Artykuł metodologiczny

Implantacja elektrod pod kontrolą mikroelektrod do jądra podwzgórzowego szczurów w celu długotrwałej głębokiej stymulacji mózgu

DOI:

10.3791/53066

⸱

2 października 2015

 ,  ,  , 
1Department of Neurology, University Hospital Wuerzburg

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano metodę wszczepiania elektrod do jądra podwzgórzowego (STN) szczurów. Lepsza lokalizacja STN została osiągnięta dzięki zastosowaniu systemu mikrozapisu. Ponadto przedstawiono konfigurację stymulacji, która charakteryzuje się długotrwałymi połączeniami między głową zwierzęcia a stymulatorem.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Głęboka stymulacja mózgu (DBS) jest szeroko stosowaną i skuteczną terapią wielu zaburzeń neurologicznych, takich jak idiopatyczna choroba Parkinsona, dystonia czy drżenie. DBS opiera się na dostarczaniu bodźców elektrycznych do określonych głębokich struktur anatomicznych ośrodkowego układu nerwowego. Jednak mechanizmy leżące u podstaw działania DBS pozostają enigmatyczne. Doprowadziło to do zainteresowania się badaniem wpływu DBS na modele zwierzęce, zwłaszcza na szczurach. Ponieważ DBS jest terapią długoterminową, badania powinny koncentrować się na zmianach molekularno-genetycznych obwodów nerwowych, które występują kilka tygodni po DBS. Długotrwały DBS u szczurów jest trudny, ponieważ szczury poruszają się w klatce, co powoduje problemy z utrzymaniem na miejscu przewodu prowadzącego od głowy zwierzęcia do stymulatora. Co więcej, struktury docelowe do stymulacji w mózgu szczura są małe i dlatego elektrody nie mogą być łatwo umieszczone w wymaganej pozycji. W związku z tym na potrzeby tego badania opracowano zestaw do długotrwałej stymulacji szczurów za pomocą elektrod platynowo-irydowych o impedancji około 1 MΩ. Elektroda o tych parametrach pozwala nie tylko na odpowiednią stymulację, ale także na rejestrację głębokich struktur mózgu w celu zidentyfikowania obszaru docelowego dla DBS. W naszym zestawie elektroda z zatyczką do drutu została osadzona w cemencie dentystycznym z czterema kotwiącymi przymocowanymi do czaszki. Przewód od wtyczki do stymulatora był zabezpieczony sprężyną ze stali nierdzewnej. Do obwodu podłączono krętlik, aby zapobiec splątaniu się przewodu. Ogólnie rzecz biorąc, ta konfiguracja stymulacji zapewnia szczurowi wysoki stopień swobodnej mobilności i umożliwia zatyczce na głowę, a także połączeniu przewodowemu między wtyczką a stymulatorem, zachowanie długotrwałej siły.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Głęboka stymulacja mózgu (DBS) to leczenie polegające na dostarczaniu impulsów elektrycznych za pomocą wszczepionych elektrod do określonych struktur mózgowych, takich jak wewnętrzna gałka blada1, jądro podwzgórzowe (STN)2–4 lub brzuszne wzgórze pośrednie5. W ciągu ostatnich dwóch dekad terapia ta została uznana za potężne narzędzie terapeutyczne w chorobie Parkinsona 1-4, dystonii6 i drżeniu7, a także jest stosowana do modulowania przewlekłego bólu7, zaburzeń psychicznych (tj. zaburzenia obsesyjno-kompulsywne8, dużej depresji9) lub nieuleczalnej padaczki10,11. Co więcej, DBS może w przyszłości stać się opcją leczenia opornego na leczenie nadciśnienia tętniczego12 lub hipotonii ortostatycznej13.

Fizjologiczne mechanizmy leżące u podstaw skutków DBS pozostają słabo poznane. Badania na znieczulonych gryzoniach dostarczyły informacji na temat reakcji neuronalnych na stymulację o wysokiej częstotliwości, która naśladuje klinicznie stosowany DBS14. Jednak badania te nie tylko nie mają behawioralnego potwierdzenia efektu DBS, ale także powodują znaczną zmienność w zależności od zastosowanych parametrów stymulacji14.

Aby dokładniej zbadać efekty behawioralne i mechanizmy leżące u podstaw DBS u świadomych gryzoni, potrzebne jest ustawienie stymulacji, które spełnia określone wymagania. DBS jest najczęściej stosowany jako terapia długoterminowa (np. choroba Parkinsona, przewlekły ból). Dlatego zestaw stymulacji u gryzoni powinien być tak zaprojektowany, aby urządzenie składało się z elektrody z wtyczką, a także przewodu od wtyczki do zewnętrznego stymulatora; A ta jednostka powinna być lekka, ale niełamliwa po przymocowaniu do czaszki. Ponadto swoboda ruchów jest niezbędna dla szczurów podczas stymulacji przez dłuższy czas. Docelowe struktury DBS są niewielkie; na przykład STN u szczurów ma długość 1,2 mm i objętość 0,8 mm3,15. Dlatego elektrody muszą być zaprojektowane w taki sposób, aby jądro nie uległo uszkodzeniu podczas wprowadzania, a celowanie musi być precyzyjne. Ponieważ większość badań DBS przeprowadzonych na gryzoniach wykorzystywała stereotaktyczne wprowadzanie elektrody do struktury docelowej w oparciu o punkty orientacyjne, poziom błędu może być stosunkowo wysoki, nawet przy użyciu współrzędnych zgodnie z Paxinosem i Watsonem16. Powoduje to większą liczbę zwierząt potrzebną do osiągnięcia statystycznie miarodajnego wyniku.

W obecnym badaniu wprowadzono technikę implantacji elektrody, która celuje w STN z dużą dokładnością, używając systemu mikrozapisu podczas przesuwania elektrody. Ponadto prezentowany jest system stymulacji, który nie tylko pozwala na wysoki stopień mobilności stymulowanego zwierzęcia, ale także gwarantuje ciągłą stymulację poprzez bezpieczne zamocowanie drutu stymacyjnego (który jest chroniony sprężyną ze stali nierdzewnej) na głowie szczura.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Doświadczenia na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Uniwersytet w Würzburgu i legalne władze państwowe (Dolna Frankonia, numer zatwierdzenia: 54-2531.01-102/13) i przeprowadzone zgodnie z zaleceniami dla badań w eksperymentalnych badaniach nad udarem mózgu17 oraz aktualnymi wytycznymi dotyczącymi badań na zwierzętach: Raportowanie eksperymentów in vivo (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines).

1. Znieczulenie

  1. Należy sprawdzić układ znieczulający, aby zapewnić odpowiednią ilość gazu zasilającego (tlenu) i izofluranu na czas trwania zabiegu. Połącz nos z prętem siekacza instrumentu stereotaktycznego i umieść siekacz na -3,3 mm.
  2. Włączyć dopływ gazu (2 l/min). Umieść szczura w pudełku i zamknij górę. Włącz waporyzator izofluranu do 3,5%.
  3. Gdy szczur jest w pozycji leżącej, przełącz system tak, aby gaz znieczulający przepływał do stożka nosowego, który jest przymocowany do pręta siekacza.
  4. Wyjmij szczura z komory pudełka i ogol obszar między uszami a oczami; za pomocą wacika nasączonego Jodosept PVP przetrzyj ogolony obszar, aby usunąć luźne włosy.
  5. Umieścić szczura w stożku nosowym (ryc. 1) i kontynuować znieczulenie izofluranem w dawce 2,5% wO2 (1 l/min). Sprawdź poziom znieczulenia, ściskając obszar międzypalcowy. Jeśli szczur jest odpowiednio znieczulony, odruchy obronne zostają zniesione (tj. wycofanie stopy).
  6. Monitoruj oddychanie i reakcję na stymulację podczas zabiegu i dostosuj waporyzator w razie potrzeby.
  7. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. Monitoruj i utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 ± 0,5 °C za pomocą systemu grzewczego sterowanego sprzężeniem zwrotnym.

2. Chirurgia

  1. Utrzymuj pole operacyjne w sterylności podczas całej operacji. Gdy ręce chirurga są już bezpłodne, a pole operacyjne jest sterylne, poruszaj się tylko ostrożnie i pamiętaj, aby nie naruszyć sterylności. Obejmuje to również posiadanie sterylnego pola (tj. sterylnych wodoodpornych zasłon), na którym można położyć narzędzia.
  2. Wstrzyknąć 0,2 ml mepiwakainy podskórnie w środek ogolonego obszaru. Mepiwakaina jest środkiem miejscowo znieczulającym, którego czas działania wynosi do 3 godzin. To dodatkowo znieczuli obszar operacyjny.
  3. Za pomocą skalpela wykonaj nacięcie w linii środkowej, zaczynając między uszami i rozciągając się w kierunku 2 cm. Upewnij się, że okostna (błyszcząca błona pod skórą) jest również nacięta. Odsłoń czaszkę za pomocą czterech zacisków (ryc. 2).
  4. Za pomocą wacika delikatnie usuń okostną, aż do odsłonięcia szwów czołowych i strzałkowych, a następnie zatrzymaj krew za pomocą waty.
  5. Określ współrzędne bregmy za pomocą igły zamocowanej na uchwycie sondy, a następnie zaznacz końcówkę igły czarnym flamastrem. Używając napędowych przednio-tylnych (AP), środkowych/bocznych (ML) i grzbietowo-brzusznych (DV), umieść końcówkę igły bezpośrednio nad bregmą.
  6. Wykonaj odczyty skali noniusza AP i ML: odejmij 3,6 mm od odczytu AP i 2,5 mm od odczytu ML w przypadku implantacji elektrody do prawego STN lub dodaj 2,5 mm w przypadku implantacji elektrody do lewego STN. Pozycja ta zostanie zaznaczona barwnikiem flamastra po opuszczeniu końcówki igły na powierzchnię czaszki.
  7. Zacisnąć wiertło dentystyczne na dużym uchwycie sondy instrumentu stereotaktycznego. Przesuń wiertło dentystyczne do obliczonego obszaru – tj. zaznaczonego punktu na czaszce. Patrząc przez mikroskop, wywierć otwór (średnica około 1 mm) przez czaszkę, aż opona twarda będzie widoczna (czaszka ma około 1 mm grubości). Wycofaj oponę twardą za pomocą kleszczy do mikropreparacji lub sterylnej igły. Opona twarda jest wystarczająco twarda, aby zniszczyć końcówkę elektrody.
  8. Wywierć otwór wiertłem dentystycznym w każdej łusce czołowej oraz w łusce międzyciemieniowej naprzeciwko otworu elektrody. Odłącz uchwyt sondy od przyrządu stereotaktycznego. Nie wiercić w szwie czaszki, ponieważ naczynia żylne podążają za szwami pod czaszką.
  9. Wkręć kościaną w każdy z pięciu otworów. Unikaj zbyt głębokiego wkręcania. W przypadku ze stali nierdzewnej (M1.6) 2–3 obroty odpowiednio przytrzymają bez wywierania nacisku na mózg. Liczba zwojów będzie zależeć od skoku. Clamp uchwyt sondy z elektrodą w mikromanipulatorze (Rysunek 3).
  10. Za pomocą napędowych AP, ML i DV przesuń uchwyt sondy z elektrodą, aż końcówka prawie dotknie bregmy. Zwróć uwagę na odczyty skali noniusza AP, ML i DV w bregmie. Po dokonaniu odczytów podnieś elektrodę o kilka milimetrów, aby elektroda nie ocierała się o czaszkę podczas ruchu. Aby określić współrzędne pozycji, w której elektroda musi zostać włożona do otworu, dodaj 3,6 mm do odczytu AP i dodaj (lub odejmij) 2,5 mm do odczytu ML.
  11. Za pomocą napędowych AP i ML przesuń elektrodę do obliczonej pozycji. W tym momencie końcówka elektrody powinna znajdować się bezpośrednio nad wywierconym otworem elektrody. Następnie, patrząc przez mikroskop, opuść elektrodę do poziomu opony twardej (ryc. 4). Ten poziom służy jako poziom zerowy w kierunku DV. Następnie delikatnie włóż końcówkę elektrody do mózgu, patrząc przez mikroskop.
  12. Podłącz wtyk elektrody do złącza systemu nagrywającego. Umieść klatkę Faradaya (lub zastąp ją folią aluminiową) na szczurze w instrumencie stereotaktycznym (Rysunek 5). Uziemić instrument stereotaktyczny z przeciwwagą pomieszczenia, w którym pracujesz.
  13. Uruchom system nagrywania. Jeśli to możliwe, użyj również głośnika, aby uzyskać sygnał akustyczny wyładowań/maści pojedynczych jednostek podczas przesuwania elektrody.
  14. Powoli włóż elektrodę do mózgu, rejestrując aktywność elektryczną podczas przesuwania elektrody. Na głębokości od 7,5 do 8,1 mm od opony twardej zwykle wykrywalna jest specyficzna aktywność elektryczna STN (ryc. 6). Typowa aktywność neuronów w STN charakteryzuje się nieregularnym wzorcem wypalania i wysoką szybkością wypalania (średnia częstotliwość: 40,9 ± 12,9 Hz)18.
  15. Podczas rejestracji należy maksymalnie zmniejszyć znieczulenie (np. do 0,8–1,0%); zwierzęta o niskim znieczuleniu wykazują wyraźniejszą aktywność elektryczną mózgu.
  16. Usuń krew lub płyn mózgowo-rdzeniowy, który został przemieszczony na powierzchni czaszki podczas opuszczania elektrody.
  17. Wymieszaj niewielką ilość cementu dentystycznego i nałóż go wokół elektrody i wokół czterech z pięciu za pomocą małej szpatułki (ryc. 7). Piąta śruba zostanie użyta do zamocowania przewodu uziemiającego wtyczki.
  18. Odłącz sworzeń elektrody od uchwytu elektrody i złącza systemu nagrywającego, gdy cement dentystyczny jest zamocowany.
  19. Odkręć, która nie została zamocowana za pomocą cementu dentystycznego. Umieść wtyczkę na bolcu elektrody. Zamocuj przewód uziemiający wtyczki za pomocą piątej (Rysunek 8).
  20. Wymieszaj cement dentystyczny i nałóż go wokół zatyczki. Gdy cement zgęstnieje, uformuj go wokół korka, aby utworzyć nasadkę. Unikaj ostrych krawędzi cementu dentystycznego, które mogą zaszkodzić zwierzęciu i usuń je podczas twardnienia (ryc. 9A i B).
  21. Oczyścić brzegi rany i zamknąć je szwem z przodu i z tyłu czapki. Zdezynfekuj brzegi rany.
  22. Podłącz wtyczkę głowicy do przewodu, który jest zamocowany na krętliku. Usuń szczura z instrumentu stereotaktycznego
    23. .
  23. Stosować tramadol (12,5 mg/kg, dootrzewnowo) pod koniec interwencji, a następnie raz dziennie przez 2-3 dni. Umieść szczura w czystej klatce ze wsparciem termicznym, zamocuj krętlik na tej klatce (Rysunek 10) i dokładnie ją sprawdzaj przez 1 godzinę.
  24. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje.

3. Stymulacja

  1. Określ opór zwierzęcia przed stymulacją za pomocą miernika impedancji.
  2. Połącz wtyczkę krętlika z przewodem, a wtyczki na drugim końcu przewodu z wyjściem prądowym i wyjściem przewodu uziemiającego stymulatora. Podłącz stymulator do komputera w celu zaprogramowania stymulatora.
  3. Wybierz parametry stymulacji w programie, na przykład parametry stosowane w chorobie Parkinsona to długość impulsu: 60 μs, częstotliwość: 130 Hz. Stymuluj szczura rosnącą amplitudą prądu, aż do rozpoznania dyskinezy. Zmniejsz intensywność elektryczną o 10–20% poniżej intensywności, która wywołała dyskinezę lub do momentu, gdy objawy neurologiczne znikną, a zwierzę poczuje się komfortowo. W tym badaniu zastosowano jednofazowe impulsy prostokątne.
  4. Po zakończeniu eksperymentu poddaj zwierzę eutanazji izofluranem: Dostosuj natężenie przepływu lub stężenie izofuranu do 5% lub więcej. Ekspozycję na izofluran należy kontynuować do 1 minuty po ustaniu oddychania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wprowadzenie elektrody do STN szczura za pomocą systemu rejestrującego - jak to tutaj przedstawiono - jest skuteczną i dokładną procedurą dla DBS, która zajmuje około 1 godziny na zwierzę. Ten model jest dość drobną procedurą: z 10 szczurów poddanych operacji wszystkie przeżyły interwencję. Dwadzieścia cztery godziny po interwencji stan każdego szczura był monitorowany i żadne zwierzę nie osiągnęło więcej niż 1 z 3 punktów zgodnie z kodem dotkliwości. W okresie ciągłej stymulacji (14 dni, 24 godziny na dobę) żaden drut n...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niniejszym badaniu przedstawiono krok po kroku zestaw instrukcji dotyczących wszczepiania monopolarnej elektrody przewlekłej do STN szczurów. Chociaż elektrody wolframowe o niskiej impedancji są często używane do DBS18,19, zastosowano elektrodę monopolarną wykonaną z platyny/irydu (Pt/Ir) o impedancji około 1 MΩ. Elektrody Pt/Ir są również stosowane u pacjentów z chorobą Parkinsona ze względu na ich korzystne właściwości: wykazują minimalną erozję20 i nie powodują istotnych uszkodzeń tkanek21...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pragniemy podziękować Panu Wabbelowi za przygotowanie przewodów i Panu Tietschowi za skonstruowanie wtyczek i klatek zgodnie z naszymi planami. Prace te były wspierane przez Deutsche Forschungsgemeinschaft (Sonderforschungsbereich 688). Felix Fluri jest stypendystą Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), University Clinics Würzburg, Niemcy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Elektroda Pt/IrFHC Inc.UEWykonane na zamówienie: Specyfikacja:
UEPSEGSECN1M WtyczkiGT Labortechnik (Arnstein/Niemcy)Wykonane na zamówienie
złącze pinoweDISTRELEC143-95-324jednorzędowe, 90° 1x3 datamate, typ M80-8420342
GniazdoDISTRELEC143-95-621jednorzędowe, proste 2 mm słup nr 1 x 3 datamate, typ M80-8400342
Sprężyna ze stali nierdzewnejTworzywa sztuczne ONESS0102Część #: .120 X .156 Średnica sprężyny (mm): 3.0  Średnica zewnętrzna sprężyny (mm): 4,0
Cement dentystyczny/PaladurHeraeus Kulzer64707938Płyn, 500 ml
Cement dentystyczny/PaladurHeraeus Kulzer64707954Proszek, róża, 500 g
Śruba zHummer & ReissV2ADIN84 M1.6x3
Jodosept PVPVetoquinol435678/E04
Mepiwakaina 1%AstraZenecaPZN03338515
EpinefrynaSanofi-AventisPZN00176118
Chlorowodorek tramadoluRotexmedica38449.00.00

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kumar, R., Lang, A. E., et al. Deep brain stimulation of the globus pallidus pars interna in advanced Parkinson’s disease. Neurology. 55 (12 Suppl 6), S34-S39 (2000).
  2. Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Weiss, P. H., Freund, H. -J., Sturm, V. Safety and efficacy of pallidal or subthalamic nucleus stimulation in advanced PD. Neurology. 56 (4), 548-551 (2001).
  3. Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Sturm, V., Schnitzler, A., Freund, H. -J. Long-term results of bilateral pallidal stimulation in Parkinson’s disease. Annals of Neurology. 55 (6), 871-875 (2004).
  4. Odekerken, V. J., van Laar, T., et al. Subthalamic nucleus versus globus pallidus bilateral deep brain stimulation for advanced Parkinson’s disease (NSTAPS study): a randomised controlled trial. The Lancet Neurology. 12 (1), 37-44 (2013).
  5. Benabid, A. L., Pollak, P., et al. Long-term suppression of tremor by chronic stimulation of the ventral intermediate thalamic nucleus. The Lancet. 337 (8738), 403-406 (1991).
  6. Volkmann, J., Wolters, A., et al. Pallidal deep brain stimulation in patients with primary generalised or segmental dystonia: 5-year follow-up of a randomised trial. The Lancet Neurology. 11 (12), 1029-1038 (2012).
  7. Nguyen, J. -P., Nizard, J., Keravel, Y., Lefaucheur, J. -P. Invasive brain stimulation for the treatment of neuropathic pain. Nature Reviews Neurology. 7 (12), 699-709 (2011).
  8. Kohl, S., Schönherr, D. M., et al. Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review. BMC psychiatry. 14, 214(2014).
  9. Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., Mädler, B., Coenen, V. A. Rapid Effects of Deep Brain Stimulation for Treatment-Resistant Major Depression. Biological Psychiatry. 73 (12), 1204-1212 (2013).
  10. Fisher, R., Salanova, V., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy. Epilepsia. 51 (5), 899-908 (2010).
  11. DeGiorgio, C., Heck, C., et al. Vagus nerve stimulation for epilepsy: Randomized comparison of three stimulation paradigms. Neurology. 65 (2), 317-319 (2005).
  12. Callaghan, E. L., McBryde, F. D., et al. Deep Brain Stimulation for the Treatment of Resistant Hypertension. Current Hypertension Reports. 16 (11), 1-10 (2014).
  13. Green, A. L. M. R. C. S., Wang, S., Owen, S. L. F., Paterson, D. J. D. P., Stein, J. F. D., Aziz, T. Z. D. M. Controlling the Heart Via the Brain: A Potential New Therapy for Orthostatic Hypotension. [Miscellaneous Article]. Neurosurgery June 2006. 58 (6), 1176-1183 (2006).
  14. Chang, J. -Y., Shi, L. -H., Luo, F., Zhang, W. -M., Woodward, D. J. Studies of the neural mechanisms of deep brain stimulation in rodent models of Parkinson’s disease. Neuroscience, & Biobehavioral Reviews. 32 (3), 352-366 (2008).
  15. Hardman, C. D., Henderson, J. M., Finkelstein, D. I., Horne, M. K., Paxinos, G., Halliday, G. M. Comparison of the basal ganglia in rats, marmosets, macaques, baboons, and humans: Volume and neuronal number for the output, internal relay, and striatal modulating nuclei. The Journal of Comparative Neurology. 445 (3), 238-255 (2002).
  16. Paxinos, G., Watson, C. H. The rat brain in stereotaxic coordinates. , Academic Press Elsevier. Amsterdam. (2007).
  17. Dirnagl, U. Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research. Journal of Cerebral Blood Flow, & Metabolism. 26 (12), 1465-1478 (2006).
  18. Maesawa, S., Kaneoke, Y., et al. Long-term stimulation of the subthalamic nucleus in hemiparkinsonian rats: neuroprotection of dopaminergic neurons. Journal of Neurosurgery. 100 (4), 679-687 (2004).
  19. Spieles-Engemann, A. L., Behbehani, M. M., et al. Stimulation of the rat subthalamic nucleus is neuroprotective following significant nigral dopamine neuron loss. Neurobiology of disease. 39 (1), 105-115 (2010).
  20. Agnew, W. F., Yuen, T. G. H., McCreery, D. B., Bullara, L. A. Histopathologic evaluation of prolonged intracortical electrical stimulation. Experimental Neurology. 92 (1), 162-185 (1986).
  21. Harnack, D., Winter, C., Meissner, W., Reum, T., Kupsch, A., Morgenstern, R. The effects of electrode material, charge density and stimulation duration on the safety of high-frequency stimulation of the subthalamic nucleus in rats. Journal of Neuroscience Methods. 138 (1-2), 207-216 (2004).
  22. Groothuis, J., Ramsey, N. F., Ramakers, G. M. J., van der Plasse, G. Physiological Challenges for Intracortical Electrodes. Brain Stimulation. 7 (1), 1-6 (2014).
  23. Li, Q., Ke, Y., et al. Therapeutic Deep Brain Stimulation in Parkinsonian Rats Directly Influences Motor Cortex. Neuron. 76 (5), 1030-1041 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Implantacja mikroelektrodstereotaksja m zgu szczuraprowadzenie rejestracji elektrodowejfiksacja cementem dentystycznymstymulacja d ugoterminowarejestracja aktywno ci neuronalnejweryfikacja histologicznaprocedura chirurgiczna

Powiązane artykuły