Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena funkcji nerwowo-mięśniowej za pomocą przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwów

22.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52974

⸱

13 września 2015

 ,  ,  , 
1INSERM U1093, Faculty of Sport Sciences, Univ. Bourgogne Franche–Comté, 2Neural Control of Movement Laboratory, School of Medicine, Faculty of Science, Medicine and Health, University of Wollongong

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy protokół oceny zmian w funkcjonowaniu nerwowo-mięśniowym. Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów to nieinwazyjna metoda, która wywołuje reakcje mięśniowe. Właściwości elektrofizjologiczne i mechaniczne tych reakcji pozwalają na ocenę funkcji nerwowo-mięśniowej od mózgu do mięśni (poziom nardzeniowy, rdzeniowy i obwodowy).

Streszczenie

Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów jest nieinwazyjną metodą powszechnie używaną do oceny funkcji nerwowo-mięśniowej od mózgu do mięśnia (poziomy nadrdzeniowe, rdzeniowe i obwodowe). Niniejszy protokół opisuje, w jaki sposób ta metoda może być wykorzystana do stymulacji tylnego nerwu piszczelowego, który aktywuje mięśnie zginaczy podeszwowych. Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów polega na wywołaniu bodźca elektrycznego do nerwu ruchowego w celu wywołania reakcji mięśniowej. Bezpośrednie (załamek M) i/lub pośrednie (odruch H) reakcje elektrofizjologiczne można rejestrować w spoczynku za pomocą elektromiografii powierzchniowej. Reakcje mechaniczne (moment drgania) można określić ilościowo za pomocą ergometru siły/momentu obrotowego. Fala M i moment drgawkowy odzwierciedlają przekaźnictwo nerwowo-mięśniowe i sprzężenie wzbudzenia-skurczu, podczas gdy H-odruch zapewnia wskaźnik pobudliwości rdzenia. Aktywność EMG i mechaniczne (nałożone drgania) reakcje mogą być również rejestrowane podczas maksymalnych dobrowolnych skurczów w celu oceny poziomu dobrowolnej aktywacji. Przezskórna stymulacja nerwów zapewnia ocenę funkcji nerwowo-mięśniowej u ludzi i jest bardzo korzystna, szczególnie w badaniach oceniających plastyczność nerwowo-mięśniową po ostrym (zmęczenie) lub przewlekłym (trening/roztrenowanie) wysiłku fizycznym.

Wprowadzenie

Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów jest szeroko stosowana do oceny funkcji nerwowo-mięśniowych1. Podstawowa zasada polega na wywołaniu bodźca elektrycznego w obwodowym nerwie ruchowym w celu wywołania skurczu mięśnia. Jednocześnie rejestrowane są odpowiedzi mechaniczne (pomiar momentu obrotowego) i elektrofizjologiczne (aktywność elektromiograficzna). Moment obrotowy, rejestrowany w analizowanym stawie, jest oceniany za pomocą ergometru. Wykazano, że sygnał elektromiograficzny (EMG) rejestrowany za pomocą elektrod powierzchniowych reprezentuje aktywność mięśnia2. Ta nieinwazyjna metoda nie jest bolesna i jest łatwiejsza w realizacji niż rejestracje domięśniowe. Można stosować zarówno elektrody jednobiegunowe, jak i dwubiegunowe. Wykazano, że konfiguracja elektrod jednobiegunowych jest bardziej czuła na zmiany w aktywności mięśniowej3, co może być przydatne w przypadku małych mięśni. Jednakże wykazano, że elektrody dwubiegunowe są skuteczniejsze w poprawie stosunku sygnału do szumu4 i są najczęściej stosowane jako metoda rejestracji i kwantyfikacji aktywności jednostek motorycznych. Opisana poniżej metodologia skupi się na rejestracjach dwubiegunowych. Aktywność EMG jest wskaźnikiem skuteczności i integralności układu nerwowo-mięśniowego. Zastosowanie przezskórnej stymulacji nerwów pozwala na uzyskanie dalszych informacji o funkcji nerwowo-mięśniowej, i.e. zmianach na poziomie mięśniowym, rdzeniowym lub nadrdzeniowym (Rysunek 1).

Schemat ścieżek odruchów neuronalnych pokazujący odruch H i falę M w odpowiedziach mięśniowych i rdzeniowych.
Rysunek 1: Przegląd pomiarów nerwowo-mięśniowych. STIM: stymulacja nerwu. EMG: Elektromiografia. VAL: Poziom aktywacji dobrowolnej. RMS: Pierwiastkowy średni kwadrat. Mmax: Maksymalna amplituda fali M.

W spoczynku złożony potencjał czynnościowy mięśnia, nazywany również falą M, jest odpowiedzią o krótkim opóźnieniu obserwowaną po artefakcie bodźca, i reprezentuje pobudliwą masę mięśniową poprzez bezpośrednią aktywację aksonów ruchowych prowadzących do mięśnia (Rysunek 2, numer 3). Amplituda fali M wzrasta wraz z natężeniem, aż do osiągnięcia plateau jej wartości maksymalnej. Odpowiedź ta, nazywana Mmax, reprezentuje synchroniczne sumowanie wszystkich jednostek motorycznych i/lub potencjałów czynnościowych włókien mięśniowych rejestrowanych pod elektrodami powierzchniowego EMG5. Ewolucja amplitudy szczyt-szczyt lub pola fali jest wykorzystywana do identyfikacji zaburzeń przekaźnictwa nerwowo-mięśniowego6. Zmiany w odpowiedziach mechanicznych związanych z falą M, t.j. szczytowy moment obrotowy/siła skurczu, mogą wynikać ze zmian w pobudliwości mięśnia i/lub w obrębie włókien mięśniowych7. Powiązanie amplitudy Mmax i amplitudy szczytowego momentu obrotowego skurczu (stosunek Pt/M) stanowi wskaźnik wydajności elektromechanicznej mięśnia8, t.j. odpowiedzi mechanicznej na daną elektryczną komendę ruchową.

Schemat łuku odruchowego mięśniowego: włókno doprowadzające Ia, drogi aksonów ruchowych, aktywacja motoneuronu alfa.
Rysunek 2: Drogi ruchowe i odruchowe aktywowane stymulacją nerwu. Stymulacja elektryczna nerwu mieszanego (ruchowo/czuciowego) (STIM) indukuje depolaryzację zarówno aksonu ruchowego, jak i włókien doprowadzających Ia. Depolaryzacja włókien doprowadzających Ia w kierunku rdzenia kręgowego aktywuje motoneuron alfa, co z kolei wywołuje odpowiedź odruchu H (droga 1+2+3). W zależności od natężenia bodźca, depolaryzacja aksonu ruchowego wywołuje bezpośrednią odpowiedź mięśniową: falę M (droga 3). Przy maksymalnym natężeniu fali M generowany jest również prąd antydromiczny (3'), który zderza się z salwą odruchową (2). Kolizja ta częściowo lub całkowicie znosi odpowiedź odruchu H.

Odruch H jest odpowiedzią elektrofizjologiczną wykorzystywaną do oceny zmian w synapsie motoneuronu Ia-α9. Parametr ten można oceniać w spoczynku lub podczas skurczów dowolnych. Odruch H stanowi wariant odruchu rozciągania (Rycina 2, numery 1-3). Odruch H aktywuje jednostki motoryczne rekrutowane monosynaptycznie przez drogi aferentne Ia10,11 i może podlegać wpływom obwodowym oraz ośrodkowym12. Metoda wywoływania odruchu H charakteryzuje się wysoką niezawodnością wewnątrzosobniczą w ocenie pobudliwości rdzenia kręgowego w spoczynku13,14 oraz podczas skurczów izometrycznych15.

Podczas skurczu dobrowolnego wielkość dobrowolnego napędu neuronalnego można ocenić za pomocą amplitudy sygnału EMG, zazwyczaj kwantyfikowanej przy użyciu wartości średniej kwadratowej (RMS). RMSEMG jest powszechnie stosowane jako sposób ilościowego określania poziomu pobudzenia układu ruchowego podczas skurczu dobrowolnego (Rycina 1). Ze względu na zmienność wewnątrz- i międzyosobniczą16, RMSEMG musi zostać znormalizowane przy użyciu sygnału EMG zarejestrowanego podczas maksymalnego dobrowolnego skurczu konkretnego mięśnia (RMSEMGmax). Ponadto, ponieważ zmiany w sygnale EMG mogą wynikać z przeobrażeń na poziomie obwodowym, aby ocenić wyłącznie komponent centralny sygnału EMG, wymagana jest normalizacja przy użyciu parametru obwodowego, takiego jak fala M. Można to osiągnąć poprzez podzielenie RMSEMG przez maksymalną amplitudę lub RMSMmax fali M. Normalizacja przy użyciu RMSMmax (tj. RMSEMG/RMSMmax) jest preferowaną metodą, ponieważ uwzględnia ona możliwą zmianę czasu trwania fali M17.

Polecenia ruchowe można również ocenić poprzez obliczenie poziomu aktywacji dobrowolnej (VAL). Metoda ta wykorzystuje technikę interpolacji drgań18 poprzez nałożenie stymulacji elektrycznej o intensywności Mmax podczas maksymalnego skurczu dobrowolnego. Dodatkowy moment obrotowy wywołany stymulacją nerwu jest porównywany do drgnięcia kontrolnego wywołanego identyczną stymulacją nerwu w rozluźnionym mięśniu potencjonowanym19. Aby ocenić maksymalny VAL, oryginalna technika interpolacji drgań opisana przez Mertona18 zakłada zastosowanie pojedynczego bodźca interpolowanego podczas skurczu dobrowolnego. Ostatnio popularniejsza stała się stymulacja parzysta, ponieważ wywołane przyrosty momentu obrotowego są większe, łatwiejsze do wykrycia i mniej zmienne w porównaniu z odpowiedziami po pojedynczej stymulacji20. VAL stanowi wskaźnik zdolności ośrodkowego układu nerwowego do maksymalnej aktywacji pracujących mięśni21. Obecnie VAL oceniany za pomocą techniki interpolacji drgań jest najcenniejszą metodą oceny poziomu aktywacji mięśni22. Ponadto szczytowy moment obrotowy mierzony za pomocą ergometru jest najlepiej przebadanym parametrem testowania siły, który można zastosować w badaniach naukowych i warunkach klinicznych23.

Elektryczną stymulację nerwów można stosować w różnych grupach mięśniowych (np. zginaczach łokcia, zginaczach nadgarstka, prostownikach kolana, zginaczach podeszwowych). Jednakże dostępność nerwów sprawia, że technika ta jest trudna do zastosowania w niektórych grupach mięśni. Mięśnie zginacze podeszwowe, zwłaszcza mięśnie triceps surae (mięsień płaszczkowaty i brzuchaty łydki), są często badane w literaturze24. Rzeczywiście, mięśnie te biorą udział w lokomocji, co uzasadnia szczególne zainteresowanie nimi. Odległość między miejscem stymulacji a elektrodami rejestrującymi pozwala na identyfikację różnych fal wywołanych w mięśniach triceps surae. Powierzchowna część nerwu piszczelowego w dole podkolanowym oraz duża liczba wrzecion sprawiają, że rejestrowanie odpowiedzi odruchowych jest łatwiejsze w porównaniu z innymi mięśniami24. Z tych powodów prezentowana obecnie metodologia odruchów koncentruje się na grupie mięśni triceps surae (mięśniu płaszczkowatym i brzuchatym łydki). Celem niniejszego protokołu jest zatem opis techniki przezskórnej stymulacji nerwów w celu zbadania funkcji nerwowo-mięśniowych w triceps surae.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Opisane procedury eksperymentalne uzyskały zatwierdzenie instytucjonalnej komisji etycznej i są zgodne z Deklaracją Helsińską. Dane zostały zebrane od reprezentatywnego uczestnika, który został poinformowany o procedurach i wyraził pisemną zgodę.

1. Przygotowanie instrumentu

  1. Oczyścić skórę w miejscu aplikacji elektrod poprzez golenie, a następnie usunąć zanieczyszczenia za pomocą alkoholu, aby uzyskać niską impedancję (<5 kΩ).
  2. Umieścić dwie powierzchniowe elektrody AgCl (o średnicy rejestrującej 10 mm) w następujących miejscach, zgodnie z zaleceniami SENIAM30: w 2/3 linii łączącej kłykieć przyśrodkowy kości udowej z kostką przyśrodkową dla mięśnia płatkowatego; na najbardziej wystającym brzuszcu mięśnia dla przyśrodkowej głowy mięśnia brzuchatego łydki; w 1/3 odległości wzdłuż linii łączącej głowę kości strzałkowej z piętą dla bocznej głowy mięśnia brzuchatego łydki; oraz w 1/3 odległości wzdłuż linii łączącej koniec kości strzałkowej z końcem kostki przyśrodkowej dla mięśnia piszczelowego przedniego, z zachowaniem odległości międzyelektrodowej (od środka do środka) wynoszącej 2 cm.
    Uwaga: Elektrody mięśnia płatkowatego muszą być rozmieszczone pod dystalnym przyczepem mięśni brzuchatych łydki, aby upewnić się, że nie rejestrują aktywności z brzuśców tych mięśni (przesłuchy/cross-talk).
  3. Umieścić elektrodę referencyjną w pozycji centralnej na tej samej nodze (pomiędzy miejscem stymulacji a miejscem rejestracji).
  4. Dostosować wysokość i głębokość krzesła, aby uzyskać kąt zgięcia w stawie skokowym wynoszący 90° (0° = pełne zgięcie podeszwowe), tak aby mięsień płatkowaty oraz mięśnie brzuchate łydki nie były rozciągnięte i aby nie zmienić odpowiedzi odruchu H11,12.
    1. Ustawić kąt w kolanie na 90° (0° = pełne wyprostowanie kolana) ze względu na dwustawowy charakter mięśni brzuchatych łydki. Jednak optymalny kąt w stawie skokowym do wykonania maksymalnego dobrowolnego momentu obrotowego zginaczy podeszwowych wynosi 70-80° (0° = pełne zgięcie podeszwowe)26. Zatem kąt w stawie skokowym będzie zależał od parametru, który jest przedmiotem badania (rejestracje elektrofizjologiczne versus mechaniczne).
      Uwaga: Niezależnie od wybranego kąta początkowego, musi on pozostać stały przez cały czas trwania eksperymentu, aby zestandaryzować pobudliwość nerwowo-mięśniową11,12,27,28.
    2. Zwrócić szczególną uwagę na monitorowanie postawy badanych podczas testu, aby utrzymać stałe wpływy kora-błędnikowe na pobudliwość puli motorycznej29.
  5. Mocno przymocować kostkę do ergometru za pomocą pasów, tak aby anatomiczna oś stawu (kostka boczna) była wyrównana z osią obrotu ergometru25.
    1. Poprosić badanego o wywieranie nacisku na podnóżek przymocowany do ergometru w celu rejestracji momentu obrotowego zginaczy podeszwowych. Stopa powinna pozostać nieruchoma przez cały eksperyment, aby możliwe było wykrycie niewielkich zmian momentu obrotowego.
  6. Uwaga: W określonych okolicznościach pięta może lekko unieść się z platformy siłowej, jeśli stopa i kostka nie są odpowiednio zabezpieczone, co może prowadzić do niepełnego przeniesienia momentu obrotowego na platformę. Rysunek 3 przedstawia opis układu eksperymentalnego.

Równowaga statyczna, sygnały EMG, konfiguracja ergometru; pomiary momentu obrotowego, proces stymulacji elektrycznej.
Rysunek 3: Układ eksperymentalny. Klasyczny układ eksperymentalny do rejestracji sygnałów elektromiograficznych (EMG) oraz momentu obrotowego.

  1. Podłącz elektrody do wzmacniacza za pomocą kabli.
  2. Ustaw częstotliwość próbkowania dla pomiarów momentu obrotowego i EMG na 2-5 kHz. Rejestruj sygnał EMG za pomocą systemu konwersji analogowo-cyfrowej (AD). Sygnał jest wyświetlany na monitorze z systemem akwizycji danych, który natychmiastowo podaje wartości kilku parametrów (np. wartość maksymalną, amplitudę szczyt-szczyt, czas trwania). Widmo sygnału EMG może mieścić się w zakresie częstotliwości od 5 Hz do 2 kHz, ale znajduje się głównie między 10 Hz a 1 kHz31. Zatem częstotliwość próbkowania musi być wystarczająco wysoka, aby zachować kształt sygnału podczas rejestracji EMG. Wzmocnij i przefiltruj sygnały EMG (wzmocnienie = 500-100), stosując pasmo częstotliwości między 10 Hz a 1 kHz8,21,32.
  3. Umieść anodę do stymulacji elektrycznej nad więzadłem rzepki.
  4. Wyznacz optymalne miejsce stymulacji nerwu piszczelowego tylnego w celu uzyskania optymalnego odruchu H mięśnia płaszczkowatego dla danej intensywności, używając ręcznej kulistej elektrody katody w dole podkolanowym. Przetestuj kilka miejsc stymulacji za pomocą kulistej elektrody katody, aż do osiągnięcia maksymalnej wartości odruchu H.
    1. Rejestruj aktywność EMG mięśnia piszczelowego przedniego, aby upewnić się, że nerw strzałkowy wspólny nie jest aktywowany, co zapobiegnie wpływowi aferentów Ia antagonistów12. Ustaw szerokość impulsu na 1 msec, aby zapewnić optymalną aktywację włókien nerwowych, zwłaszcza włókien aferentnych10.
  5. Umieść samoprzylepną katodę AgCl w miejscu stymulacji, aby zapewnić stałe warunki bodźca (np. nacisk, orientacja).
    Uwaga: Wszystkie te parametry (pozycja badanego, lokalizacja elektrod i miejsce stymulacji) nie ulegają zmianie podczas oceny różnych pomiarów elektrofizjologicznych. Zmieniają się jedynie intensywność stymulacji oraz stan (spoczynek względem skurczu).

2. Procedury testowe w spoczynku

  1. Poleć badanemu zachowanie rozluźnienia i utrzymanie mięśni w spoczynku.
  2. Dostosuj intensywność stymulacji, aby uzyskać maksymalną amplitudę odruchu H mięśnia płaszczkowatego (Hmax; typowy zakres: 20-50 mA). Przy intensywności Hmax można zaobserwować falę M mięśnia płaszczkowatego.
    Uwaga: W przypadku pomiarów powtarzanych (np. przed i po protokole zmęczeniowym), optymalna intensywność pozwalająca uzyskać odpowiedź Hmax może ulegać zmianom w trakcie sesji. Ponieważ utrzymanie stałej intensywności może prowadzić do niedoszacowania amplitudy Hmax, zaleca się, aby eksperymentator regularnie reewaluował intensywność Hmax33.
  3. Zarejestruj minimum 3 odpowiedzi odruchu H mięśnia płaszczkowatego przy tej intensywności, zachowując minimalny odstęp 3 sec, aby uniknąć depresji poaktywacyjnej34.
    Uwaga: Choć rejestracja kilku odpowiedzi jest bardziej odpowiednia ze względu na szczególną wrażliwość odruchu H, w niektórych okolicznościach pojedyncza stymulacja może być wystarczająca, na przykład przy próbie uniknięcia efektów szybkiej regeneracji (np. podczas protokołu zmęczeniowego).
  4. Zwiększ intensywność stymulacji, aby uzyskać maksymalną amplitudę fali M mięśnia płaszczkowatego (Mmax; typowy zakres: 40-100 mA). Zazwyczaj przyrost intensywności stymulacji należy ustawić na 2-4 mA, z odstępem 8-10 sec między dwoma bodźcami12,35. Pożądaną intensywność osiąga się w momencie uzyskania Mmax, gdy nie można już zaobserwować odpowiedzi odruchu H.
  5. Ustaw końcową intensywność na 120-150% intensywności bodźca Mmax, aby upewnić się, że fala M osiągnęła plateau swojej wartości maksymalnej. Intensywność ta jest w dalszych instrukcjach określana jako intensywność supramaksymalna.
  6. Przez całą sesję utrzymuj stałą intensywność stymulacji podczas rejestracji fali M mięśnia płaszczkowatego.
  7. Zarejestruj 3 fale M mięśnia płaszczkowatego oraz 3 powiązane momenty obrotowe skurczu przy tej intensywności.

3. Procedury badawcze podczas skurczu dobrowolnego

  1. W ramach rozgrzewki poproś badanego o wykonanie 10 krótkich, niewyczerpujących skurczów podmaksymalnych mięśni zginaczy podeszwowych, z kilkusekundową przerwą między każdym skurczem. Po zakończeniu rozgrzewki zapewnij minimum 1 min odpoczynku, aby uniknąć efektów zmęczeniowych11.
  2. Hieustale rejestruj aktywność EMG mięśnia trójgłowego łydki. Rejestracja z mięśnia płaszczowatego oraz mięśni brzuszastych łydki pozwala na analizę zachowania różnych typów mięśni dla jednego miejsca stymulacji24.
  3. Poleć badanemu wykonanie izometrycznego maksymalnego skurczu dobrowolnego (MVC) zginaczy podeszwowych. Badany musi napierać na ergometr tak mocno, jak to możliwe, kurcząc mięśnie zginacze podeszwowe. Podczas wysiłku zapewnij badanemu informację zwrotną w formie wizualnej oraz ustandaryzowane zachęty słowne19. MVC zostaje osiągnięte w momencie zaobserwowania plateau.
  4. Podaj podwójną stymulację (częstotliwość 100 Hz) o intensywności supramaksymalnej podczas plateau MVC (podwójny impuls nałożony) oraz drugą podwójną stymulację, gdy mięsień jest w pełni rozluźniony bezpośrednio po skurczu (podwójny impuls potencjowany), aby ocenić poziom aktywacji dobrowolnej. Podaj tę podwójną stymulację za pomocą specjalistycznego urządzenia (np. Digitimer D185 MultiPulse Stimulator) lub za pomocą programu stymulacji powiązanego ze stymulatorem jednopulsowym.
  5. Poleć badanemu wykonanie drugiego MVC zginaczy podeszwowych z co najmniej 1 min odpoczynku między próbami11. Jeśli szczytowy moment obrotowy z drugiej próby nie mieści się w granicach 5% pierwszej próby, należy wykonać dodatkowe próby36. Największy moment obrotowy osiągnięty przez badanego przyjmuje się jako moment obrotowy MVC.

4. Analiza danych

  1. Analiza danych w spoczynku
    1. Wybierz okno czasowe obejmujące odpowiedź EMG związaną z drżeniem w spoczynku (fala H lub fala M).
    2. Zmierz amplitudę szczyt-szczyt, czas trwania szczyt-szczyt i/lub pole powierzchni fal (Rysunek 4A). Jeśli amplituda nie jest podawana bezpośrednio przez oprogramowanie, odejmij wartości minimalną od maksymalnej.
      1. W przypadku czasu trwania zmierz przedział czasowy rozpoczynający się od szczytu maksymalnego i kończący się na szczycie minimalnym. W przypadku pola powierzchni oblicz całkę sygnału EMG rozpoczynając od początku fali i kończąc na jej końcu.
        Uwaga: Amplituda szczyt-szczyt może odzwierciedlać: 1) przewodnictwo nerwowo-mięśniowe, 2) amplitudę potencjału czynnościowego jednostki motorycznej i/lub 3) dyspersję czasową potencjału czynnościowego jednostki motorycznej37. Czas trwania fali M odzwierciedla propagację nerwowo-mięśniową37.
    3. W przypadku wielu prób oblicz średnią z fal. Jeśli średnia nie może być bezpośrednio podana przez oprogramowanie, użyj programu do arkuszy kalkulacyjnych (np. funkcji formuły w programie arkusza), aby obliczyć tę wartość z kilku prób (co najmniej 3).
    4. Wybierz drżenie spoczynkowe.
    5. Zmierz moment szczytowy związany z drżeniem spoczynkowym (Rysunek 4B).
    6. W przypadku wielu prób oblicz średni moment szczytowy drżeń spoczynkowych. Jeśli średnia nie może być bezpośrednio podana przez oprogramowanie, użyj programu do arkuszy kalkulacyjnych (np. funkcji formuły w programie arkusza), aby obliczyć tę wartość z kilku prób (co najmniej 3).
    7. Powtórz procedury opisane w punkcie 4.1.2 dla pozostałych pożądanych parametrów (czas skurczu lub połowa czasu rozkurczu). Analiza parametrów drżenia dostarcza informacji o wydajności sprzężenia wzbudzenie-skurcz17. W szczególności czas skurczu stanowi indeks kinetyki skurczu8, który może zależeć od wybranej grupy mięśniowej38.
    8. Oblicz stosunek momentu szczytowego do sumy fal M za pomocą programu do arkuszy kalkulacyjnych (np. Excel), aby określić wydajność elektromechaniczną (Pt/M). Ponieważ odpowiedzi mechaniczne wywołane stymulacją nerwu piszczelowego tylnego odpowiadają aktywacji mięśnia trójgłowego łydki jako całości, należy zsumować amplitudy fal M mięśnia płaszczkowatego i mięśni brzuchatych39.

Schematy fali M i drgnięcia wykazujące amplitudy szczytowe i czasy skurczu w analizie odpowiedzi mięśniowej.
Rysunek 4: Wyjaśnienie odpowiedzi elektrofizjologicznych i mechanicznych. (A) Pomiar amplitudy szczyt-szczyt (mV), latencji (ms) i pola (mV.ms) typowej fali M. (B) Pomiar szczytowego momentu obrotowego drgnięcia (Nm), czasu skurczu (ms) i czasu połowicznego rozkurczu (msec) drgnięcia. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Analiza danych podczas skurczu
    1. Wybierz 500 msec okno czasowe aktywności EMG mięśnia soleus podczas plateau momentu obrotowego MVC, obejmujące szczytowy moment obrotowy, ale z wyłączeniem czasu między artefaktem stymulacji a końcem okresu ciszy EMG. Okres ciszy odpowiada supresji trwającej dobrowolnej aktywności EMG po stymulacji.
    2. Jeśli wartość pierwiastka średniokwadratowego (RMS) nie jest bezpośrednio dostarczana przez oprogramowanie, oblicz RMS w celu ilościowego określenia aktywności EMG, korzystając z następującego wzoru40: RMSEMG
      Równanie analizy sygnału elektromiograficznego, wzór całkowy do obliczania RMS.
    3. Zmierz lub oblicz RMS dla Mmax w spoczynku w trakcie trwania fali.
    4. Oblicz stosunek RMSEMG/RMSMmax przy użyciu oprogramowania arkusza kalkulacyjnego. Wartość RMSEMG oraz wartość RMSMmax muszą zostać wybrane dla tego samego mięśnia.
    5. Zmierz maksymalny szczytowy moment obrotowy MVC od poziomu bazowego momentu obrotowego w spoczynku do maksymalnej wartości MVC, z wyłączeniem momentu obrotowego nałożonego wywołanego przez stymulację podwójną (Rycina 5).
    6. Zmierz moment obrotowy nałożony wywołany przez stymulację podwójną podczas MVC, od wartości momentu dobrowolnego w momencie rozpoczęcia stymulacji do szczytu odpowiedzi wywołanej (Rycina 5).
    7. Wybierz podwójny impuls potencjowany.
    8. Zmierz szczytowy moment obrotowy związany z podwójnym impulsem potencjowanym.
    9. Oblicz poziom aktywacji dobrowolnej (VAL), korzystając z następującego wzoru40:
      Wzór VAL do obliczania wartości w systemie podwójnego impulsu nałożonego, z naciskiem na analizę stosunku.

Schemat maksymalnego dobrowolnego skurczu (MVC); analiza przebiegu elektromiografii; dane o odpowiedzi mięśniowej.
Rycina 5: Pomiar nakładanego i potencjowanego dubletu w sygnale mechanicznym. Aby zapisać nakładany moment szczytowy (Pts), dublet stymulacyjny wywołuje się podczas plateau izometrycznego maksymalnego dobrowolnego skurczu (MVC). Aby zapisać potencjowany moment szczytowy (PtP), dublet stymulacyjny wywołuje się w spoczynku po zakończeniu MVC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zwiększanie natężenia bodźca prowadzi do odmiennego przebiegu amplitud odpowiedzi w przypadku fal H i M. W spoczynku odruch H osiąga wartość maksymalną, po czym całkowicie znika z sygnału EMG, podczas gdy fala M stopniowo rośnie, aż do osiągnięcia plateau przy maksymalnym natężeniu (zob. Rysunek 4 w celu uzyskania graficznego przedstawienia fali M oraz Rysunek 6 w celu prześledzenia przebiegu fal M i odruchu H w funkcji natężenia). Dla mięśnia płaszczkowatego latencja między początkiem b...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przezskórna stymulacja nerwów umożliwia ilościowe określenie wielu cech układu nerwowo-mięśniowego nie tylko w celu zrozumienia podstawowej kontroli funkcji neuromotorycznych u zdrowych ludzi, ale także w celu analizy ostrych lub przewlekłych adaptacji spowodowanych zmęczeniem lub treningiem17. Jest to bardzo korzystne zwłaszcza w przypadku protokołów męczących, w których pomiary muszą być wykonywane tak szybko, jak to możliwe po zakończeniu ćwiczeń, aby uniknąć skutków szybkiej regeneracji42.

<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dynamometr BiodexMedical System Inc., Nowy Jork, USAa href="http://www.biodex.com/">www.biodex.com
MP150 Data Acquisition SystemBiopac Systems Inc., Goleta, USA
Oprogramowanie Confirm 4.1.0Biopac Systems Inc., Goleta, USAa href="http://www.biopac.com/">www.biopac.com
Stymulator wysokonapięciowy stałoprądowy DS7ADigitimer, Hertfordshire, Wielka Brytaniaa href="http://www.digitimer.com/">www.digitimer.com
Elektrody powierzchniowe z chlorku srebraControl Graphique Medical, Brie-Comte-Robert, Francja
Komputer
1 do podłączenia Biodexu do MP150
1 do podłączenia Digitimera do MP150
1 do podłączenia MP150 do komputera
<<<

Bibliografia

  1. Desmedt, J. E., Hainaut, K. Kinetics of myofilament activation in potentiated contraction staircase phenomenon in human skeletal muscle. Nature. 217 (5128), 529-532 (1968).
  2. Bouisset, S., Maton, B. Quantitative relationship between surface EMG and intramuscular electromyographic activity in voluntary movement. American Journal of Physical Medicine. 51 (6), 285-295 (1972).
  3. Gabriel, D. A. Effects of monopolar and bipolar electrode configurations on surface EMG spike analysis. Medical Engineering and Physics. 33 (9), 1079-1085 (2011).
  4. Merletti, R., Rainoldi, A., Farina, D. Surface electromyography for noninvasive characterization of muscle. Exercise and Sport Sciences Reviews. 29 (1), 20-25 (2001).
  5. Lepers, R. Aetiology and time course of neuromuscular fatigue during prolonged cycling exercises. Science, & Motricité. 52, 83-107 (2004).
  6. Baudry, S., Klass, M., Pasquet, B., Duchateau, J. Age related fatigability of the ankle dorsiflexor muscles during concentric and eccentric contractions. European Journal of Applied Physiology. 100 (5), 515-525 (2007).
  7. Place, N., Yamada, T., Bruton, J. D., Westerblad, H. Muscle fatigue From observations in humans to underlying mechanisms studied in intact single muscle fibres. European Journal of Applied Physiology. 110 (1), 1-15 (2010).
  8. Scaglioni, G., Narici, M. V., Maffiuletti, N. A., Pensini, M., Martin, A. Effect of ageing on the electrical and mechanical properties of human soleus motor units activated by the H reflex and M wave. The Journal of Physiology. 548 (Pt. 2), 649-661 (2003).
  9. Schieppati, M. The Hoffmann reflex a means of assessing spinal reflex excitability and its descending control in man. Progress in Neurobiology. 28 (4), 345-376 (1987).
  10. Pierrot Deseilligny, E., Burke, D. The circuitry of the human spinal cord: its role in motor control and movement disorders. , Cambridge University Press. (2005).
  11. Duclay, J., Pasquet, B., Martin, A., Duchateau, J. Specific modulation of corticospinal and spinal excitabilities during maximal voluntary isometric shortening and lengthening contractions in synergist muscles. The Journal of Physiology. 589 (Pt. 11), 2901-2916 (2011).
  12. Grosprêtre, S., Papaxanthis, C., Martin, A. Modulation of spinal excitability by a sub threshold stimulation of M1 area during muscle lengthening. Neuroscience. 263, 60-71 (2014).
  13. Mynark, R. G. Reliability of the soleus H reflex from supine to standing in young and elderly. Clinical Neurophysiology. 116 (6), 1400-1404 (2005).
  14. Palmieri, R. M., Hoffman, M. A., Ingersoll, C. D. Intersession reliability for H reflex measurements arising from the soleus peroneal and tibialis anterior musculature. The International Journal of Neuroscience. 112 (7), 841-850 (2002).
  15. Chen, Y. S., Zhou, S., Cartwright, C., Crowley, Z., Baglin, R., Wang, F. Test retest reliability of the soleus H reflex is affected by joint positions and muscle force levels. Journal of Electromyography and Kinesiology. 20 (5), 987-987 (2010).
  16. Lehman, G. J., McGill, S. M. The importance of normalization in the interpretation of surface electromyography A proof of principle. Journal of Manipulative and Physiological Therapeutics. 22 (7), 444-446 (1999).
  17. Lepers, R. Interest and limits of percutaneous nerve electrical stimulation in the evaluation of muscle fatigue. Science, & Motricité. 70 (70), 31-37 (2010).
  18. Merton, P. A. Voluntary strength and fatigue. The Journal of Physiology. 123, 553-564 (1954).
  19. Gandevia, S. C. Spinal and supraspinal factors in human muscle fatigue. Physiological Reviews. 81 (4), 1725-1789 (2001).
  20. Shield, A., Zhou, S. Assessing voluntary muscle activation with the twitch interpolation technique. Sports Medicine. 34 (4), 253-267 (2004).
  21. Rozand, V., Pageaux, B., Marcora, S. M., Papaxanthis, C., Lepers, R. Does mental exertion alter maximal muscle activation. Frontiers in Human Neuroscience. 8, 755(2014).
  22. Place, N., Maffiuletti, N. A., Martin, A., Lepers, R. Assessment of the reliability of central and peripheral fatigue after sustained maximal voluntary contraction of the quadriceps muscle. Muscle and Nerve. 35 (4), 486-495 (2007).
  23. Kannus, P. Isokinetic evaluation of muscular performance: implications for muscle testing and rehabilitation. International Journal of Sports Medicine. 15, Suppl 1. S11-S18 (1994).
  24. Tucker, K. J., Tuncer, M., Türker, K. S. A review of the H reflex and M wave in the human triceps surae. Human Movement Science. 24 (5-6), 667-688 (2005).
  25. Taylor, N. A., Sanders, R. H., Howick, E. I., Stanley, S. N. Static and dynamic assessment of the Biodex dynamometer. European Journal of Applied Physiology and Occupational Physiology. 62 (3), 180-188 (1991).
  26. Sale, D., Quinlan, J., Marsh, E., McComas, A. J., Belanger, A. Y. Influence of joint position on ankle plantarflexion in humans. Journal of Applied Physiology. 52 (6), 1636-1642 (1982).
  27. Cattagni, T., Martin, A., Scaglioni, G. Is spinal excitability of the triceps surae mainly affected by muscle activity or body position. Journal of Neurophysiology. 111 (12), 2525-2532 (2014).
  28. Gerilovsky, L., Tsvetinov, P., Trenkova, G. Peripheral effects on the amplitude of monopolar and bipolar H-reflex potentials from the soleus muscle. Experimental Brain Research. 76 (1), 173-181 (1989).
  29. Schieppati, M. The Hoffmann reflex a means of assessing spinal reflex excitability and its descending control in man. Progress in Neurobiology. 28 (4), 345-376 (1987).
  30. Hermens, H. J., Freriks, B., Disselhorst Klug, C., Rau, G. Development of recommendations for SEMG sensors and sensor placement procedures. Journal of Electromyography and Kinesiology. 10 (5), 361-374 (2000).
  31. Kamen, G., Sison, S. V., Du, C. C., Patten, C. Motor unit discharge behavior in older adults during maximal effort contractions. Journal of Applied Physiology. 79 (6), 1908-1913 (1995).
  32. Neyroud, D., Rüttimann, J., et al. Comparison of neuromuscular adjustments associated with sustained isometric contractions of four different muscle groups. Journal of Applied Physiology. 114, 1426-1434 (2013).
  33. Rupp, T., Girard, O., Perrey, S. Redetermination of the optimal stimulation intensity modifies resting H-reflex recovery after a sustained moderate-intensity muscle contraction. Muscle and Nerve. 41 (May), 642-650 (2010).
  34. Zehr, E. P. Considerations for use of the Hoffmann reflex in exercise studies. European Journal of Applied Physiology. 86 (6), 455-468 (2002).
  35. Gondin, J., Duclay, J., Martin, A. Soleus and gastrocnemii evoked V wave responses increase after neuromuscular electrical stimulation training. Journal of Neurophysiology. 95 (6), 3328-3335 (2006).
  36. Rochette, L., Hunter, S. K., Place, N., Lepers, R. Activation varies among the knee extensor muscles during a submaximal fatiguing contraction in the seated and supine postures. Journal of Applied Physiology. 95 (4), 1515-1522 (2003).
  37. Fuglevand, A. J., Zackowski, K. M., Huey, K. A., Enoka, R. M. Impairment of neuromuscular propagation during human fatiguing contractions at submaximal forces. The Journal of Physiology. 460, 549-572 (1993).
  38. Vandervoort, A. A., McComas, A. J. Contractile changes in opposing muscles of the human ankle joint with aging. Journal of Applied Physiology. 61 (1), 361-367 (1986).
  39. Grosprêtre, S., Martin, A. Conditioning effect of transcranial magnetic stimulation evoking motor evoked potential on V wave response. Physiological Reports. 2 (11), e12191(2014).
  40. Allen, G. M., Gandevia, S. C., McKenzie, D. K. Reliability of measurements of muscle strength and voluntary activation using twitch interpolation. Muscle and Nerve. 18 (6), 593-600 (1995).
  41. Cooper, M. A., Herda, T. J., Walter Herda, A. A., Costa, P. B., Ryan, E. D., Cramer, J. T. The reliability of the interpolated twitch technique during submaximal and maximal isometric muscle actions. Journal of Strength and Conditioning Research. 27 (10), 2909-2913 (2013).
  42. Froyd, C., Millet, G. Y., Noakes, T. D. The development of peripheral fatigue and short term recovery during self paced high intensity exercise. The Journal of Physiology. 591 (Pt 5), 1339-1346 (2013).
  43. Pierrot Deseilligny, E., Morin, C., Bergego, C., Tankov, N. Pattern of group I fibre projections from ankle flexor and extensor muscles in man. Experimental Brain Research. 42 (3-4), 337-350 (1981).
  44. Brooke, J. D., McIlroy, W. E., et al. Modulation of H reflexes in human tibialis anterior muscle with passive movement. Brain Research. 766 (1-2), 236-239 (1997).
  45. Hultborn, H., Meunier, S., Morin, C., Pierrot Deseilligny, E. Assessing changes in presynaptic inhibition of I a fibres a study in man and the cat. The Journal of Physiology. 389, 729-756 (1987).
  46. Meunier, S., Pierrot Deseilligny, E. Cortical control of presynaptic inhibition of Ia afferents in humans. Experimental Brain Research. 119 (4), 415-426 (1998).
  47. Aymard, C., Baret, M., Katz, R., Lafitte, C., Pénicaud, A., Raoul, S. Modulation of presynaptic inhibition of la afferents during voluntary wrist flexion and extension in man. Experimental Brain Research. 137 (1), 127-131 (2001).
  48. Abbruzzese, G., Trompetto, C., Schieppati, M. The excitability of the human motor cortex increases during execution and mental imagination of sequential but not repetitive finger movements. Experimental Brain Research. 111 (3), 465-472 (1996).
  49. Garland, S. J., Klass, M., Duchateau, J. Cortical and spinal modulation of antagonist coactivation during a submaximal fatiguing contraction in humans. Journal of Neurophysiology. 99, 554-563 (2008).
  50. Rodriguez Falces, J., Place, N. Recruitment order of quadriceps motor units Femoral nerve vs direct quadriceps stimulation. European Journal of Applied Physiology. 113, 3069-3077 (2013).
  51. Rodriguez Falces, J., Maffiuletti, N. A., Place, N. Spatial distribution of motor units recruited during electrical stimulation of the quadriceps muscle versus the femoral nerve. Muscle and Nerve. 48 (November), 752-761 (2013).
  52. Bathien, N., Morin, C. Comparing variations of spinal reflexes during intensive and selective attention (author’s transl). Physiology, & Behavior. 9 (4), 533-538 (1972).
  53. Earles, D. R., Koceja, D. M., Shively, C. W. Environmental changes in soleus H reflex excitability in young and elderly subjects. The International Journal of Neuroscience. 105 (1-4), 1-13 (2000).
  54. Paquet, N., Hui Chan, C. W. Human soleus H reflex excitability is decreased by dynamic head and body tilts. Journal of Vestibular Research Equilibrium, & Orientation. 9 (5), 379-383 (1999).
  55. Miyahara, T., Hagiya, N., Ohyama, T., Nakamura, Y. Modulation of human soleus H reflex in association with voluntary clenching of the teeth. Journal of Neurophysiology. 76 (3), 2033-2041 (1996).
  56. Pinniger, G. J., Nordlund, M. M., Steele, J. R., Cresswell, a GH reflex modulation during passive lengthening and shortening of the human triceps surae. Journal of Physiology. 534 (Pt 3), 913-923 (2001).
  57. Tallent, J., Goodall, S., Hortobágyi, T., St Clair Gibson, A., French, D. N., Howatson, G. Repeatability of corticospinal and spinal measures during lengthening and shortening contractions in the human tibialis anterior muscle). PLoS ONE. 7 (4), e35930(2012).
  58. Grospretre, S., Martin, A. H. reflex and spinal excitability methodological considerations. Journal of Neurophysiology. 107 (6), 1649-1654 (2012).
  59. Hugon, M. Methodology of the Hoffmann reflex in man. New Developments in Electromyography and Chemical Neurophysiology. 3m, 277-293 (1973).
  60. Bigland Ritchie, B., Zijdewind, I., Thomas, C. K. Muscle fatigue induced by stimulation with and without doublets. Muscle and Nerve. 23 (9), 1348-1355 (2000).
  61. Kent Braun, J. A., Le Blanc, R. Quantitation of central activation failure during maximal voluntary contractions in humans. Muscle and Nerve. 19 (7), 861-869 (1996).
  62. Herbert, R. D., Gandevia, S. C. Twitch interpolation in human muscles mechanisms and implications for measurement of voluntary activation. Journal of Neurophysiology. 82, 2271-2283 (1999).
  63. Miller, M., Downham, D., Lexell, J. Superimposed single impulse and pulse train electrical stimulation A quantitative assessment during submaximal isometric knee extension in young healthy men. Muscle and Nerve. 22 (8), 1038-1046 (1999).
  64. Button, D. C., Behm, D. G. The effect of stimulus anticipation on the interpolated twitch technique. Journal of Sports Science and Medicine. 7 (4), 520-524 (2008).
  65. Goss, D. a, Hoffman, R. L., Clark, B. C. Utilizing Transcranial Magnetic Stimulation to Study the Human Neuromuscular System. Journal of Visualized Experiments. (59), e3387(2012).
  66. Sartori, L., Betti, S., Castiello, U. Corticospinal excitability modulation during action observation. Journal Of Visualized Experiments: Jove. (82), 51001(2013).
  67. Rozand, V., Lebon, F., Papaxanthis, C., Lepers, R. Does a mental training session induce neuromuscular fatigue. Medicine and Science in Sports and Exercise. 46 (10), 1981-1989 (2014).
  68. Rozand, V., Cattagni, T., Theurel, J., Martin, A., Lepers, R. Neuromuscular fatigue following isometric contractions with similar torque time integral. International Journal of Sports Medicine. 36, 35-40 (2015).
  69. Belanger, A. Y., McComas, A. J. Extent of motor unit activation during effort. Journal of Applied Physiology. 51 (5), 1131-1135 (1981).
  70. Morse, C. I., Thom, J. M., Davis, M. G., Fox, K. R., Birch, K. M., Narici, M. V. Reduced plantarflexor specific torque in the elderly is associated with a lower activation capacity. European Journal of Applied Physiology. 92 (1-2), 219-226 (2004).
  71. Dalton, B. H., McNeil, C. J., Doherty, T. J., Rice, C. L. Age related reductions in the estimated numbers of motor units are minimal in the human soleus. Muscle and Nerve. 38 (3), 1108-1115 (2008).
  72. Hunter, S. K., Todd, G., Butler, J. E., Gandevia, S. C., Taylor, J. L. Recovery from supraspinal fatigue is slowed in old adults after fatiguing maximal isometric contractions. Journal of Applied Physiology. 105 (4), 1199-1209 (2008).
  73. Jakobi, J. M., Rice, C. L. Voluntary muscle activation varies with age and muscle group. Journal of Applied Physiology. 93 (2), 457-462 (2002).
  74. Lepers, R., Millet, G. Y., Maffiuletti, N. a Effect of cycling cadence on contractile and neural properties of knee extensors. Medicine and Science in Sports and Exercise. 33 (11), 1882-1888 (2001).
  75. Duchateau, J., Hainaut, K. Isometric or dynamic training differential effects on mechanical properties of a human muscle. Journal of Applied Physiology. 56 (2), 296-301 (1984).
  76. Millet, G. Y., Martin, V., Martin, A., Vergès, S. Electrical stimulation for testing neuromuscular function From sport to pathology. European Journal of Applied Physiology. 111, 2489-2500 (2011).
  77. Cattagni, T., Scaglioni, G., Laroche, D., Van Hoecke, J., Gremeaux, V., Martin, A. Ankle muscle strength discriminates fallers from non fallers. Frontiers in Aging Neuroscience. 6, 336(2014).
  78. Horstman, A. M., Beltman, M. J., et al. Intrinsic muscle strength and voluntary activation of both lower limbs and functional performance after stroke. Clinical Physiology and Functional Imaging. 28 (4), 251-261 (2008).
  79. Sica, R. E., Herskovits, E., Aguilera, N., Poch, G. An electrophysiological investigation of skeletal muscle in Parkinson’s disease. Journal of the Neurological Sciences. 18 (4), 411-420 (1973).
  80. Knikou, M., Mummidisetty, C. K. Locomotor Training Improves Premotoneuronal Control after Chronic Spinal Cord Injury. Journal of Neurophysiology. 111 (11), 2264-2275 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ocena funkcji nerwowo-mięśniowejstymulacja tylnej gałęzi nerwu piszczelowegopowierzchniowa elektromiografiapomiar odruchu Hanaliza fali Mkwantyfikacja momentu obrotowego skurczupoziom aktywacji dobrowolnejergometr siły i momentu obrotowegoprotokół stymulacji elektrycznej
Ocena funkcji nerwowo-mięśniowej za pomocą przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.