Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Elektrofizjologia izolowanych preparatów rdzenia kręgowego od nowonarodzonych gryzoni umożliwia rejestrację danych wyjściowych sieci neuronowej układu oddechowego

8.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53071

⸱

19 listopada 2015

 , 
1Department of Pediatrics, Laval University

W tym artykule

Podsumowanie

Centralny napęd oddechowy znajduje się w pniu mózgu. Spontaniczny sygnał motoryczny układu oddechowego z izolowanego rdzenia kręgowego pnia mózgu jest rejestrowany poprzez umieszczenie elektrody na czwartym korzeniu brzusznym. To eksperymentalne podejście jest cenne dla badań farmakologicznych lub oceny wyzwań oddechowych i manipulacji genetycznych dotyczących rytmicznych zachowań motorycznych.

Streszczenie

Chociaż dobrze wiadomo, że centralny napęd oddechowy znajduje się w pniu mózgu, kilka aspektów jego podstawowej funkcji, rozwoju i reakcji na bodźce pozostaje do pełnego zrozumienia. Aby przezwyciężyć trudności w dostępie do pnia mózgu u całego zwierzęcia, przeprowadza się izolację pnia mózgu i części rdzenia kręgowego. Preparat ten jest utrzymywany w sztucznym płynie mózgowo-rdzeniowym, w którym gazy, stężenia i temperatura są kontrolowane i monitorowane. Sygnał wyjściowy z sieci oddechowej jest rejestrowany przez elektrodę ssącą umieszczoną na czwartym korzeniu brzusznym. W ten sposób bodźce mogą być bezpośrednio stosowane do pnia mózgu, a efekt może być bezpośrednio rejestrowany. Zarejestrowany sygnał jest powiązany z sygnałem wdechowym wysyłanym do przepony przez nerw przeponowy i można go opisać jako impulsy (około 8 impulsów na minutę). Analiza tych impulsów (częstotliwość, amplituda, długość i obszar pod krzywą) pozwala na precyzyjne scharakteryzowanie wpływu bodźca na sieć oddechową. Głównym ograniczeniem tej metody jest żywotność preparatu poza wczesnymi etapami poporodowymi. W związku z tym metoda ta w dużym stopniu koncentruje się na badaniu całej sieci bez peryferyjnych danych wejściowych u nowonarodzonego szczura.

Wprowadzenie

Oddychanie jest złożoną i istotną aktywnością kontrolowaną przez mózg, umożliwiającą pobieranie dwutlenku węgla (O2) i eliminację dwutlenku węgla (CO2). Centralny napęd oddechowy jest generowany przez złożoną sieć znajdującą się w pniu mózgu zarówno u ssaków1, płazów2, gadów3, ptaków4 i ryb5. Nawet jeśli badanie oddychania może być przetwarzane in vivo, precyzyjne badania mechanistyczne wymagają bezpośredniego dostępu do sieci kontroli oddechu. W tym celu Adrian i Buytendijk opracowali zredukowany preparat dla złotych rybek, w którym elektrody umieszczone na powierzchni pnia mózgu rejestrują generowany rytm związany z wentylacją skrzeli 5. Podejście to zostało następnie zaadaptowane przez Suzue w 1984 roku 6 do stosowania u nowonarodzonych gryzoni. Pojawienie się tego preparatu doprowadziło do znacznych postępów w neurobiologii układu oddechowego. Ponieważ jest to stosunkowo proste, przedstawiona tutaj technika jest podatna na szeroki zakres podstawowych badań rytmicznych zachowań motorycznych i ich pochodzenia u nowonarodzonych gryzoni.

Ogólnym celem tej metody jest rejestrowanie neuronalnej korelatu aktywności wdechowej, rytmu podobnego do oddechu, zwanego fikcyjnym oddychaniem, wytwarzanego przez sieć oddechową. Metoda ta może być stosowana w szerokim zakresie celów badawczych, ukierunkowanych na reakcje wdechowe na zmiany układu oddechowego lub farmakologię zarówno u dzikich zwierząt typu 7, jak i transgenicznych 8. Biorąc pod uwagę, że eksperymenty są przeprowadzane w niskiej temperaturze, bez aferentów sensorycznych i w warunkach, w których stężenia glukozy iO2 w aCSF są wysokie, pojawiły się pytania dotyczące fizjologicznego znaczenia zarejestrowanego sygnału. Chociaż istnieją wyraźne różnice między warunkami in vivo i in vitro (np. częstotliwość wybuchów wdechowych), faktem jest, że obecność podstawowych elementów sieci oddechowej 6 umożliwia badanie silnego rytmu związanego z istotną funkcją homeostazy 9,10.

Uzasadnieniem rozwoju i użycia tej techniki jest ułatwienie bezpośredniego dostępu do elementów pnia mózgu sieci oddechowej, które są trudno dostępne in vivo, zwłaszcza u noworodków. Pień mózgu jest umieszczany w ściśle kontrolowanych warunkach: zarejestrowany rytm nie jest modulowany przez obwodowe doprowadzające sygnały wejściowe z płuc lub ciał szyjnych, co pozwala na skupienie się badania na samym ośrodkowym napędzie oddechowym 11. W ten sposób dostęp ten jest wykorzystywany do stosowania bodźców i rejestrowania sygnału wyjściowego. W przeciwieństwie do zapisów pletyzmograficznych, rytm oddechowy jest modulowany przez wszystkie jego składowe w całym organizmie (np. wzdęcia płuc, chemosensory obwodowe), co utrudnia stosowanie precyzyjnych bodźców.

U nowonarodzonego szczura, protokół polega na rejestrowaniu czwartego sygnału korzenia brzusznego na izolowanym pniu mózgu i skróconym rdzeniu kręgowym, utrzymywanym w sztucznym płynie mózgowo-rdzeniowym (aCSF). Rytm generowany przez preparaty pnia mózgu i rdzenia kręgowego składa się z pojedynczych powolnych impulsów, które są powiązane z sygnałem wdechowym 9. Izolowane preparaty rdzenia kręgowego pnia mózgu można łatwo zarejestrować u szczurów od 0 do 4 dnia po urodzeniu (P0 - P4) 7. Podejście to jest powszechnie stosowane do oceny niedotlenienia sieci oddechowej, a także odpowiedzi na hiperkapnię, kwasicę lub leki. Przedstawiono tutaj protokół ostrej hipoksji. Stymulację tę uzyskuje się przez wycofanieO2 w aCSF; Podejście to jest powszechnie stosowane do oceny tolerancji i reakcji na zniewagi niedotlenienia. Protokół wywołuje depresję rytmu od pierwszej minuty do końca ekspozycji na hipoksję (ryc. 1)12. Ta depresja jest odwrócona podczas rekonwalescencji po niedotlenieniu 12. Jeśli chodzi o projekt eksperymentalny, ważne jest, aby zauważyć, że most, znajdujący się w rostralnej części pnia mózgu, działa hamująco na generator rytmu 8. W związku z tym preparaty pełnego pnia mózgu i rostralnego rdzenia kręgowego wykazują niższy rytm. Włączenie mostu do wyizolowanej próbki do zapisu określa się zgodnie z celem eksperymentu 13; Badanie wpływu mostu na sieć rdzenia przedłużonego wymagałoby nagrań z mostem i bez niego w celu porównania wyników 14. Ponadto jedną z zalet tej techniki jest możliwość rozszerzenia części rostralnej preparatu o okolice śródmózgowia i/lub międzymózgowia 15,16, co pozwala na ocenę wpływu tych obszarów na sieć oddechową mostkowo-szpikową.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ta metoda wymagała użycia obiektów zwierzęcych, co zostało dozwolone przez Komitet Etyki Zwierząt Uniwersytetu Laval (protokół # 2012-170).

1. Konfiguracja i przygotowanie

  1. Rozwiązania
    1. Przygotować roztwory podstawowe płynu CSF zgodnie z następującymi przepisami: 7,17. W literaturze dostępne są inne przepisy z różnymi stężeniami. Roztwory podstawowe należy przechowywać w temperaturze 4 °C przez okres do jednego miesiąca.
      1. Roztwór soli: dodać 75,39 g NaCl (129 mM wersja ostateczna); 2,5 g KCl (3,35 mM wersja ostateczna); 0,81 g NaH2PO4 (0,58 mM wersja ostateczna); 2,33 g MgCl2 (1,15 mM wersja ostateczna); 1,85 g CaCl2 (1,26 mM). Rozpuścić w 800 ml wody destylowanej, a następnie napełnić do 1 l wodą destylowaną.
      2. Roztwór wodorowęglanu: dodać 17,65 g NaHCO3 (21 mM końcowy). Rozpuścić w 900 ml wody destylowanej, a następnie napełnić do 1 l wodą destylowaną. Zmiany stężenia wodorowęglanów spowodują zmiany pH.
      3. Roztwór glukozy: dodać 54,06 g glukozy (30 mM wersja ostateczna). Rozpuścić w 400 ml wody destylowanej, a następnie napełnić do 500 ml wodą destylowaną.
    2. Przygotować płyn mózgowo-rdzeniowy, rozcieńczając 100 ml roztworu soli, 100 ml roztworu wodorowęglanu i 50 ml roztworu glukozy w 1 litrze wody destylowanej. Przechowywać w temperaturze 4 °C do czasu użycia.
    3. Przygotuj szklaną elektrodę, podgrzewając i rozciągając szklaną rurkę, aż pęknie. Przeszlifuj końcówkę przed użyciem. Elektroda może być wielokrotnie używana, o ile pozostaje czysta.
  2. Konfiguracja eksperymentalna
    Uwaga: Szczegóły konfiguracji przedstawiono na rysunku 2.
    1. Włącz wzmacniacz, średnią ruchomą, system akwizycji danych, regulator temperatury i pompę. Sprawdź wzmocnienie sygnału (wzmocnienie = 10 000), filtrację (niski próg, 10 Hz; wysoki próg, 5 kHz) oraz częstotliwość próbkowania konwersji analogowo-cyfrowej surowego sygnału (2,5 kHz).
    2. Napełnij butelkę płynem CSF i bąbelkuj ją karbogenem (95%O2, 5% CO2). Indukować bąbelkowy i podgrzany przepływ płynu CSF w komorze rejestracyjnej (objętość 5 ml) z prędkością 4 ml/min. Utrzymywać temperaturę w komorze rejestracyjnej na poziomie 26 (± 1) °C. pH powinno wynosić 7,4 w tych standardowych warunkach.
    3. Przechowywać 50 ml RT i pęcherzykowanego karbogenu aCSF w strzykawce o pojemności 50 ml w pobliżu komory rozwarstwiania.
    4. Włącz komputer i uruchom oprogramowanie do nagrywania.

2. Sekcja

  1. Zważ i wizualnie określ płeć zwierzęcia (samce mają większą odległość odbytu i narządów płciowych, podczas gdy samice mają krótką odległość odbytowo-genitalną; genitalia samców są często ciemne, podczas gdy żeńskie genitalia są różowe).
  2. Znieczulenie nowonarodzonych gryzoni należy zastosować jedną z następujących opcji: krioanestezjologia (całkowite zanurzenie zwierzęcia w lodzie na 4 – 5 minut 18), wstrzyknięcie (equitenzyna w dawce 4 ml/kg) 19 lub wdychanie lotnych środków znieczulających (izofluran 20 lub eter 21). Potwierdź odpowiednią płaszczyznę znieczulenia przy braku odruchu wycofania łapy.
  3. Połóż zwierzę na ławce, brzusznie twarzą w dół. Przeciąć rostralną część głowy na poziomie bregmy (widocznym przez skórę i czaszkę). Wykonaj ten krok natychmiast po znieczuleniu zwierzęcia.
  4. Przeciąć ciało koronalnie skalpelem pod przednimi członkami .
  5. Usuń skórę, mięśnie, tkankę tłuszczową i viscus za pomocą chirurgicznych i cienkich nożyczek i szczypiec. Ponieważ kości są miękkie w tym wieku, należy uważać, aby nie uszkodzić układu nerwowego. Wykonaj ten krok na ławce.
  6. Umieścić preparat w komorze rozwarstwiającej. Użyć płynu CSF przechowywanego w strzykawce w celu natlenienia preparatu. Od tego momentu do końca nagrania należy użyć mikroskopu.
  7. Na grzbietowej powierzchni preparatu przeciąć czaszkę i kręgi od części rostralnej do ogonowej wzdłuż osi środkowej za pomocą chirurgicznych i cienkich cienkich nożyczek i szczypiec. Otwórz przeciętą czaszkę i kręgi, aby odsłonić tkankę nerwową. Użyć płynu CSF umieszczonego w strzykawce w celu natlenienia preparatu.
  8. Za pomocą szczypiec usuń błonę pajęczynówki, cienką tkankę pokrywającą powierzchnię tkanki nerwowej. Utrzymuj pia mater i naczynia krwionośne przy tkance nerwowej. Użyć płynu CSF przechowywanego w strzykawce w celu natlenienia preparatu.
  9. Umieść preparat grzbietem do dołu i ostrożnie opuść pień mózgu i rdzeń kręgowy, przecinając nerwy i tkankę łączną nożyczkami, przytrzymując preparat na miejscu. Możliwe jest również podejście grzbietowe. Utrzymuj korzenie i nerwy tak długo, jak to możliwe. Usuń kości, aby odizolować pień mózgu i rdzeń kręgowy. Użyć płynu CSF przechowywanego w strzykawce w celu natlenienia preparatu.
  10. Usuń móżdżek i pozostałe struktury rostralne, dzieląc je skalpelem. Użyć aCSF przechowywanego w igle do natlenienia preparatu.
  11. Opcjonalnie, w zależności od projektu eksperymentalnego, usunąć most za pomocą skalpela przez odcinek koronalny przed tętnicą móżdżkową dolną 22. Należy pamiętać, że utrzymanie całego mostu spowolni rytm u szczurów i całkowicie go zahamuje u myszy. Preparaty, które obejmują tylko ogonową część mostu, wykazują aktywność podobną do oddechowej ze stabilną częstotliwością u nasady C4.

3. Nagrywanie

  1. Umieścić preparat w komorze rejestracyjnej brzusznie do góry. Preparat należy przymocować za pomocą szpilek w najniższej części rdzenia kręgowego i najbardziej rostralnej części pnia mózgu.
  2. Za pomocą strzykawki połączonej igłą z elektrodą wywołać wgłębienie w elektrodzie (średnica szklanej końcówki: 150 - 225 μm) poprzez wyciągnięcie tłoka strzykawki, w celu częściowego napełnienia elektrody płynem CSF.
  3. Za pomocą mikromanipulatora ostrożnie umieść elektrodę blisko jednego z czwartych korzeni brzusznych. Inne korzenie brzuszne mogą również wykazywać aktywność podobną do oddechowej (np. XII nerw czaszkowy, korzeń brzuszny C1).
  4. Wywołaj wgłębienie w zbiorniku elektrody za pomocą strzykawki, wyciągając tłok, aby delikatnie zassać korzeń nerwowy. Następnie ostrożnie przesuń elektrodę, aby przyłożyć ją do rdzenia kręgowego.
    Uwaga: Idealnie rozmiar korzonka odpowiada rozmiarowi otworu elektrody, tworząc w ten sposób uszczelnienie między wewnętrznymi i zewnętrznymi komorami elektrody. Ponieważ wzmacniacze różnicowe są powszechnie stosowane do takich nagrań, każdy otwór między wnętrzem elektrody a komorą nagraniową obniża jakość sygnału i utrudnia eliminację szumów tła.
  5. Rozpocznij nagrywanie.
  6. Rejestrować rytm wytwarzany przez preparat w warunkach normoksyjnych (tj. płyn mózgowo-rdzeniowy bąbelkowany karbogenem: 95%O2 i 5% CO2 ) przez co najmniej 20 minut w celu określenia podstawowych parametrów preparatu.
  7. Zmień perfuzję z bąbelkowego aCSF z karbogenem na bodziec aCSF (tj. bąbelkowany 95% N2 i 5% CO2 dla bodźca hipoksji) na 15 minut. Zmień czas ekspozycji w zależności od protokołu eksperymentalnego. Zapisz czas ekspozycji w zapisie i karcie charakterystyki zwierzęcia. Jeśli to możliwe, należy używać rurek ze stali nierdzewnej między butelką CSF a komorą, aby uniknąć dyfuzji gazu na zewnątrz rurki.
  8. Przełącz perfuzję z powrotem na standardowy aCSF z pęcherzykami karbogenu na co najmniej 15 minut, aby uzyskać zapis regeneracji. Zapisz to w karcie danych dotyczących nagrywania i zwierzęcia.
  9. Zakończ nagrywanie.

4. Analiza statystyczna

  1. Na podstawie sygnału zintegrowanego obliczyć częstotliwość jako liczbę impulsów na minutę (wyrażoną w impulsach/min), amplitudę jako różnicę między linią bazową a szczytem impulsu (wyrażoną w mV), czas trwania impulsu jako czas trwania od początku do końca impulsu (wyrażony w s), obszar impulsu jako obszar pod krzywą impulsu na sygnale zintegrowanym (wyrażony w mV·s) (rysunek 3).
  2. Oblicz częstotliwość, amplitudę, czas trwania serii i obszar serii w warunkach normaloksycznych (linia wyjściowa), niedotlenionych (bodziec) i posthipoksyjnych (po bodźcu) jako średnią z ostatnich 5 minut nagrań dla każdego stanu. Nie należy analizować pierwszej części każdego warunku, ponieważ występuje opóźnienie między przełączeniem perfuzji a homogenizacją płynu mózgowo-rdzeniowego w komorze rejestracyjnej.
  3. Następnie należy wyrazić wartości powrotu do zdrowia po bodźcu (tj. niedotlenieniu) i po bodźcu (tj. po niedotlenieniu) jako procent wartości wyjściowych dla odpowiedniego zapisu. Wyraź wyniki jako średnie ± S.D.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Jak wspomniano we wstępie, jedną z najważniejszych zalet tej techniki jest bezpośredni dostęp do pnia mózgu w celu zastosowania różnych bodźców. Jako przykład zastosowano tutaj hipoksję. Rysunek 1.A.B. przedstawia pełny zapis protokołu, obejmujący warunki normoksji i hipoksji. Rysunek 1.C.E. przedstawia rytm zarejestrowany w warunkach normoksji (t.j. aCSF napowietrzany 95% O2 i 5% CO2 w temperaturze 26 °C). Jak wcześniej wykazano w tej kon...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Dokładna kwantyfikacja aktywności oddechowej może być trudna. Rzeczywiście, oddychanie jest funkcją, która może być zarówno automatyczna, jak i dobrowolna, i która jest modulowana w zależności od środowiska, potrzeb organizmu, stanu emocjonalnego i zachowania. Zaletą tej techniki jest izolacja elementów nerwowych odpowiedzialnych za wytwarzanie polecenia oddechowego. Tak więc zapisy elektrofizjologiczne preparatów pnia mózgu i rdzenia kręgowego oraz pletyzmografia są uzupełniającymi technikami badania całej neuronalnej s...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają sprzecznych interesów finansowych ani konfliktów interesów, które mogliby ujawnić.

Podziękowania

Autorzy serdecznie dziękują Canadian Institutes of Health Research MOP 130258 oraz Star Foundation for Children's Health Research, a także Fundacji Molly Towell za udostępnienie placówki badawczej i wsparcie finansowe. Autorzy serdecznie dziękują również dr Kinkeadowi Richardowi za korektę manuskryptu i porady.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
SylgardSigma Aldrich761036-5EAZastosowanie pod maską
NaClBioshopSOD002
KClBioshopPOC888
CaCl2BioshopCCL444
MgCl2BioshopMAG510
NaHCO3BioshopSOB999
NaH2PO4BioshopSPM306
D-glucoseBioshopGLU501
CarbogenLinde343-02-0006 
Regulator temperaturyWarner Instruments, Hamden, CT, USATC-324B
Elektroda ssącaAM Systems, Everett, WA, USAmodel 573000
Różnicowy wzmacniacz prądu przemiennegoAM Systems, Everett, WA, USAmodel 1700
Średnia ruchomaCWE, Ardmore, PA, USAmodel MA-821
Systemakwizycji danychDataq Instruments, Akron, OH, USAmodel DI-720
Oprogramowanie LabChartADInstruments, Colorado Springs, CO, USA
Oprogramowanie pryzmatyczneGraphpad, La Jolla, CA, USA
Komora prosektoryjnaPlastikowe pudełko (np. Skrzynka Petriego) zrobi
Komora nagraniowaDomowa
baza Kanetec, Bensenville, IL, USAMB
MicromanipulatorWorld Precision Instrument Inc, Sarasota, FL, USAKite-R
BaseKanetec, Bensenville, IL, USAMB
Pompa perystaltycznaGilson, Middleton, WI, USAMINIPULS 3
Klatka FaradayaKomputer
domowej roboty

Bibliografia

  1. Feldman, J. L., Del Negro,, A, C., Gray, P. A. Understanding the rhythm of breathing: so near, yet so far. Annu Rev Physiol. 75, 423-452 (2013).
  2. Taylor, A. C., Kollros, J. J. Stages in the normal development of Rana pipiens larvae. Anat Rec (Hoboken). 94, 7-13 (1946).
  3. Takeda, R., Remmers, J. E., Baker, J. P., Madden, K. P., Farber, J. P. Postsynaptic potentials of bulbar respiratory neurons of the turtle. Respir Physiol. 64, 149-160 (1986).
  4. Bouverot, P. Control of breathing in birds compared with mammals. Physiol Rev. 58, 604-655 (1978).
  5. Adrian, E. D., Buytendijk, F. J. Potential changes in the isolated brain stem of the goldfish. J Physiol. 71, 121-135 (1931).
  6. Suzue, T. Respiratory rhythm generation in the in vitro brain stem-spinal cord preparation of the neonatal rat. J Physiol. 354, 173-183 (1984).
  7. Fournier, S., et al. Gestational stress promotes pathological apneas and sex-specific disruption of respiratory control development in newborn rat. J Neurosci. 33, 563-573 (2013).
  8. Caravagna, C., Kinkead, R., Soliz, J. Post-natal hypoxic activity of the central respiratory command is improved in transgenic mice overexpressing Epo in the brain. Respir Physiol Neurobiol. 200, 64-71 (2014).
  9. Onimaru, H., Arata, A., Homma, I. Neuronal mechanisms of respiratory rhythm generation: an approach using in vitro preparation. Jpn J Physiol. 47, 385-403 (1997).
  10. Onimaru, H. Studies of the respiratory center using isolated brainstem-spinal cord preparations. Neurosci Res. 21, 183-190 (1995).
  11. Ballanyi, K., Onimaru, H., Homma, I. Respiratory network function in the isolated brainstem-spinal cord of newborn rats. Prog Neurobiol. 59, 583-634 (1999).
  12. Viemari, J. C., Burnet, H., Bevengut, M., Hilaire, G. Perinatal maturation of the mouse respiratory rhythm-generator: in vivo and in vitro studies. Eur J Neurosci. 17, 1233-1244 (2003).
  13. Rybak, I. A., Abdala, A. P., Markin, S. N., Paton, J. F., Smith, J. C. Spatial organization and state-dependent mechanisms for respiratory rhythm and pattern generation. Prog Brain Res. , 165-201 (2007).
  14. Hilaire, G., Viemari, J. C., Coulon, P., Simonneau, M., Bevengut, M. Modulation of the respiratory rhythm generator by the pontine noradrenergic A5 and A6 groups in rodents. Respir Physiol Neurobiol. 143, 187-197 (2004).
  15. Okada, Y., Kawai, A., Muckenhoff, K., Scheid, P. Role of the pons in hypoxic respiratory depression in the neonatal rat. Respir Physiol. 111, 55-63 (1998).
  16. Voituron, N., Frugiere, A., Gros, F., Macron, J. M., Bodineau, L. Diencephalic and mesencephalic influences on ponto-medullary respiratory control in normoxic and hypoxic conditions: an in vitro study on central nervous system preparations from newborn rat. Neuroscience. 132, 843-854 (2005).
  17. Somjen, G. G. Ion regulation in the brain: implications for pathophysiology. Neuroscientist. 8, 254-267 (2002).
  18. Danneman, P. J., Mandrell, T. D. Evaluation of five agents/methods for anesthesia of neonatal rats. Lab Anim Sci. 47, 386-395 (1997).
  19. Formenti, A., Zocchi, L. Error signals as powerful stimuli for the operant conditioning-like process of the fictive respiratory output in a brainstem-spinal cord preparation from rats. Behav Brain Res. 272, 8-15 (2014).
  20. Bierman, A. M., Tankersley, C. G., Wilson, C. G., Chavez-Valdez, R., Gauda, E. B. Perinatal hyperoxic exposure reconfigures the central respiratory network contributing to intolerance to anoxia in newborn rat pups. J App Physiol. 116, 47-53 (2014).
  21. Umezawa, N., et al. Orexin-B antagonized respiratory depression induced by sevoflurane, propofol, and remifentanil in isolated brainstem-spinal cords of neonatal rats. Respir Physiol Neurobiol. 205, 61-65 (2015).
  22. Ruangkittisakul, A., Secchia, L., Bornes, T. D., Palathinkal, D. M., Ballanyi, K. Dependence on extracellular Ca2+/K+ antagonism of inspiratory centre rhythms in slices and en bloc preparations of newborn rat brainstem. J Physiol. 584, 489-508 (2007).
  23. Cayetanot, F., Bodineau, L., Frugiere, A. 5-HT acting on 5-HT(1/2) receptors does not participate in the in vitro hypoxic respiratory depression. Neurosci Res. 41, 71-78 (2001).
  24. Onimaru, H., Homma, I. Whole cell recordings from respiratory neurons in the medulla of brainstem-spinal cord preparations isolated from newborn rats. Pflugers Archiv : European journal of physiology. 420, 399-406 (1992).
  25. Paton, J. F. Rhythmic bursting of pre- and post-inspiratory neurones during central apnoea in mature mice. J Physiol. 502 (Pt 3), 623-639 (1997).
  26. Morin-Surun, M. P., Boudinot, E., Kato, F., Foutz, A. S., Denavit-Saubie, M. Involvement of NMDA receptors in the respiratory phase transition is different in the adult guinea pig in vivo and in the isolated brain stem preparation. J Neurophysiol. 74, 770-778 (1995).
  27. Otsuka, H. Effects of volatile anesthetics on respiratory activity and chemosensitivity in the isolated brainstem-spinal cord of the newborn rat. Hokkaido Igaku Zasshi. 73, 117-136 (1998).
  28. Gestreau, C., et al. Task2 potassium channels set central respiratory CO2 and O2 sensitivity. PNAS. 107, 2325-2330 (2010).
  29. Caravagna, C., Soliz, J. PI3K and MEK molecular pathways are involved in the erythropoietin-mediated regulation of the central respiratory command. Respir Physiol Neurobiol. 206C, 36-40 (2014).
  30. Tree, K., Caravagna, C., Hilaire, G., Peyronnet, J., Cayetanot, F. Anandamide centrally depresses the respiratory rhythm generator of neonatal mice. Neuroscience. 170, 1098-1109 (2010).
  31. Arata, A. Respiratory activity of the neonatal dorsolateral pons in vitro. Respir Physiol Neurobiol. 168, 144-152 (2009).
  32. Onimaru, H., Homma, I. A novel functional neuron group for respiratory rhythm generation in the ventral medulla. J Neurosci. 23, 1478-1486 (2003).
  33. St-John, W. M., Paton, J. F. Characterizations of eupnea, apneusis and gasping in a perfused rat preparation. Respir Physiol. 123, 201-213 (2000).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Rejestracja elektrofizjologicznaelektroda korzenia brzusznegosztuczny p yn m zgowo rdzeniowypreparat noworodka szczuraanaliza sieci oddechowejtest stymulacji hipoksjumieszczanie elektrody ss cejgenerowanie rytmu neuronalnegoprzygotowanie komory do sekcji
Elektrofizjologia izolowanych preparatów rdzenia kręgowego od nowonarodzonych gryzoni umożliwia rejestrację danych wyjściowych sieci neuronowej układu oddechowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.