Artykuł metodologiczny

Ferromagnetyczny stent z gołego metalu do wychwytywania i zatrzymywania komórek śródbłonka

11.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53100

⸱

18 września 2015

 ,  ,  ,  , 
1Division of Engineering, Mayo Clinic, 2Division of Cardiovascular Diseases, Mayo Clinic, 3Department of Cardioangiology, ICRC, St. Anne's University Hospital, 4Mayo Clinic College of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Naszym celem było zaprojektowanie, wyprodukowanie i przetestowanie ferromagnetycznych stentów do wychwytywania komórek śródbłonka. Dziesięć stentów przetestowano pod kątem złamań, a 10 kolejnych stentów przetestowano pod kątem magnetyzmu zatrzymanego. Na koniec przetestowano 10 stentów in vitro, a 8 kolejnych stentów wszczepiono 4 świniom, aby wykazać wychwytywanie i zatrzymywanie komórek.

Streszczenie

Szybka endotelializacja stentów sercowo-naczyniowych jest potrzebna, aby zmniejszyć zakrzepicę stentów i uniknąć terapii przeciwpłytkowej, która może zmniejszyć ryzyko krwawienia. Już wcześniej wykazano możliwość wykorzystania sił magnetycznych do wychwytywania i zatrzymywania komórek wyrostku śródbłonka (EOC) znakowanych super paramagnetycznymi nanocząstkami tlenku żelaza (SPION). Technika ta wymaga jednak opracowania mechanicznie funkcjonalnego stentu z magnetycznego i biokompatybilnego materiału, a następnie przeprowadzenia testów in vitro i in vivo w celu udowodnienia szybkiej śródbłonka. Opracowaliśmy słabo ferromagnetyczny stent ze stali nierdzewnej duplex 2205 przy użyciu projektowania wspomaganego komputerowo (CAD), a jego konstrukcja została dodatkowo udoskonalona przy użyciu analizy elementów skończonych (MES). Ostateczny projekt stentu wykazywał główne odkształcenie poniżej granicy pękania materiału podczas mechanicznego zaciskania i rozszerzania. Wyprodukowano stenty, a ich podzbiór wykorzystano do testów mechanicznych, pomiarów zatrzymanego pola magnetycznego, badań wychwytywania komórek in vitro i badań implantacji in vivo. Dziesięć stentów przetestowano pod kątem wdrożenia, aby sprawdzić, czy wytrzymują cykl zaciskania i rozszerzania bez awarii. Kolejne 10 stentów namagnesowano za pomocą silnego magnesu neodymowego i zmierzono ich zatrzymane pole magnetyczne. Stenty wykazały, że zatrzymany magnetyzm był wystarczający do wychwycenia EOC znakowanego SPION w naszych badaniach in vitro. Wychwytywanie i utrzymywanie EOC znakowane SPION zweryfikowano na dużych modelach zwierzęcych poprzez wszczepienie 1 namagnesowanego stentu i 1 nienamagnesowanego stentu kontrolnego każdej z 4 świń. Stentowane tętnice zostały wyczyszczone po 7 dniach i poddane analizie histologicznej. Słabo magnetyczne stenty opracowane w tym badaniu były w stanie przyciągać i zatrzymywać komórki śródbłonka znakowane SPION, co może sprzyjać szybkiemu gojeniu.

Wprowadzenie

Pacjenci z implantami naczyniowymi wykonanymi z materiałów zakrzepowych, takich jak stal nierdzewna, kobaltowo-chrom i platynowy chrom - zarówno stenty z gołego metalu (BMS), jak i stenty uwalniające leki (DES) - potrzebują terapii przeciwpłytkowej, aby zapobiec tworzeniu się skrzepliny. BMS goją się szybko, ale podlegają restenozie w późnym stadium z powodu niepełnego gojenia. DES wymaga długotrwałej terapii przeciwpłytkowej ze względu na opóźnione gojenie. Terapia przeciwpłytkowa stosowana w celu uniknięcia zakrzepicy w wyniku niepełnego lub opóźnionego gojenia prowadzi do zwiększonego ryzyka krwawienia i może nie być odpowiednia dla niektórych pacjentów1,2. Idealny stent zagoi się całkowicie i szybko, unikając w ten sposób długotrwałej terapii przeciwpłytkowej i restenozy w późnym stadium. To całkowite wygojenie można osiągnąć tylko wtedy, gdy stent zostanie szybko pokryty monowarstwą komórek śródbłonka po implantacji. Wykazano, że powlekanie stentów materiałami biokompatybilnymi, takimi jak złoto lub inne biopolimery, poprawia odporność na zakrzepy, ale żadna z tych technik nie osiągnęła idealnej kompatybilności krwi, co może być możliwe dzięki pokryciu komórkami śródbłonka3,4.

Stent może być pokryty komórkami śródbłonka po implantacji poprzez przyciągnięcie krążących komórek progenitorowych. Tę technikę samosiewu można osiągnąć poprzez wykorzystanie ligandów i przeciwciał. Ale ta technika jest ograniczona przez małą liczbę krążących komórek progenitorowych śródbłonka. Obiecującą strategią jest dostarczanie komórek bezpośrednio do stentu bezpośrednio po implantacji podczas krótkiego okresu niedrożności przepływu krwi3,5. Strategia ta wymaga techniki szybkiego wychwytywania komórek i zatrzymywania ich w stencie nawet po przywróceniu przepływu krwi. Opracowaliśmy technikę, w której stent magnetyczny jest używany do przyciągania i zatrzymywania znakowanych magnetycznie komórek śródbłonka dostarczonych po implantacji. Aby to osiągnąć, wymagany jest funkcjonalny BMS o wystarczających właściwościach magnetycznych, aby wychwytywać i zatrzymywać magnetycznie znakowane komórki śródbłonka6.

W tym artykule omawiamy metody projektowania, produkcji i testowania stentu ze stali nierdzewnej 2205. Stenty zostały zaprojektowane przy użyciu CAD i MES. Wytworzone stenty namagnesowano za pomocą magnesu neodymowego, a zatrzymane pole magnetyczne zmierzono za pomocą sondy magneto-rezystancyjnej. Następnie przetestowaliśmy stenty pod kątem wychwytywania komórek znakowanych magnetycznie w naczyniu hodowlanym podczas naszych eksperymentów in vitro. Na koniec stenty przetestowano in vivo, wszczepiając stenty magnetyczne i niemagnetyczne 4 świniom i analizując histologicznie stentowane tętnice.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania (IACUC) w Klinice Mayo.

1. Projektowanie i analiza stentu ze stali nierdzewnej 2205

  1. Projektowanie stentu metalowego za pomocą CAD
    1. Wykonaj wytłaczany pusty cylinder, wybierając funkcję "wytłaczany występ/podstawa" z grubością ścianki równą grubości rozpórki stentu.
    2. Zaprojektuj wzór stentu na innej płaszczyźnie szkicu stycznej do wyciągniętego walca. Ustaw szerokość rozwinięcia blachy tak, aby odpowiadała obwodowi wydrążonego cylindra wytłaczanego.
    3. Przenieś projekt rozwinięcia blachy na pusty cylinder za pomocą funkcji owijania.
    4. Zapisz część w jej formacie macierzystym, a także w formacie ACIS, aby wyeksportować ją do MES.
  2. Analiza metodą elementów skończonych dla modeli stentów
    1. Zaimportuj geometrię bryły zapisaną w formacie ACIS do modułu części w oprogramowaniu MES w celu dalszej analizy.
    2. Model 2 cylindry analityczne współosiowo ze stentem w programie do modelowania części w oprogramowaniu MES. Cylinder zewnętrzny ma średnicę początkową większą niż średnica stentu, aby symulować zaciskanie, a cylinder wewnętrzny ma średnicę początkową 1 mm, aby symulować balon do napompowania.
    3. Kliknij dwukrotnie element drzewa "instancje" w programie do modelowania złożeń, aby złożyć wyżej wymienione części w pozycjach względnych.
    4. Użyj modułu siatki w oprogramowaniu MES, określ typ elementu jako 20-węzłowy element sześciościenny ze zredukowaną integracją, określ rozmiar elementu i utwórz siatkę stentu.
    5. Określ pary sztywnych styków bez tarcia między stentem a dwoma cylindrami odpowiednio w "właściwościach interakcji" drzewa modelu.
    6. Przypisz sprężysto-plastyczne zachowanie naprężeniowo-odkształceniowe stali nierdzewnej 2205 do modelu stentu.
    7. Zdefiniuj warunki brzegowe, aby najpierw zacisnąć zewnętrzny cylinder na 1 mm, co symuluje zaciskanie stentu. Wyjmij zewnętrzny cylinder, aby zasymulować rozluźnienie zaciśniętego stentu. Rozszerz cylinder wewnętrzny do 3 mm, aby zasymulować rozszerzanie się, a na koniec wyjmij cylinder wewnętrzny, aby zasymulować odrzut stentu.
    8. Zdefiniuj parametry symulacji, w tym liczbę procesorów i ilość pamięci RAM przydzielonej w elemencie drzewa modelu "Analiza", a następnie uruchom symulację.
    9. Po zakończeniu symulacji otwórz plik wynikowy (filename.odb) i przetwórz wyniki, aby zbadać główne odkształcenia i iteracyjnie poprawić projekt stentu, aby osiągnąć główne odkształcenie 20%, czyli mniej niż granica uszkodzenia materiału.

2. Produkcja i testowanie stentów pod kątem zaciskania i rozszerzania

  1. Produkcja stentów
    1. Rury ze stali nierdzewnej 2205 można uzyskać za pomocą wiercenia lufowego i precyzyjnego materiału ściernego w firmie zajmującej się obróbką precyzyjną, takiej jak Action Precision Products w Pioneer, OH.
    2. Przenieś precyzyjnie szlifowane rurki i projekt stentu o płaskim wzorze do firmy zajmującej się cięciem stentów, takiej jak Laserage Technology Corporation w Waukegan, IL w celu cięcia laserowego i elektropolerowania.
    3. Pasywować powierzchnię elektropolerowanych stentów, zanurzając je w mocnym kwasie (50% HCl) na 10 minut, a następnie w bazie (10% NaHCO3) na kolejne 10 minut. UWAGA: z chemikaliami należy obchodzić się za pomocą odpowiedniego sprzętu ochronnego i pod wyciągiem. Na koniec umyj stenty alkoholem etylowym i wodą dejonizowaną. Ten proces nazywa się wytrawianiem kwasem.
  2. Testowanie wyprodukowanego stentu pod kątem zaciskania i rozszerzania
    1. Zaciśnij stent na potrójnie składanym balonie za pomocą ręcznego narzędzia do zaciskania. Przytrzymaj stent i balon potrójnie składany w narzędziu do zaciskania. Naciśnij uchwyt, aby promieniowo odkształcić stent, który ma być zaciśnięty na balonie.
    2. Sprawdź zaciśnięty stent za pomocą mikroskopu pod kątem równomiernego zaciskania i wszelkich oznak uszkodzenia konstrukcji z powodu odkształcenia plastycznego.
    3. Rozpręż go do zaprojektowanej średnicy 3 mm, zwiększając ciśnienie w balonie potrójnym wodą. Zbadaj rozszerzone stenty pod kątem mikroskopijnych pęknięć i równomiernej ekspansji.

3. Charakterystyka stentu dla zatrzymanego pola magnetycznego

UWAGA: W tym badaniu użyto cylindrycznego magnesu o średnicy 2 cali i wysokości 1 cala. Bieguny magnesu są ustawione wzdłuż osi. Powierzchniowa gęstość strumienia magnetycznego magnesu wynosi około 1 T.

  1. Namagnesuj stenty diametralnie lub osiowo za pomocą silnego magnesu neodymowego. Trzymaj stent blisko silnego magnesu przez około 1 minutę w celu namagnesowania.
  2. Trzymaj stent na jednej z płaskich powierzchni o średnicy wzdłuż linii pola magnetycznego, które mają być namagnesowane diametralnie, lub trzymaj stent obok cylindrycznej powierzchni osią wzdłuż linii pola magnetycznego, aby namagnesować go osiowo. Stwierdzono, że zatrzymane pole magnetyczne stentu jest stabilne przez co najmniej 24 godziny, ale stent należy zużyć jak najszybciej po namagnesowaniu.
  3. Zamontuj stenty pojedynczo na szklanych trzpieniach, a następnie zamontuj szklane trzpienie w precyzyjnym uchwycie magnetycznego uchwytu pomiarowego. Magnetyczna sonda mikrosensoryczna może być precyzyjnie umieszczona blisko stentu bez dotykania powierzchni za pomocą zespołu stopni XYZ magnetycznego uchwytu pomiarowego (ilustracja 4).
  4. Zmierz odczyt linii bazowej mikroczujnika magnetycznego z dala od stentu, a następnie zmierz zatrzymane pole magnetyczne na powierzchni stentu, ustawiając sondę za pomocą stopni XYZ magnetycznego uchwytu pomiarowego.

4. Badania nad magnetycznym wychwytywaniem komórek

  1. Otrzymywanie komórek, znakowanie SPION i barwienie barwnikiem fluorescencyjnym
    1. Komórki wyrostka śródbłonka (EOC) należy wyprowadzić z krwi obwodowej świń, jak opisano w5,7. Hodowla w kolbie T-75 do około 80% zlewania (5x106 do 8x106 komórek).
    2. Zsyntetyzować SPION-y jako rdzeń magnetytu o średnicy 10 nm (Fe3O4 ) otoczony powłoką z poli(kwasu mlekowo-ko-glikolowego) (PLGA) o grubości 50 nm, jak opisano w 8,9.
    3. Inkubować otrzymany EOC z SPION w stężeniu 200 μg/ml pożywki do hodowli komórkowych przez 16 godzin w temperaturze 37 oC.
    4. Delikatnie odessać pożywkę do hodowli komórkowej. Delikatnie przemyć komórki, dodając 10 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) do kolby, kołysząc i odsysając PBS.
    5. Wybarwić komórki barwnikiem fluorescencyjnym (CM-DiI) w celu wizualizacji podczas eksperymentów. Odbywa się to zgodnie z instrukcjami producenta poprzez dodanie barwnika do 10 ml pożywki do hodowli komórkowych o stężeniu 5 μl/ml i inkubację z komórkami przez 30 minut w temperaturze 37 °C.
    6. Przemyć komórki PBS, jak w kroku 4.1.4 i inkubować z 3 ml 0,25% roztworu trypsyny-EDTA przez 5 minut w temperaturze 37 °C w celu wyjęcia komórek z kolby.
    7. Przenieść zawiesinę komórek do stożkowej probówki o pojemności 15 ml, uzupełnić PBS i odwirować przy 500 x g przez 5 minut, aby utworzyć osad komórkowy.
    8. Ponownie zawiesić osad komórkowy w PBS w stężeniu 1-2x106 komórek/ml i dokładnie wymieszać, kilkakrotnie pipetując do i z stożkowej probówki.
  2. Badania komórkowe in vitro
    1. Zaprojektuj i wyprodukuj (np. druk 3D) prosty uchwyt do utrzymywania stentu tuż nad powierzchnią szklanego szkiełka nakrywkowego.
    2. Rozmagnesuj stent za pomocą demagnetyzera elektromagnetycznego lub namagnesuj stent diametralnie lub osiowo za pomocą silnego magnesu neodymowego.
    3. Odpipetować znakowany SPION EOC zawieszony w PBS do naczynia zawierającego osiowo namagnesowane lub diametralnie namagnesowane lub nienamagnesowane stenty kontrolne. Zobrazuj stenty z EOC zawieszonym w PBS natychmiast w celu fluorescencji za pomocą odwróconego mikroskopu fluorescencyjnego.

5. Badania na zwierzętach in vivo

  1. Implantacja stentu
    1. Pobrać krew obwodową od 4 zdrowych świń rasy Yorkshire – o wadze około 50 kg – odpowiednio na 3 tygodnie przed implantacją stentu i posiewem EOC, jak opisano w pkt 5,7.
    2. Leki przeciwpłytkowe należy podawać na 3 dni przed zabiegiem (aspiryna 325 mg i klopidogrel 75 mg na dobę).
    3. W dniu implantacji stentu należy znieczulić świnie domięśniowo telazolem, ksylazyną i atropiną (odpowiednio 5/2-3/0,05 mg/kg), zgodnie z obowiązującymi instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki i stosowania zwierząt.
    4. Zaintubować i umieścić świnię w inhalacji 1-2,5% znieczulenia izofluranem.
    5. Ogolić brzuszną okolicę szyi świni i przeprowadzić zabieg w ogólnych sterylnych warunkach.
    6. Implant 1 namagnesowanego i 1 nienamagnesowanego stentu do prawej tętnicy wieńcowej (RCA) przy użyciu standardowej techniki cewnikowania serca.
      1. Cewnikowanie zwierząt powinno być wykonywane przez przeszkolonego kardiologa interwencyjnego. Uzyskaj dostęp do prawej tętnicy szyjnej za pomocą pochewki francuskiej 9.
      2. Kankaniuj docelową tętnicę wieńcową i wstrzyknij jodowany barwnik kontrastowy, aby uzyskać obrazy fluoroskopowe.
      3. Umieść standardowy prowadnik wieńcowy 0,014 cala w tętnicy. Przesuń balon i stent za pomocą tego drutu prowadzącego i umieść stent w naczyniu o średnicy 3-3,5 mm.
    7. Zatkaj przepływ krwi w RCA proksymalnie do wszczepionych stentów za pomocą balonu na drucie i dostarcz około 2x106 autologicznych EOC znakowanych SPION zawieszonych w 4 ml PBS przez cewnik centralny przez okres 2 minut.
    8. Przywróć przepływ krwi do RCA po 2 minutach dodatkowej okluzji.
    9. Przenieś zwierzę do sali pooperacyjnej i ściśle monitoruj zwierzę, aż odzyska przytomność.
    10. Kontynuuj podawanie leków przeciwpłytkowych (aspiryna 325 mg i klopidogrel 75 mg) po operacji, aż do uśmiercenia.
  2. Eksplantat stentu i histologia
    1. Poddaj zwierzęta eutanazji 7 dni po operacji, najpierw znieczulając zwierzę, jak wyjaśniono wcześniej, a następnie podaj dożylnie śmiertelną dawkę pentobarbitalu sodu (100 mg / kg) zgodnie z obowiązującymi instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami i ich stosowania.
    2. Chirurgicznie pobrać stentowane odcinki tętnicy. Utwardź eksplantowane tętnice w 10% buforze formaliny na minimum 30 minut. Pozostawić próbki w buforze formalinowym do dalszej analizy histologicznej.
    3. Zleć utrwaloną próbkę placówkom zdolnym do wykonywania histologii z metalowymi stentami. Podczas tego przetwarzania próbki są zatapiane w metakrylanie metylu, poddawane przekrojowi poprzecznemu i analizowane histologicznie przy użyciu techniki barwienia Mallory'ego pruskim niebieskim barwnikiem dla cząstek żelaza.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Iteracyjne projektowanie stentu w oparciu o FEA (Rysunek 1) pozwoliło opracować stent, który może być zaciskany i rozszerzany przy głównym odkształceniu wynoszącym 20%, co jest wartością niższą niż graniczne odkształcenie wynoszące 30%. Test zaciskania i rozszerzania (Rysunek 2) nie wykazał oznak pęknięć. Zdjęcia zdeformowanego stentu wykazały dobrą zgodność z odkształceniami obliczonymi metodą FEA, a zdjęcia mikroskopowe nie wykazały pęknięć (Rysunek 3). Zgodnie z oczek...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opracowaliśmy stent magnetyczny, który może funkcjonować jako stent z gołego metalu i może przyciągać komórki śródbłonka znakowane SPION. W poprzednich badaniach dotyczących stentów magnetycznych naukowcy używali komercyjnych stentów pokrytych niklem i cewek lub siatek wykonanych z materiałów magnetycznych ze względu na niedostępność stentu ferromagnetycznego5,10-14. Inne grupy wykorzystały również paramagnetyczny charakter dostępnych na rynku stentów ze stali nierdzewnej klasy 304 do celowania w komórki śródb...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Autorzy dziękują Tyrze Witt, Cheri Mueske, Brantowi Newmanowi i Dr. Peterowi J. Psaltisowi, MBBS, PhD za ich cenny wkład. Badanie to było wspierane finansowo przez Europejski Fundusz Rozwoju Regionalnego – FNUSA-ICRC (nr CZ.1.05/1.100/02.0123), American Heart Association Scientist Development Grant (AHA #06-35185N), National Institutes of Health (T32HL007111) oraz The Grainger Innovation Fund – Grainger Foundation.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2205 Stal nierdzewnaCarpenter Technology CorporationMateriał półfabrykatu pręta
okrągłego AbaqusDassault systemsSoftware
AtropineLek na receptę.
ClopidogrelNazwa handlowa: Plavix. Lek na receptę.
CM-DiILife TechnologiesV-22888Sondy molekularne, Eugene, OR
Pożywka do wzrostu śródbłonka-2LonzaCC-3162
Ręczne narzędzie do zaciskaniaInżynieria blokowaM1-RMC
Kwas solny (HCl)Sigma AldrichMFCD00011324 UWAGA: nosić sprzęt ochronny i obsługiwać pod wyciągiem
ZnieczulenieizofluranemPiramal Critical Care, Inc. 
Alkohol etylowySigma AldrichMFCD00003568
Magnes NdFeB o grubości 2 "Dia x 1"Niesamowite magnesyD1000POsiowo namagnesowany magnes dyskowy z biegunami na płaskich powierzchniach
BalonMożna użyć dowolnego dostępnego na rynku balonu trójdzielnego OTW Sól fizjologiczna
buforowana fosforanamiLife Technologies10010-023Powszechnie znany jako PBS
Wodorowęglan sodu (NaHCO3)Sigma AldrichMFCD00003528
Pentobarbital soduZoetisNazwa handlowa: Sleepaway (26%), FatalPlus, Beuthanasi.  Substancja kontrolowana zamawiana wyłącznie przez licencjonowanego lekarza weterynarii
Oprogramowanie SolidWorksDassault systems
SpinTJ-020 mikroczujnikMicroMagneitcs Sensible SolutionsDługa sonda STJ-020
mikroczujnik SPIONMayo ClinicNanocząstki syntetyzowane wewnętrznie (Patrz: Lee, S. J. i wsp. Nanocząstki magnetycznych tlenków żelaza otoczone poli(D,L latide-ko-glikolidem) i ich zastosowania w obrazowaniu rezonansem magnetycznym środek kontrastowy. J Magn Magn Mater 272, 2432-2433, doi:DOI 10.1016/j.jmmm.2003.12.416 (2004))
TelazolZoetisSubstancja kontrolowana na zamówienie wyłącznie przez licencjonowanego lekarza weterynarii
Trypsin EDTALife Technologies25200-056Gibco, Grand Island, NY
XylazineBayer Animal HealthNazwa handlowa: Rompun. Kontrolowane nasłonecznienie może być zamawiane wyłącznie przez licencjonowanego lekarza weterynarii
trójdzielny Over-The-Wire

Bibliografia

  1. Garg, S., Serruys, P. W. Coronary stents: current status. J Am Coll Cardiol. 56, 1-42 (2010).
  2. Austin, D., et al. Drug-eluting stents versus bare-metal stents for off-label indications: a propensity score-matched outcome study. Circ Cardiovasc Interv. 1 (1), 45-52 (2008).
  3. Polyak, B., et al. High field gradient targeting of magnetic nanoparticle-loaded endothelial cells to the surfaces of steel stents. P Natl Acad Sci USA. 105 (2), 698-703 (2008).
  4. Tassiopoulos, A. K., Greisler, H. P. Angiogenic mechanisms of endothelialization of cardiovascular implants: a review of recent investigative strategies. J Biomat Sci-Polym E. 11 (11), 1275-1284 (2000).
  5. Pislaru, S. V., et al. Magnetic forces enable rapid endothelialization of synthetic vascular grafts. Circulation. 114, I314-I318 (2006).
  6. Uthamaraj, S., et al. Design and validation of a novel ferromagnetic bare metal stent capable of capturing and retaining endothelial cells). Ann Biomed Eng. 42 (12), 2416-2424 (2014).
  7. Gulati, R., et al. Diverse origin and function of cells with endothelial phenotype obtained from adult human blood. Circ Res. 93 (11), 1023-1025 (2003).
  8. Lee, S. J., et al. Nanoparticles of magnetic ferric oxides encapsulated with poly(D,L latide-co-glycolide) and their applications to magnetic resonance imaging contrast agent. J Magn Magn Mater. 272 (3 Special Issue), 2432-2433 (2004).
  9. Lee, S. J., et al. Magnetic enhancement of iron oxide nanoparticles encapsulated with poly(D,L-latide-co-glycolide). Colloid Surface A. (1-3), 255-251 (1016).
  10. Forbes, Z. G., et al. Locally targeted drug delivery to magnetic stents for therapeutic applications. Computer Architectures for Machine Perception, 2003 IEEE International Workshop on. , 1-6 (2003).
  11. Rathel, T., et al. Magnetic Stents Retain Nanoparticle-Bound Antirestenotic Drugs Transported by Lipid Microbubbles. Pharm Res-Dordr. 29 (5), 1295-1307 (2012).
  12. Gunn, J., Cumberland, D. Stent coatings and local drug delivery - state of the art. Eur Heart J. 20 (23), 1693-1700 (1999).
  13. Lu, A., Jia, G., Gao, G., Wang, X. The effect of magnetic stent on coronary restenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty in dogs. Chin Med J (Engl. 114 (8), 821-823 (2001).
  14. Kempe, H., Kempe, M. The use of magnetite nanoparticles for implant-assisted magnetic drug targeting in thrombolytic therapy. Biomaterials. 31 (36), 9499-9510 (2010).
  15. Chorny, M., et al. Targeting stents with local delivery of paclitaxel-loaded magnetic nanoparticles using uniform fields. P Natl Acad Sci USA. 107 (18), 8346-8351 (2010).
  16. Polyak, B., Friedman, G. Magnetic targeting for site-specific drug delivery: applications and clinical potential. Expert Opin Drug Del. 6 (1), 53-70 (2009).
  17. Liu, J. Y., et al. Magnetic stent hyperthermia for esophageal cancer: an in vitro investigation in the ECA-109 cell line. Oncol Rep. 27 (3), 791-797 (2012).
  18. Gunn, J., Cumberland, D. Does stent design influence restenosis. Eur Heart J. 20 (14), 1009-1013 (1999).
  19. Aviles, M. O., et al. In vitro study of ferromagnetic stents for implant assisted-magnetic drug targeting. J Magn Magn Mater. 311 (1), 306-311 (2007).
  20. Mardinoglu, A., et al. Theoretical modelling of physiologically stretched vessel in magnetisable stent assisted magnetic drug targeting application. J Magn Magn Mater. 323 (3-4), 324-329 (2011).
  21. Liu, Z. Y., et al. Stress corrosion cracking of 2205 duplex stainless steel in H2S-CO2 environment. J Mater Sci. 44 (16), 4228-4234 (2009).
  22. Alverez-Armas, I., Degallaix-Moreuill, S. Duplex stainless steels. , Wiley-ISTE. (2009).
  23. Tefft, B. J., et al. Magnetizable Duplex Steel Stents Enable Endothelial Cell Capture. Ieee T Magn. 49 (1), 463-466 (2013).
  24. Pelton, A. R., et al. Fatigue and durability of Nitinol stents. J Mech Behav Biomed Mater. 1 (2), 153-164 (2008).
  25. Knowles, M., et al. Finite element analysis of a balloon-expandable stent and superior mesenteric arterial wall interaction. J Vasc Surg. 60 (6), 1722-1723 (2014).
  26. Veeram Reddy, S. R., et al. A novel biodegradable stent applicable for use in congenital heart disease: bench testing and feasibility results in a rabbit model. Catheter Cardiovasc Interv. 83 (3), 448-456 (2014).
  27. Shellock, F. G. MR imaging of metallic implants and materials: a compilation of the literature. AJR Am J Roentgenol. 151 (4), 811-814 (1988).
  28. Lopic, N., et al. Quantitative determination of magnetic force on a coronary stent in MRI. J Magn Reson Imaging. 37 (2), 391-397 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

stent ferromagnetycznyznakowanie SPIONwspomagane komputerowo projektowanieanaliza element w sko czonychmechaniczne zwijanieretencja pola magnetycznegobadania in vitroimplantacja in vivoanaliza histologiczna

Powiązane artykuły