Analiza pętli ciśnienie-objętość serca za pomocą cewników konduktancyjnych u myszy

Podsumowanie

Analiza pętli ciśnienia i objętości serca jest najbardziej wszechstronnym sposobem pomiaru funkcji serca w nienaruszonym sercu. Opisujemy technikę wykonywania i analizy pętli objętościowych ciśnienia w sercu przy użyciu cewników konduktancyjnych.

Streszczenie

Analiza pętli ciśnienia i objętości serca jest "złotym standardem" w ocenie zależnych od obciążenia i niezależnych od obciążenia pomiarów funkcji skurczowej i rozkurczowej komór. Miary kurczliwości i podatności komór uzyskuje się poprzez badanie odpowiedzi serca na zmiany obciążenia następczego i obciążenia wstępnego. Techniki te zostały pierwotnie opracowane prawie trzy dekady temu do pomiaru funkcji serca u dużych ssaków i ludzi. Zastosowanie tych analiz do małych ssaków, takich jak myszy, zostało osiągnięte dzięki optymalizacji technik mikrochirurgicznych i stworzeniu cewników konduktucyjnych. Cewniki konduktancyjne pozwalają na oszacowanie puli krwi poprzez wykorzystanie związku między przewodnością elektryczną a objętością. Prawidłowo wykonane techniki te pozwalają na testowanie funkcji serca w genetycznych zmutowanych modelach myszy lub w badaniach nad leczeniem farmakologicznym. Dokładność i precyzja tych badań zależy od starannej dbałości o kalibrację przyrządów, systematyczne przeprowadzanie pomiarów hemodynamicznych i analiz danych. Przyjrzymy się metodom przeprowadzania eksperymentów pętli ciśnienie-objętość przy użyciu cewnika konduktansyjnego u myszy.

Wprowadzenie

Analiza pętli objętości ciśnienia w sercu dostarcza szczegółowych informacji o funkcji serca i jest złotym standardem oceny funkcjonalnej ¹. Podczas gdy techniki obrazowania, takie jak echokardiografia lub rezonans magnetyczny serca, zapewniają pomiary funkcjonalne, pomiary te są w dużym stopniu zależne od warunków obciążenia. Niezależne od obciążenia pomiary kurczliwości i relaksacji serca wymagają dynamicznych pomiarów stosunku ciśnienia i objętości komory w zakresie obciążenia wstępnego i następczego. Takie zrozumienie zależności między ciśnieniem a objętością wynika z przełomowej pracy Sagawy i współpracowników ^2,3. Wykazali oni w perfuzjach ex vivo psich serc, że miary kurczliwości pochodzące z pętli ciśnienie-objętość były niezależne od warunków obciążenia ⁴.

Zastosowanie tych analiz in vivo stało się możliwe wraz z rozwojem cewników konduktancyjnych w latach 80. Ten postęp techniczny pozwolił Kassowi i jego współpracownikom na przeprowadzenie analizy pętli ciśnienie-objętość u ludzi ^5,6. Miniaturyzacja cewników konduktancyjnych i udoskonalenie technik chirurgicznych pod koniec lat dziewięćdziesiątych XX wieku ⁷ umożliwiły analizę funkcji serca gryzoni, co pozwoliło na przeprowadzenie badań genetycznych i farmakologicznych. Postęp ten doprowadził od tego czasu do powszechnego stosowania analizy pętli ciśnieniowo-objętościowej i dostarczył wielu informacji na temat fizjologii serca ssaków.

Kluczowym pojęciem w użyciu cewników konduktancyjnych i interpretacji danych z nich uzyskanych jest zależność między objętością a przewodnictwem. Przewodność jest odwrotnie proporcjonalna do napięcia, które mierzy się za pomocą cewnika z elektrodami umieszczonymi proksymalnie, zwykle umieszczonymi poniżej zastawki aortalnej, a dystalnie na wierzchołku lewej wysokości ⁸. Zmiany napięcia lub przewodności są mierzone przez zmiany prądu płynącego od elektrody proksymalnej do dystalnej. Chociaż pula krwi znacząco przyczynia się do przewodności, udział ściany komory, zwany przewodnictwem równoległym (V_p), w zmierzonej przewodności musi zostać odjęty, aby uzyskać bezwzględne pomiary objętości lewej komory.

Metody wykonywania tej korekty, zwane kalibracją soli fizjologicznej, są omówione w poniższym protokole. Matematyczny związek między przewodnością a objętością, opisany przez Baana i współpracowników, jest następujący: objętość = 1/α; (ρL²)(G-G_p), gdzie α = współczynnik korekcji pola jednolitego, ρ = rezystywność krwi, L = odległość między elektrodami, G = przewodność i G_p = przewodnictwo bez krwi ⁹. Warto zauważyć, że jednolity współczynnik korekcji pola u myszy zbliża się do 1,0 ze względu na małe objętości komory¹⁰. W połączeniu z przetwornikami ciśnienia, cewnik konduktancyjny dostarcza w czasie rzeczywistym jednoczesnych danych o ciśnieniu i objętości

.

Analiza ciśnienia i objętości serca ma szczególne zalety w porównaniu z innymi pomiarami funkcji serca, ponieważ pozwala na pomiar funkcji komór niezależnie od warunków obciążenia i częstości akcji serca. Specyficzne wskaźniki kurczliwości serca niezależne od obciążenia obejmują: zależność objętości ciśnienia końcowoskurczowego (ESPVR), zależność dP/dt_max – objętość końcoworozkurczowa, maksymalną elastan (E_max) i pracę udarową z obciążeniem wstępnym (PRSW). Niezależną od obciążenia miarą funkcji rozkurczowej jest zależność objętości ciśnienia końcoworozkurczowego (EDPVR) ¹¹. Poniższy protokół opisuje przeprowadzenie analizy pętli objętościowej ciśnienia w sercu, przy użyciu zarówno dostępu szyjnego, jak i wierzchołkowego. Chociaż metodologia wykonywania tych badań została szczegółowo opisana wcześniej ^8,11, dokonamy przeglądu kluczowych kroków w celu uzyskania precyzyjnych pomiarów ciśnienia i objętości, w tym korekcji kalibracji zarówno soli fizjologicznej, jak i kuwety, oraz przedstawimy wizualną demonstrację tych procedur. Badania na zwierzętach przeprowadzone na potrzeby tego badania były prowadzone zgodnie z zatwierdzonymi protokołami i przepisami dotyczącymi dobrostanu zwierząt Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Duke University Medical Center.

Protokół

1. Przygotowanie cewnika konduktanckiego i kalibracja ciśnienia

1. Podłącz cewnik przewodzący do modułu cewnika hemodynamicznego. Elektroniczna kalibracja pomiarów ciśnienia i objętości poprzez rejestrowanie wstępnie ustawionego ciśnienia i objętości w module cewnika. Zapisz ślad 0 mm Hg i 25 mm Hg (rysunek 1A) i przypisz napięcia do obu naprowadzania ciśnienia (rysunek 1B i 1C). Podobnie zapisz śledzenie objętości 5 RVU i 25 RVU (rysunek 1D) i przypisz napięcia do obu śledzenia objętości (1E i 1F).
2. Potwierdź elektroniczną kalibrację ciśnienia ręczną kalibracją ciśnienia za pomocą ciśnieniomierza kolumny rtęciowej. Zamontuj port mankietu ciśnieniomierza z 3-kierunkowym kranem. Napełnij 3-portowy system zastawek hemostazy, często używany do angioplastyki wieńcowej, wodą RT za pomocą bocznego portu.
   1. Umieść końcówkę cewnika konduktanckiego w wypełnionej płynem zastawce hemostazy i delikatnie zabezpiecz bez załamywania się cewnika. Podłącz zawór hemostazy do ciśnieniomierza i napompuj do 200 mmHg i zablokuj 3-drogowy kurek. Sprawdź, czy zmierzone ciśnienie odpowiada ciśnieniu napompowanemu na ciśnieniomierzu.
3. Umieścić cewnik w roztworze soli fizjologicznej podgrzanym do temperatury 37 °C, czyli na poziomie pola operacyjnego i zmierzyć ciśnienie. Dostosuj kontrolę ciśnienia, aż zarejestrowane ciśnienie spadnie do zera.

2. Znieczulenie/Intubacja

1. Podawać ketaminę/ksylazynę (80-100/10 mg ^kg-1) we wstrzyknięciu dootrzewnowym.
   Uwaga: Można stosować alternatywne środki znieczulające. Obszerna lista środków znieczulających znajduje się w poprzednich recenzjach tej techniki ^11,12. Prawidłowe znieczulenie można potwierdzić delikatnym uszczypnięciem ogona.
2. Po znieczuleniu ogol szyję i klatkę piersiową maszynką do strzyżenia włosów i umieść na podgrzewanej podkładce. Utrzymuj temperaturę odbytu myszy na poziomie 36,5-37,5 ºC. Niskie temperatury ciała spowodują obniżenie tętna. Nałóż maść na oczy, aby zapobiec wysuszeniu
3. Wykonaj nacięcie w linii środkowej szyi i odetnij mięśnie tchawicy, aby odsłonić tchawicę. Umieść rurkę dotchawiczą w ustach, wizualizując tchawicę, aby zapewnić intubację, i podłącz do respiratora.
4. Utrzymuj mysz na respiratorze podczas zabiegu. Ustaw ustawienia respiratora na podstawie wagi zwierzęcia, jak opisano wcześniej ¹¹. Objętość oddechowa (ml) = 6,2 x (masa zwierzęcia w kilogramach) ^1,01 i częstość oddechów = 53,5 x (waga zwierzęcia w kilogramach) ^-0,26.

3. Umieszczenie cewnika konduktanckiego w komorze niskiego napięcia

1. Dostęp szyjny
   1. Aby zapewnić sterylność, stosuje się dwa zestawy sterylnych narzędzi chirurgicznych – jeden do wstępnego nacięcia skóry, a drugi do operacji w torakotomii. Narzędzia powinny być odkażane za pomocą suchego sterylizatora między zwierzętami podczas indywidualnej sesji chirurgicznej i autoklawowane na koniec każdego dnia chirurgicznego.
   2. Po odkażeniu skóry trzema cyklami peelingu do skóry z chlorheksydyną + alkoholem (0,5% roztwór chlorheksydyny/70% alkoholu), wykonaj nacięcie nad prawą tętnicą szyjną od żuchwy do mostka. Wypreparuj otaczającą tkankę, aby odsłonić prawą tętnicę szyjną i przeciąć nerw błędny, który biegnie w sąsiedztwie tętnicy szyjnej.
   3. Umieść sterylny jedwabny szew 6-0 wokół dystalnego końca (z dala od klatki piersiowej) tętnicy szyjnej, zawiąż i zabezpiecz. Umieść dwa dodatkowe szwy pod tętnicą szyjną proksymalnie (bliżej klatki piersiowej) do pierwszego szwu, luźno wiążąc szew środkowy. Delikatnie pociągnij szew proksymalny i zabezpiecz, zaciskając go na skórze. Przed kontynuowaniem upewnij się, że tętnica szyjna została zaciśnięta zarówno proksymalnie, jak i dystalnie.
   4. Wykonaj małe nacięcie w tętnicy szyjnej R., proksymalnie do pierwszego szwu i rozciągaj się wzdłużnie w kierunku klatki piersiowej.
   5. Wprowadzić końcówkę cewnika konduktującego, uprzednio nasączoną ciepłą solą fizjologiczną przez 30 minut, do naczynia przez nacięcie i zabezpieczyć cewnik za pomocą środkowego szwu.
   6. Delikatnie przesuwaj cewnik w lewej komorze przez tętnicę szyjną, obserwując śledzenie pętli ciśnienie-objętość, aby zapewnić prawidłowe umieszczenie.
      Uwaga: Optymalne umieszczenie cewnika powinno dać pętle ciśnienie-objętość, które wydają się prostokątne (patrz rysunek 2). Jeśli napotkasz jakikolwiek opór w przejściu cewnika, delikatnie pociągnij do tyłu i ponownie przesuwaj się z delikatnym naciskiem. Delikatne obracanie cewnika może pomóc w umieszczeniu go w lewej komorze. Wymuszanie cewnika przewodzącego może prowadzić do poważnych powikłań sercowo-naczyniowych lub uszkodzenia cewnika.
   7. Zapisz podstawowe pętle ciśnienie-objętość ~10 minut po umieszczeniu cewnika i osiągnięciu stanu ustalonego (ryc. 2).
2. Podejście wierzchołkowe
   1. W znieczulonej i wentylowanej myszy wykonaj nacięcie od wyrostka mieczykowatego i przeciąć bocznie ścianę klatki piersiowej, aż przepona będzie widoczna.
   2. Przetnij przeponę i wizualizuj wierzchołek serca.
   3. Wprowadzić cewnik kondukcyjny do wierzchołka lewej komory przez ranę kłutą igłą (za pomocą igły 25-30 G), aż elektroda proksymalna znajdzie się tuż wewnątrz komory.
   4. Zapisuj podstawowe pętle ciśnienie-objętość ~10 min po umieszczeniu cewnika i osiągnięciu stanu ustalonego.

4. Zmienne obciążenie następcze za pomocą przejściowej okluzji aorty

1. Aby wykonać przejściową niedrożność aorty, wykonaj małe poziome nacięcie w górnej części klatki piersiowej i wypreparuj otaczającą tkankę, aby odsłonić aortę poprzeczną.
2. Umieść jedwabną ligaturę 6-0 pod aortą poprzeczną. Po tym, jak pętle uciskowo-objętościowe powrócą do linii podstawowej, zapnij oba końce szwu zaciskiem igły, delikatnie i powoli podnieś szew przez 1-2 sekundy i powoli zwolnij napięcie.
3. Powtarzaj tę procedurę, aż zostaną wykonane trzy oddzielne optymalne nagrania z tego samego zwierzęcia.
   Uwaga: Optymalne zapisy powinny mieć co najmniej 5 cykli pętli objętości ciśnienia i stały wzrost końcowego ciśnienia skurczowego podczas przykładania naprężenia na szew (ryc. 3A i 3C).

5. Zmienne obciążenie wstępne za pomocą przejściowej okluzji żyły głównej dolnej (IVC)

1. Aby wykonać przejściową niedrożność żyły głównej dolnej, wykonaj poziome nacięcie poniżej wyrostka mieczykowatego, pod przeponą, aby odsłonić IVC.
2. Umieść jedwabną ligaturę 6-0 pod IVC. Po tym, jak pętle ciśnienie-objętość powrócą do linii podstawowej, zapnij oba końce szwu zaciskiem igły; Delikatnie i powoli podnieś szew przez 1-2 sekundy i powoli zwolnij napięcie. Okluzję IVC można również wykonać poprzez delikatne wywieranie nacisku za pomocą wacika z bawełnianą końcówką.
3. Powtarzaj tę procedurę, aż zostaną wykonane trzy oddzielne optymalne nagrania z tego samego zwierzęcia.
   Uwaga: Optymalne zapisy powinny mieć co najmniej 5 cykli pętli objętości ciśnienia i stały spadek ciśnienia końcowo-rozkurczowego lewej komory podczas przykładania napięcia do szwu (ryc. 4A i 4B).

6. Kalibracja soli fizjologicznej

1. Na zakończenie badania wartość przewodnictwa równoległego (V_p) można uzyskać, wstrzykując zwierzęciu 10 μl bolusa hipertonicznego soli fizjologicznej (15%) przez żyłę szyjną (ryc. 5A i 5B).
   Uwaga: Ten bolus spowoduje pozorny wzrost objętości bez zmiany ciśnienia. Ta pozorna zmiana objętości jest wynikiem zmiany przewodnictwa w sadzawce krwi, a nie faktycznego wzrostu objętości. Można zaobserwować przejściowy spadek dP/dt_max, ponieważ sól fizjologiczna hipertoniczna ma ujemne działanie inotropowe ¹³. Obliczone V_p można wprowadzić do oprogramowania do analizy pętli objętości ciśnienia wraz z parametrami kalibracji kuwety do i przeliczyć z RVU w mikrolitrach.

7. Kalibracja kuwety

1. Aby przeprowadzić kalibrację kuwety, umieść kuwetę z dołkami o znanych średnicach dostarczonych przez producenta na poduszce grzewczej lub łaźni wodnej podgrzanej do 37 ºC. Wypełnij pierwsze 4-5 otworów świeżą, ciepłą, heparynizowaną krwią od myszy poddawanych ocenie hemodynamicznej.
   Uwaga: Kalibracja kuwetowa pozwala na dokładną ocenę puli krwi w lewej komorze przy użyciu krwi myszy i pozwala na konwersję danych dotyczących objętości z RVU na mikrolitry.
2. Włóż cewnik konduktancyjny do pierwszej studzienki, aż wszystkie elektrody zostaną zanurzone. Delikatnie przesuń cewnik w studzience, co spowoduje wytworzenie różnych RVU.
3. Rejestruj zmiany przewodności w kanale głośności w RVU. Wybierz najwyższą RVU do kalibracji.
   Uwaga: Objętość studzienek można obliczyć za pomocą 1) równania dla objętości cylindra, gdzie promień jest promieniem studzienki kuwetowej, a długość jest oparta na długości między dwiema wewnętrznymi elektrodami czujnikowymi lub 2) sprawdzenie w instrukcjach producenta. Moc wyjściowa przewodności może być skorelowana ze znanymi objętościami w celu opracowania równania kalibracyjnego, które przekształca dane z RVU na mikrolitry ¹¹.

8. Eutanazja

1. Po zakończeniu protokołu myszy są poddawane eutanazji za pomocą zwichnięcia szyjki macicy pod narkozą.
2. Aby zapewnić śmierć, myszy, które przeszły zwichnięcie szyjki macicy, muszą zostać poddane wtórnej metodzie eutanazji. Stosujemy wykrwawianie w znieczuleniu, z pobraniem tkanki serca do eksperymentów lub obustronną torakotomię w znieczuleniu.

9. Analiza danych za pomocą oprogramowania do analizy pętli objętości ciśnienia

1. Obliczać V_p z kalibracji soli fizjologicznej
   1. Wybierz pętle ciśnienia i objętości uzyskane podczas wyrzucania hipertonicznego roztworu soli fizjologicznej (Rysunek 5A i 5B)
   2. Eksport pętli do oprogramowania do analizy objętości ciśnienia. Wybierz opcję kalibracji soli fizjologicznej (Rysunek 5C)
   3. Zapisz obliczoną wartość V_p (rysunek 5D).
      Uwaga: Wartość V_p oblicza się, identyfikując przecięcie 1) objętości końcoworozkurczowej w stosunku do objętości końcowoskurczowej z kalibracji soli fizjologicznej i 2) objętości końcoworozkurczowej = linii objętości końcowoskurczowej. Przecięcie tych linii zapewnia V_p, które jest obliczane przez oprogramowanie do analizy pętli objętości ciśnienia.
2. Wprowadź relację przewodności do objętości (RVU) w opcjach kanału głośności (Rysunek 1F)
3. Pomiar relacji pętli ciśnienie-objętość linii bazowej
   1. Wybierz 8-10 cykli pracy serca z kanałów ciśnienia i objętości po osiągnięciu stanu ustalonego (Rysunek 2A) i wyeksportuj do oprogramowania analitycznego. Zidentyfikuj 5-6 pętli końcowo-wydechowych (rysunek 2B)
   2. Użyj wartości_{V p}, aby skorygować przewodność równoległą. Wybierz opcję "Stan ustalony" i wygeneruj hemodynamiczną tabelę podsumowującą (Rysunek 2C)
4. Zmierz zależność pętli ciśnienie-objętość podczas zwężenia aorty
   1. Wybierz 8-10 cykli pracy serca z kanałów ciśnienia i objętości, które odpowiadają zwężeniu aorty przed wzrostem ciśnienia końcoworozkurczowego (ryc. 3A) i wyeksportuj do oprogramowania analitycznego. Zidentyfikuj 5-6 pętli końcowo-wydechowych (Rysunek 3C)
   2. Wybierz analizę "Kurczliwości" (Rysunek 3B), która obliczy zależność objętości ciśnienia końcowoskurczowego (ESPVR)
5. Zmierz zależność pętli ciśnienie-objętość podczas zwężenia IVC
   1. Wybierz 8-10 cykli pracy serca z kanałów ciśnienia i objętości, które odpowiadają zwężeniu IVC (ryc. 4A) i wyeksportuj do oprogramowania analitycznego. Zidentyfikuj 5-6 pętli końcowo-wydechowych (rysunek 4B)
   2. Wybierz analizę "Kurczliwości" (Rysunek 3B), która obliczy obciążenie wstępne Recruitable Stroke Work (PRSW) (Rysunek 4C), Maximum dP/dt vs EDV (Rysunek 4D), a także ESPVR i zależność objętości ciśnienia rozkurczowego (Rysunek 4E)

Wyniki

Analiza pętli ciśnienie-objętość może być użyta do pomiaru funkcji serca u genetycznie zmodyfikowanych myszy ^14,15 lub myszy poddawanych badaniom nad lekami¹⁶. Reprezentatywne pętle objętości ciśnienia pochodzą z wcześniej opublikowanej pracy ¹⁶ badającej wpływ liganda AT1R spolaryzowanego ß-Arrestin, TRV120023. Aby sprawdzić, czy TRV120023 wpływa na czynność serca in vivo, przeprowadzono analizę pętli ciśnienie-objętość na myszach typu dzikiego otrzymujących konwencjonalne i now...

Dyskusja

Opisujemy metodę przeprowadzania analizy pętli ciśnieniowo-objętościowej za pomocą cewnika konduktancyjnego u myszy, w celu uzyskania kompleksowych analiz zarówno kurczliwości, jak i relaksacji serca. Suga, Sagawa i współpracownicy wykorzystali pętle ciśnienia i objętości do zdefiniowania miar kurczliwości serca, w szczególności nachylenia ESPVR, czyli elastancji końcowoskurczowej (E_es) i E_max. Elastancja, określona przez stosunek ciśnienia do objętości (P/V), zmienia się w czasie trwania skurczu. P...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
AnaSed (ksylazyna)	Lloyd Laboratories	NADA nr 139-236	Środek znieczulający
Ketaset (ketamina)	Pfizer	440842	Anesthetic
VIP3000	Matrx Medical Inc.		Aparat anestezjologiczny
Respirator	Aparat Harvard	Model 683	Sprzęt chirurgiczny
Zestaw rurek	Aparat Harvard	72-1049	Sprzęt chirurgiczny
Koc homeotermiczny	Kaz Inc.	5628	Sprzęt chirurgiczny
Mikroskop stereoskopowy	Carl Zeiss Optical Inc.	Stemi 2000
Oświetlacz	Cole– Parmer	41720	Sprzęt chirurgiczny
Dumont no. 55 Kleszcze Dumostar	Fine Science Tools Inc	11295-51	Instrumenty chirurgiczne Kleszcze
Graefe'a, zakrzywione	Fine Science Tools Inc	11052-10	Instrumenty chirurgiczne Kleszcze
Moria MC31	Fine Science Tools Inc	11370-31	Instrumenty chirurgiczne
Nożyczki Mayo	Fine Science Tools Inc	14512-15	Instrumenty chirurgiczne
Nożyczki do irysów	Fine Science Tools Inc	14041-10	Instrumenty chirurgiczne
Uchwyt igły Halsey	Fine Science Tools Inc	12501-13	Instrumenty chirurgiczne
Olsen– Uchwyt igły Hegar	Fine Science Tools Inc	12002-12	Narzędzia chirurgiczne
Nożyczki sprężynowe	Fine Science Tools Inc	15610-08	Jednorazowe podkładki do narzędzi chirurgicznych
	Kendall/Tyco Healthcare	1038	Materiały chirurgiczne
Sterylne gąbki z gazy, sterylne	Dukal	62208	Materiały chirurgiczne
Aplikatory z bawełnianą końcówką, sterylne	Solon	368	Surgical Supplies
Szew chirurgiczny,  jedwab, 6-0	DemeTECH	FT-639-1	Materiały chirurgiczne
1 cc Strzykawki insulinowe	Becton Dickenson	329412	Dostęp do materiałów chirurgicznych
9 Zastawka hemostazy	Merit Medical	MAP111	Sprzęt hemodynamiczny
Ciśnieniomierz	Baumanometr	320	Sprzęt hemodynamiczny
System fotowoltaiczny Millar MPVS-300/400 lub MPVS Ultra (zawiera kuwetę kalibracyjną)	ADInstruments Inc		Sprzęt hemodynamiczny
Cewnik konduktowanowy 1.4F	ADInstruments Inc	SPR-839	Sprzęt hemodynamiczny
PowerLab 4/30 z wykresem Pro	ADInstruments Inc.	ML866/P	Hemodynamiczna programowa
maszynka do strzyżenia zwierząt	Wahl	8787-450A	Różne
rurki śródskórne PE-10	Becton Dickenson	427401	Różne
rurki śródskórne PE-50	Becton Dickenson	427411
Różne Asortyment igieł (rozmiar 18, 25 i 30; Thomas Scientific)			Różne
0,9% (wag./obj.) chlorek sodu do wstrzykiwań, USP)	Hospira	NDC nr 0409-4888-50
Różne Taśma
Różne Alconox (Alconox Inc.) do czyszczenia cewników	ADInstruments Inc.		rozmaity