Method Article

Badanie znakowania/przechwytywania synaptycznego i przechwytywania krzyżowego przy użyciu ostrych plastrów hipokampa od gryzoni

DOI:

10.3791/53008

⸱

September 4th, 2015

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology, Yong Loo Lin School of Medicine, National University of Singapore, 2Neurobiology/Aging Programme, Life Sciences Institute, National University of Singapore

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł wideo opisuje eksperymentalne procedury badania długoterminowej plastyczności i jej procesów asocjacyjnych, takich jak znakowanie synaptyczne, przechwytywanie i krzyżowanie w neuronach piramidowych CA1 przy użyciu ostrych wycinków hipokampa od gryzoni.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Znakowanie i przechwytywanie synaptyczne (STC) oraz tagowanie krzyżowe to dwa ważne mechanizmy na poziomie komórkowym, które wyjaśniają, w jaki sposób specyficzność synaps i łączność są osiągane w neuronach w określonym przedziale czasowym. Te długoterminowe procesy związane z plastycznością są wiodącymi modelami kandydującymi do badania podstaw tworzenia i utrzymywania się pamięci na poziomie komórkowym. Zarówno STC, jak i znakowanie krzyżowe obejmują dwa procesy szeregowe: (1) ustawienie znacznika synaptycznego jako wyzwalanego przez określony wzorzec stymulacji oraz (2) przechwytywanie synaptyczne, w którym znacznik synaptyczny oddziałuje z nowo zsyntetyzowanymi białkami związanymi z plastycznością (PRP). Duża część wiedzy na temat koncepcji STC i krzyżowego znakowania wynika z badań przeprowadzonych w regionie CA1 hipokampa, a ze względu na złożoność techniczną wiele laboratoriów nadal nie jest w stanie badać tych procesów. Warunki eksperymentalne przygotowania wycinków hipokampa i rejestrowania stabilnego późnego LTP/LTD są niezwykle ważne dla badania znakowania synaptycznego/krzyżowego. Ten artykuł wideo opisuje procedury eksperymentalne do badania długoterminowych procesów plastyczności, takich jak STC i znakowanie krzyżowe w neuronach piramidowych CA1 przy użyciu stabilnych, długoterminowych zapisów potencjału pola z ostrych wycinków hipokampa szczurów.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kodowanie i przechowywanie informacji w mózgu nadal pozostaje najważniejszym i najchętniej poszukiwanym wyzwaniem w neurobiologii. Z biegiem lat długoterminowe wzmocnienie (LTP) i długotrwała depresja (LTD) stały się głównymi korelatami komórkowymi pamięci1,2. Te zmiany zależne od aktywności, które wykazują specyficzność wejściową i asocjację, skutkują stabilizacją śladów pamięciowych w sieciach neuronalnych 1,3,4. Utrzymanie dwóch form plastyczności synaptycznej wymaga syntezy produktów związanych z plastycznością (PRP)5-10. Specyficzność synaps, która obejmuje interakcję nowo zsyntetyzowanego białka tylko ze specyficznymi aktywowanymi synapsami wyrażającymi LTP lub LTD, ma kluczowe znaczenie dla pamięci. Specyfikę tę wyjaśnia koncepcja "Synaptic Tagging and Capture" (STC), w której PRP oddziałują z ostatnio aktywnymi, "oznakowanymi" synapsami11,12. Proces STC oferuje ramy dla asocjacyjnych właściwości wspomnień na poziomie komórkowym. Dostarcza nam ona pojęciowych podstaw do tego, w jaki sposób krótkotrwałe formy plastyczności przekształcają się w długotrwałe formy plastyczności w sposób asocjacyjny i zależny od czasu13.

Podczas procesu STC, silna tetanizacja w jednym wejściu, która prowadzi do zależnej od syntezy białek późnej LTP, skutkuje wzmocnieniem niezależnego od syntezy białek wczesnego LTP indukowanego w innym niezależnym wejściu do tej samej populacji neuronów w trwałą13. Ustawienie lokalnego znacznika synaptycznego przez przejściową aktywność neuronalną i synteza dyfuzyjnych PRP przez silną aktywność neuronalną to dwa kluczowe zdarzenia podczas STC13,14. Wychwytywanie PRP przez niedawno wzmocnione "oznakowane" synapsy ma zasadnicze znaczenie dla utrzymania długoterminowego wzmocnienia. Przeprowadzono wiele badań w celu potwierdzenia istnienia zjawiska STC15-17 i zidentyfikowania kandydatów na "znaczniki"18 i "PRPs"19. Kinaza białkowa zależna od wapnia/kalmoduliny II (CaMKII) i kinaza regulowana sygnałem zewnątrzkomórkowym1/2 (ERK1/2); CaMKIV, kinaza białkowa M (PKM) i neurotroficzny czynnik pochodzenia mózgowego (BDNF) to tylko niektóre z cząsteczek kandydujących odpowiednio na "tag" i "PRP"19-21. Model znakowania synaptycznego został rozszerzony o pozytywne interakcje asocjacyjne między LTP i LTD - "synaptyczne tagowanie krzyżowe"22. W synaptycznym znakowaniu krzyżowym późne LTP / LTD w jednym wejściu synaptycznym przekształca przeciwne niezależne od syntezy białek wczesne LTD / LTP w niezależne wejście w jego długotrwałą formęlub odwrotnie 22.

Przygotowanie plastrów hipokampa jest najczęściej używanym modelem w badaniach nad długoterminową plastycznością synaptyczną23,24. Znaczna część wiedzy na temat koncepcji znakowania synaptycznego i krzyżowego wynika z badań przeprowadzonych w regionie CA1 hipokampa, a ze względu na złożoność techniczną wiele laboratoriów nadal nie jest w stanie badać tych procesów. Warunki eksperymentalne przygotowania wycinków hipokampa szczura i rejestrowania stabilnego późnego LTP / LTD przez długie godziny są niezwykle ważne dla badania znakowania synaptycznego / krzyżowego23,25,26. W artykule opisano szczegółowe procedury eksperymentalne do badania długoterminowych procesów plastyczności, takich jak STC i znakowanie krzyżowe w neuronach piramidowych CA1 przy użyciu stabilnych, długoterminowych zapisów potencjału pola z ostrych wycinków hipokampa szczurów.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dla zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Narodowego Uniwersytetu Singapuru.

1. Przygotowanie sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (ACSF)

  1. Przygotować ACSF składający się z (w mM) 124 NaCl, 3,7 KCl, 1,0 MgSO, 4,7H2O, 2,5CaCl, 2,2H2O, 1,2 KH2PO4, 24,6 NaHCO3 i 10 D-glukozy. Upewnij się, że pH ACSF wynosi od 7,2 do 7,4 po bąbelkach do nasycenia mieszaniną 95%O2 i 5% CO2 (karbogen). 21 Tego ACSF należy używać zarówno do preparacji, przygotowania plastrów, jak i do perfuzji podczas zapisów elektrofizjologicznych.
    UWAGA: Do pomiaru i trzymania ACSF używaj czystej aparatury. Używanie nieczystej aparatury może prowadzić do mętnych roztworów lub tworzenia się osadów. Do wszystkich preparatów używaj wody dejonizowanej.
  2. Przygotować w kolbie miarowej 2 l zapasu 10x ACSF, z wyłączeniemNaHCO3 i D-glukozy. Dodaj odczynniki do wody dejonizowanej w następującej kolejności: NaCl (144,96 g), KCl (5,52 g), MgSO4,7H 20 (4,92 g), CaCl 2,2H20 (7,56 g), KH2PO4 (3,28 g) i uzupełnij do objętości 2 L. Mieszaj nieprzerwanie przez co najmniej 30 minut za pomocą mieszadła magnetycznego, aby upewnić się, że wszystkie odczynniki są rozpuszczone. Przechowywać wywar w temperaturze 4 oC i zużyć w ciągu 2 tygodni.
  3. Przed sekcją i doświadczeniami rozcieńczyć materiał ACSF w kolbie miarowej wraz z dodaniem wymaganych ilościNaHCO3 i D-glukozy. Na 1 l roztworu rozcieńczyć 100 ml bulionu do 1 l po dodaniu 2,07 gNaHCO3 i 1,802 g D-glukozy. ACSF powinien być klarownym roztworem wolnym od jakichkolwiek osadów lub nierozpuszczonych cząstek.
  4. Schłodzić około 200-300 ml ACSF na lodzie, do użycia podczas sekcji. Upewnij się, że ACSF używany do rozwarstwienia ma temperaturę między 2-4 °C. Użyj pozostałej ACSF do eksperymentów elektrofizjologicznych. Wszystkie roztwory ACSF należy w sposób ciągły nasycać karbogenem (5%CO2, 95%O2). Czekając, aż ACSF ostygnie, przygotuj obszar rozwarstwienia i komorę plastrów.

2. Przygotowanie komory interfejsu

UWAGA: Komora interfejsu z wycinkami mózgu, używana do inkubacji wycinków i utrzymywania ich podczas zapisów elektrofizjologicznych (Rysunek 2B), składa się z dwóch komór. Dolna komora zawiera wodę destylowaną utrzymywaną w temperaturze 32 °C przez regulator temperatury i stale bąbelkowaną karbogenem.

  1. Włączyć regulator temperatury i ustawić go na 32 °C. Myć górną komorę przez 10 do 15 minut, przepuszczając wodę destylowaną przez rurkę doprowadzającą. Upewnij się, że górna komora jest czysta przed umieszczeniem siatki. Sprawdź, czy poziom wody w dolnej komorze jest w około 70% wypełniony wodą destylowaną.
  2. Umieść siatkę w górnej komorze, aby zapewnić powierzchnię spoczynkową dla plastrów (Rysunek 2C). Wyreguluj rurkę odpływową, aby upewnić się, że poziom roztworu wystarczająco zwilża całą powierzchnię siatki. Umieść pokrywę nad siatką, aby utrzymać nawilżoną atmosferę karbogenu w górnej komorze.
  3. Dostosować natężenie przepływu do 1 ml/min. Utrzymać to natężenie przepływu przez cały okres inkubacji plastrów i eksperymentu. Rozpocznij karbonowanie świeżo przygotowanego 1x ACSF i zanurz rurkę dopływową w ACSF. Odczekaj 20 minut, aż ACSF zostanie nasycony karbogenem i aby górna komora została nim wypełniona.

3. Przygotowanie ostrych plastrów hipokampa

UWAGA: Protokół sekcji składa się z (1) usunięcia mózgu zwierzęcia do zimnego ACSF oraz (2) izolacji i pokrojenia hipokampa. Aby neurony pozostały żywotne, należy szybko wyizolować i umieścić mózg w zimnym ACSF i zakończyć cały proces, w tym krojenie, w ciągu 3-5 minut.

  1. Usunięcie mózgu do zimnego ACSF
    1. Rozłóż narzędzia do preparowania w sposób pokazany na rysunku 1A. Ułóż narzędzia zgodnie z kolejnością użycia, aby ułatwić proces sekcji. Przed rozpoczęciem upewnij się, że wszystkie narzędzia do preparowania są gotowe.
    2. Zamontuj żyletkę, oczyszczoną octanem etylu, absolutnym etanolem i wodą destylowaną, na ręcznym rozdrabniaczu do tkanek (Rysunek 1B), zabezpiecz ją mocno i upewnij się, że krawędź tnąca jest równomiernie wyrównana. Przetestuj siekanie kawałka bibuły filtracyjnej, aby upewnić się, że ostrze jest mocno zamocowane. Ustaw przesuwny mikrometr noniusza w pozycji wyjściowej.
    3. Poddaj zwierzę eutanazji za pomocą dwutlenku węgla (CO2 ) w komorze indukcyjnej i odetnij głowę nożyczkami do bandaży lub gilotyną. Za pomocą nożyczek do tęczówki usuń skórę i futro nad czaszką. Wykonaj nacięcie przez tył, aby usunąć pień mózgu. Wykonaj małe nacięcie po prawej stronie czaszki i dłuższe nacięcie po lewej stronie.
      OSTROŻNOŚĆ! Wykonaj tylko małe nacięcie po stronie, która jest używana do eksperymentów, aby uniknąć jej uszkodzenia. Podczas wkładania nożyczek upewnij się, że przyłożona siła jest skierowana w górę, aby uniknąć uszkodzenia mózgu.
    4. Ostrożnie usuń czaszkę za pomocą kostnego rongeura, zaczynając od lewej do prawej strony czaszki, aby odsłonić korę. Widoczna jest również cienka warstwa opony twardej. Ostrożnie zdejmij przednie płyty za pomocą rongeur. Usuń większość opony twardej wraz z płytami czołowymi.
      OSTROŻNOŚĆ! Uważaj, aby opona twarda nie przecięła tkanki mózgowej.
    5. Usuń pozostałą oponę twardą, jeśli występuje, szczególnie w połączeniu między korą a móżdżkiem za pomocą płaskiego końca szpatułki. W przypadku kroków 3.1.5 i 3.1.6 utrzymuj nacisk w górę, tj. z dala od mózgu, aby uniknąć jego uszkodzenia. Za pomocą szpatułki delikatnie przełóż mózg na szalkę Petriego wypełnioną zimnym i karbonogennym ACSF (2-4 °C), umieszczoną na aluminiowym bloku chłodzącym.
  2. Izolacja hipokampa
    1. Za pomocą skalpela wykonaj proste cięcie, aby usunąć móżdżek i kolejne cięcie, aby usunąć przednią część mózgu (około jednej czwartej). Wykonaj płytkie cięcie wzdłuż linii środkowej.
    2. Ostrożnie usuń korę za pomocą skalera sierpowatego, zaczynając od linii środkowej, aby odsłonić grzbietowy hipokamp. Usuń warstwę kory nad hipokampem. Użyj palców lub kleszczy pod kątem, aby podeprzeć mózg. Wykonaj małe nacięcie spoidła hipokampa. Delikatnie usuń hipokamp za pomocą skalera sierpowatego, zaczynając od hipokampa grzbietowego, wykonując ruchy toczenia.
      OSTROŻNOŚĆ! Bądź delikatny, aby uniknąć rozciągania i rozrywania hipokampa.
    3. Usuń całą korę i tkanki łączne wokół izolowanego hipokampa za pomocą skalera sierpowatego.
  3. Krojenie tkanki hipokampa i przenoszenie plastrów do komory interfejsu
    1. Umieść kawałek bibuły filtracyjnej nasączonej ACSF (klasa 1, 30 mm) na etapie krojenia ręcznej krajalnicy. Zgarnij i umieść tkankę hipokampa na bibule filtracyjnej. Przesuń bibułę filtracyjną, aby wyrównać hipokamp we właściwej orientacji w stosunku do ostrza krajalnicy, tak aby hipokamp został pokrojony pod kątem około 70o do fimbrii.
    2. Osusz nadmiar roztworu otaczającego tkankę hipokampa złożoną bibułą filtracyjną (stopień 1, 85 mm), pozostawiając hipokamp lekko wilgotny. Zacznij kroić hipokamp poprzecznie. Pokrój i wyrzuć tkankę ze skrajnego końca hipokampa, gdzie morfologia wycinka nie jest jasna.
    3. Pozostałą tkankę pokrój w plastry o grubości 400 μm. Delikatnie podnieś plastry hipokampa z ostrza za pomocą szczotki z miękkim włosiem, wykonując delikatne ruchy machające i umieść plastry w małej zlewce wypełnionej zimnym karbogennym ACSF. Kroki 3.3.1-3.3.3 należy wykonać tak szybko, jak to możliwe, ponieważ tkanka hipokampa jest wystawiona na działanie powietrza.
      UWAGA: Generalnie dwie trzecie hipokampa jest krojone w plastry i można przygotować 4-6 plasterków o wyraźnej morfologii.
    4. Delikatnie przenieś plastry na siatkę w komorze na plastry za pomocą czystej plastikowej pipety Pasteura z szeroką końcówką (wykonaną przez odcięcie 2-3 cm końcówki). Ostrożnie wyreguluj położenie plastrów na siatce za pomocą małej strzykawki z wygiętą końcówką. Umieść plastry w sposób ułatwiający lokalizację i rejestrację elektrody. Sprawdź, czy plastry są wystarczająco otoczone ACSF, ale nie są zanurzone ani pływające (Rysunek 2C-D). Przykryj komorę i inkubuj plastry przez 2-3 godziny.
      UWAGA: Warstwa komórek piramidalnych w zdrowych plasterkach powinna wykazywać pewną przezroczystość.

4. Rejestracja odpowiedzi synaptycznych CA3-CA1

UWAGA: Konfiguracja elektrofizjologiczna używana do rejestracji potencjału pola jest pokazana na rysunku 2A. Klatka Faradaya jest zdecydowanie zalecana, jeśli zakłócenia elektryczne są poza kontrolą po prawidłowym uziemieniu ustawień elektrycznych. Na rynku dostępnych jest wiele różnych typów komór zanurzeniowych i międzywystrojowych. Jednak komory interfejsu są preferowane, ponieważ plastry wykazują w nich silniejsze odpowiedzi synaptyczne.

  1. Umiejscowienie elektrod
    1. Włącz aparaturę elektryczną (stymulatory i wzmacniacze), która ma być używana. Zamontuj i zabezpiecz elektrody stymulujące i rejestrujące w uchwytach z pleksi mikromanipulatorów.
      UWAGA: Używamy monopolarnych, lakierowanych elektrod ze stali nierdzewnej o rezystancji 5 MΩ zarówno do celów stymulacyjnych, jak i rejestracyjnych.
    2. Przed użyciem włóż te elektrody do wyciągniętych szklanych kapilar i zabezpiecz klejem epoksydowym, odsłaniając tylko niewielką część końcówki elektrody (rysunek 2E). Daje to wytrzymałość skądinąd smukłym elektrodom i pomaga je mocno zamocować w uchwytach elektrod.
    3. Prowadzony pod mikroskopem, umieść elektrodę (elektrody) stymulujące w warstwie promieniowej obszaru CA1, aby stymulować włókna poboczne Schaffera, a elektrodę rejestrującą w wierzchołkowym obszarze dendrytycznym CA1, aby zarejestrować odpowiedzi field-EPSP (fEPSP).
      UWAGA: Zbliżenie się elektrodami do powierzchni cieczy nad plasterkiem daje dźwięk, który pomaga szybko zlokalizować powierzchnię plastra (pod warunkiem, że amplifier jest podłączony do głośnika).
    4. W eksperymentach z tagowaniem i wychwytywaniem synaptycznym, w zależności od potrzeb eksperymentu, umieść dwie lub trzy elektrody stymulujące (S1, S2 lub S3) po obu stronach elektrody rejestrującej, aby stymulować dwa lub więcej niezależnych, ale nakładających się na siebie wejść. Umieść elektrody stymulujące i rejestrujące w odległości około 200 μm od siebie.
    5. W razie potrzeby zlokalizuj inną elektrodę rejestrującą w warstwie piramidalnej w celu zarejestrowania skoku populacji (rysunek 3A). Gdy obie elektrody dotkną plasterka, za pomocą oprogramowania do akwizycji, przeprowadź stymulację testową, aby zapewnić prawidłowy sygnał fEPSP.
      UWAGA: Do stymulacji testowej używamy dwufazowych, stałoprądowych impulsów (czas trwania impulsu 0,1 ms/półfala).
    6. Po uzyskaniu odpowiedniego sygnału fEPSP ostrożnie opuść elektrody na głębokość około 200 μm za pomocą precyzyjnych pokręteł ruchowych manipulatorów. Odczekaj 20 minut, aż plastry się zregenerują. Przetestuj niezależność szlaku za pomocą protokołu ułatwiania sparowanych impulsów27,28.
  2. Relacja wejścia-wyjścia
    1. Określ zależność wejść-wyjść (stymulacja aferentna vs nachylenie fEPSP) dla każdego wejścia, mierząc wartość nachylenia w zakresie natężeń prądu. Wykonaj to w zakresie od 20 μA do 100 μA. Następnie ustaw intensywność stymulacji dla każdego wejścia, aby uzyskać 40% maksymalnego nachylenia fEPSP. Utrzymuj tę wartość na stałym poziomie przez cały czas trwania eksperymentu.
    2. Po 15-20 minutach rozpocznij nagrywanie linii bazowej. W tym okresie należy uważnie monitorować nachylenie fEPSP i zresetować intensywność bodźca, jeśli nachylenie waha się o więcej niż 10% od ustawionej wartości i rozpocząć nową linię bazową. Przed kontynuowaniem zapisz co najmniej 30 minut lub 1 godzinę stabilnej linii bazowej.
      UWAGA: Do testu lub stymulacji wyjściowej używamy czterech przemiatania dwufazowych, stałych impulsów prądu 0,2 Hz (0,1 ms na polaryzację) podawanych co 5 minut. Średnie nachylenie tych czterech odpowiedzi jest następnie traktowane jako jedno powtórzenie. Sygnały są filtrowane i wzmacniane przez wzmacniacz różnicowy, digitalizowane za pomocą przetwornika analogowo-cyfrowego i monitorowane online za pomocą specjalnie przygotowanego oprogramowania.
  3. Indukcja LTP/LTD za pomocą protokołów stymulacji
    UWAGA: Zarówno LTP, jak i LTD zostały sklasyfikowane jako wczesne i późne LTP/LTD w oparciu o wymagania syntezy białek; ten ostatni wymaga tłumaczenia i/lub transkrypcji ze względu na jego późne utrzymanie [do wglądu patrz4]. Różne paradygmaty stymulacji elektrycznej mogą specyficznie indukować różne formy LTP i LTD.
    1. WTET: 100 Hz, 21 dwufazowych impulsów prądu stałego (0,2 ms na fazę).
    2. STET: Trzy serie po 100 impulsów przez jedną sekundę (100 Hz) co 10 minut (szerokość impulsu 0,2 ms na fazę).
    3. 900 serii w ciągu 15 minut. 1 seria składa się z 3 impulsów (szerokość 0,2 ms) o interwale międzyimpulsowym 50 ms (20 Hz). Interwał między impulsami wynosi 1 sekundę (całkowita liczba impulsów 2,700).

5. Czyszczenie komory plastrów i systemu perfuzyjnego

  1. Po zakończeniu nagrywania zbierz plastry hipokampa do dalszej analizy biochemicznej lub odpowiednio wyrzuć. Wyłącz zasilanie karbogenu i regulator temperatury. Umyj bełkotkę karbogeniczną w wodzie destylowanej.
  2. Dokładnie wyczyść siatkę szczotką i wodą destylowaną. Myj wiertło przez 15-20 minut wodą destylowaną o większym natężeniu przepływu. Raz na 3-4 dni wymieniaj wodę destylowaną w dolnej komorze komory, a także regularnie czyść komorę 3% roztworem nadtlenku wodoru, aby uniknąć rozwoju grzybów.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisana metodologia została wykorzystana do badania długotrwałych form LTP/LTD i jego asocjacyjnych interakcji, takich jak znakowanie synaptyczne i przechwytywanie krzyżowe z ostrych wycinków hipokampa u dorosłych szczurów. 23 Technika ta okazała się skuteczna w eksperymentach zarówno na szczurach (Wistar), jak i na różnych szczepach myszy30,31. Metodologia ta jest z powodzeniem stosowana do stabilnych zapisów LTP do 8-12 godzin.32

Znacznik ustawiony przez słabą tetanizację jednego wejścia (S1) przechwytuje 'PRPs' wywołane przez silną tetanizację innego, niezależnego, ale nakładającego się na siebie wejścia (S2; Rysunek 3B, wypełnione okręgi), przekształcając w ten sposób zanikającą formę LTP (wczesny LTP) w S1 w długotrwałą (Rysunek 3B, otwarte okręgi) (Dla porównania wczesnego LTP indukowanego przez WTET patrz20,33). PRP przechwycone przez znacznik zestawu słabej tetanizacji niekoniecznie muszą pochodzić z późnego LTP indukowanego przez STET, ale mogą być również zapewnione przez późne LTD indukowane przez SLFS. Ten rodzaj pozytywnej interakcji asocjacyjnej między LTP i LTD jest określany jako "cross-tagging/capture". Wczesny LTP indukowany przez WTET w S1 zostaje wzmocniony do późnego LTP (Rysunek 3C, otwarte okręgi) poprzez wychwycenie PRP dostarczonych przez indukowany przez SLFS późny LTD w S2 (Rysunek 3C, wypełnione okręgi). Statystycznie istotne nasilenie lub depresja utrzymywała się w S1 i S2 w obu przypadkach w porównaniu z własną wartością wyjściową (test Wilcoxona; P < 0,05).

Aby interakcja tag-PRP mogła wystąpić, kolejność czasowa dwóch zdarzeń (słaby-przed-silny/silny-przed-słaby) nie jest kluczowa, dopóki okno czasowe między dwoma zdarzeniami pozostaje w zakresie 30-60 minut. Rozsądnie byłoby włączyć trzeci, niezależny, ale nakładający się na siebie sygnał synaptyczny i użyć go jako podstawowej kontroli do monitorowania stabilności nagrań. Protokoły stymulacji elektrycznej stosowane do indukcji wczesnych i późnych form LTP/LTD muszą zostać zatwierdzone w eksperymentach z pojedynczym wejściem pod kątem spójności i niezawodności przed zastosowaniem ich w eksperymentach STC. Chcielibyśmy również podkreślić znaczenie metodologii przygotowania plastrów opisanej w protokole, ponieważ sukces tych eksperymentów zależy w dużej mierze od jakości plastrów.

figure-results-1
Rysunek 1.(A) Narzędzia używane do preparowania hipokampa: (a) Nożyczki do bandaży (b) Nożyczki do tęczówki (c) Rongeur kostny (d) Cienka szpatułka, (e) Skalpel numer 11 (f) Skaler sierpowaty (g) Pędzel z miękkim włosiem (h) Plastikowa pipeta Pasteura (i) Bibuła filtracyjna (85 mm) (j) Bibuła filtracyjna (30 mm) (k) Szklane zlewki (l) Aluminiowe bloki chłodzące pasujące do szalki Petriego i zlewek (m) Szalka Petriego. (B) Ręczny rozdrabniacz tkanek. (a) Platforma (b) Ramię tnące z uchwytem ostrza (c) Mikrometr noniuszowy, rozdzielczość 10 mikronów. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2.Zestaw elektrofizjologiczny do zapisów potencjału pola składający się z: (A) stymulatorów, (b) wzmacniacza różnicowego, (c) przetwornika analogowo-cyfrowego, (d) oscyloskopu, (e) komputera z oprogramowaniem do akwizycji, (f) odpornego na wibracje blatu stołowego, (g) mikroskopu z powiększeniem >4x, (h) interfejsu komory mózgowo-warstwowej, (i) systemu perfuzyjnego do zasilania ACSF i karbogenu, (j) regulatora temperatury, (k) źródła oświetlenia, (l) manipulatorów z uchwytami elektrod. (B) Interfejs komory brain-slice. (C) & (D) Plastry hipokampa w komorze interfejsu. (E) Elektroda ze stali nierdzewnej zamknięta w szklanej kapilarze. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3.(A) Schematyczne przedstawienie poprzecznego wycinka hipokampa i lokalizacji elektrody do rejestracji potencjału pola: W tej reprezentacji dwie elektrody stymulujące (S1 i S2) są umieszczone w warstwie promienistej regionu CA1 w celu stymulacji dwóch niezależnych, ale nakładających się wejść synaptycznych na neurony piramidowe CA1. Dwie zewnątrzkomórkowe elektrody rejestrujące, jedna do rejestrowania pola EPSP (pobudzającego potencjału postsynaptycznego) z wierzchołkowego przedziału dendrytycznego, a druga do rejestrowania skoku populacji somatycznej z piramidalnych ciał komórkowych, znajdują się odpowiednio w warstwie promienistej i warstwie piramidalnej. CA1 - region rogowo-amoniowy 1, CA3 - region rogowo-amoniowy 3, DG - zakręt zębaty, SC - włókna poboczne Schaffera, S1 - elektroda stymulująca 1, S2 - elektroda stymulująca 2. (B) Słaby przed silnym paradygmatem do badania STC: Słabą tetanizację (WTET) stosuje się do S1 (otwarte kręgi) w celu wywołania wczesnego LTP, a następnie silnej tetanizacji (STET) S2 (wypełnione kręgi) w 30 minutach w celu wywołania późnego LTP. Wczesny LTP w S1 zostaje wzmocniony do późnego LTP, pokazując interakcję tagowania i przechwytywania (n = 6). (C) Słaby przed silnym paradygmatem do badania krzyżowego znakowania: Wczesny LTP jest indukowany przez WTET w S1 (otwarte kręgi), a następnie indukcja późnego LTD w S2 (wypełnione okręgi) przy użyciu SLFS po 30 minutach. W S1 wczesny LTP jest przekształcany w późny LTP trwający 6 godzin, pokazując krzyżowe tagowanie i przechwytywanie (n = 6). Pojedyncza strzałka reprezentuje słabą tetanizację zastosowaną do indukcji wczesnego LTP. Tryplet strzał reprezentuje silną tężyczkę do indukowania późnego LTP. Złamana strzałka reprezentuje punkt czasowy, w którym SLFS został zastosowany do reprezentatywnego wejścia synaptycznego w celu indukcji późnego LTD. Słupki błędów wskazują SEM. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostry wycinek hipokampa jest doskonałym systemem modelowym do badania LTP i innych procesów plastyczności funkcjonalnej, takich jak STC i przechwytywanie krzyżowe. Zachowuje dużą część laminarnej sieci strukturalnej obwodów hipokampa, umożliwia precyzyjne lokalizowanie elektrod i oferuje wraz z otwartą platformą do szybkiej manipulacji neurofarmakologicznej bez bariery krew-mózg.

W artykule opisano metodologię przygotowania żywotnych ostrych wycinków hipokampa od młodych dorosłych szczurów i wykorzystania ich do badania STC i znakowania krzyżowego. Wcześniejsze badania podkreślały, że płeć i wiek zwierząt są ważnymi czynnikami, które należy wziąć pod uwagę przy stosowaniu w badaniach elektrofizjologicznych. 27,28 Dlatego wykorzystuje się młode dorosłe zwierzęta z w pełni wyrażonymi dorosłymi funkcjami receptorowymi (samce szczurów rasy Wistar w wieku 5-7 tygodni). 23 U gryzoni zaobserwowano asymetrie w połączeniach między lewym i prawym hipokampem29, a także duże różnice w ekspresji receptora NMDA 34. Użyliśmy odpowiedniego hipokampa, aby zachować spójność z naszymi poprzednimi badaniami LTP. 23,32 Jednak każdy z hipokampów może być używany, o ile zachowana jest spójność.

Jak w każdym protokole, bardzo ważne jest, aby szybko wykonać procedury izolacji i krojenia, ale uważając, aby tkanka nie została rozciągnięta, uszkodzona, wysuszona lub niedotleniona. Różnice w pH, temperaturze i składzie jonowym roztworów mogą mieć ogromny wpływ na żywotność plastrów i wyniki. Dlatego należy unikać takich zmian. Zaobserwowano, że zależne od receptora glutaminianu uwalnianie wapnia zachodzące na etapach przygotowania może nieodwracalnie wpływać na syntezę białek w tkance nerwowej 35,36,37. Korzystanie z ręcznych krajalnic do tkanek może pomóc zminimalizować ten problem, umożliwiając bardzo szybkie zakończenie procesu w porównaniu z krajalnicami wibracyjnymi. Jednak wiele laboratoriów również skutecznie stosuje wibraslicery z zachowaniem niezbędnych środków ostrożności, aby zachować żywotność plastrów. Innym ważnym czynnikiem, który należy wziąć pod uwagę, jest długi okres inkubacji przed rozpoczęciem eksperymentów. Zauważono, że jest to bardzo kluczowe dla osiągnięcia stabilności stanu metabolicznego i poziomów aktywacji kinaz w wycinkach po zakłóceniach spowodowanych podczas przygotowania 23. Taka stabilność jest niezbędna dla spójności w długoterminowych nagraniach. Ponownie kładziemy nacisk na tę obserwację i sugerujemy długie godziny inkubacji wynoszące około 3 godzin.

Wiadomo, że różne parametry stymulacji indukują LTP, ale mechanizmy molekularne wywoływane w każdym przypadku mogą nie być takie same (w celu zapoznania się z przeglądem, patrz 38). Może to wpływać na trwałość i inne cechy LTP, które z kolei mogą wpływać na wyniki eksperymentów z tagowaniem synaptycznym i przechwytywaniem. Dlatego ważne jest, aby zwalidować paradygmaty stymulacji i charakterystykę wywołanego LTP w warunkach laboratorium wykonującego i zachować spójność.

Generalnie nie bierzemy pod uwagę eksperymentów z bardzo dużymi presynaptycznymi salwami światłowodowymi i z maksymalnymi fEPSP mniejszymi niż 0,5 mV, a eksperymenty obejmujące istotne zmiany w salwie światłowodowej podczas nagrań są również odrzucane. Ponadto, podczas wykonywania eksperymentów dwu- lub trzyścieżkowych, ważne jest, aby zapewnić niezależność od ścieżki. Można to przeprowadzić za pomocą protokołu ułatwiania sparowanych impulsów28.

Jedną z wad systemów rejestracji interfejsowej jest tworzenie się kropelek kondensatu na elektrodach podczas długich godzin nagrywania ze względu na różnice temperatur i wilgotności między komorą a otoczeniem. Kropelki te należy od czasu do czasu ostrożnie osuszać. W przeciwnym razie kropelki mogą kapać na plastry i powodować zakłócenia, a nawet utratę sygnałów. Zwykle radzimy sobie z tym poprzez umiejętne osuszanie kropelek prowadzonych pod mikroskopem za pomocą cienkiego z bibuły filtracyjnej, bez dotykania elektrod. Jednak najlepszym rozwiązaniem byłoby zastosowanie scentralizowanego systemu grzewczego, takiego jak system ETC opracowany przez naukowców z Uniwersytetu w Edynburgu.

Podsumowując, w laboratoriach na całym świecie istnieje wiele metodologii, które są wykorzystywane do przygotowywania wycinków hipokampa do różnych celów eksperymentalnych. Każda z procedur ma pewne zalety w stosunku do drugiej. Należy starannie zoptymalizować najdrobniejsze szczegóły protokołu, aby dopasować je do celu eksperymentu. Mamy nadzieję, że ten artykuł pomoże w ulepszeniu niektórych aspektów metodologii badania procesów późnoasocjacyjnych, takich jak STC i przechwytywanie krzyżowe.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Otwarty dostęp do tego artykułu wideo jest sponsorowany przez Cerebos Pacific Limited.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł wideo jest sponsorowany przez Cerebos Pacific Limited. Praca ta jest wspierana przez National Medical Research Council Collaborative Research Grant (NMRC-CBRG-0041/2013) oraz Ministerstwo Edukacji Academic Research Funding (MOE AcRF- Tier 1 - T1-2012 Oct -02).

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
I. Narzędzia
1. Nożyczki do bandażyKLS Martin, Niemcy21-195-23-07
B-Braun/Aesculap, NiemcyLX553R
2. Nożyczki do tęczówkiB-Braun / Aesculap, NiemcyBC140R,
BC100R
3. Bone rongeurWorld Precision Instruments (WPI), Niemcy14089-G
4. ScalpelWorld Precision Instruments (WPI), Niemcy;500236-G
B-Braun/Aesculap, Niemcy
BB73
5. Ostrze skalpela#11B-Braun/Aesculap, NiemcyBB511
6. Skaler sierpowyKLS Martin, Niemcy38-685-00
7. Kleszcze kątoweB-Braun/Aesculap, NiemcyBD321R
8. Komora anestezjologiczna/indukcyjnaMIP Anesthesia Technologies (obecnie, Patterson Scientific), OregonAS-01-0530-LG
II. Substancje chemiczne
1. Chlorek sodu (NaCl)Sigma-AldrichS5886
2. Chlorek potasu (KCl)Sigma-AldrichP9541
3. Siarczan magnezu siedmiowodny (MgSO4,7H20)Sigma-AldrichM1880
4. Chlorek wapnia dwuwodny (CaCl2.2H2O)Sigma-AldrichC3881
5. Fosforan potasu jednozasadowy (KH2PO4)Sigma-AldrichP9791
6. Wodorowęglan sodu (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761
7. D-glukoza bezwodna (C6H12O6)Sigma-AldrichG7021
III. Instrumenty
1. MikroskopOlympus,Japonia Model SZ61
2. Regulator temperaturyScientific Systems Design Inc. KanadaPTC03
3. Różnicowy wzmacniacz prądu przemiennegoAM Systems, USAModel 1700
4. Izolowany stymulator impulsówAM Systems, USAModel 2100
5. OscyloskopRhode & SchwarzHM0722
6. Przetwornik cyfrowo-analogowyCambridge Electronic Design Ltd. Cambridge, Wielka BrytaniaCED-Power 1401-3
7. Interfejs Brain Slice ChamberScientific Systems Design Inc. KanadaBSC01
8. Pompa wężykowaIsmatec, Idex Health & Nauka, NiemcyREGLO-Analog
9. Przepływomierz karbonowyCole-Parmer03220-44
10. Oświetlacz światłaświatłowodowego Dolan-Jenner IndustriesFiber Lite MI-150
11. MikromanipulatoryMarzhauser Wetzlar, Niemcy00-42-101-0000 (MM-33)
00-42-102-0000 (MM-32)
preparacyjnewchodzące w skład ACSFdo elektrofizjologii

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. A synaptic model of memory: long-term potentiation in the hippocampus. Nature. 361, 31-39 (1993).">Bliss, T. V. P., Collingridge, G. L. A synaptic model of memory: long-term potentiation in the hippocampus. Nature. 361, 31-39 (1993).
  2. Learning-related synaptic plasticity: LTP and LTD. Current Opinion in Neurobiology. 1, 113-120 (1991).">Siegelbaum, S. A., Kandel, E. R. Learning-related synaptic plasticity: LTP and LTD. Current Opinion in Neurobiology. 1, 113-120 (1991).
  3. Synaptic plasticity and memory: an evaluation of the hypothesis. Annual review of neuroscience. 23, 649-711 (2000).">Martin, S. J., Grimwood, P. D., Morris, R. G. Synaptic plasticity and memory: an evaluation of the hypothesis. Annual review of neuroscience. 23, 649-711 (2000).
  4. LTP and LTD: An Embarrassment of Riches. Neuron. 44, 5-21 (2004).">Malenka, R. C., Bear, M. F. LTP and LTD: An Embarrassment of Riches. Neuron. 44, 5-21 (2004).
  5. Anisomycin blocks the late phase of long-term potentiation in the dentate gyrus of freely moving rats. Brain research bulletin. 13, 39-42 (1984).">Krug, M., Lossner, B., Ott, T. Anisomycin blocks the late phase of long-term potentiation in the dentate gyrus of freely moving rats. Brain research bulletin. 13, 39-42 (1984).
  6. Anisomycin blocks an inhibitor of protein synthesis, blocks late phases of LTP phenomena in the hippocampal CA1 region in vitro. Brain research. 452, 57-65 (1988).">Frey, U., Krug, M., Reymann, K. G., Matthies, H. Anisomycin blocks an inhibitor of protein synthesis, blocks late phases of LTP phenomena in the hippocampal CA1 region in vitro. Brain research. 452, 57-65 (1988).
  7. Maintenance of long-term potentiation in rat dentate gyrus requires protein synthesis but not messenger RNA synthesis immediately post-tetanization. Neuroscience. 28, 519-526 (1989).">Otani, S., Marshall, C. J., Tate, W. P., Goddard, G. V., Abraham, W. C. Maintenance of long-term potentiation in rat dentate gyrus requires protein synthesis but not messenger RNA synthesis immediately post-tetanization. Neuroscience. 28, 519-526 (1989).
  8. Influence of actinomycin D, a RNA synthesis inhibitor, on long-term potentiation in rat hippocampal neurons in vivo and in vitro. The Journal of physiology. 490 (3), 703-711 (1996).">Frey, U., Frey, S., Schollmeier, F., Krug, M. Influence of actinomycin D, a RNA synthesis inhibitor, on long-term potentiation in rat hippocampal neurons in vivo and in vitro. The Journal of physiology. 490 (3), 703-711 (1996).
  9. A macromolecular synthesis-dependent late phase of long-term potentiation requiring cAMP in the medial perforant pathway of rat hippocampal slices). The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 16, 3189-3198 (1996).">Nguyen, P. V., Kandel, E. R. A macromolecular synthesis-dependent late phase of long-term potentiation requiring cAMP in the medial perforant pathway of rat hippocampal slices). The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 16, 3189-3198 (1996).
  10. Requirement of translation but not transcription for the maintenance of long-term depression in the CA1 region of freely moving rats. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 20, 8572-8576 (2000).">Manahan-Vaughan, D., Kulla, A., Frey, J. U. Requirement of translation but not transcription for the maintenance of long-term depression in the CA1 region of freely moving rats. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 20, 8572-8576 (2000).
  11. Synaptic tagging and long-term potentiation. Nature. 385, 533-536 (1997).">Frey, U., Morris, R. G. M. Synaptic tagging and long-term potentiation. Nature. 385, 533-536 (1997).
  12. Weak before strong: dissociating synaptic tagging and plasticity-factor accounts of late-LTP. Neuropharmacology. 37, 545-552 (1998).">Frey, U., Morris, R. G. Weak before strong: dissociating synaptic tagging and plasticity-factor accounts of late-LTP. Neuropharmacology. 37, 545-552 (1998).
  13. Making memories last: the synaptic tagging and capture hypothesis. Nature reviews. Neuroscience. 12, 17-30 (2011).">Redondo, R. L., Morris, R. G. Making memories last: the synaptic tagging and capture hypothesis. Nature reviews. Neuroscience. 12, 17-30 (2011).
  14. Synaptic tagging -- who's it? Nature reviews. Neuroscience. 3, 813-820 (2002).">Martin, K. C., Kosik, K. S. Synaptic tagging -- who's it? Nature reviews. Neuroscience. 3, 813-820 (2002).
  15. Synaptic tagging: implications for late maintenance of hippocampal long-term potentiation. Trends in neurosciences. 21, 181-188 (1998).">Frey, U., Morris, R. G. Synaptic tagging: implications for late maintenance of hippocampal long-term potentiation. Trends in neurosciences. 21, 181-188 (1998).
  16. Synaptic tagging during synapse-specific long-term facilitation of Aplysia sensory-motor neurons. Neurobiology of learning and memory. 78, 489-497 (2002).">Martin, K. C. Synaptic tagging during synapse-specific long-term facilitation of Aplysia sensory-motor neurons. Neurobiology of learning and memory. 78, 489-497 (2002).
  17. Synaptic tagging and capture in the living rat. Nature communications. 3, (2012).">Shires, K. L., Da Silva, B. M., Hawthorne, J. P., Morris, R. G., Martin, S. J. Synaptic tagging and capture in the living rat. Nature communications. 3, (2012).
  18. Interfering with the actin network and its effect on long-term potentiation and synaptic tagging in hippocampal CA1 neurons in slices in vitro. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29, 12167-12173 (2009).">Ramachandran, B., Frey, J. U. Interfering with the actin network and its effect on long-term potentiation and synaptic tagging in hippocampal CA1 neurons in slices in vitro. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29, 12167-12173 (2009).
  19. Identification of compartment- and process-specific molecules required for 'synaptic tagging' during long-term potentiation and long-term depression in hippocampal CA1. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 27, 5068-5080 (2007).">Sajikumar, S., Navakkode, S., Frey, J. U. Identification of compartment- and process-specific molecules required for 'synaptic tagging' during long-term potentiation and long-term depression in hippocampal CA1. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 27, 5068-5080 (2007).
  20. Synaptic tagging and cross-tagging: the role of protein kinase Mzeta in maintaining long-term potentiation but not long-term depression. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 25, 5750-5756 (2005).">Sajikumar, S., Navakkode, S., Sacktor, T. C., Frey, J. U. Synaptic tagging and cross-tagging: the role of protein kinase Mzeta in maintaining long-term potentiation but not long-term depression. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 25, 5750-5756 (2005).
  21. Synaptic Tagging and Capture: Differential Role of Distinct Calcium/Calmodulin Kinases in Protein Synthesis-Dependent Long-Term Potentiation. The Journal of Neuroscience. 30, 4981-4989 (2010).">Redondo, R. L., et al. Synaptic Tagging and Capture: Differential Role of Distinct Calcium/Calmodulin Kinases in Protein Synthesis-Dependent Long-Term Potentiation. The Journal of Neuroscience. 30, 4981-4989 (2010).
  22. Late-associativity, synaptic tagging, and the role of dopamine during LTP and LTD. Neurobiology of learning and memory. 82, 12-25 (2004).">Sajikumar, S., Frey, J. U. Late-associativity, synaptic tagging, and the role of dopamine during LTP and LTD. Neurobiology of learning and memory. 82, 12-25 (2004).
  23. Protein synthesis-dependent long-term functional plasticity: methods and techniques. Current Opinion in Neurobiology. 15, 607-613 (2005).">Sajikumar, S., Navakkode, S., Frey, J. U. Protein synthesis-dependent long-term functional plasticity: methods and techniques. Current Opinion in Neurobiology. 15, 607-613 (2005).
  24. Improved preparation and preservation of hippocampal mouse slices for a very stable and reproducible recording of long-term potentiation. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2013).">Villers, A., Ris, L. Improved preparation and preservation of hippocampal mouse slices for a very stable and reproducible recording of long-term potentiation. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2013).
  25. The influence of experimental conditions on the morphological preservation of hippocampal slices in vitro. Biomedica biochimica acta. 45, 1145-1152 (1985).">Pohle, W., Reymann, K., Jork, R., Malisch, R. The influence of experimental conditions on the morphological preservation of hippocampal slices in vitro. Biomedica biochimica acta. 45, 1145-1152 (1985).
  26. The duration of long-term potentiation in the CA1 region of the hippocampal slice preparation. Brain research bulletin. 15, 249-255 (1985).">Reymann, K. G., et al. The duration of long-term potentiation in the CA1 region of the hippocampal slice preparation. Brain research bulletin. 15, 249-255 (1985).
  27. Different compartments of apical CA1 dendrites have different plasticity thresholds for expressing synaptic tagging and capture. Learning & Memory. 18, 327-331 (2011).">Sajikumar, S., Korte, M. Different compartments of apical CA1 dendrites have different plasticity thresholds for expressing synaptic tagging and capture. Learning & Memory. 18, 327-331 (2011).
  28. Making Synapses Strong: Metaplasticity Prolongs Associativity of Long-Term Memory by Switching Synaptic Tag Mechanisms. Cerebral Cortex. 24, 353-363 (2014).">Li, Q., et al. Making Synapses Strong: Metaplasticity Prolongs Associativity of Long-Term Memory by Switching Synaptic Tag Mechanisms. Cerebral Cortex. 24, 353-363 (2014).
  29. Anisomycin inhibits the late maintenance of long-term depression in rat hippocampal slices in vitro. Neuroscience Letters. 338, 147-150 (2003).">Sajikumar, S., Frey, J. U. Anisomycin inhibits the late maintenance of long-term depression in rat hippocampal slices in vitro. Neuroscience Letters. 338, 147-150 (2003).
  30. Diversity of neuropsin (KLK8)-dependent synaptic associativity in the hippocampal pyramidal neuron. The Journal of physiology. 589, 3559-3573 (2011).">Ishikawa, Y., Tamura, H., Shiosaka, S. Diversity of neuropsin (KLK8)-dependent synaptic associativity in the hippocampal pyramidal neuron. The Journal of physiology. 589, 3559-3573 (2011).
  31. Neuropsin (KLK8)-dependent and -independent synaptic tagging in the Schaffer-collateral pathway of mouse hippocampus. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28, 843-849 (2008).">Ishikawa, Y., Horii, Y., Tamura, H., Shiosaka, S. Neuropsin (KLK8)-dependent and -independent synaptic tagging in the Schaffer-collateral pathway of mouse hippocampus. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28, 843-849 (2008).
  32. Competition between recently potentiated synaptic inputs reveals a winner-take-all phase of synaptic tagging and capture. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111, 12217-12221 (2014).">Sajikumar, S., Morris, R. G. M., Korte, M. Competition between recently potentiated synaptic inputs reveals a winner-take-all phase of synaptic tagging and capture. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111, 12217-12221 (2014).
  33. The type IV-specific phosphodiesterase inhibitor rolipram and its effect on hippocampal long-term potentiation and synaptic tagging. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 24, 7740-7744 (2004).">Navakkode, S., Sajikumar, S., Frey, J. U. The type IV-specific phosphodiesterase inhibitor rolipram and its effect on hippocampal long-term potentiation and synaptic tagging. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 24, 7740-7744 (2004).
  34. Hemisphere-specific optogenetic stimulation reveals left-right asymmetry of hippocampal plasticity. Nature. 14, 1413-1415 (2011).">Kohl, M. M., et al. Hemisphere-specific optogenetic stimulation reveals left-right asymmetry of hippocampal plasticity. Nature. 14, 1413-1415 (2011).
  35. Effects of cAMP Simulate a Late Stage of LTP in Hippocampal CA1 Neurons. Science. 260, 1661-1664 (1993).">Frey, U., Huang, Y. Y., Kandel, E. R. Effects of cAMP Simulate a Late Stage of LTP in Hippocampal CA1 Neurons. Science. 260, 1661-1664 (1993).
  36. The effect of global ischemia and recirculation of rat brain on protein synthesis in vitro. Metab Brain Dis. 8, 199-206 (1993).">Erdogdu, G., Uto, A., Hossmann, K. -A. The effect of global ischemia and recirculation of rat brain on protein synthesis in vitro. Metab Brain Dis. 8, 199-206 (1993).
  37. Protein synthesis and energy metabolism in hippocampal slices during extended (24 hours) recovery following different periods of ischemia. Metab Brain Dis. 9, 377-389 (1994).">Djuricic, B., Berger, R., Paschen, W. Protein synthesis and energy metabolism in hippocampal slices during extended (24 hours) recovery following different periods of ischemia. Metab Brain Dis. 9, 377-389 (1994).
  38. NMDA receptor-dependent long-term potentiation comprises a family of temporally overlapping forms of synaptic plasticity that are induced by different patterns of stimulation. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 369, 20130131(2014).">Park, P., et al. NMDA receptor-dependent long-term potentiation comprises a family of temporally overlapping forms of synaptic plasticity that are induced by different patterns of stimulation. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 369, 20130131(2014).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Synaptic Tagging CaptureCross Capture MechanismsAcute Hippocampal SlicesLong Term PlasticityField EPSP RecordingHippocampal Slice PreparationStimulating Electrodes PlacementEarly LTP InductionLate LTP TransformationSynaptic Input Stimulation

Related Articles