Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie superhydrofobowych materiałów polimerowych do zastosowań biomedycznych

DOI:

10.3791/53117

⸱

28 sierpnia 2015

 , 
1Department of Biomedical Engineering, Boston University, 2Departments of Biomedical Engineering, Chemistry, and Medicine, Boston University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dwu- i trójwymiarowe superhydrofobowe materiały polimerowe są przygotowywane przez elektroprzędzenie lub elektronatryskiwanie biodegradowalnych polimerów zmieszanych z polimerem o niższej energii powierzchniowej o podobnym składzie.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Materiały superhydrofobowe, których powierzchnie mają stałe lub metastabilne stany niezwilżone, są interesujące dla wielu zastosowań biomedycznych i przemysłowych. W tym miejscu opisujemy, w jaki sposób elektroprzędzenie lub elektronatryskiwanie mieszaniny polimerów zawierającej biodegradowalny, biokompatybilny alifatyczny poliester (np. polikaprolakton i poli(laktyd-ko-glikolid)), jako główny składnik, domieszkowany hydrofobowym kopolimerem złożonym z poliestru i modyfikowanego stearynianem poli(węglanu glicerolu), zapewnia superhydrofobowy biomateriał. Techniki wytwarzania elektroprzędzenia lub elektronatryskiwania zapewniają zwiększoną chropowatość i porowatość powierzchni odpowiednio na włóknach lub cząstkach i w ich obrębie. Zastosowanie domieszki kopolimeru o niskiej energii powierzchniowej, która miesza się z poliestrem i może być stabilnie elektroprzędzona lub natryskiwana elektrycznie, zapewnia te superhydrofobowe materiały. Omówiono ważne parametry, takie jak wielkość włókien, skład i/lub stężenie kopolimeru oraz ich wpływ na zwilżalność. To połączenie chemii polimerów i inżynierii procesowej zapewnia wszechstronne podejście do opracowywania materiałów specyficznych dla aplikacji przy użyciu skalowalnych technik, które prawdopodobnie można uogólnić na szerszą klasę polimerów do różnych zastosowań.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Powierzchnie superhydrofobowe są zazwyczaj klasyfikowane jako wykazujące pozorne kąty zwilżania wody większe niż 150° z histerezą niskiego kąta zwilżania. Powierzchnie te są wytwarzane przez wprowadzenie wysokiej chropowatości powierzchni na materiałach o niskiej energii powierzchniowej w celu uzyskania wynikowej granicy faz powietrze-ciecz-ciało stałe, która jest odporna na zwilżanie1-6. W zależności od metody wytwarzania można przygotować cienkie lub wielowarstwowe powierzchnie superhydrofobowe, wielowarstwowe superhydrofobowe powłoki podłoża, a nawet masowe struktury superhydrofobowe. Ta trwała lub półtrwała hydrofobowość jest użyteczną właściwością, która jest wykorzystywana do przygotowania powierzchni samoczyszczących7, urządzeń mikroprzepływowych8, powierzchni przeciwporostowych komórek/białek9,10, powierzchni redukujących opór11 i urządzeń do dostarczania leków12-15. Ostatnio opisano materiały superhydrofobowe reagujące na bodźce, w których stan bez zwilżenia do zwilżenia jest wyzwalany przez sygnały chemiczne, fizyczne lub środowiskowe (np. światło, pH, temperaturę, ultradźwięki i zastosowany potencjał/prąd elektryczny)14,16-20, a materiały te znajdują zastosowanie w dodatkowych zastosowaniach21-25.

Pierwsze syntetyczne powierzchnie superhydrofobowe zostały przygotowane przez obróbkę powierzchni materiału metylodihalogenosilanami26 i miały ograniczoną wartość dla zastosowań biomedycznych, ponieważ użyte materiały nie nadawały się do użytku in vivo. W niniejszym artykule opisano przygotowanie powierzchniowych i sypkich materiałów superhydrofobowych z biokompatybilnych polimerów. Nasze podejście polega na elektroprzędzeniu lub elektronatryskiwaniu mieszaniny polimerów zawierającej biodegradowalny, biokompatybilny poliester alifatyczny jako główny składnik, domieszkowany hydrofobowym kopolimerem złożonym z poliestru i modyfikowanego stearynianem poli(węglanu glicerolu)27-30. Techniki wytwarzania zapewniają zwiększoną chropowatość i porowatość powierzchni odpowiednio na włóknach lub cząstkach i w ich obrębie, podczas gdy zastosowanie domieszki kopolimeru zapewnia polimer o niskiej energii powierzchniowej, który miesza się z poliestrem i może być stabilnie przędzony elektrolitycznie lub natryskiwany elektronatryskowo27,31,32.

Alifatyczne biopochodne poliestry, takie jak poli(kwas mlekowy) (PLA), poli(kwas glikolowy) (PGA), poli(kwas mlekowy-ko-glikolowy) (PLGA) i polikaprolakton (PCL) są polimerami stosowanymi w klinicznie zatwierdzonych urządzeniach i wyróżnianymi w badaniach nad materiałami biomedycznymi ze względu na ich nietoksyczność, biodegradowalność i łatwość syntezy33. PGA i PLGA zadebiutowały w klinice jako szwy bioresorbowalne w latach 60. i na początku lat 70., odpowiednio34-37. Od tego czasu te poli(hydroksykwasy) zostały przetworzone na wiele innych form specyficznych dla danego zastosowania, takich jak mikro-38,39 i nanocząstki40,41, płytki/krążki42, siatki27,43, pianki44 i folie45.

Alifatyczne poliestry, jak również inne polimery o znaczeniu biomedycznym, mogą być elektroprzędzone w celu wytworzenia struktur siatkowych z nano- lub mikrowłókien o dużej powierzchni i porowatości, a także wytrzymałości na rozciąganie. W tabeli 1 wymieniono polimery syntetyczne przędzone elektrolitycznie do różnych zastosowań biomedycznych oraz odpowiadające im referencje. Elektroprzędzenie i elektronatryskiwanie to szybkie i skalowalne komercyjnie techniki. Te dwie podobne techniki polegają na zastosowaniu wysokiego napięcia (odpychanie elektrostatyczne) w celu pokonania napięcia powierzchniowego roztworu/stopionego polimeru w konfiguracji pompy strzykawkowej, gdy jest ona skierowana w stronę uziemionego celu46,47. Gdy technika ta jest stosowana w połączeniu z polimerami o niskiej energii powierzchniowej (polimery hydrofobowe, takie jak monostearynian poli(kaprolaktonu-ko-glicerolu)), otrzymane materiały wykazują superhydrofobowość.

Aby zilustrować to ogólne podejście do przetwarzania syntetycznego i materiałów do konstruowania materiałów superhydrofobowych z polimerów biomedycznych, opisujemy syntezę superhydrofobowych materiałów na bazie polikaprolaktonu i poli(laktydu-ko-glikolidu) jako reprezentatywne przykłady. Odpowiednie domieszki kopolimeru poli(monostearynian kaprolaktonu-ko-glicerolu) i monostearynian poli(laktyd-ko-glicerynian) są najpierw syntetyzowane, następnie mieszane odpowiednio z polikaprolaktonem i poli(laktyd-ko-glikolidem), a na końcu elektroprzędzone lub elektronatryskiwane. Otrzymane materiały charakteryzują się obrazowaniem SEM i goniometrią kąta zwilżania oraz są testowane pod kątem biokompatybilności in vitro i in vivo. Na koniec bada się masowe zwilżanie przez trójwymiarowe siatki superhydrofobowe za pomocą mikrotomografii komputerowej ze wzmocnieniem kontrastowym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Synteza funkcjonalizowalnego poli(węglanu 1,3-glicerolu-ko-kaprolaktonu)29 i poli(węglanu 1,3-glicerolu-ko-laktydu)27,28.

  1. Synteza monomerów.
    1. Rozpuścić cis-2-fenylo-1,3-dioksan-5-ol (50 g, 0,28 mola, 1 ekwiwalent) w 500 ml suchego tetrahydrofuranu (THF) i wymieszać na lodzie pod azotem. Dodać wodorotlenek potasu (33,5 g, 0,84 mola, 3 eg.), drobno rozdrobniony moździerzem i tłuczkiem. Umieścić kolbę w łaźni lodowej.
    2. Dodawać kroplami 49,6 ml bromku benzylu (71,32 g, 0,42 mola, 1,5 eq), mieszając na lodzie. Pozwól, aby reakcja ogrzała się do temperatury pokojowej, mieszając przez 24 godziny, pod azotem.
    3. Dodać 150 ml wody destylowanej, aby rozpuścić wodorotlenek potasu i usunąć THF przez odparowanie obrotowe.
    4. Ekstrahować pozostały materiał za pomocą 200 ml dichlorometanu (DCM) w 1-litrowym rozdzielaczu separatora. Powtórz ekstrakcję dwukrotnie.
    5. Wysuszyć fazę organiczną na siarczanie sodu.
    6. Skrystalizować produkt, dodając 600 ml absolutnego etanolu do roztworu, dobrze mieszając i przechowując przez noc w temperaturze -20 °C. Produkt może być przechowywany w temperaturze -20 °C przez kilka dni przed wykonaniem kolejnych czynności.
    7. Wyizolować produkt przez filtrację próżniową przez lejek Büchnera i wysuszyć w wysokiej próżni. Produkt może być przechowywany przez kilka dni przed wykonaniem kolejnych czynności. Typowa wydajność dla tego kroku to ~80%.
    8. W kolbie okrągłodennej o pojemności 1 l zawiesić produkt otrzymany w kroku 1.1.7 w metanolu (300 ml). Dodać 150 ml 2 N kwasu solnego. Refluks w temperaturze 80 °C przez 2 godziny.
    9. Odparować rozpuszczalnik i umieścić w wysokiej próżni na 24 godziny. Wydajność na tym etapie wynosi zwykle >98%.
    10. Rozpuścić produkt o stężeniu 1.1.9 w THF (650 ml) i przenieść do kolby okrągłodennej o pojemności 2 l. Umieścić kolbę na łaźni lodowej i wymieszać pod azotem. Dodać 22,4 ml chloromrówczanu etylu (25,6 g, 0,29 mola, 2 egw.) do kolby pod azotem.
    11. Dodać 32,8 ml trietyloaminy (0,29 mola, 2 eg.) do lejka do dodawania. Wymieszać z równą objętością THF. Umieścić lejek do dodawania na kolbie okrągłodennej i przechowywać pod azotem.
    12. Energicznie mieszając, ostrożnie dozować kroplami mieszaninę trietyaminy/THF do kolby okrągłodennej na lodzie. UWAGA: jest to reakcja egzotermiczna. Aby zapobiec szybkiemu wzrostowi temperatury, dodaj roztwór trietyloaminy/THF nie szybciej niż 1 kropla na sekundę. Po dodaniu pełnej objętości mieszaj reakcję przez 4 godziny, podgrzewając do temperatury pokojowej lub przez 24 godziny.
    13. Odfiltrować sól chlorowodorku trietyloaminy za pomocą lejka Büchnera. Odparować rozpuszczalnik na wyparce obrotowej.
    14. Dodać dichlorometan (200 ml) do kolby i delikatnie podgrzewać, aż pozostałość się rozpuści. Dodać 120 ml eteru dietylowego podczas wirowania. Przechowywać w temperaturze -20 °C przez noc w celu wykrystalizacji produktu.
    15. Przefiltruj kryształy monomeru i ponownie krystalizuj przed polimeryzacją. Produkt monomeru można przechowywać szczelnie zamknięty w temperaturze pokojowej przez 2 tygodnie lub w temperaturze -20 °C przez czas nieokreślony. Potwierdź produkt za pomocą 1H NMR, spektrometrii mas i analizy elementarnej. Typowa wydajność dla tego końcowego etapu syntezy monomeru wynosi od 40 do 60%.
  2. Kopolimeryzacja D,L-laktydu/ε-kaprolaktonu z 5-benzyloksy-1,3-dioksan-2-onem.
    1. Podgrzać kąpiel silikonowo-olejową do temperatury 140 °C.
    2. Odmierzyć 2,1 g 5-benzyloksy-1,3-dioksan-2-onu (przygotowanego w 1.1) i dodać do suchej kolby okrągłodennej o pojemności 100 ml. W przypadku kopolimeryzacji D,L-laktydu odmierzyć 5,7 g i dodać do kolby. Dodać mieszadło magnetyczne i zamknąć kolbę gumowym korkiem.
      1. Odmierz również 240 mg (nadmiar) etyloheksanianu cyny(II) w małej kolbie w kształcie gruszki. W wyniku tej polimeryzacji powstanie monomer węglanu glicerolu o stężeniu 20% molowym. Dostosuj masy monomerów, aby uzyskać różne kompozycje monomerów.
    3. Przepłukać obie kolby azotem na kolektorze Schlenka przez 5 minut i dodać 4,24 ml ε-kaprolaktonu pod wpływem azotu. Opróżnić atmosferę kolb, stosując wysoką próżnię (300 mTorr) przez 15 minut w celu usunięcia śladowych ilości wody.
    4. Napełnij atmosferę kolb azotem; powtórz ten cykl jeszcze dwa razy.
    5. Zmieszać 500 μl suchego toluenu z katalizatorem cynowym pod azotem.
    6. Umieścić kolbę monomeru w łaźni olejowej o temperaturze 140 °C i dodać katalizator, gdy wszystkie ciała stałe się stopią. Całkowita objętość dostarczonej mieszaniny katalizatora powinna wynosić ~100 μl. Przechowywać w temperaturze 140 °C nie dłużej niż 24 godziny, a następnie schłodzić stopiony polimer do temperatury pokojowej. Kolejne kroki należy wykonać natychmiast lub co najmniej 24 godziny później.
    7. Rozpuścić polimer w dichlorometanie (50 ml) i wytrącić w zimnym metanolu (200 ml). Zdekantować supernatant i wysuszyć w wysokiej próżni. Kolejne kroki można wykonać natychmiast lub w dowolnym momencie. Przechowuj polimery w zamrażarce do czasu dalszego użycia. Typowa wydajność/konwersja polimeryzacji wynosi od 80 do 95%.
    8. Wykonaj 1-godzinnąanalizę NMR, aby określić stosunki molowe komonomeru. Rozpuścić polimer w deuterowanym chloroformie (CDCl3) i zintegrować przesunięcie protonów benzylowych monomeru węglanowego przy 4,58-4,68 ppm; porównać ten obszar piku z obszarem piku metylenu przy 2,3 ppm (PCL) i piku metylu przy 5,2 ppm (PLGA).
  3. Modyfikacja polimeru: deprotekcja i szczepienie.
    1. Rozpuść polimer (~7 g) w 120 ml tetrahydrofuranu (THF) w naczyniu do uwodornienia pod wysokim ciśnieniem. Zważyć i dodać katalizator palladowo-węglowy (~2 g).
    2. Dodać wodór do naczynia za pomocą aparatu do uwodornienia. Uwodornianie pod ciśnieniem 50 psi przez 4 godziny. UWAGA: gazowy wodór jest skrajnie łatwopalny. Zwróć się o pomoc do osób zaznajomionych z tą procedurą i zawsze sprawdzaj przewody zasilające pod kątem ewentualnych wycieków przed wykonaniem tego eksperymentu.
    3. Odfiltruj katalizator palladowo-węglowy za pomocą upakowanego złoża ziemi okrzemkowej. Zagęścić polimer do ~50 ml przy odparowaniu rotacyjnym i wytrącić w zimnym metanolu. UWAGA: Suche cząstki palladu mogą ulec samozapłonowi. Trzymaj w pobliżu mokry ręcznik na wypadek zaostrzenia, aby zdusić płomienie. Dodaj wodę do placka filtracyjnego palladowo-węglowego, aby utrzymać go w grudkach i zapobiec jego zapłonowi. Zwróć się o pomoc do osób zaznajomionych z tą procedurą.
    4. Zdekantować supernatant i wysuszyć w wysokiej próżni. Potwierdź całkowitą konwersję do wolnego hydroksylu, odnotowując zanik piku przy 4,65 ppm (1H NMR w CDCl3). Polimery te można wykorzystać od razu lub zachować do późniejszego wykorzystania. Plony na tym etapie wynoszą >90%.
    5. Rozpuścić polimer i kwas stearynowy (1,5 eq) w 500 ml suchego dichlorometanu (DCM). Dodać N,N'-dicykloheksylokarbodiamimid (DCC, 2,0 eq) i 3 płatki 4-dimetyloaminopirydyny. Mieszać pod azotem w temperaturze pokojowej przez 24 godziny.
    6. Usunąć nierozpuszczalną N,N'-dicykloheksylokarboryneę poprzez serię powtarzających się filtracji i stężeń. Na koniec zagęścić roztwór do 50 ml.
    7. Wytrącić polimer do zimnego metanolu (~175 ml) i zdekantować supernatant. Wysuszyć polimer w wysokiej próżni przez noc. Późniejsze użycie tych polimerów można wykonać w dowolnym momencie, ale polimery należy przechowywać w zamrażarce do długotrwałego przechowywania. Wydajność dla tego ostatniego etapu modyfikacji wynosi zwykle od 85 do 90%.

2. Charakterystyka syntetyzowanych kopolimerów

  1. Odważyć ~10 mg polimeru (zapisać rzeczywistą masę) i dodać do aluminiowej szalki na próbki, a następnie hermetycznie zamknąć. Załadować szalkę na próbkę i szalkę nieobciążoną (referencyjną) do różnicowego kalorymetru skaningowego.
  2. Zaprogramuj cykl narastania temperatury i chłodzenia ("ciepło/chłodzenie/ciepło"): 1) podgrzanie od 20 °C do 225 °C przy 10 °C/min, 2) schłodzenie do -75 °C przy 5 °C/min, 3) podgrzanie do 225 °C przy 10 °C/min.
  3. Oznaczyć temperaturę topnienia (Tm), krystalizację (Tc) i temperatury zeszklenia (Tg) oraz ciepło topnienia (ΔHf) na podstawie ścieżek termicznych (w stosownych przypadkach).
  4. Rozpuść każdy zsyntetyzowany kopolimer w THF (1 mg/ml) i przefiltruj przez filtr PTFE 0,02 μm. Wstrzyknąć roztwór do systemu chromatografii żelowej i porównać czas retencji z szeregiem wzorców polistyrenu.

3. Przygotowanie roztworów polimerowych do elektroprzędzenia/elektronatryskiwania27,31

  1. Rozpuścić polimer(y) w stężeniu 10-40% wag. w odpowiednim rozpuszczalniku, takim jak chloroform/metanol (5:1) dla PCL lub tetrahydrofuran/N,N-dimetyloformamid (7:3) dla PLGA, przez noc. Masa polimeru wymagana na tym etapie będzie zależeć od wymiarów pożądanej siatki.
    Uwaga: Na przykład, aby wyprodukować siatkę o wymiarach 10 cm x 10 cm i grubości około 300 mikronów, zwykle wymagany jest 1 gram. Warto zauważyć, że w kolejnych krokach tego protokołu mogą wystąpić straty materiałowe, np. podczas przenoszenia roztworu do strzykawki (szczególnie w przypadku roztworów lepkich), oraz z martwych objętości obecnych w opcjonalnym wężyku łącznika i samej obudowie igły, co zmniejszy wydajność procesu elektroprzędzenia. Te spadki wydajności mogą spowodować do 20% strat materiału i zaleca się 1,5-krotne zwiększenie wydajności, aby przewidzieć te straty, a także straty związane z optymalizacją parametrów elektroprzędzenia przy pierwszej próbie tej procedury.
    1. Kontroluj rozmiar włókien, zmieniając całkowite stężenie polimeru, przy czym większych włókien oczekuje się od bardziej skoncentrowanych roztworów. Aby uzyskać umiarkowane zwiększenie hydrofobowości, użyj 10% (w przeliczeniu na całkowitą masę polimeru) domieszki superhydrofobowej. W przypadku materiałów ekstremalnie hydrofobowych/superhydrofobowych należy użyć 30-50% domieszki i/lub zmniejszyć całkowite stężenie polimeru (tj. zmniejszyć rozmiar włókien). Kolejne prace z tymi roztworami można wykonać następnego dnia lub w ciągu jednego tygodnia później.
    2. Do elektrorozpylania należy przygotować roztwory o niższych stężeniach (tj. 2-10%) w odpowiednim rozpuszczalniku, takim jak chloroform. Podobnie jak w przypadku elektroprzędzenia, moduluj wielkość cząstek, zmieniając stężenie polimeru.
  2. Wirowy roztwór polimeru do dokładnego wymieszania. Poczekaj, aż duże pęcherzyki powietrza opadną (5 min).
  3. Roztwór należy załadować do szklanej strzykawki. W zależności od lepkości roztworu, najłatwiej jest usunąć tłok i wlać roztwór bezpośrednio do strzykawki. Kawałek obojętnej, elastycznej rurki może pomóc w manewrowaniu w konfiguracji do elektroprzędzenia. Odwrócić strzykawkę, aby wyprzeć powietrze przez zespół węża/igły.

4. Elektroprzędzenie/elektronatryskiwanie roztworów polimerowych

  1. Załadować strzykawkę do pompy strzykawkowej, ustawić całkowitą objętość (np. 4,5 ml) i szybkość (np. 5 ml/godz.), z jaką należy dozować ten roztwór.
  2. Przykryj płytę kolektora folią aluminiową, aby ułatwić późniejsze wyjmowanie i transport. Zabezpiecz folię taśmą maskującą wzdłuż zewnętrznych krawędzi.
  3. Podłącz przewód zasilający wysokiego napięcia DC (HVDC) do końcówki igły. Odległość tej końcówki igły od kolektora jest ważną zmienną do rozważenia, ponieważ 1) wpływa na pole elektryczne przy danym napięciu oraz 2) wpływa na parowanie rozpuszczalnika i w konsekwencji suszenie włókien podczas ich zbierania.
    1. Jako pierwszą próbę użyj odległości między końcówką a kolektorem wynoszącej 15 cm. UWAGA: Wysokie napięcia i łatwopalne rozpuszczalniki są zaangażowane w elektroprzędzenie/elektronatryskiwanie. Zapewnić odpowiednią wentylację zewnętrznego wylotu i nigdy nie dotykać strzykawki/igły ani nie otwierać obudowy, dopóki nie upewnisz się, że dopływ HVDC jest wyłączony.
  4. W przypadku elektroprzędzenia/elektronatryskiwania dużego obszaru pokrycia, włącz obracający się i przesuwający bęben kolektora. W przeciwnym razie przejdź do następnego kroku.
  5. Uruchomić pompę strzykawkową.
  6. Włącz i wyreguluj źródło wysokiego napięcia, aby uzyskać akceptowalny stożek Taylora. Jeśli roztwór na końcówce igły opada, zwiększ napięcie. Jeśli tworzy się wiele strumieni, zmniejsz napięcie. Oprócz tych regulacji może być konieczne dostosowanie odległości końcówki do kolektora, jeśli włókna/cząstki wydają się mokre lub jeśli regulacja napięcia nie rozwiązuje odpowiednio problemu przeciągania się kropli na końcówce igły.
    Uwaga: Aby uzyskać szczegółowe informacje na temat rozwiązywania problemów, zapoznaj się z kompleksowym procesem optymalizacji elektroprzędzenia przez Leach i współpracowników47. Natryskiwanie elektryczne na ogół wiąże się z wyższymi napięciami i niższymi stężeniami roztworu niż elektroprzędzenie.
  7. Wyłącz źródło wysokiego napięcia, a następnie pompę strzykawkową i bęben z napędem silnikowym (jeśli dotyczy). Pozwól, aby komora elektrowirowania kontynuowała wentylację przez 30 minut.
  8. Usuń siatki/powłoki z kolektora. Pozwól, aby rozpuszczalniki śladowe odparowały w okapie przez noc. Materiały mogą być przechowywane w temperaturze pokojowej przez co najmniej dwa tygodnie (PLGA) lub dwa miesiące (PCL). Kroki 4.5-4.8 można wykonać w dowolnej kolejności.

5. Charakteryzacja włókien i wielkości cząstek za pomocą światła i skaningowej mikroskopii elektronowej

  1. Mikroskopia świetlna
    1. Jeśli tworzysz siatkę elektroprzędzoną, wytnij i zamontuj jej cienkie części na szkiełku podstawowym.
    2. Obserwuj średnicę włókna, charakterystykę węzłów (plamy lub dyskretne) i kształt włókna (tj. koralikowate, płaskie, proste/faliste). Idealne włókna siatki elektroprzędzonej są jednolite, proste lub faliste i pozbawione koralików.
  2. Skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM)
    1. Wytnij i zamontuj siatki lub powlekane powierzchnie na aluminiowych króćcach SEM za pomocą przewodzącej taśmy miedzianej. Włókna elektroprzędzone i powłoki natryskiwane elektrycznie można również obserwować za pomocą SEM poprzez bezpośrednie osadzanie włókien/cząstek na taśmie z wyprzedzeniem.
    2. Pokryj siatki/powłoki cienką (~4 nm) warstwą Au/Pd poprzez napylanie napylane.
    3. Załaduj króćce do komory SEM i obserwuj przy 1-2 keV. Powiększenie 250x zapewnia ogólną ocenę topograficzną materiału, podczas gdy większe powiększenia ujawniają dodatkowe cechy włókien i cząstek, takie jak hierarchiczne wzory dla wyjątkowo superhydrofobowych włókien i wzajemne połączenia dla powłok cząsteczkowych.

6. Określanie właściwości niezwilżających

  1. Pomiary kąta zwilżania wody w ruchu posuwistym i cofającym się metodą zmiany objętości
    1. Wytnij cienkie (0,5 cm x 5 cm) paski siatki lub materiału powlekanego (jeśli to możliwe) i umieść na stoliku goniometru kąta zwilżania.
    2. Uchwyć profil kropli wody podczas dozowania jej (z igły strzykawkowej 24 AWG) na powierzchni materiału.
      1. Aby to zrobić, zacznij od około 5-μl kropli i nawiąż kontakt z powierzchnią materiału. Kontynuuj powolne zwiększanie objętości (20-25 μl) i uchwyć obraz kropli, który reprezentuje postępujący kąt zwilżania wody. Końcówka igły powinna być mała w porównaniu z kroplą, a długość kapilary powinna być większa niż kropla, aby zminimalizować zniekształcenia kształtu kropli.
    3. Wycofaj tę samą kroplę, jednocześnie przechwytując jej profil upuszczania. Powtórz na dyskretnych położeniach powierzchni kilku próbek, aby uzyskać średnią wartość - zazwyczaj 10 pomiarów zarówno napierających, jak i oddalających się kątów zwilżania wystarcza do scharakteryzowania tych materiałów.
  2. Określ krytyczne napięcie powierzchniowe materiałów, modyfikując ciecze pomiarowe.
    1. Przygotuj roztwory o różnej zawartości etanolu, glikolu propylenowego lub glikolu etylenowego, ponieważ mieszaniny te mają znane napięcia powierzchniowe99-101.
      1. Alternatywnie można użyć rozpuszczalników o różnym napięciu powierzchniowym - na przykład wody (72 mN/m), glicerolu (64 mN/m), dimetylosulfotlenku (44 mN/m), alkoholu benzylowego (39 mN/m), 1,4-dioksanu (33 mN/m), 1-oktanolu (28 mN/m) i acetonu (25 mN/m). Ważne jest, aby używać rozpuszczalników, które nie rozpuszczą polimerów, ponieważ mogą one zakłócić wyniki. Dodatkowo należy zauważyć, że oprócz napięcia powierzchniowego ciecze te mają różną lepkość, co może mieć wpływ na pomiary kąta zwilżania i jest ograniczeniem tej techniki.
      2. Zmierz kąt zwilżania tych roztworów sondowanych na powierzchni materiału. Wykreślić kąt zwilżania w funkcji napięcia powierzchniowego.

7. Wykrywanie masowego zwilżania siatek31

  1. Obserwuj infiltrację wody do siatek 3D za pomocą mikrotomografii komputerowej (μCT).
    1. Przygotować roztwór joksaganu (jodowego środka kontrastowego) o stężeniu 80 mg/ml w wodzie.
    2. Zanurz siatki w tych roztworach i inkubuj w temperaturze 37 °C; okresowo mierz infiltrację środka kontrastowego (wody) za pomocą μCT (rozdzielczość 18μm 3 wokseli) przy użyciu napięcia lampy 70 kVP, prądu 114 μA i czasu całkowania 300 ms.
    3. Korzystając z oprogramowania do przetwarzania obrazu, zmierz intensywność pikseli na całej grubości siatki, gdzie jasne piksele reprezentują infiltrację wody. Wybierz wartość progu pikseli (~1500), dla której wyższa intensywność oznacza infiltrację wody.

8. Testowanie właściwości mechanicznych siatek

  1. Przyciąć oczka o wymiarach 1 cm x 7 cm i umieścić między uchwytami aparatu do prób rozciągania. Zmierz dokładną szerokość, długość i grubość.
  2. Wykonaj test rozciągania rampy na trzech próbkach. Wykreśl krzywą naprężenie-odkształcenie, korzystając z tych danych, aby określić moduł sprężystości, wytrzymałość na rozciąganie i wydłużenie przy zerwaniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Poprzez serię przekształceń chemicznych syntetyzowany jest funkcyjny monomer węglanowy 5-benzyloক্সি-1,3-dioksan-2-on w postaci białego krystalicznego ciała stałego (Rysunek 1A). Widmo 1H NMR potwierdza strukturę (Rysunek 1B), a spektrometria mas i analiza elementarna potwierdzają skład. Substancja ta jest następnie kopolimeryzowana z D,L-laktydem lub ε-kaprolaktonem przy użyciu reakcji otwarcia pierścienia katalizowanej cyną w temperaturze 140 °C. Po oczyszczeniu pop...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nasze podejście do konstruowania materiałów superhydrofobowych z polimerów biomedycznych łączy chemię polimerów syntetycznych z technikami przetwarzania polimerów elektroprzędzenia i elektronatryskiwania. Techniki te zapewniają odpowiednio włókna lub cząstki. W szczególności przy użyciu tej strategii przygotowuje się materiały superhydrofobowe na bazie polikaprolaktonu i poli(laktydu-ko-glikolidu). Poprzez zmianę składu kopolimeru hydrofobowego, procentowej zawartości kopolimeru w końcowej mieszance polimerów, w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Finansowanie zostało częściowo zapewnione przez BU i NIH R01CA149561. Autorzy pragną podziękować zespołowi zajmującemu się elektroprzędzeniem/elektronatryskiwaniem, w skład którego wchodzą Stefan Yohe, Eric Falde, Joseph Hersey i Julia Wang, za ich pomocne dyskusje i wkład w przygotowanie i charakteryzację biomateriałów superhydrofobowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Olej silikonowySigma-Aldrich85409
Cis-2-Phenyl-1,3-dioxan-5-olSigma-Aldrich13468
Bromek benzyluSigma-AldrichB17905Toksyczny, łzawiący / drażniący oczy, stosowany w dygestoriach chemicznych
Wodorotlenek potasuSigma-Aldrich221473
Parownik obrotowyBuchiR-124
Pompa wysokopróżniowaWelch8907
Azot, ultra wysoka czystośćAirgasNI UHP300Sprężony gaz
Tetrahydrofuran, stabilizowany BHTPharmaco-Aaper346000Palny. Suszone przez kolumnę XXX
DichlorometanPharmaco-Aaper313000Łatwopalny, toksyczny.
Lejek separacyjny (1 L)Fisher Scientific13-678-606
Siarczan soduSigma-Aldrich239313
Etanol, absolutnyFarmako-Aaper111USP200Łatwopalny, toksyczny.
Lejek BuchneraFisher ScientificFB-966-F
MetanolPharmaco-Aaper339000ACSŁatwopalny, toksyczny.
Kwas solnySigma-Aldrich320331. Rozcieńczony do 2N w wodzie destylowanej.
Chloromrówczan etylu, 97%Sigma-Aldrich185892Toksyczny, łatwopalny, szkodliwy dla środowiska
Trietyloamina (bezwodna)Sigma-Aldrich471283Toksyczny, łatwopalny, szkodliwy dla środowiska
Eter dietylowyPharmaco-Aaper373ANHACSWysoce łatwopalny. Oczyszczony przez kolumnę XXX.
3,6-dimetylo-1,4-dioksan-2,5-dion (D,L-laktyd)Sigma-Aldrich303143
etyloheksanian cyny (II)Sigma-AldrichS3252Toksyczny.
ε-kaprolakton (97%)Sigma-Aldrich704067
Toluen, bezwodnySigma-Aldrich244511Łatwopalny, toksyczny.
Szklana strzykawkaHamilton Company1700-series
Deuterated chloroformCambridge Isotopes Laboratories, Inc.DLM-29-10Toksyczny
instrument do magnetycznego rezonansu jądrowegoVarianV400
Pallad na katalizatorze węglowymStrem Chemicals, Inc.46-1707
Jednostka wodorowodorowaParr3911
Wytrząsarka wodorowodornikaParr66CA
WodórAirgasHY HP300Wysoce łatwopalny.
Ziemia okrzemkowaSigma-Aldrich22140
2H,2H,3H,3H-kwas perflurononanowyOakwood Products, Inc.10519Toksyczny.
Kwas stearynowySigma-AldrichS4751
N,N'-dicykloheksylokarbodimidSigma-AldrichD80002Toksyczny, drażniący.
4-(dimetyloamino)pirydynaSigma-Aldrich107700Toksyczny.
HeksanyPharmaco-Aaper359000ACSToksyczne, łatwopalne.
System chromatografii żelowej (GPC)Kolumna GPC Rainin
WodyWAT044228
Różnicowy kalorymetr skaningowyTA InstrumentyQ100
ChloroformPharmaco-Aaper309000ACSToksyczny.
N,N-dimetyloformamidSigma-Aldrich227056Toksyczny, łatwopalny.
Polikaprolakton, MW 70-90 kg/molSigma-Aldrich440744
Poli(laktyd-ko-glikolid), MW 136 kg/molEvonik IndustriesLP-712
10 ml szklana strzykawkaHamilton Company81620
18 AWG igłaBRICO Zaopatrzenie medyczneBN1815
Skrzynka obudowy elektroprzędzarkiBudowana na zamówienieNie dotyczyWykonane z panele akrylowe
Zasilanie prądem stałym wysokiego napięciaGlassman High Voltage, Inc.PS/EL30R01.5Wysokie napięcia, ryzyko porażenia prądem
Stolik liniowy (translacyjny)Servo Systems Co.LPS-12-20-0.2Opcjonalny
programowalny silnik i zasilaczIntelligent Motion Systems, Inc.MDrive23 PlusOpcjonalny
silnik 24 V DC i zasilaczMcMaster-Carr6331K32Opcjonalnie
Aluminiowy bęben kolektoraZbudowanyOpcjonalna
pompa strzykawkowaFisher Scientific78-0100I
Odwrócony mikroskop optycznyOlympusIX70
Skaningowy mikroskop elektronowyCarl ZeissSupra V55
Przewodząca taśma miedziana3M16072
Aluminiowe króćce SEMMikroskopia elektronowa Nauki75200
Goniometr kąta zwilżaniaKrussDSA100
Glikol propylenowySigma-AldrichW294004Toksyczny.
Glikol etylenowySigma-Aldrich324558toksyczny.
IoxaglateGuerbet
Płodowa surowica bydlęcaKolekcja kultur typu amerykańskiego30-2020
Przyrząd do mikrotomografii komputerowejOprogramowanie do
(Analizuj)Mayo Clinic
Tester rozciąganiaInstron5848
MikrometrMultitoyo293-340
SuwmiarkiFisher Scientific14-648-17
na zamówienie analizy obrazu Scanco

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Li, X. M., Reinhoudt, D., Crego-Calama, M. What do we need for a superhydrophobic surface? A review on the recent progress in the preparation of superhydrophobic surfaces. Chem. Soc. Rev. 36, 1350-1368 (2007).
  2. Crick, C. R., Parkin, I. P. Preparation and characterisation of super-hydrophobic surfaces. Chem. - Eur. J. 16, 3568-3588 (2010).
  3. Genzer, J., Efimenko, K. Recent developments in superhydrophobic surfaces and their relevance to marine fouling: a review. Biofouling. 22, 339-360 (2006).
  4. Marmur, A. Super-hydrophobicity fundamentals: implications to biofouling prevention. Biofouling. 22, 107-115 (2006).
  5. Sas, I., Gorga, R. E., Joines, J. A., Thoney, K. A. Literature review on superhydrophobic self-cleaning surfaces produced by electrospinning. J. Polym. Sci., Part B: Polym. Phys. 50, 824-845 (2012).
  6. Zhang, X., Shi, F., Niu, J., Jiang, Y., Wang, Z. Superhydrophobic surfaces: from structural control to functional application. J. Mat. Chem. 18, 621-633 (2008).
  7. Xue, C. -H., Li, Y. -R., Zhang, P., Ma, J. -Z., Jia, S. -T. Washable and wear-resistant superhydrophobic surfaces with self-cleaning property by chemical etching of fibers and hydrophobization. ACS Appl. Mater. Interfaces. 6, 10153-10161 (2014).
  8. Ou, J., Perot, B., Rothstein, J. P. Laminar drag reduction in microchannels using ultrahydrophobic surfaces. Phys. Fluids. 16, 4635-4643 (2004).
  9. Ko, T. -J., et al. Adhesion behavior of mouse liver cancer cells on nanostructured superhydrophobic and superhydrophilic surfaces. Soft Matter. , (2013).
  10. Lourenco, B. N., et al. Wettability influences cell behavior on superhydrophobic surfaces with different topographies. Biointerphases. 7, (2012).
  11. Srinivasan, S., et al. Drag reduction for viscous laminar flow on spray-coated non-wetting surfaces. Soft Matter. 9, 5691-5702 (2013).
  12. Yohe, S. T., Colson, Y. L., Grinstaff, M. W. Superhydrophobic materials for tunable drug release: using displacement of air to control delivery rates. J. Am. Chem. Soc. 134, 2016-2019 (2012).
  13. Yohe, S. T., Herrera, V. L. M., Colson, Y. L., Grinstaff, M. W. 3D superhydrophobic electrospun meshes as reinforcement materials for sustained local drug delivery against colorectal cancer cells. J. Control. Release. 162, 92-101 (2012).
  14. Yohe, S. T., Kopechek, J. A., Porter, T. M., Colson, Y. L., Grinstaff, M. W. Triggered drug release from superhydrophobic meshes using high-intensity focused ultrasound. Adv. Healthcare Mater. 2, 1204-1208 (2013).
  15. Manna, U., Kratochvil, M. J., Lynn, D. M. Superhydrophobic polymer multilayers that promote the extended, long-term release of embedded water-soluble agents. Adv. Mater. 25, 6405-6409 (2013).
  16. Ju, G., Cheng, M., Shi, F. A pH-responsive smart surface for the continuous separation of oil/water/oil ternary mixtures. NPG Asia Mater. 6, e111(2014).
  17. Lim, H. S., Han, J. T., Kwak, D., Jin, M., Cho, K. Photoreversibly switchable superhydrophobic surface with erasable and rewritable pattern. J. Am. Chem. Soc. 128, 14458-14459 (2006).
  18. Macias-Montero, M., Borras, A., Alvarez, R., Gonzalez-Elipe, A. R. Following the wetting of one-dimensional photoactive surfaces. Langmuir. 28, 15047-15055 (2012).
  19. Sun, T., et al. Reversible switching between superhydrophilicity and superhydrophobicity. Angew. Chem. Int. Ed. 43, 357-360 (2004).
  20. Verplanck, N., Coffinier, Y., Thomy, V., Boukherroub, R. Wettability switching techniques on superhydrophobic surfaces. Nanoscale Res. Lett. 2, 577-596 (2007).
  21. Deng, D., et al. Hydrophobic meshes for oil spill recovery devices. ACS Appl. Mater. Interfaces. 5, 774-781 (2013).
  22. Ebrahimi, A., et al. Nanotextured superhydrophobic electrodes enable detection of attomolar-scale DNA concentration within a droplet by non-faradaic impedance spectroscopy. Lab Chip. 13, 4248-4256 (2013).
  23. Guix, M., et al. Superhydrophobic alkanethiol-coated microsubmarines for effective removal of oil. ACS Nano. 6, 4445-4451 (2012).
  24. Korhonen, J. T., Kettunen, M., Ras, R. H. A., Ikkala, O. Hydrophobic nanocellulose aerogels as floating, sustainable, reusable, and recyclable oil absorbents. ACS Appl. Mater. Interfaces. 3, 1813-1816 (2011).
  25. Wu, Y., Hang, T., Komadina, J., Ling, H., Li, M. High-adhesive superhydrophobic 3D nanostructured silver films applied as sensitive, long-lived, reproducible and recyclable SERS substrates. Nanoscale. 6, 9720-9726 (2014).
  26. Waterproofing treatment of materials. US Patent. , 2386259 A (1945).
  27. Kaplan, J. A., et al. Imparting superhydrophobicity to biodegradable poly(lactide-co-glycolide) electrospun meshes. Biomacromolecules. 15, 2548-2554 (2014).
  28. Ray, W. C., Grinstaff, M. W. Polycarbonate and poly(carbonate−ester)s synthesized from biocompatible building blocks of glycerol and lactic acid. Macromolecules. 36, 3557-3562 (2003).
  29. Wolinsky, J. B., Ray, W. C., Colson, Y. L., Grinstaff, M. W. Poly(carbonate ester)s based on units of 6-hydroxyhexanoic acid and glycerol. Macromolecules. 40, 7065-7068 (2007).
  30. Wolinsky, J. B., Yohe, S. T., Colson, Y. L., Grinstaff, M. W. Functionalized hydrophobic poly(glycerol-co-ε-caprolactone) depots for controlled drug release. Biomacromolecules. 13, (2012).
  31. Yohe, S. T., Freedman, J. D., Falde, E. J., Colson, Y. L., Grinstaff, M. W. A mechanistic study of wetting superhydrophobic porous 3D meshes. Adv. Funct. Mater. 23, 3628-3637 (2013).
  32. Yohe, S. T., Grinstaff, M. W. A facile approach to robust superhydrophobic 3D coatings via connective-particle formation using the electrospraying process. Chem. Commun. 49, 804-806 (2013).
  33. Tian, H. Y., Tang, Z. H., Zhuang, X. L., Chen, X. S., Jing, X. B. Biodegradable synthetic polymers: Preparation, functionalization and biomedical application. Prog. Polym. Sci. 37, 237-280 (2012).
  34. Surgical sutures. US Patent. , 3297033 A (1967).
  35. Greenberg, J. A., Clark, R. M. Advances in suture material for obstetric and gynecologic surgery. Rev. Obstet. Gynecol. 2, 146-158 (2009).
  36. Weldon, C. B., et al. Electrospun drug-eluting sutures for local anesthesia. J. Control. Release. 161, 903-909 (2012).
  37. Wright, J., Hoffman, A. Chapter 2. Long Acting Injections and Implants. Advances in Delivery Science and Technology. Wright, J. C., Burgess, D. J. , Springer. 11-24 (2012).
  38. Wischke, C., Schwendeman, S. P. Principles of encapsulating hydrophobic drugs in PLA/PLGA microparticles. Int. J. Pharm. 364, 298-327 (2008).
  39. Xie, J. W., Tan, R. S., Wang, C. H. Biodegradable microparticles and fiber fabrics for sustained delivery of cisplatin to treat C6 glioma in vitro. J. Biomed. Mater. Res., Part A. 85A, 897-908 (2008).
  40. Danhier, F., et al. PLGA-based nanoparticles: An overview of biomedical applications. J. Control. Release. 161, 505-522 (2012).
  41. Korin, N., et al. Shear-activated nanotherapeutics for drug targeting to obstructed blood vessels. Science. 337, 738-742 (2012).
  42. Lee, J. S., et al. Evaluation of in vitro and in vivo antitumor activity of BCNU-Ioaded PLGA wafer against 9L gliosarcoma. Eur. J. Pharm. Biopharm. 59, 169-175 (2005).
  43. Liu, H., Wang, S. D., Qi, N. Controllable structure, properties, and degradation of the electrospun PLGA/PLA-blended nanofibrous scaffolds. J. Appl. Polym. Sci. 125, E468-E476 (2012).
  44. Ong, B. Y. S., et al. Paclitaxel delivery from PLGA foams for controlled release in post-surgical chemotherapy against glioblastoma multiforme. Biomaterials. 30, 3189-3196 (2009).
  45. Paun, I. A., Moldovan, A., Luculescu, C. R., Staicu, A., Dinescu, M. M. A. P. L. E. deposition of PLGA:PEG films for controlled drug delivery: Influence of PEG molecular weight. Appl. Surf. Sci. 258, 9302-9308 (2012).
  46. Reneker, D. H., Yarin, A. L., Zussman, E., Xu, H. Electrospinning of nanofibers from polymer solutions and melts. Advances in Applied Mechanics. Aref, H., Van der Giessen, E. 41, 43-195 (2007).
  47. Leach, M. K., Feng, Z. -Q., Tuck, S. J., Corey, J. M. Electrospinning fundamentals: optimizing solution and apparatus parameters. J. Vis. Exp. (2494), (2011).
  48. Oh, J. H., Park, K. M., Lee, J. S., Moon, H. T., Park, K. D. Electrospun microfibrous PLGA meshes coated with in situ cross-linkable gelatin hydrogels for tissue regeneration. Curr. Appl. Phys. 12, S144-S149 (2012).
  49. Kim, T. G., Park, T. G. Biomimicking extracellular matrix: cell adhesive RGD peptide modified electrospun poly(D,L-lactic-co-glycolic acid) nanofiber mesh. Tissue Eng. 12, 221-233 (2006).
  50. Stitzel, J., et al. Controlled fabrication of a biological vascular substitute. Biomaterials. 27, 1088-1094 (2006).
  51. Liang, D., et al. In vitro non-viral gene delivery with nanofibrous scaffolds. Nucleic Acids Res. 33, e170(2005).
  52. You, Y., Min, B. -M., Lee, S. J., Lee, T. S., Park, W. H. In vitro degradation behavior of electrospun polyglycolide, polylactide, and poly(lactide-co-glycolide). J. Appl. Polym. Sci. 95, 193-200 (2005).
  53. Boland, E. D., Wnek, G. E., Simpson, D. G., Pawlowski, K. J., Bowlin, G. L. Tailoring tissue engineering scaffolds using electrostatic processing techniques: a study of poly(glycolic acid) electrospinning. J. Macromol. Sci., Part A: Pure Appl. Chem. 38, 1231-1243 (2001).
  54. Inoguchi, H., Tanaka, T., Maehara, Y., Matsuda, T. The effect of gradually graded shear stress on the morphological integrity of a huvec-seeded compliant small-diameter vascular graft. Biomaterials. 28, 486-495 (2007).
  55. Xu, C. Y., Inai, R., Kotaki, M., Ramakrishna, S. Aligned biodegradable nanofibrous structure: a potential scaffold for blood vessel engineering. Biomaterials. 25, 877-886 (2004).
  56. Mun, C. H., et al. Three-dimensional electrospun poly(lactide-co-varepsilon-caprolactone) for small-diameter vascular grafts. Tissue Eng. Part A. 18, 1608-1616 (2012).
  57. Inai, R., Kotaki, M., Ramakrishna, S. Deformation behavior of electrospun poly(L-lactide-co-ε-caprolactone) nonwoven membranes under uniaxial tensile loading. J. Polym. Sci., Part B: Polym. Phys. 43, 3205-3212 (2005).
  58. Cao, H., McHugh, K., Chew, S. Y., Anderson, J. M. The topographical effect of electrospun nanofibrous scaffolds on the in vivo and in vitro foreign body reaction. J. Biomed.Mater.Res.,PartA.. 93A, 1151-1159 (2010).
  59. Pham, Q. P., Sharma, U., Mikos, A. G. Electrospun poly(epsilon-caprolactone) microfiber and multilayer nanofiber/microfiber scaffolds: characterization of scaffolds and measurement of cellular infiltration. Biomacromolecules. 7, 2796-2805 (2006).
  60. Jiang, H., Zhao, P., Zhu, K. Fabrication and characterization of zein-based nanofibrous scaffolds by an electrospinning method. Macromol. Biosci. 7, 517-525 (2007).
  61. Zhang, Y. Z., Venugopal, J., Huang, Z. M., Lim, C. T., Ramakrishna, S. Characterization of the surface biocompatibility of the electrospun PCL-collagen nanofibers using fibroblasts. Biomacromolecules. 6, 2583-2589 (2005).
  62. Jiang, H., Hu, Y., Zhao, P., Li, Y., Zhu, K. Modulation of protein release from biodegradable core-shell structured fibers prepared by coaxial electrospinning. J. Biomed. Mater. Res., Part B: Appl. Biomat. 79, 50-57 (2006).
  63. Jiang, H., et al. A facile technique to prepare biodegradable coaxial electrospun nanofibers for controlled release of bioactive agents. J. Control. Release. 108, 237-243 (2005).
  64. Zhang, Y. Z., et al. Coaxial electrospinning of (fluorescein isothiocyanate-conjugated bovine serum albumin)-encapsulated poly(epsilon-caprolactone) nanofibers for sustained release. Biomacromolecules. 7, 1049-1057 (2006).
  65. Schnell, E., et al. Guidance of glial cell migration and axonal growth on electrospun nanofibers of poly-epsilon-caprolactone and a collagen/poly-epsilon-caprolactone blend. Biomaterials. 28, 3012-3025 (2007).
  66. Ma, Z., He, W., Yong, T., Ramakrishna, S. Grafting of gelatin on electrospun poly(caprolactone) nanofibers to improve endothelial cell spreading and proliferation and to control cell Orientation. Tissue Eng. 11, 1149-1158 (2005).
  67. Peesan, M., Rujiravanit, R., Supaphol, P. Electrospinning of hexanoyl chitosan/polylactide blends. J. Biomater. Sci., Polym. Ed. 17, 547-565 (2006).
  68. Jia, Y. -T., et al. Fabrication and characterization of poly (vinyl alcohol)/chitosan blend nanofibers produced by electrospinning method. Carbohydr. Polym. 67, 403-409 (2007).
  69. Kenawy, E. -R., Abdel-Hay, F. I., El-Newehy, M. H., Wnek, G. E. Controlled release of ketoprofen from electrospun poly(vinyl alcohol) nanofibers. Mater. Sci. Eng., A. 459, 390-396 (2007).
  70. Zhang, C., Yuan, X., Wu, L., Han, Y., Sheng, J. Study on morphology of electrospun poly(vinyl alcohol) mats. Eur. Polym. J. 41, 423-432 (2005).
  71. Hong, K. H. Preparation and properties of electrospun poly(vinyl alcohol)/silver fiber web as wound dressings. Polym. Eng. Sci. 47, 43-49 (2007).
  72. Bhattarai, S. R., et al. Novel biodegradable electrospun membrane: scaffold for tissue engineering. Biomaterials. 25, 2595-2602 (2004).
  73. Grafahrend, D., et al. Biofunctionalized poly(ethylene glycol)-block-poly(ε-caprolactone) nanofibers for tissue engineering. J. Mater. Sci.: Mater. Med. 19, 1479-1484 (2008).
  74. Riboldi, S. A., Sampaolesi, M., Neuenschwander, P., Cossu, G., Mantero, S. Electrospun degradable polyesterurethane membranes: potential scaffolds for skeletal muscle tissue engineering. Biomaterials. 26, 4606-4615 (2005).
  75. Gugerell, A., et al. Electrospun poly(ester-urethane)- and poly(ester-urethane-urea) fleeces as promising tissue engineering scaffolds for adipose-derived stem cells. PLoS ONE. 9, e90676(2014).
  76. Nair, P. A., Ramesh, P. Electrospun biodegradable calcium containing poly(ester-urethane)urea: synthesis, fabrication, in vitro degradation, and biocompatibility evaluation. J. Biomed. Mater. Res., Part A. 101, 1876-1887 (2013).
  77. Caracciolo, P., Thomas, V., Vohra, Y., Buffa, F., Abraham, G. Electrospinning of novel biodegradable poly(ester urethane)s and poly(ester urethane urea)s for soft tissue-engineering applications. J. Mater. Sci.: Mater. Med. 20, 2129-2137 (2009).
  78. Hong, Y., et al. A small diameter, fibrous vascular conduit generated from a poly(ester urethane)urea and phospholipid polymer blend. Biomaterials. 30, 2457-2467 (2009).
  79. Pego, A. P., et al. Preparation of degradable porous structures based on 1,3-trimethylene carbonate and D,L-lactide (co)polymers for heart tissue engineering. Tissue Eng. 9, 981-994 (2003).
  80. Niu, H., Wang, H., Zhou, H., Lin, T. Ultrafine PDMS fibers: preparation from in situ curing-electrospinning and mechanical characterization. RSC Adv. 4, 11782-11787 (2014).
  81. Kim, Y. B., Cho, D., Park, W. H. Electrospinning of poly(dimethyl siloxane) by sol–gel method. J. Appl. Polym. Sci. 114, 3870-3874 (2009).
  82. Kenawy, E. -R., et al. Release of tetracycline hydrochloride from electrospun poly(ethylene-co-vinylacetate), poly(lactic acid), and a blend. J. Control. Release. 81, 57-64 (2002).
  83. Uykun, N., et al. Electrospun antibacterial nanofibrous polyvinylpyrrolidone/cetyltrimethylammonium bromide membranes for biomedical applications. J. Bioact. Compat. Polym. 29, 382-397 (2014).
  84. Panthi, G., et al. Preparation and characterization of nylon-6/gelatin composite nanofibers via electrospinning for biomedical applications. Fibers Polym. 14, 718-723 (2013).
  85. Pant, H. R., et al. Chitin butyrate coated electrospun nylon-6 fibers for biomedical applications. Appl. Surf. Sci., Part B. 285, 538-544 (2013).
  86. Pant, H. R., Kim, C. S. Electrospun gelatin/nylon-6 composite nanofibers for biomedical applications. Polym. Int. 62, 1008-1013 (2013).
  87. Correia, D. M., et al. Influence of electrospinning parameters on poly(hydroxybutyrate) electrospun membranes fiber size and distribution. Polym. Eng. Sci. 54, 1608-1617 (2014).
  88. Tong, H. -W., Wang, M. Electrospinning of poly(hydroxybutyrate-co-hydroxyvalerate) fibrous tissue engineering scaffolds in two different electric fields. Polym. Eng. Sci. 51, 1325-1338 (2011).
  89. Carampin, P., et al. Electrospun polyphosphazene nanofibers for in vitro rat endothelial cells proliferation. J. Biomed. Mater. Res., Part A. 80, 661-668 (2007).
  90. Lin, Y. -J., et al. Effect of solvent on surface wettability of electrospun polyphosphazene nanofibers. J. Appl. Polym. Sci. 115, 3393-3400 (2010).
  91. Zhang, J., et al. Engineering of vascular grafts with genetically modified bone marrow mesenchymal stem cells on poly (propylene carbonate) graft. Artif. Organs. 30, 898-905 (2006).
  92. Nagiah, N., Sivagnanam, U. T., Mohan, R., Srinivasan, N. T., Sehgal, P. K. Development and characterization of electropsun poly(propylene carbonate) ultrathin fibers as tissue engineering scaffolds. Adv. Eng. Mater. 14, B138-B148 (2012).
  93. Welle, A., et al. Electrospun aliphatic polycarbonates as tailored tissue scaffold materials. Biomaterials. 28, 2211-2219 (2007).
  94. Khanam, N., Mikoryak, C., Draper, R. K., Balkus, K. J. Electrospun linear polyethyleneimine scaffolds for cell growth. Acta Biomater. 3, 1050-1059 (2007).
  95. Xu, X., Zhang, J. -F., Fan, Y. Fabrication of cross-linked polyethyleneimine microfibers by reactive electrospinning with in situ photo-cross-linking by UV radiation. Biomacromolecules. 11, 2283-2289 (2010).
  96. Wang, S., et al. Fabrication and morphology control of electrospun poly(Γ-glutamic acid) nanofibers for biomedical applications. Colloids Surf. B. 89, 254-264 (2012).
  97. Sakai, S., Yamada, Y., Yamaguchi, T., Kawakami, K. Prospective use of electrospun ultra-fine silicate fibers for bone tissue engineering. Biotechnol. J. 1, 958-962 (2006).
  98. Yamaguchi, T., Sakai, S., Kawakami, K. Application of silicate electrospun nanofibers for cell culture. J. Sol-Gel Sci. Technol. 48, 350-355 (2008).
  99. Vazquez, G., Alvarez, E., Navaza, J. M. Surface-tension of alcohol plus water from 20-degrees C to 50-degrees. C. J. Chem. Eng. Data. 40, 611-614 (1995).
  100. Hoke, B. C., Patton, E. F. Surface tensions of propylene glycol water. J. Chem. Eng. Data. 37, 331-333 (1992).
  101. Azizian, S., Hemmati, M. Surface tension of binary mixtures of ethanol + ethylene glycol from 20 to 50. C. J. Chem. Eng. Data. 48, 662-663 (2003).
  102. Nayak, B. K., Caffrey, P. O., Speck, C. R., Gupta, M. C. Superhydrophobic surfaces by replication of micro/nano-structures fabricated by ultrafast-laser-microtexturing. Appl. Surf. Sci. 266, 27-32 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Materia y superhydrofobowetechnika elektroprz dzeniaproces elektrosprasowaniamieszanki polimeroweanaliza k ta zwil aniapolimery biodegradowalnechropowato powierzchnikopolimer hydrofobowysystemy dostarczania lek wsieci w kien

Powiązane artykuły