Method Article

Ocena funkcji nerwowo-mięśniowej za pomocą przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwów

DOI:

10.3791/52974

⸱

September 13th, 2015

 ,  ,  , 
1INSERM U1093, Faculty of Sport Sciences, Univ. Bourgogne Franche–Comté, 2Neural Control of Movement Laboratory, School of Medicine, Faculty of Science, Medicine and Health, University of Wollongong

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy protokół oceny zmian w funkcjonowaniu nerwowo-mięśniowym. Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów to nieinwazyjna metoda, która wywołuje reakcje mięśniowe. Właściwości elektrofizjologiczne i mechaniczne tych reakcji pozwalają na ocenę funkcji nerwowo-mięśniowej od mózgu do mięśni (poziom nardzeniowy, rdzeniowy i obwodowy).

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów jest nieinwazyjną metodą powszechnie używaną do oceny funkcji nerwowo-mięśniowej od mózgu do mięśnia (poziomy nadrdzeniowe, rdzeniowe i obwodowe). Niniejszy protokół opisuje, w jaki sposób ta metoda może być wykorzystana do stymulacji tylnego nerwu piszczelowego, który aktywuje mięśnie zginaczy podeszwowych. Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów polega na wywołaniu bodźca elektrycznego do nerwu ruchowego w celu wywołania reakcji mięśniowej. Bezpośrednie (załamek M) i/lub pośrednie (odruch H) reakcje elektrofizjologiczne można rejestrować w spoczynku za pomocą elektromiografii powierzchniowej. Reakcje mechaniczne (moment drgania) można określić ilościowo za pomocą ergometru siły/momentu obrotowego. Fala M i moment drgawkowy odzwierciedlają przekaźnictwo nerwowo-mięśniowe i sprzężenie wzbudzenia-skurczu, podczas gdy H-odruch zapewnia wskaźnik pobudliwości rdzenia. Aktywność EMG i mechaniczne (nałożone drgania) reakcje mogą być również rejestrowane podczas maksymalnych dobrowolnych skurczów w celu oceny poziomu dobrowolnej aktywacji. Przezskórna stymulacja nerwów zapewnia ocenę funkcji nerwowo-mięśniowej u ludzi i jest bardzo korzystna, szczególnie w badaniach oceniających plastyczność nerwowo-mięśniową po ostrym (zmęczenie) lub przewlekłym (trening/roztrenowanie) wysiłku fizycznym.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przezskórna elektryczna stymulacja nerwów jest szeroko stosowana do oceny funkcji nerwowo-mięśniowej1. Podstawowa zasada polega na wywołaniu bodźca elektrycznego do obwodowego nerwu ruchowego w celu wywołania skurczu mięśni. Reakcje mechaniczne (pomiar momentu obrotowego) i elektrofizjologiczne (aktywność elektromiograficzna) są rejestrowane jednocześnie. Moment obrotowy, zarejestrowany na rozważanym złączu, ocenia się za pomocą ergometru. Wykazano, że sygnał elektromiograficzny (EMG) zarejestrowany za pomocą elektrod powierzchniowych reprezentuje aktywność mięśnia2. Ta nieinwazyjna metoda nie jest bolesna i łatwiejsza do wdrożenia niż zapisy domięśniowe. Można stosować zarówno elektrody monopolarne, jak i bipolarne. Wykazano, że konfiguracja elektrod monopolarnych jest bardziej wrażliwa na zmiany aktywności mięśni3, co może być przydatne w przypadku małych mięśni. Wykazano jednak, że elektrody bipolarne są bardziej skuteczne w poprawie stosunku sygnału do szumu4 i są najczęściej stosowane jako metoda rejestrowania i ilościowego określania aktywności jednostek motorycznych. Opisana poniżej metodologia skupi się na nagraniach dwubiegunowych. Aktywność EMG jest wskaźnikiem skuteczności i integralności układu nerwowo-mięśniowego. Zastosowanie przezskórnej stymulacji nerwów dostarcza dalszych informacji na temat funkcji nerwowo-mięśniowej, tj. zmian na poziomie mięśniowym, rdzeniowym lub nadrdzeniowym (ryc. 1).

figure-introduction-1
Rycina 1: Przegląd pomiarów nerwowo-mięśniowych. STIM: stymulacja nerwów. EMG: Elektromiografia. VAL: Poziom Dobrowolnej Aktywacji. RMS: Średnia kwadratowa. Mmax: Maksymalna amplituda fali M.

W spoczynku, złożony potencjał czynnościowy mięśni, zwany również falą M, jest krótką reakcją na opóźnienie obserwowaną po artefakcie bodźca i reprezentuje pobudliwą masę mięśniową poprzez bezpośrednią aktywację aksonów motorycznych prowadzących do mięśnia (Rysunek 2, numer 3). Amplituda fali M wzrasta wraz z intensywnością, aż do osiągnięcia plateau jej maksymalnej wartości. Ta odpowiedź, zwana Mmax, reprezentuje synchroniczne sumowanie wszystkich jednostek motorycznych i/lub potencjałów czynnościowych włókien mięśniowych zarejestrowanych pod powierzchniowymi elektrodami EMG5. Ewolucja amplitudy między szczytami lub obszaru fali służy do identyfikacji zmian w przekaźnictwie nerwowo-mięśniowym6. Zmiany w reakcjach mechanicznych związanych z zawałkiem M, tj. szczytowym momentem obrotowym/siłą skurczu, mogą być spowodowane zmianami w pobudliwości mięśni i/lub w obrębie włókien mięśniowych7. Powiązaniemaksymalnej amplitudy M i szczytowej amplitudy momentu drgań (stosunek Pt/M) zapewnia wskaźnik sprawności elektromechanicznej mięśnia8, tj. odpowiedzi mechanicznej na dane polecenie silnika elektrycznego.

figure-introduction-2
Ryc. 2: Szlaki motoryczne i odruchowe aktywowane przez stymulację nerwów. Stymulacja elektryczna nerwu mieszanego (ruchowo-czuciowego) (STIM) indukuje depolaryzację zarówno aksonu ruchowego, jak i odpalania aferentnego Ia. Depolaryzacja aferentów Ia w kierunku rdzenia kręgowego aktywuje motoneuron alfa, który z kolei wywołuje odpowiedź H-odruchu (szlak 1 + 2 + 3). W zależności od intensywności bodźca, depolaryzacja aksonów ruchowych wywołuje bezpośrednią reakcję mięśniową: falę M (ścieżka 3). Przy maksymalnym natężeniu fali M generowany jest również prąd antydromiczny (3'), który zderza się z salwą refleksyjną (2). To zderzenie częściowo lub całkowicie anuluje reakcję H-odruchu.

Odruch H jest reakcją elektrofizjologiczną używaną do oceny zmian w synapsie Ia-α motoneuron9. Parametr ten można ocenić w spoczynku lub podczas dobrowolnych skurczów. Odruch H reprezentuje wariant odruchu rozciągania (ryc. 2, numer 1-3). Odruch H aktywuje jednostki motoryczne monosynaptycznie rekrutowane przez szlaki aferentne Ia10,11 i może być poddawany wpływom obwodowym i ośrodkowym12. Wiadomo, że metoda wywoływania odruchu H ma wysoką wiarygodność wewnątrzosobniczą w ocenie pobudliwości kręgosłupa w spoczynku13,14 i podczas skurczów izometrycznych15.

Podczas dobrowolnego skurczu, wielkość dobrowolnego napędu neuronalnego może być oceniona za pomocą amplitudy sygnału EMG, zazwyczaj określanej ilościowo za pomocą średniej kwadratowej (RMS). RMSEMG jest powszechnie stosowany jako sposób ilościowego określania poziomu pobudzenia układu ruchowego podczas dobrowolnego skurczu (ryc. 1). Ze względu na zmienność wewnątrz- i międzyosobniczą16, RMSEMG musi być znormalizowany za pomocą EMG zarejestrowanego podczas maksymalnego dobrowolnego skurczu specyficznego dla mięśni (RMSEMGmax). Ponadto, ponieważ zmiany w sygnale EMG mogą być spowodowane zmianami na poziomie obwodowym, normalizacja przy użyciu parametru peryferyjnego, takiego jak załamek M, jest wymagana do oceny tylko centralnego składnika sygnału EMG. Można to zrobić, dzieląc RMSEMG przez maksymalną amplitudę lub RMSMmax załamka M. Normalizacja za pomocą RMSMmax (tj. RMSEMG/RMS Mmax) jest preferowaną metodą, ponieważ uwzględnia możliwą zmianę czasu trwania załamka M17.

Polecenia motoryczne mogą być również oceniane poprzez obliczanie poziomu dobrowolnej aktywacji (VAL). Metoda ta wykorzystuje technikę interpolacji drgawkowej18 poprzez nałożenie stymulacji elektrycznej o intensywności Mmax podczas maksymalnego dobrowolnego skurczu. Dodatkowy moment obrotowy wywołany stymulacją nerwu jest porównywany z drgawką kontrolną wytwarzaną przez identyczną stymulację nerwów w rozluźnionym, wzmocnionym mięśniu19. Aby ocenić maksymalny VAL, oryginalna technika interpolacji drgań opisana przez Mertona18 obejmuje pojedynczy bodziec interpolowany przez dobrowolny skurcz. Ostatnio stosowanie stymulacji sparowanej stało się bardziej popularne, ponieważ wywołane przyrosty momentu obrotowego są większe, łatwiejsze do wykrycia i mniej zmienne w porównaniu z pojedynczymi reakcjami stymulacji20. VAL dostarcza wskaźnika zdolności ośrodkowego układu nerwowego do maksymalnej aktywacji pracujących mięśni21. Obecnie najbardziej wartościową metodą oceny poziomu aktywacji mięśni jest VAL oceniany za pomocą techniki interpolacji drgawkowej22. Ponadto szczytowy moment obrotowy oceniany za pomocą ergometru jest najwłaściwiej zbadanym parametrem badania wytrzymałościowego mającym zastosowanie w warunkach badawczych i klinicznych23.

Elektryczna stymulacja nerwów może być stosowana w różnych grupach mięśniowych (np. zginacze łokci, zginacze nadgarstków, prostowniki kolan, zginacze podeszwowe). Jednak dostępność nerwów sprawia, że technika ta jest trudna w niektórych grupach mięśni. Mięśnie zginaczy podeszwowych, zwłaszcza mięśnie trójgłowe łodziste (płaszczkowate i brzuchate), są często badane w literaturze24. Rzeczywiście, mięśnie te biorą udział w poruszaniu się, co uzasadnia ich szczególne zainteresowanie. Odległość między miejscem stymulacji a elektrodami rejestrującymi pozwala na identyfikację różnych fal wywołanych mięśni trójgłowy łydki. Powierzchowna część tylnego nerwu piszczelowego w dole podkolanowym i duża liczba wrzecion ułatwiają rejestrowanie reakcji odruchowych w porównaniu z innymi mięśniami24. Z tych powodów obecnie prezentowana metodyka odruchów skupia się na grupie mięśni trójgłowych łydki (płaszczkowaty i brzuchaty łydki). Celem niniejszego protokołu jest zatem opisanie techniki przezskórnej stymulacji nerwów w celu zbadania funkcji nerwowo-mięśniowej w triceps surae.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawione procedury eksperymentalne otrzymały aprobatę etyczną Instytucji i są zgodne z Deklaracją Helsińską. Dane zostały zebrane od reprezentatywnego uczestnika, który był świadomy procedur i wyraził pisemną świadomą zgodę.

1. Przygotowanie instrumentu

  1. Oczyść skórę w miejscu elektrody przez golenie i usuń brud alkoholem, aby uzyskać niską impedancję (<5 kΩ).
  2. Umieścić dwie elektrody powierzchniowe AgCl (średnica zapisu 10 mm) na 2/3 linii między kłykciami przyśrodkowymi kości udowej a kostką przyśrodkową mięśnia płaszczkowatego; na najbardziej widocznym wybrzuszeniu mięśnia brzuchatego łydki; w 1/3 odległości wzdłuż linii między głową kości strzałkowej a piętą w przypadku bocznego mięśnia brzuchatego łydki; i w 1/3 odległości wzdłuż linii między końcem kości strzałkowej i czubka kostki przyśrodkowej dla mięśnia piszczelowego przedniego, z odległością między elektrodami (od środka do środka) wynoszącą 2 cm, zgodnie z zaleceniami SENIAM30.
    Uwaga: Elektrody mięśnia płaszczkowatego muszą być umieszczone pod dystalnym przyczepem mięśni brzuchatego łydki, aby upewnić się, że nie rejestrują one aktywności z głów mięśni brzuchatych łydek (przesłuch).
  3. Umieść elektrodę referencyjną w centralnej pozycji na tej samej nodze (między miejscami stymulacji i rejestracji).
  4. Dostosuj wysokość i głębokość krzesła, aby uzyskać kąt kostki 90° (0° = pełne zgięcie podeszwowe), tak aby mięśnie płaszczkowate i brzuchate łydki nie były rozciągnięte, a odruch H nie uległ zmianie11,12.
    1. Ustaw kąt kolana na 90° (0° = pełny wyprost kolana) ze względu na dwustawowy charakter mięśni brzuchatych łydki. Jednak optymalny kąt stawu skokowego do wykonania maksymalnego dobrowolnego momentu obrotowego zginaczy podeszwowych wynosi 70-80° (0° = pełne zgięcie podeszwowe)26. Tak więc kąt kostki będzie zależał od interesującego nas parametru (zapisy elektrofizjologiczne kontra mechaniczne).
      Uwaga: Niezależnie od wybranego kąta początkowego, musi on pozostać stały przez cały czas trwania eksperymentu, aby ustandaryzować pobudliwość nerwowo-mięśniową11,12,27,28.
    2. Zwróć szczególną uwagę podczas monitorowania postawy badanych podczas testu, aby utrzymać stałe wpływy korowo-przedsionkowe na pobudliwość puli motorycznej29.
  5. Mocno przypnij kostkę do ergometru, tak aby anatomiczna oś stawu (kostka zewnętrzna) była wyrównana z osią obrotu ergometru25.
    1. Poproś badanego, aby wywarł nacisk na podnóżek przymocowany do ergometru, aby zarejestrować moment obrotowy zginacza podeszwowego. Utrzymuj stopę nieruchomo przez cały czas trwania eksperymentu, aby można było wykryć niewielkie zmiany momentu obrotowego.
  6. Uwaga: W pewnych okolicznościach pięta może lekko oderwać się od płytki siłowej, jeśli stopa i kostka nie są zabezpieczone, co może prowadzić do niepełnego przeniesienia momentu obrotowego na płytę. Rysunek 3 przedstawia opis konfiguracji eksperymentalnej.

figure-protocol-1
Rysunek 3: Konfiguracja eksperymentalna. Klasyczny zestaw eksperymentalny do rejestracji sygnałów elektromiograficznych (EMG) i momentu obrotowego.

  1. Podłącz elektrody do amplifier za pomocą.
  2. Ustaw częstotliwość próbkowania dla pomiarów momentu obrotowego i EMG na 2-5 kHz. Nagraj sygnał EMG za pomocą systemu konwersji analogowo-cyfrowej (AD). Sygnał wyświetlany jest na monitorze z systemem akwizycji danych, który w sposób natychmiastowy podaje wartości kilku parametrów (np. wartość maksymalna, amplituda międzyszczytowa, czas trwania). Widmo sygnału EMG może wynosić od 5 Hz do 2 kHz, ale głównie mieści się w zakresie od 10 Hz do 1 kHz31. W związku z tym częstotliwość próbkowania musi być wystarczająco wysoka, aby zachować kształt sygnału podczas rejestracji EMG. Wzmacniaj i filtruj sygnały EMG (wzmocnienie = 500-100) przy użyciu częstotliwości pasma od 10 Hz do 1 kHz8,21,32.
  3. Umieść anodę do stymulacji elektrycznej na ścięgnie rzepki.
  4. Określ najlepsze miejsce stymulacji tylnego nerwu piszczelowego, aby uzyskać optymalny odruch płaszczkowaty H dla danej intensywności, używając ręcznej elektrody kulkowej katodowej w dole podkolanowym. Przetestuj kilka miejsc stymulacji za pomocą elektrody kulkowej katody, aż do osiągnięcia maksymalnej wartości odruchu H.
    1. Rejestruj aktywność EMG kości piszczelowej przedniej, aby upewnić się, że wspólny nerw strzałkowy nie jest aktywowany, aby uniknąć wpływu antagonistów Ia aferentów12. Ustaw szerokość impulsu na 1 ms, aby zapewnić optymalną aktywację włókien nerwowych, zwłaszcza włókien doprowadzających10.
  5. Umieść samoprzylepną katodę AgCl w miejscu stymulacji, aby zapewnić stały stan bodźca (np. ciśnienie, orientacja).
    Uwaga: Wszystkie te parametry (pozycja badanego, lokalizacja elektrody i miejsce stymulacji) nie zmieniają się przy ocenie różnych pomiarów elektrofizjologicznych. Zmienia się tylko intensywność stymulacji i stan (spoczynek kontra skurcz).

2. Procedury testowe w spoczynku

  1. Poinstruuj pacjenta, aby pozostał zrelaksowany i utrzymywał swoje mięśnie w stanie spoczynku.
  2. Dostosuj intensywność stymulacji, aby uzyskać maksymalną amplitudę refleksu płaszczkowatego H (Hmax; zwykły zakres: 20-50 mA). Załamek M mięśnia płaszczkowatego można zaobserwować przy intensywności Hmax.
    Uwaga: W przypadku powtarzających się pomiarów (np. przed i po protokole męczącym) optymalna intensywność do uzyskania odpowiedzi Hmax może się różnić w trakcie sesji. Ponieważ utrzymanie stałej intensywności może prowadzić do niedoszacowania maksymalnej amplitudy H, zaleca się, aby eksperymentator regularnie dokonywał ponownej oceny intensywności Hmax 33.
  3. Zapisz co najmniej 3 reakcje odruchu płaszczkowatego H przy tej intensywności w odstępie co najmniej 3 sekund, aby uniknąć depresji po aktywacji34,
    Uwaga: Chociaż rejestrowanie kilku reakcji jest bardziej odpowiednie ze względu na szczególną czułość odruchu H, pojedyncza stymulacja może być wystarczająca w pewnych okolicznościach, na przykład podczas próby uniknięcia skutków szybkiego powrotu do zdrowia (np. podczas protokołu męczącego).
  4. Zwiększ intensywność stymulacji, aby uzyskać maksymalną amplitudę fali płaszczkowatej M (Mmax; zwykły zakres: 40-100 mA). Zazwyczaj przyrost intensywności stymulacji ustawia się na 2-4 mA, z zachowaniem odstępu 8-10 sekund między dwoma bodźcami12,35. Pożądana intensywność jest osiągana po uzyskaniu Mmax i nie można zaobserwować odpowiedzi H-odruchowej.
  5. Ustaw końcową intensywność na 120-150% intensywności bodźca Mmax, aby upewnić się, że fala M osiągnie plateau swojej maksymalnej wartości. Ta intensywność jest nazywana intensywnością supramaksymalną w poniższych instrukcjach.
  6. Utrzymuj stałą intensywność stymulacji dla nagrań fali płaszczkowatej M przez całą sesję.
  7. Nagraj 3 fale płaszczkowate M i 3 związane z nimi momenty drgań przy tej intensywności.

3. Procedury testowe podczas dobrowolnego skurczu

  1. W ramach rozgrzewki poproś badanego o wykonanie 10 krótkich i niemęczących submaksymalnych skurczów mięśni zginaczy podeszwowych, z kilkusekundowym odpoczynkiem między każdym ze skurczów. Pod koniec rozgrzewki odpocznij co najmniej 1 minutę, aby uniknąć efektów męczących11.
  2. Stale rejestruj aktywność EMG triceps surae. Rejestracja mięśni płaszczkowatych i brzuchatych łydek pozwala na analizę zachowania różnych typologii mięśni dla pojedynczego miejsca stymulacji24.
  3. Poinstruuj pacjenta, aby wykonał izometryczny maksymalny dobrowolny skurcz (MVC) zginaczy podeszwowych. Badany musi naciskać tak mocno, jak to możliwe, na ergometr, napinając mięśnie zginaczy podeszwowych. Udzielaj wizualnej informacji zwrotnej osobie badanej podczas wysiłku i standaryzowanej zachęty werbalnej19. MVC jest osiągany, gdy obserwuje się plateau.
  4. Wykonaj sparowaną stymulację (częstotliwość 100 Hz) o supramaksymalnej intensywności podczas plateau MVC (nałożony dublet) i kolejną sparowaną stymulację, gdy mięsień jest w pełni rozluźniony natychmiast po skurczu (wzmocniony dublet), aby ocenić poziom dobrowolnej aktywacji. Dostarcz tę sparowaną stymulację za pomocą określonego urządzenia (np. Digitimer D185 MultiPulse Stimulator) lub za pomocą programu stymulacji powiązanego z pojedynczym stymulatorem impulsów.
  5. Poinstruuj pacjenta, aby wykonał drugi MVC zginacza podeszwowego z co najmniej 1 minutą odpoczynku między każdą próbą11. Jeżeli szczytowy moment obrotowy z drugiej próby nie mieści się w zakresie 5% od pierwszej, należy przeprowadzić dodatkowe próby36. Za największy moment obrotowy osiągany przez podmiot przyjmuje się moment obrotowy MVC.

4. Analiza danych

  1. Analiza danych magazynowanych
    1. Wybierz okno czasowe zawierające odpowiedź EMG związaną z drganiem w spoczynku (załamek H lub załamek M).
    2. Zmierz amplitudę między szczytami, czas trwania między szczytami i/lub obszar fal (rysunek 4A). Jeśli amplituda nie jest bezpośrednio dostarczana przez oprogramowanie, odejmij wartości minimalne od maksymalnych.
      1. Dla czasu trwania zmierz przedział czasowy rozpoczynający się od maksymalnego szczytu i kończący na minimalnym szczycie. Dla obszaru oblicz całkę sygnału EMG, zaczynając od początku fali i kończąc na końcu fali.
        Uwaga: Amplituda od szczytu do szczytu może odzwierciedlać: 1) przekaźnictwo nerwowo-mięśniowe, 2) amplitudę potencjału czynnościowego jednostki motorycznej i/lub 3) czasowe rozproszenie potencjału czynnościowego jednostki motorycznej37. Czas trwania załamka M odzwierciedla propagację nerwowo-mięśniową37.
    3. W przypadku wielu prób oblicz średnią fal. Jeśli średnia nie może być bezpośrednio podana przez oprogramowanie, użyj arkusza kalkulacyjnego (np. funkcji formuły w programie arkusza kalkulacyjnego), aby obliczyć tę wartość na podstawie kilku prób (co najmniej 3).
    4. Wybierz drganie spoczynkowe.
    5. Zmierz szczytowy moment obrotowy związany z drganiem spoczynkowym (Rysunek 4B).
    6. W przypadku wielu prób oblicz średni szczytowy moment obrotowy spoczynkowych drgań. Jeśli średnia nie może być bezpośrednio podana przez oprogramowanie, należy użyć arkusza kalkulacyjnego (np. funkcji formuły w programie arkusza kalkulacyjnego), aby obliczyć tę wartość na podstawie kilku prób (co najmniej 3).
    7. Powtórzyć te procedury opisane w ppkt 4.1.2 dla pozostałych pożądanych parametrów (czas skurczu lub czas połowicznego rozluźnienia). Analiza parametrów drgań dostarcza wskazówek co do sprawności sprzężenia wzbudzenie-skurcz17. W szczególności czas skurczu zapewnia wskaźnik kinetyki skurczu8, który może zależeć od wybranej grupy mięśni38.
    8. Oblicz stosunek szczytowego momentu obrotowego do sumy fal M za pomocą arkusza kalkulacyjnego (np. Excel), aby określić ilościowo sprawność elektromechaniczną (P, t/M). Ponieważ reakcje mechaniczne wywołane przez stymulację tylnego nerwu piszczelowego odpowiadają aktywacji triceps surae jako całości, amplitudy fal M płaszczkowatego i brzuchatego łydki należy zsumować39.

figure-protocol-2
Rysunek 4: Wyjaśnienie reakcji elektrofizjologicznych i mechanicznych. (A) Pomiar amplitudy międzyszczytowej (mV), opóźnienia (ms) i powierzchni (mV.ms) typowej fali M. (B) Pomiar szczytowego momentu drgania (Nm), czasu skurczu (ms) i czasu połowicznego relaksu (ms) drgania. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

  1. Analiza danych w skurczu
    1. Wybierz 500-milisekundowe okno czasowe aktywności EMG płaszczkowatego podczas plateau momentu obrotowego MVC, w tym szczytowy moment obrotowy, ale z wyłączeniem czasu między artefaktem stymulacji a końcem okresu ciszy EMG. Okres ciszy odpowiada zahamowaniu trwającej dobrowolnej aktywności EMG po stymulacji.
    2. Jeżeli średnia kwadratowa (RMS) nie jest bezpośrednio dostarczana przez oprogramowanie, należy obliczyć wartość RMS w celu ilościowego określenia aktywności EMG, korzystając z następującego wzoru40: RMS EMG
      figure-protocol-3
    3. Zmierz lub oblicz wartość skuteczną Mmax w spoczynku w czasie trwania fali.
    4. Oblicz stosunek RMSEMG/RMS Mmax za pomocą arkusza kalkulacyjnego. Wartość RMSEMG i wartość RMSMmax muszą być wybrane z tego samego mięśnia.
    5. Zmierzyć maksymalny szczytowy moment obrotowy MVC od linii bazowej momentu obrotowego w spoczynku do maksymalnej wartości MVC, z wyłączeniem nałożonego momentu obrotowego wywołanego stymulacją dubletową (rysunek 5).
    6. Zmierz nałożony moment obrotowy wywołany stymulacją dubletową podczas MVC, od dobrowolnej wartości momentu obrotowego na początku stymulacji do szczytu wywołanej odpowiedzi (rysunek 5).
    7. Wybierz wzmocniony dublet.
    8. Zmierz szczytowy moment obrotowy związany ze wzmocnionym dubletem.
    9. Obliczyć poziom dobrowolnej aktywacji (VAL) za pomocą następującego wzoru:40:
      figure-protocol-4

figure-protocol-5
Rysunek 5: Pomiar nałożonego i wzmocnionego dubletu na sygnał mechaniczny. Aby zarejestrować nałożony szczytowy moment obrotowy (Pts), dublet stymulacji jest wywoływany podczas plateau izometrycznego maksymalnego dobrowolnego skurczu (MVC). Aby zarejestrować wzmocniony szczytowy moment obrotowy (PtP), dublet stymulacji jest wywoływany w spoczynku po przesunięciu MVC.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwiększenie intensywności bodźca prowadzi do odmiennej ewolucji amplitud odpowiedzi między falami H i M. W spoczynku odruch H osiąga maksymalną wartość, zanim zostanie całkowicie nieobecny w sygnale EMG, podczas gdy załamek M stopniowo rośnie, aż osiągnie plateau przy maksymalnej intensywności (patrz Rysunek 4 dla graficznego przedstawienia załamka M i Rysunek 6 dla ewolucji załamków M i H-odruchu z intensywnością). W przypadku mięśnia płaszczkowatego opóźnienie między początkiem bodźca ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przezskórna stymulacja nerwów umożliwia ilościowe określenie wielu cech układu nerwowo-mięśniowego nie tylko w celu zrozumienia podstawowej kontroli funkcji neuromotorycznych u zdrowych ludzi, ale także w celu analizy ostrych lub przewlekłych adaptacji spowodowanych zmęczeniem lub treningiem17. Jest to bardzo korzystne zwłaszcza w przypadku protokołów męczących, w których pomiary muszą być wykonywane tak szybko, jak to możliwe po zakończeniu ćwiczeń, aby uniknąć skutków szybkiej regeneracji42.

<...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Dynamometr BiodexMedical System Inc., Nowy Jork, USAa href="http://www.biodex.com/">www.biodex.com
MP150 Data Acquisition SystemBiopac Systems Inc., Goleta, USA
Oprogramowanie Confirm 4.1.0Biopac Systems Inc., Goleta, USAa href="http://www.biopac.com/">www.biopac.com
Stymulator wysokonapięciowy stałoprądowy DS7ADigitimer, Hertfordshire, Wielka Brytaniaa href="http://www.digitimer.com/">www.digitimer.com
Elektrody powierzchniowe z chlorku srebraControl Graphique Medical, Brie-Comte-Robert, Francja
Komputer
1 do podłączenia Biodexu do MP150
1 do podłączenia Digitimera do MP150
1 do podłączenia MP150 do komputera
<<<

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Desmedt, J. E., Hainaut, K. Kinetics of myofilament activation in potentiated contraction staircase phenomenon in human skeletal muscle. Nature. 217 (5128), 529-532 (1968).
  2. Bouisset, S., Maton, B. Quantitative relationship between surface EMG and intramuscular electromyographic activity in voluntary movement. American Journal of Physical Medicine. 51 (6), 285-295 (1972).
  3. Gabriel, D. A. Effects of monopolar and bipolar electrode configurations on surface EMG spike analysis. Medical Engineering and Physics. 33 (9), 1079-1085 (2011).
  4. Merletti, R., Rainoldi, A., Farina, D. Surface electromyography for noninvasive characterization of muscle. Exercise and Sport Sciences Reviews. 29 (1), 20-25 (2001).
  5. Lepers, R. Aetiology and time course of neuromuscular fatigue during prolonged cycling exercises. Science, & Motricité. 52, 83-107 (2004).
  6. Baudry, S., Klass, M., Pasquet, B., Duchateau, J. Age related fatigability of the ankle dorsiflexor muscles during concentric and eccentric contractions. European Journal of Applied Physiology. 100 (5), 515-525 (2007).
  7. Place, N., Yamada, T., Bruton, J. D., Westerblad, H. Muscle fatigue From observations in humans to underlying mechanisms studied in intact single muscle fibres. European Journal of Applied Physiology. 110 (1), 1-15 (2010).
  8. Scaglioni, G., Narici, M. V., Maffiuletti, N. A., Pensini, M., Martin, A. Effect of ageing on the electrical and mechanical properties of human soleus motor units activated by the H reflex and M wave. The Journal of Physiology. 548 (Pt. 2), 649-661 (2003).
  9. Schieppati, M. The Hoffmann reflex a means of assessing spinal reflex excitability and its descending control in man. Progress in Neurobiology. 28 (4), 345-376 (1987).
  10. Pierrot Deseilligny, E., Burke, D. The circuitry of the human spinal cord: its role in motor control and movement disorders. , Cambridge University Press. (2005).
  11. Duclay, J., Pasquet, B., Martin, A., Duchateau, J. Specific modulation of corticospinal and spinal excitabilities during maximal voluntary isometric shortening and lengthening contractions in synergist muscles. The Journal of Physiology. 589 (Pt. 11), 2901-2916 (2011).
  12. Grosprêtre, S., Papaxanthis, C., Martin, A. Modulation of spinal excitability by a sub threshold stimulation of M1 area during muscle lengthening. Neuroscience. 263, 60-71 (2014).
  13. Mynark, R. G. Reliability of the soleus H reflex from supine to standing in young and elderly. Clinical Neurophysiology. 116 (6), 1400-1404 (2005).
  14. Palmieri, R. M., Hoffman, M. A., Ingersoll, C. D. Intersession reliability for H reflex measurements arising from the soleus peroneal and tibialis anterior musculature. The International Journal of Neuroscience. 112 (7), 841-850 (2002).
  15. Chen, Y. S., Zhou, S., Cartwright, C., Crowley, Z., Baglin, R., Wang, F. Test retest reliability of the soleus H reflex is affected by joint positions and muscle force levels. Journal of Electromyography and Kinesiology. 20 (5), 987-987 (2010).
  16. Lehman, G. J., McGill, S. M. The importance of normalization in the interpretation of surface electromyography A proof of principle. Journal of Manipulative and Physiological Therapeutics. 22 (7), 444-446 (1999).
  17. Lepers, R. Interest and limits of percutaneous nerve electrical stimulation in the evaluation of muscle fatigue. Science, & Motricité. 70 (70), 31-37 (2010).
  18. Merton, P. A. Voluntary strength and fatigue. The Journal of Physiology. 123, 553-564 (1954).
  19. Gandevia, S. C. Spinal and supraspinal factors in human muscle fatigue. Physiological Reviews. 81 (4), 1725-1789 (2001).
  20. Shield, A., Zhou, S. Assessing voluntary muscle activation with the twitch interpolation technique. Sports Medicine. 34 (4), 253-267 (2004).
  21. Rozand, V., Pageaux, B., Marcora, S. M., Papaxanthis, C., Lepers, R. Does mental exertion alter maximal muscle activation. Frontiers in Human Neuroscience. 8, 755(2014).
  22. Place, N., Maffiuletti, N. A., Martin, A., Lepers, R. Assessment of the reliability of central and peripheral fatigue after sustained maximal voluntary contraction of the quadriceps muscle. Muscle and Nerve. 35 (4), 486-495 (2007).
  23. Kannus, P. Isokinetic evaluation of muscular performance: implications for muscle testing and rehabilitation. International Journal of Sports Medicine. 15, Suppl 1. S11-S18 (1994).
  24. Tucker, K. J., Tuncer, M., Türker, K. S. A review of the H reflex and M wave in the human triceps surae. Human Movement Science. 24 (5-6), 667-688 (2005).
  25. Taylor, N. A., Sanders, R. H., Howick, E. I., Stanley, S. N. Static and dynamic assessment of the Biodex dynamometer. European Journal of Applied Physiology and Occupational Physiology. 62 (3), 180-188 (1991).
  26. Sale, D., Quinlan, J., Marsh, E., McComas, A. J., Belanger, A. Y. Influence of joint position on ankle plantarflexion in humans. Journal of Applied Physiology. 52 (6), 1636-1642 (1982).
  27. Cattagni, T., Martin, A., Scaglioni, G. Is spinal excitability of the triceps surae mainly affected by muscle activity or body position. Journal of Neurophysiology. 111 (12), 2525-2532 (2014).
  28. Gerilovsky, L., Tsvetinov, P., Trenkova, G. Peripheral effects on the amplitude of monopolar and bipolar H-reflex potentials from the soleus muscle. Experimental Brain Research. 76 (1), 173-181 (1989).
  29. Schieppati, M. The Hoffmann reflex a means of assessing spinal reflex excitability and its descending control in man. Progress in Neurobiology. 28 (4), 345-376 (1987).
  30. Hermens, H. J., Freriks, B., Disselhorst Klug, C., Rau, G. Development of recommendations for SEMG sensors and sensor placement procedures. Journal of Electromyography and Kinesiology. 10 (5), 361-374 (2000).
  31. Kamen, G., Sison, S. V., Du, C. C., Patten, C. Motor unit discharge behavior in older adults during maximal effort contractions. Journal of Applied Physiology. 79 (6), 1908-1913 (1995).
  32. Neyroud, D., Rüttimann, J., et al. Comparison of neuromuscular adjustments associated with sustained isometric contractions of four different muscle groups. Journal of Applied Physiology. 114, 1426-1434 (2013).
  33. Rupp, T., Girard, O., Perrey, S. Redetermination of the optimal stimulation intensity modifies resting H-reflex recovery after a sustained moderate-intensity muscle contraction. Muscle and Nerve. 41 (May), 642-650 (2010).
  34. Zehr, E. P. Considerations for use of the Hoffmann reflex in exercise studies. European Journal of Applied Physiology. 86 (6), 455-468 (2002).
  35. Gondin, J., Duclay, J., Martin, A. Soleus and gastrocnemii evoked V wave responses increase after neuromuscular electrical stimulation training. Journal of Neurophysiology. 95 (6), 3328-3335 (2006).
  36. Rochette, L., Hunter, S. K., Place, N., Lepers, R. Activation varies among the knee extensor muscles during a submaximal fatiguing contraction in the seated and supine postures. Journal of Applied Physiology. 95 (4), 1515-1522 (2003).
  37. Fuglevand, A. J., Zackowski, K. M., Huey, K. A., Enoka, R. M. Impairment of neuromuscular propagation during human fatiguing contractions at submaximal forces. The Journal of Physiology. 460, 549-572 (1993).
  38. Vandervoort, A. A., McComas, A. J. Contractile changes in opposing muscles of the human ankle joint with aging. Journal of Applied Physiology. 61 (1), 361-367 (1986).
  39. Grosprêtre, S., Martin, A. Conditioning effect of transcranial magnetic stimulation evoking motor evoked potential on V wave response. Physiological Reports. 2 (11), e12191(2014).
  40. Allen, G. M., Gandevia, S. C., McKenzie, D. K. Reliability of measurements of muscle strength and voluntary activation using twitch interpolation. Muscle and Nerve. 18 (6), 593-600 (1995).
  41. Cooper, M. A., Herda, T. J., Walter Herda, A. A., Costa, P. B., Ryan, E. D., Cramer, J. T. The reliability of the interpolated twitch technique during submaximal and maximal isometric muscle actions. Journal of Strength and Conditioning Research. 27 (10), 2909-2913 (2013).
  42. Froyd, C., Millet, G. Y., Noakes, T. D. The development of peripheral fatigue and short term recovery during self paced high intensity exercise. The Journal of Physiology. 591 (Pt 5), 1339-1346 (2013).
  43. Pierrot Deseilligny, E., Morin, C., Bergego, C., Tankov, N. Pattern of group I fibre projections from ankle flexor and extensor muscles in man. Experimental Brain Research. 42 (3-4), 337-350 (1981).
  44. Brooke, J. D., McIlroy, W. E., et al. Modulation of H reflexes in human tibialis anterior muscle with passive movement. Brain Research. 766 (1-2), 236-239 (1997).
  45. Hultborn, H., Meunier, S., Morin, C., Pierrot Deseilligny, E. Assessing changes in presynaptic inhibition of I a fibres a study in man and the cat. The Journal of Physiology. 389, 729-756 (1987).
  46. Meunier, S., Pierrot Deseilligny, E. Cortical control of presynaptic inhibition of Ia afferents in humans. Experimental Brain Research. 119 (4), 415-426 (1998).
  47. Aymard, C., Baret, M., Katz, R., Lafitte, C., Pénicaud, A., Raoul, S. Modulation of presynaptic inhibition of la afferents during voluntary wrist flexion and extension in man. Experimental Brain Research. 137 (1), 127-131 (2001).
  48. Abbruzzese, G., Trompetto, C., Schieppati, M. The excitability of the human motor cortex increases during execution and mental imagination of sequential but not repetitive finger movements. Experimental Brain Research. 111 (3), 465-472 (1996).
  49. Garland, S. J., Klass, M., Duchateau, J. Cortical and spinal modulation of antagonist coactivation during a submaximal fatiguing contraction in humans. Journal of Neurophysiology. 99, 554-563 (2008).
  50. Rodriguez Falces, J., Place, N. Recruitment order of quadriceps motor units Femoral nerve vs direct quadriceps stimulation. European Journal of Applied Physiology. 113, 3069-3077 (2013).
  51. Rodriguez Falces, J., Maffiuletti, N. A., Place, N. Spatial distribution of motor units recruited during electrical stimulation of the quadriceps muscle versus the femoral nerve. Muscle and Nerve. 48 (November), 752-761 (2013).
  52. Bathien, N., Morin, C. Comparing variations of spinal reflexes during intensive and selective attention (author’s transl). Physiology, & Behavior. 9 (4), 533-538 (1972).
  53. Earles, D. R., Koceja, D. M., Shively, C. W. Environmental changes in soleus H reflex excitability in young and elderly subjects. The International Journal of Neuroscience. 105 (1-4), 1-13 (2000).
  54. Paquet, N., Hui Chan, C. W. Human soleus H reflex excitability is decreased by dynamic head and body tilts. Journal of Vestibular Research Equilibrium, & Orientation. 9 (5), 379-383 (1999).
  55. Miyahara, T., Hagiya, N., Ohyama, T., Nakamura, Y. Modulation of human soleus H reflex in association with voluntary clenching of the teeth. Journal of Neurophysiology. 76 (3), 2033-2041 (1996).
  56. Pinniger, G. J., Nordlund, M. M., Steele, J. R., Cresswell, a GH reflex modulation during passive lengthening and shortening of the human triceps surae. Journal of Physiology. 534 (Pt 3), 913-923 (2001).
  57. Tallent, J., Goodall, S., Hortobágyi, T., St Clair Gibson, A., French, D. N., Howatson, G. Repeatability of corticospinal and spinal measures during lengthening and shortening contractions in the human tibialis anterior muscle). PLoS ONE. 7 (4), e35930(2012).
  58. Grospretre, S., Martin, A. H. reflex and spinal excitability methodological considerations. Journal of Neurophysiology. 107 (6), 1649-1654 (2012).
  59. Hugon, M. Methodology of the Hoffmann reflex in man. New Developments in Electromyography and Chemical Neurophysiology. 3m, 277-293 (1973).
  60. Bigland Ritchie, B., Zijdewind, I., Thomas, C. K. Muscle fatigue induced by stimulation with and without doublets. Muscle and Nerve. 23 (9), 1348-1355 (2000).
  61. Kent Braun, J. A., Le Blanc, R. Quantitation of central activation failure during maximal voluntary contractions in humans. Muscle and Nerve. 19 (7), 861-869 (1996).
  62. Herbert, R. D., Gandevia, S. C. Twitch interpolation in human muscles mechanisms and implications for measurement of voluntary activation. Journal of Neurophysiology. 82, 2271-2283 (1999).
  63. Miller, M., Downham, D., Lexell, J. Superimposed single impulse and pulse train electrical stimulation A quantitative assessment during submaximal isometric knee extension in young healthy men. Muscle and Nerve. 22 (8), 1038-1046 (1999).
  64. Button, D. C., Behm, D. G. The effect of stimulus anticipation on the interpolated twitch technique. Journal of Sports Science and Medicine. 7 (4), 520-524 (2008).
  65. Goss, D. a, Hoffman, R. L., Clark, B. C. Utilizing Transcranial Magnetic Stimulation to Study the Human Neuromuscular System. Journal of Visualized Experiments. (59), e3387(2012).
  66. Sartori, L., Betti, S., Castiello, U. Corticospinal excitability modulation during action observation. Journal Of Visualized Experiments: Jove. (82), 51001(2013).
  67. Rozand, V., Lebon, F., Papaxanthis, C., Lepers, R. Does a mental training session induce neuromuscular fatigue. Medicine and Science in Sports and Exercise. 46 (10), 1981-1989 (2014).
  68. Rozand, V., Cattagni, T., Theurel, J., Martin, A., Lepers, R. Neuromuscular fatigue following isometric contractions with similar torque time integral. International Journal of Sports Medicine. 36, 35-40 (2015).
  69. Belanger, A. Y., McComas, A. J. Extent of motor unit activation during effort. Journal of Applied Physiology. 51 (5), 1131-1135 (1981).
  70. Morse, C. I., Thom, J. M., Davis, M. G., Fox, K. R., Birch, K. M., Narici, M. V. Reduced plantarflexor specific torque in the elderly is associated with a lower activation capacity. European Journal of Applied Physiology. 92 (1-2), 219-226 (2004).
  71. Dalton, B. H., McNeil, C. J., Doherty, T. J., Rice, C. L. Age related reductions in the estimated numbers of motor units are minimal in the human soleus. Muscle and Nerve. 38 (3), 1108-1115 (2008).
  72. Hunter, S. K., Todd, G., Butler, J. E., Gandevia, S. C., Taylor, J. L. Recovery from supraspinal fatigue is slowed in old adults after fatiguing maximal isometric contractions. Journal of Applied Physiology. 105 (4), 1199-1209 (2008).
  73. Jakobi, J. M., Rice, C. L. Voluntary muscle activation varies with age and muscle group. Journal of Applied Physiology. 93 (2), 457-462 (2002).
  74. Lepers, R., Millet, G. Y., Maffiuletti, N. a Effect of cycling cadence on contractile and neural properties of knee extensors. Medicine and Science in Sports and Exercise. 33 (11), 1882-1888 (2001).
  75. Duchateau, J., Hainaut, K. Isometric or dynamic training differential effects on mechanical properties of a human muscle. Journal of Applied Physiology. 56 (2), 296-301 (1984).
  76. Millet, G. Y., Martin, V., Martin, A., Vergès, S. Electrical stimulation for testing neuromuscular function From sport to pathology. European Journal of Applied Physiology. 111, 2489-2500 (2011).
  77. Cattagni, T., Scaglioni, G., Laroche, D., Van Hoecke, J., Gremeaux, V., Martin, A. Ankle muscle strength discriminates fallers from non fallers. Frontiers in Aging Neuroscience. 6, 336(2014).
  78. Horstman, A. M., Beltman, M. J., et al. Intrinsic muscle strength and voluntary activation of both lower limbs and functional performance after stroke. Clinical Physiology and Functional Imaging. 28 (4), 251-261 (2008).
  79. Sica, R. E., Herskovits, E., Aguilera, N., Poch, G. An electrophysiological investigation of skeletal muscle in Parkinson’s disease. Journal of the Neurological Sciences. 18 (4), 411-420 (1973).
  80. Knikou, M., Mummidisetty, C. K. Locomotor Training Improves Premotoneuronal Control after Chronic Spinal Cord Injury. Journal of Neurophysiology. 111 (11), 2264-2275 (2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Percutaneous Electrical Nerve StimulationNeuromuscular Function AssessmentPosterior Tibial Nerve StimulationSurface ElectromyographyH Reflex MeasurementM Wave AnalysisTwitch Torque QuantificationVoluntary Activation LevelForce Torque ErgometerElectrical Stimulation Protocol

Related Articles