultivation of the red seaweed Gracilaria cornea. Aquaculture. 249 (1-4), 311-316 (2012).
- Napan, K., Teng, L., Quinn, J. C., Wood, B. Impact of Heavy Metals from Flue Gas Integration with Microalgae Production. , Algal Research. (2015).
- Eaton, A. D., Clesceri, L. S., Rice, E. W., Greenberg, A. E. 3125B. Inductively coupled plasma/mass spectrometry (ICP/MS) method. Standard methods for the examination of water and wastewater. , (2005).
- Eaton, A. D., Clesceri, L. S., Rice, E. W., Greenberg, A. E. Standard methods for the examination of water and wastewater. , APHA-AWWA-WEF. (2005).
- Matrix effects in the ICP-MS analysis of selenium in saline water samples. Smith, M., Compton, J. S. Proceedings of the 2004 Water Institute of Southern Africa Biennial Conference, Cape Town, South Africa, , (2004).
- Mehta, S. K., Gaur, J. P. Use of algae for removing heavy metal ions from wastewater: progress and prospects. Crit Rev Biotechnol. 25 (3), 113-152 (2005).
- EPA, U. Method: 200.8: Determination of trace elements in waters and wastes by inductively coupled plasma - mass spectrometry. , (1994).
- Eaton, A. D., Clesceri, L. S., Rice, E. W., Greenberg, A. E. 3120B. Inductively coupled plasma (ICP) method. Standard methods for the examination of water and wastewater. , (2005).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
