Method Article

Proste i wspomagane komputerowo testy węchowe dla myszy

DOI:

10.3791/52944

⸱

June 15th, 2015

 , 
1Unit of Anatomy, Department of Medicine, University of Fribourg

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy prosty i bezstronny test węchowy na myszach. Dzięki temu protokołowi dyskryminacja węchowa, preferencje, unikanie i wrażliwość na nowy zapach w porównaniu z wodą mogą być oceniane w pojedynczych sesjach behawioralnych. Ta metoda jest wskazana dla pojedynczego eksperymentatora, a analiza opiera się na komputerowym przetwarzaniu wideo.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Węch jest wysoce konserwatywny wśród gatunków i jest niezbędny do rozmnażania i przetrwania.

U ludzi węch jest również jednym ze zmysłów, na które wpływa starzenie się i jest silnym predyktorem chorób neurodegeneracyjnych. W związku z tym testy węchowe są stosowane jako nieinwazyjna metoda diagnostyczna do wczesnego wykrywania deficytów neurologicznych. Aby zrozumieć mechanizmy leżące u podstaw podatności sieci węchowej, badania węchowe na gryzoniach nabrały tempa w ciągu ostatniej dekady.

Tutaj prezentujemy bardzo prostą, efektywną czasowo i powtarzalną metodę testowania węchu wrodzonej percepcji zapachu i wrażliwości u myszy bez konieczności wcześniejszego ograniczania jedzenia lub wody. Testy są wykonywane w środowisku znanym myszom, wymagają jedynie zapachów i 2-minutowej sesji ekspozycji na substancje zapachowe. Analiza jest wykonywana post hoc za pomocą poleceń wspomaganych komputerowo na ImageJ i dlatego może być przeprowadzona od początku do końca przez jednego badacza.

Ten protokół nie wymaga żadnego specjalnego sprzętu ani konfiguracji i jest przeznaczony dla każdego laboratorium zainteresowanego testowaniem percepcji węchowej i wrażliwości.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Węch jest jedną z najbardziej rozwiniętych i ważnych funkcji sensorycznych u ssaków. Każde upośledzenie aktywności węchowej może wpływać na przyjmowanie pokarmu, zachowania społeczne, a w najgorszym przypadku nawet na przeżycie. U ludzi pogorszenie węchu jest zależne od wieku1 i jest uważane za silny predyktor zaburzeń neurologicznych 2-6. Test identyfikacji węchowej opracowany przez University of Pennsylvania jest obecnie jednym z najczęściej stosowanych, nieinwazyjnych i mierzalnych testów diagnostycznych, które mogą ocenić wczesne deficyty neurologiczne7 i przewidzieć z dużym prawdopodobieństwem postęp demencji8,9.

Dostępność układu węchowego i znaczenie węchu u gryzoni, wywołało intensywną linię badań nad mechanizmami leżącymi u podstaw funkcji węchowych10. Wcześniej wykazaliśmy, że utrata funkcji receptora sygnalizacyjnego Notch1 wpływa na unikanie węchu11. W tym protokole używamy myszy pozbawionych liganda sygnałowego, Jagged1, w neuronach lub gleju do badania wydajności węchowej.

Wrodzony węch jest definiowany przez trzy parametry: percepcja, rozróżnianie zapachów i wrażliwość węchowa4. Testy węchowe u gryzoni można przeprowadzać na różne sposoby, a niektóre badania behawioralne wykorzystują olfaktometry, które dostarczają zwierzęciu zapach o określonym stężeniu pary i w precyzyjnych ramach czasowych12-14. Niemniej jednak oprzyrządowanie to jest drogie i może być dostępne tylko w specjalistycznych obiektach. W naszej pracy zapewniamy prosty, szybki i powtarzalny protokół badań węchowych, który przeprowadzany jest przy użyciu lotnych zapachów. Opisane testy mierzą percepcję zapachu atraktantu lub środka odstraszającego i oceniają rozróżnienie między zapachem a wodą11,15,16. Korzystając z tej samej konfiguracji, możemy również zmierzyć wrażliwość na zapach o różnych stężeniach16,17. Komputerowe przetwarzanie wideo post-hoc, zainspirowane pracą Page'a iwspółpracowników18, zapewnia bezstronne wyniki bez potrzeby eksperymentalnego zaślepienia i pozwala jednej osobie na przeprowadzenie całego eksperymentu.

Ten protokół ma na celu dostarczenie punktu wyjścia do badania zachowań węchowych u myszy.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt są zgodne z Dyrektywą UE 2010/63/UE w sprawie ochrony zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych i są zatwierdzone przez lokalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami (Kanton Fryburg, Szwajcaria).

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Zwierzęta doświadczalne
    1. Przeprowadzaj eksperymenty na dorosłych samcach myszy typu dzikiego i transgenicznego (tło C57BL/6) w wieku 3-5 miesięcy. Trzy grupy myszy odpowiadają kontrolom miotu typu dzikiego (grupa A, Jagged1 flox/flox19) i dwóm warunkowym liniom myszy KO (grupa B, Jagged1ncKO i C, Jagged1gcKO).
    2. Trzymaj myszy w standardowych warunkach laboratoryjnych w wentylowanym pomieszczeniu, z 12-godzinnym kontrolowanym cyklem ciemności/światła i dostarczaj pożywienie i wodę ad libitum.

2. Konfiguracja eksperymentalna

  1. Arena eksperymentalna
    1. Na arenie eksperymentalnej użyj czystej, wysterylizowanej klatki dla myszy (36 cm długości x 20,5 cm szerokości x 13,5 cm wysokości) (Rysunek 1A).
    2. Przypisz każdą mysz do numerowanej klatki ze świeżą ściółką o wysokości 3 cm. Jeśli klatki są ponownie używane, tak jak w teście wrażliwości na zapach, należy podjąć następujące środki, aby uniknąć zanieczyszczenia krzyżowego między zapachami a myszami.
      1. Zaznacz stronę wody.
      2. Oczyść węższe ścianki klatek dwiema bibułkami spryskanymi 70% etanolem, po jednej na każdą stronę.
      3. Ułóż klatki zgodnie z genotypem myszy i przechowuj tymczasowo pod kapturem laminarnym.
  2. kamera
    1. Zamontuj kamerę na niestandardowym statywie tak, aby obiektyw znajdował się w odległości 58 cm od spodu klatki (Rysunek 1A). Ustal pozycję statywu i klatki i rozgranicz za pomocą znaczników, aby umożliwić wyśrodkowanie aparatu na górze klatki.
    2. Nagrywaj filmy w rozdzielczości 320 x 240 pikseli, 15,08 klatek na sekundę jako pliki MOV.
  3. Zapachów
    1. Zawiesić zapachy, jeśli jest to wskazane, w rozpuszczalniku, w którym są rozpuszczalne.
    2. Do testu preferencji użyj masła orzechowego. Ponownie zawiesić masło orzechowe w oleju arachidowym (10% w/v).
    3. Do testu unikania należy użyć czystego kwasu 2-metylomasłowyego (2-MB) (98%).
    4. Do testu wrażliwości należy użyć moczu samicy z tej samej kolonii myszy i tła (C57BL/6).
      1. Dla wygody zbierz mocz 1-2 dni przed badaniem węchowym. Unieruchomić i trzymać mysz pod maską z brzuchem nad siatką klatki. Pod siatką klatki umieść plastikową szalkę Petriego, aby zebrać krople moczu.
      2. Zbierz mocz od każdej samicy do probówki o pojemności 1,5 ml i wymieszaj wszystkie próbki moczu, aby znormalizować zmienność między zwierzętami. Przechowywać w temperaturze -20 °C do czasu użycia.
      3. W dniu eksperymentu rozmrozić mocz i wykonać 4 rozcieńczenia w podwójnie destylowanej wodzie o współczynniku rozcieńczenia 10 (1:10, 1:100; 1:10,000; 1:10,000).

3. Testy węchowe

Uwaga: W tym protokole celowo wybrano zapachy, które są odbierane jako silne atraktanty (masło orzechowe i żeński mocz) lub silne środki odstraszające (kwas 2-MB)15. Ważne jest, aby przed testem unikania przeprowadzić testy preferencji i wrażliwości na przyjemne zapachy, aby wyeliminować możliwość jakiejkolwiek ingerencji w zachowanie węchowe. Niemniej jednak, dla uproszczenia, w niniejszym artykule test preferencji i unikania zostanie opisany w ramach testu percepcji. Każda sesja behawioralna rozpoczyna się od fazy przyzwyczajenia.

  1. Faza przyzwyczajenia
    1. Umieść zwierzę w czystej przypisanej klatce i pozwól mu eksplorować przez 5 minut (Rysunek 1B). Ponieważ środowisko klatki doświadczalnej jest znane klatce domowej, ten krótki czas wystarczy, aby umożliwić przyzwyczajenie.
    2. Jeśli test wrażliwości zostanie zakończony w ciągu jednego dnia, należy przeprowadzić habituację tylko raz przed zastosowaniem najbardziej rozcieńczonego zapachu. Jeżeli test wrażliwości jest przeprowadzany w różnych dniach, każdego dnia potrzebna jest faza przyzwyczajenia na nowej, czystej klatce.
  2. Test Percepcji
    1. Po przyzwyczajeniu włącz kamerę i natychmiast odpipetuj 60 μl przyjemnego zapachu (masło orzechowe) i 60 μl neutralnego zapachu (woda z kranu) na przeciwległe ścianki klatki w odległości około 10 cm od dna (rysunek 1C).
    2. Pozwól myszy badać zapachy przez 2 minuty (rysunek 1D). Następnie wyłącz aparat.
    3. W tym momencie przejdź do następnej myszy, zaczynając od fazy przyzwyczajenia. Dokładnie w ten sam sposób należy przeprowadzić test unikania, nakładając 60 μl środka odstraszającego (kwas 2 MB) i 60 μl wody.
  3. Test wrażliwości
    1. Oceń próg przyciągania samców myszy do rosnących stężeń moczu samic w następującej kolejności: 1:10 000; 1:1,000; 1:100; 1:10 i czysty mocz.
    2. Po przyzwyczajeniu, wystawić każdą mysz na działanie najwyższego rozcieńczenia odpipetowanego przez eksperymentatora, jak opisano wcześniej w 3.2.1.
    3. Nagraj eksploracyjne zachowanie moczu w porównaniu z wodą w ciągu 2 minut na kamerze wideo. Po tym, jak wszystkie kohorty myszy są testowane pod kątem najwyższego rozcieńczenia (1: 10 000), należy wystawić je na działanie wyższego stężenia moczu, jak wskazano powyżej.

4. Analiza danych post-hoc

Uwaga: Wszystkie opisane testy behawioralne są przetwarzane post hoc zgodnie z instrukcjami analizy danych.

  1. Otwórz pliki MOV w ImageJ dla systemów Windows
    1. Zainstaluj program Quick Time for Java, korzystając z ustawień dostosowanych do programu http://www.apple.com/quicktime/download .
    2. Zainstaluj wtyczkę Quick Time ze strony ImageJ (http://rsb.info.nih.gov/ij/plugins/qt-capture.html).
    3. Zaimportuj plik QTJava.zip (C:\Program Files\QuickTime\QTSystem) do rozszerzenia biblioteki ImageJ (. ImageJ\jre\lib\ext).
    4. Skopiuj również QTJava.zip z folderu wtyczek i zmień jego nazwę na QTJava.jar.
    5. Zainstaluj sześć skryptów dołączonych do folderu Makra (ImageJ\plugins\Macros).
    6. Otwórz ImageJ, a następnie skompiluj i uruchom wtyczkę Quick Time, a następnie zamknij ImageJ.
    7. Otwórz ponownie ImageJ i otwórz plik MOV za pomocą polecenia Plik> importu> za pomocą funkcji Szybki czas.
  2. Regulacja wideo
    1. Po otwarciu pliku wideo w ImageJ, wytnij wideo, aby uzyskać stałą 2-minutową eksplorację od momentu, gdy eksperymentator odpipetował substancje zapachowe do klatki (T0). Zidentyfikuj klatkę odpowiadającą T0 i usuń poprzednie klatki, używając przyrostów 1 (narzędzie do usuwania ImageJ\Image\Stacks\ToolsSlice). Użyj tego samego polecenia, aby usunąć wszystkie klatki przekraczające 2 minuty eksploracji.
    2. Upewnij się, że klatka jest wyśrodkowana i w razie potrzeby użyj polecenia Image>Transform>Rotate, aby ją wyrównać.
  3. Przetwarzanie wideo
    Uwaga: Przetwarzanie wideo jest w pełni wspomagane komputerowo i wykorzystuje polecenia makr dołączone do tego dokumentu.
    1. Aby ograniczyć obszar do klatki o rozmiarze 127 x 218 pikseli, uruchom makro Krok 1 z polecenia Plug>Macros>Run. Przesuń stały prostokąt nad klatką (Rysunek 2, Krok 1).
    2. Przytnij obszar klatki w obszarze zainteresowania (ROI) za pomocą makra Krok 2 (Rysunek 2, Krok 2).
    3. Użyj makra kroku 3, aby wyodrębnić obraz myszy z tła, przypisując sygnał progowy, usuwając plamki i filtrując wariancję sygnału. Wartości wyjściowe na wykresie osi Z wskazują średnie wartości szarości, odpowiadające intensywności cienia myszy poruszającego się w ROI "komory wodnej" podczas 2-minutowej eksploracji. Skopiuj wyniki do arkusza o nazwie zgodnej z ROI w pliku arkusza kalkulacyjnego (Rysunek 2, Krok 3).
    4. Użyj makra kroku 4, aby wyodrębnić średnie wartości szarości myszy w "komorze zapachowej" ROI. Skopiuj wyniki do arkusza o nazwie zgodnej z ROI w tym samym pliku arkusza kalkulacyjnego, co w 4.3.3 (Rysunek 2, Krok 4).
    5. Aby jeszcze bardziej zawęzić analizę ruchu myszy w "obwodzie wody" ROI, należy użyć makra Krok 5. Skopiuj wynik do arkusza roboczego o nazwie zgodnej z ROI w tym samym pliku arkusza kalkulacyjnego, co w 4.3.3 (Rysunek 2, Krok 5).
    6. Aby ograniczyć analizę ruchu myszy w "obwodzie zapachu" ROI, użyj makra kroku 6. Skopiuj wynik do arkusza roboczego o nazwie zgodnej z plikiem arkusza kalkulacyjnego ROI, jak w 4.3.3 (Rysunek 2, Krok 6).
    7. Przetwarzaj wszystkie filmy i sprawdzaj spójność liczby klatek na zwierzę. Tutaj nagraj wszystkie zwierzęta przez 1,810 klatek odpowiadających 2-minutowej sesji eksploracyjnej.
    8. Dla każdego zwierzęcia i dla każdego ROI sortuj ramki ze średnimi wartościami szarości większymi niż 0. Podziel liczbę klatek przez wartości odpowiadające 1 sekundzie i uzyskaj sekundy spędzone w każdym ROI.

5. Analiza statystyczna

  1. Dla każdego testu sprawdź jednorodność wariancji w obrębie grup/genotypów za pomocą testu Bartletta, korzystając ze wzoru dostępnego na http://www.real-statistics.com/one-way-analysis-of-variance-anova/homogeneity-variances/ .
  2. W teście przyciągania i unikania przeprowadź porównania między czasem spędzonym z wodą a zapachem w jednej grupie za pomocą bezkierunkowego testu t Studenta, zakładając równe lub nierówne wariancje w zależności od wyników testu Bartletta. Porównaj czas spędzony z zapachami odjęty przez czas spędzony z wodą między genotypami za pomocą jednokierunkowej ANOVA z testem post-hoc Bonferroniego.
  3. W teście wrażliwości przeanalizuj porównania czasu spędzonego z zapachem odjętym od czasu spędzonego z wodą między grupami przy określonym rozcieńczeniu moczu za pomocą jednoczynnikowej ANOVA z testem post-hoc Bonferroniego. Porównaj wrażliwość między grupami na rosnące stężenia zapachów za pomocą 2-kierunkowej ANOVA z powtórzeniami z testem post-hoc Bonferroniego.
  4. Interakcja między genotypami i zabiegami w teście przyciągania i unikania jest badana za pomocą dwukierunkowej ANOVA z testem post-hoc Bonferroniego.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Test percepcji mierzy pociąg do masła orzechowego i unikanie kwasu o wielkości 2 MB. Badane są trzy grupy myszy, a czas spędzony w "obwodzie zapachowym" jest określany ilościowo w porównaniu z wodą. W teście preferencji grupa kontrolna A wykazuje znaczącą preferencję zapachu w porównaniu z wodą (t8 = 2,52, p <0,05). Z drugiej strony, grupa B nie wykazuje znaczącego pociągu do masła orzechowego i spędza więcej czasu z wodą (t6 = 3,22, p <0,05). Tym samym zachowuje się inaczej niż grupa kontroln...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Testy zaproponowane w tym protokole pozwalają ocenić różne aspekty wrodzonych zachowań węchowych u myszy: percepcję zapachów, rozróżnienie zapachów od wody oraz wrażliwość na zapachy. Protokół ten może być stosowany do każdego zapachu zgodnie ze skalą preferencji i unikania pokazaną wcześniej15. Ponieważ protokół opiera się na aktywności eksploracyjnej, ważne jest, aby myszy nie wykazywały żadnych upośledzeń motorycznych ani niepokoju, które mogą wpływać na ich ruch i zakłócać eksplorację węchową. Opisane test...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie ma konfliktu interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca jest finansowana przez Szwajcarską Fundację Narodową (31_138429) i Fundację Synapsis w celu wspierania badań nad chorobą Alzheimera.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Klatka dla myszyItalplast (Włochy)1144B36 cm długość x 20,5 cm szerokość x 13,5 cm wysokość
Pościel z rozdrobnionego drewnaAbedd (Austria)LTE E-0013 cm wysokości
Masło orzechoweMigros (Szwajcaria)NA1:10
2-metylomasłowySigma Aldrich (Szwajcaria)W269514Czysty
mocz samic od płodnych samic tego samego szczepu myszyAmerykaPółnocnaSeria rozcieńczeń
Aparatfotograficzny Olympus (USA)Camedia C-8080Pliki MOV
Quicktime dla Java (Windows)Apple (USA)Wtyczka wideo NA do wizualizacji plików MOV
ImageJ dla WindowsNIH (USA)NAPrzetwarzanie/analiza wideo
NA

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Doty, R. L., Kamath, V. The influences of age on olfaction: a review. Cognitive Science. 5, 20(2014).
  2. Mesholam, R. I., Moberg, P. J., Mahr, R. N., Doty, R. L. Olfaction in neurodegenerative disease: a meta-analysis of olfactory functioning in Alzheimer’s and Parkinson’s diseases. Archives of Neurology. 55 (1), 84-90 (1998).
  3. Moberg, P. J., et al. Olfactory Dysfunction in Schizophrenia: A Qualitative and Quantitative Review. Neuropsychopharmacology. 21 (3), 325-340 (1999).
  4. Kovács, T. Mechanisms of olfactory dysfunction in aging and neurodegenerative disorders. Ageing Research Reviews. 3 (2), 215-232 (2004).
  5. Barrios, F. A., et al. Olfaction and neurodegeneration in HD. Neuroreport. 18 (1), 73-76 (2007).
  6. Doty, R. L. Olfaction in Parkinson’s disease and related disorders. Neurobiology of Disease. 46 (3), 527-552 (2012).
  7. Doty, R. L., Shaman, P., Dann, M. Development of the University of Pennsylvania Smell Identification Test: a standardized microencapsulated test of olfactory function. Physiology & Behavior. 32 (3), 489-502 (1984).
  8. Devanand, D. p, et al. Olfactory Deficits in Patients With Mild Cognitive Impairment Predict Alzheimer’s Disease at Follow-Up. American Journal of Psychiatry. 157 (9), 1399-1405 (2000).
  9. Conti, M. Z., et al. Odor Identification Deficit Predicts Clinical Conversion from Mild Cognitive Impairment to Dementia Due to Alzheimer’s Disease. Archives of Clinical Neuropsychology. 28 (5), 391-399 (2013).
  10. Keller, A., Vosshall, L. B. Better Smelling Through Genetics: Mammalian Odor Perception. Current opinion in neurobiology. 18 (4), 364-369 (2008).
  11. Brai, E., et al. Notch1 activity in the olfactory bulb is odour-dependent and contributes to olfactory behaviour. European Journal of Neuroscience. 40 (10), 3436-3449 (2014).
  12. Larson, J., Hoffman, J. S., Guidotti, A., Costa, E. Olfactory discrimination learning deficit in heterozygous reeler mice. Brain Research. 971 (1), 40-46 (2003).
  13. Alonso, M., et al. Olfactory Discrimination Learning Increases the Survival of Adult-Born Neurons in the Olfactory Bulb. The Journal of Neuroscience. 26 (41), 10508-10513 (2006).
  14. Wesson, D. W., Keller, M., Douhard, Q., Baum, M. J., Bakker, J. Enhanced urinary odor discrimination in female aromatase knockout (ArKO) mice. Hormones and behavior. 49 (5), 580-586 (2006).
  15. Kobayakawa, K., et al. Innate versus learned odour processing in the mouse olfactory bulb. Nature. 450 (7169), 503-508 (2007).
  16. Witt, R. M., Galligan, M. R., Despinoy, J., Segal, R. Olfactory Behavioral Testing in the Adult Mouse. Journal of Visualized Experiments JoVE. (23), (2009).
  17. Lee, A. W., Emsley, J. G., Brown, R. E., Hagg, T. Marked differences in olfactory sensitivity and apparent speed of forebrain neuroblast migration in three inbred strains of mice. Neuroscience. 118 (1), 263-270 (2003).
  18. Page, D. T., et al. Computerized assessment of social approach behavior in mouse. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 3, 48(2009).
  19. Nyfeler, Y., et al. Jagged1 signals in the postnatal subventricular zone are required for neural stem cell self-renewal. Embo J. 24 (19), Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?cmd=Retrieve&db=PubMed&dopt=Citation&list_uids=16163386" 3504-3515 (2005).
  20. Tong, M. T., Peace, S. T., Cleland, T. A. Properties and mechanisms of olfactory learning and memory. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 8, (2014).
  21. Steinlechner, S. Chapter 2.12 - Biological Rhythms of the Mouse. The Laboratory Mouse (Second Edition). , Available from: http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/B9780123820082000179 383-407 (2012).
  22. Corthell, J., Stathopoulos, A., Watson, C., Bertram, R., Trombley, P. Olfactory Bulb Monoamine Concentrations Vary with Time of Day. Neuroscience. 247, 234-241 (2013).
  23. Lehmkuhl, A. M., Dirr, E. R., Fleming, S. M. Olfactory assays for mouse models of neurodegenerative disease. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (90), e51804(2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Olfactory TestingMouse BehaviorImageJ AnalysisOdor PreferenceOdor AvoidanceSensitivity TestComputer assisted AnalysisVideo RecordingHabituation ProtocolUrine Dilution

Related Articles