Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Modelowanie encefalopatii wcześniaków za pomocą prenatalnej hipoksji-niedokrwienia lipopolisacharydem wewnątrzowodniowym u szczurów

10.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53196

⸱

20 listopada 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of New Mexico, 2Department of Neurosciences, University of New Mexico, 3Department of Neurosurgery, Boston Children's Hospital, 4Department of Neurology, Harvard Medical School

W tym artykule

Podsumowanie

Encefalopatia wcześniaków obejmuje nieprawidłowości ośrodkowego układu nerwowego związane z uszkodzeniem spowodowanym przedwczesnym porodem. W niniejszym raporcie opisano klinicznie istotny szczurzy model przejściowego ogólnoustrojowego niedotlenienia i niedokrwienia w macicy oraz podawania lipopolisacharydów owodniowych (LPS), który naśladuje zapalenie błon płodowych i związanego z tym wpływu bodźców zakaźnych i niedostatecznej perfuzji łożyska na rozwój OUN.

Streszczenie

Encefalopatia wcześniaków (EoP) to termin obejmujący nieprawidłowości ośrodkowego układu nerwowego (OUN) związane z przedwczesnym porodem. Aby jak najlepiej osiągnąć cele translacyjne i odkryć nowe strategie terapeutyczne w przypadku uszkodzeń mózgu związanych z przedwczesnym porodem, przedkliniczne modele EoP muszą uwzględniać podobne mechanizmy prenatalnych uszkodzeń globalnych obserwowanych u ludzi i obejmować wiele elementów układu matczyno-łożyskowo-płodowego. Idealnie byłoby, gdyby modele wytwarzały podobne spektrum deficytów funkcjonalnych u dojrzałego zwierzęcia i podsumowywały wiele aspektów patofizjologii. Aby naśladować ludzkie układowe wady perfuzji łożyska, niedostateczną perfuzję łożyska i / lub zapalenie błony płodowej związane ze stanem zapalnym wywołanym przez patogen we wczesnym porodzie przedwczesnym, opracowaliśmy model prenatalnej przejściowej niedotlenienia układowego (TSHI) w połączeniu z lipopolisacharydem owodniowym (LPS). U ciężarnych szczurów rasy Sprague Dawley TSHI poprzez niedrożność tętnicy macicznej w 18. dniu embrionalnym (E18) wywołuje stopniowaną wadę niedoperfuzji łożyska związaną z rosnącym uszkodzeniem OUN u płodu. W połączeniu z doowodniowymi iniekcjami LPS stan zapalny łożyska jest zwiększony, a uszkodzenie OUN jest spotęgowane z towarzyszącymi nieprawidłowościami w zakresie istoty białej, chodu i obrazowania. Prenatalne urazy TSHI i TSHI+LPS spełniają kilka kryteriów modelu EoP, w tym rekapitulację wewnątrzmacicznego urazu, powodując utratę neuronów, oligodendrocytów i aksonów, utratę podpłytki oraz deficyty funkcjonalne u dorosłych zwierząt, które naśladują te obserwowane u dzieci urodzonych skrajnie przedwcześnie. Co więcej, model ten pozwala na rozbiór stanów zapalnych wywołanych rozbieżnymi typami urazów.

Wprowadzenie

Przy ponad 12% noworodków urodzonych w Stanach Zjednoczonych przed 37 tygodniem szacowanego wieku ciążowego1, okołoporodowe uszkodzenie mózgu (PBI) spowodowane wcześniactwem jest istotną przyczyną trwałego niepełnosprawności. PBI od wcześniaków, nazywana również encefalopatią wcześniaków (EoP), wpływa na cały ośrodkowy układ nerwowy (OUN). Uszkodzenie ośrodkowego układu nerwowego często rozpoczyna się w macicy i jest nasilane przez procesy przedporodowe, w tym zapalenie błony śluzowej i powikłania poporodowe, takie jak niedotlenienie i posocznica. PBI od urazów ogólnoustrojowych zmienia rozwój neurologiczny i prowadzi do porażenia mózgowego, epilepsji, opóźnienia poznawczego i licznych zaburzeń neuropsychiatrycznych wpływających na regulację emocjonalną, pamięć i funkcje wykonawcze1,2. Chociaż poczyniono znaczne postępy, nadal istnieje ograniczona wiedza na temat tego, w jaki sposób komórkowe i molekularne konsekwencje uszkodzenia OUN spowodowanego przedwczesnym porodem przekładają się na mnogość następstw neurologicznych u dzieci urodzonych przedwcześnie. Ten brak wiedzy utrudnia diagnozowanie w czasie rzeczywistym ciężkości uszkodzenia OUN i świadome dawkowanie pojawiających się interwencji. Ponadto strategie terapeutyczne odpowiednie do wieku dla tej wrażliwej populacji pacjentów pozostają nieuchwytne.

Wewnątrzmaciczne zapalenie jest bardzo powszechne u skrajnych wcześniaków i obejmuje złożoną kaskadę zapalną płodu, matki i łożyska3. Zakażenie wewnątrzmaciczne ma często charakter subkliniczny. Specyficzne zmiany łożyska zgodne z ostrym stanem zapalnym lub histologicznym zapaleniem błony płodowej są głównymi determinantami reakcji zapalnej płodu i zbiegają się z uszkodzeniem mózgu związanym z przedwczesnym porodem3-5. Rzeczywiście, reakcja zapalna płodu ma wyraźne implikacje kliniczne dla długoterminowych wyników przedwczesnego porodu. Niemowlęta, które są małe w stosunku do wieku ciążowego (SGA) lub u których występuje infekcja, są wyjątkowo podatne na deficyty neurologiczne3,4. Zapalenie błony płodowej jest typowym rozpoznaniem patologicznym po porodzie przedwczesnym6,7, a badanie histologiczne ujawnia objawy zapalenia w 70% łożysk u niemowląt urodzonych bardzo przedwcześnie4. Co więcej, zapalenie błony płodowej wiąże się z upośledzeniem funkcji poznawczych w wieku dwóch lat8. Dowody na niedokrwienie naczyń krwionośnych matki w łożysku niemowląt urodzonych skrajnie przedwcześnie są również związane z porażeniem mózgowym w dzieciństwie9. Synergiczny wpływ zapalenia błony płodowej i wad perfuzji łożyska jest dobrze zilustrowany przez niezwykle wysokie ryzyko wystąpienia nieprawidłowych wyników neurologicznych w tej populacji pacjentów w wieku dwóch latw wieku 10 lat.

Aby naśladować ludzkie ogólnoustrojowe wady perfuzji łożyska i zapalenie błony płodowej związane z zapaleniem wywołanym przez patogeny, opracowaliśmy model prenatalnej przejściowej ogólnoustrojowej niedotlenienia i niedokrwienia (TSHI) w połączeniu z lipopolisacharydem wewnątrzowodniowym (LPS) u szczurów. Naszym celem było dostosowanie naszego modelu samego TSHI u szczurów wwieku 12-16 lat tak, aby uwzględnić wewnątrzmaciczne zapalenie macicy, aby ułatwić przedkliniczne modelowanie uszkodzenia OUN związanego z przedwczesnym porodem. Samo TSHI wykazało trwałą utratę komórek linii oligodendroglialnej, neuronów korowych, zwiększoną śmierć komórek i podwyższony poziom cytokin prozapalnych, z postępującymi interwałami niedokrwiennymi prowadzącymi do stopniowanego wzorca uszkodzenia zgodnego z prenatalnym uszkodzeniem mózgu16. Modyfikacje składników niedokrwiennych tego modelu wykazały również deficyty w kodowaniu pamięci, pamięci krótko- i długotrwałej oraz łagodne zmiany mięśniowo-szkieletowe u szczurów w wieku17-19 lat. Rzeczywiście, wcześniej wykazaliśmy, że połączenie TSHI + LPS podsumowuje patofizjologiczne cechy EoP, w tym utratę oligodendrocytów i neuronów, uszkodzenie aksonów, zapalenie komórek i nieprawidłowości funkcjonalne20.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Instytucjonalne komitety opieki i użytkowania zarówno w Szpitalu Dziecięcym w Bostonie, jak i w Centrum Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu Nowego Meksyku zatwierdziły wszystkie procedury eksperymentalne.

UWAGA: Przed rozpoczęciem zabiegu, uszczelnij, wysterylizuj i autoklawuj wszystkie narzędzia chirurgiczne i serwety chirurgiczne. Dodatkowo należy przygotować leki pooperacyjne w sterylnych fiolkach, w tym 0,125% bipiwukainy i 0,1 mg/kg buprenorfiny. Przygotować również sterylnie roztwór lipopolisacharydu (LPS): 0,04 mg/ml LPS (0111:B4) w sterylnym roztworze soli fizjologicznej zawierającym rozcieńczony niebieski barwnik Evana.

1. Znieczulenie

  1. Wywołać znieczulenie u ciężarnego szczura Sprague Dawley w 18. dniu zarodkowym (E18) mieszaniną 3% izofluranu zrównoważoną 70% azotu i 30% tlenu.
  2. Wyjąć szczura z komory indukcyjnej i umieścić go na wznak na owiniętym chirurgicznym kocu z krążącą wodą ustawioną w temperaturze 37 °C. Przenieść znieczulenie na stożek nosowy i zmniejszyć poziom izofluranu do 2%.
  3. Delikatnie nałóż maść okulistyczną na każde oko, aby zapobiec wysuszeniu rogówki. Podczas zabiegu stale monitoruj temperaturę, częstość oddechów i tętno zwierzęcia. Fizjologia matki powinna pozostać stabilna przez cały czas trwania zabiegu.

2. Przygotowanie chirurgiczne i peeling

  1. Za pomocą maszynki do strzyżenia małych zwierząt usuń wszystkie włosy w dolnej części brzucha. Gol się w prostokątny wzór, ostrożnie, aby uniknąć nacinania sutków lub generowania wysypki po goleniu, która może być irytująca dla przyszłej pielęgnacji żywych szczeniąt.
  2. Przygotuj skórę brzucha, stosując naprzemiennie peeling powidonowo-jodowy i 70% etanolu za pomocą sterylnych wacików. Powtórz peeling tak, aby powidon-jod i 70% etanol były nakładane 3x na przemian. Pozostaw do wyschnięcia.
  3. Potwierdź głębokość znieczulenia poprzez brak odruchu szczypania palców u stóp. W przypadku braku odruchu i bodźców bólowych należy zmniejszyć poziom izofluranu do 1%.
  4. Używając sterylnych ręczników chirurgicznych, udrapuj zwierzę. Uważaj, aby umieścić zasłony pod odpowiednim kątem, tak aby maksymalizowały ilość wchłanianego płynu irygacyjnego, a jednocześnie nie utrudniały przepływu krwi do rogów macicy.

3. Laparotomia jamy brzusznej

  1. Za pomocą skalpela wykonaj 3 cm nacięcie w linii środkowej przygotowanej skóry brzucha. Dosadnie wypreparuj nożyczkami warstwę skóry z powięzi brzusznej. Za pomocą kleszczy i nożyczek chirurgicznych podnieś warstwę powięziową brzucha i wykonaj nacięcie jałowej linii białej, aby uzyskać dostęp do jamy otrzewnej.
  2. Umieść gazę chirurgiczną na zewnętrznej stronie nacięcia i zwilż sterylną solą fizjologiczną. Za pomocą kleszczy i zewnętrznego nacisku na brzuch delikatnie usuń rogi macicy z jamy otrzewnej i ułóż na zwilżonej gazie.
  3. Ostrożnie unikaj zaplątania się i kontaktu z jelitami. Ułóż płód za pomocą kleszczy, kontaktując się tylko z tkanką mięśniową pomiędzy poszczególnymi workami owodniowymi. Odsłoń i odizoluj 4 tętnice maciczne za pomocą rozwarstwienia.
    UWAGA: Należy zachować ostrożność przy preparowaniu tętnic macicznych. Otaczające tkanki i same naczynia są niezwykle delikatne. Uszkodzenie naczyń krwionośnych matki może powodować krwawienie, a w ciężkich przypadkach śmierć płodu i matki.

4. Rozmieszczenie klipsów do tętniaków

  1. Umieść klips na tętniaka 30 G szczura na każdej tętnicy macicznej. Zapewnić zatrzymanie przepływu krwi, w tym tętna proksymalnego i dystalnego, oraz ciemnienie naczyń macicy, w tym poszczególnych łożysk. Przykryj odsłonięte rogi i całe pole operacyjne gazą i przepłucz sterylną solą fizjologiczną. Zadbaj o to, aby pole było wilgotne i nawadniane mniej więcej co 10 minut.
  2. Po 60 minutach usuń gazę i nawodnij pole. Upewnij się, że rogi i naczynia macicy są odpowiednio nawilżone, aby można było skutecznie usunąć klips. Delikatnie usuń każdy klips tętniaka za pomocą kleszczy. Uważaj, aby nie spowodować urazu naczynia i zachowaj integralność tkanek podczas usuwania.
  3. Dokładnie przepłukać rogi macicy i pole, uważając, aby usunąć wszelkie zabłąkane nitki gazy z worków owodniowych.

5. Wstrzykiwanie lipopolisacharydu do worków owodniowych

  1. U podstawy każdego pojedynczego worka owodniowego, tuż przed płytką łożyskową, wstrzyknij 100 μl LPS (4 μg / worek) z rozcieńczonym niebieskim barwnikiem Evana do płynu owodniowego. Użyj kleszczy, aby ustabilizować i obrócić każdy worek owodniowy do optymalnej pozycji do wstrzyknięcia. Rozcieńczony niebieski barwnik Evana jest środkiem kontrastowym, który jest pomocny w potwierdzeniu prawidłowego umieszczenia strzykawki i wstrzyknięcia.
    UWAGA: Do wstrzykiwań doowodniowych należy używać wyłącznie bardzo cienkiej strzykawki insulinowej o pojemności 0,3 ml z dołączoną igłą 8 mm 31 G. Używanie igieł o większej średnicy spowoduje przewlekłą utratę płynu owodniowego, śmierć płodu i ponowne wchłonięcie ciąży. Niewielki wyciek płynu owodniowego po wyjęciu strzykawki można złagodzić poprzez bezpośredni ucisk na worek owodniowy. Niektóre płody szczurów mogą tolerować pewien stopień małowodzie. Jednak ostra utrata płynu owodniowego w wyniku nakłucia igłami o dużej średnicy lub przypadkowego nakłucia skutkującego przewlekłym wyciekiem płynu powoduje utratę płodu, a w ciężkich przypadkach utratę sąsiednich ciąż
    2. .
  2. Przepłukać rogi macicy 3x sterylną solą fizjologiczną.

6. Zamykanie laparotomii

  1. Za pomocą kleszczy ostrożnie przywróć rogi macicy do jamy otrzewnej. Zapewniając odpowiednią przestrzeń między workami owodniowymi a nacięciem w linii środkowej, ponownie przybliż krawędzie warstwy mięśniowo-powięziowej za pomocą biegnącego szwu jedwabnego 3-0. Należy zwrócić uwagę na rozmieszczenie worków owodniowych podczas zamykania nacięcia mięśniowego. Uważaj, aby nie zszyć worka ani nie przechodzić przez niego.
  2. Ponownie przybliż warstwę skóry, używając biegnącego szwu jedwabnego 3-0, zamykając warstwę skóry.
    UWAGA: Laparotomia powinna być zamknięta w dwóch warstwach ciągłych szwów, aby umożliwić rozszerzanie się skóry i mięśni wraz z rosnącą ciążą. Szwy ciągłe pozwalają na równomierne rozłożenie napięcia rany. Przerwane szwy są mniej pożądane, ponieważ wiele węzłów jest drażniących i może być łatwo przeżute przez szczura po powrocie do zdrowia po znieczuleniu. Zszywki chirurgiczne nie są pożądane. Ogony węzłów chirurgicznych powinny być bardzo krótkie (<3 mm).
  3. Wstrzyknąć 1 ml 0,125% bupiwakainy podskórnie wokół brzegów rany za pomocą igły 26 G. Należy podać jedną dawkę 0,1 mg/kg buprenorfiny podskórnie na kark.
  4. W razie potrzeby wyłącz izofluran i osusz szczura ręcznikiem. Umieść w czystej klatce domowej i monitoruj powrót do zdrowia po znieczuleniu. Upewnij się, że szczur nie wpadnie w hipotermię.

7. Rekonwalescencja i opieka pooperacyjna

  1. Monitoruj szczura co 8-12 godzin przez 72 godziny, a następnie codziennie, aż do narodzin szczeniąt (około E22 lub E23). Podać dodatkowe dawki buprenorfiny co 8-12 godz./72 godz. lub PRN zgodnie z zaleceniami IACUC.
  2. Monitoruj szczury pod kątem oznak bólu, dyskomfortu, krwawienia z pochwy lub krwawienia z miejsca operacji. Sprawdź szwy i nacięcie i uważaj, aby szczur nie żuł ani nie zdejmował przedwcześnie szwów. Chociaż wyjątkowo rzadko, szczury, które naruszają szwy, są narażone na rozejście się rany.
    UWAGA: Czasami szczury mogą spożywać nadmierne ilości ściółki lub produktów nieżywnościowych, określanych jako pica, jako efekt uboczny podawania buprenorfiny. Chociaż bardzo rzadko, szczury muszą być monitorowane pod kątem pica i potencjalnej późniejszej niedrożności jelit.

8. Przetwarzanie tkanek i kriosekcja

  1. Aby przygotować się do barwienia mózgu po urodzeniu hematoksyliną i eozyną (H&E), należy usunąć młode z ich domowej klatki w 2 dniu po urodzeniu (P2). Za pomocą nożyczek chirurgicznych odetnij głowy szczeniętom szczurów i delikatnie usuń mózg z czaszki.
  2. Wrzuć fix brain do stożkowej probówki o pojemności 15 ml zawierającej 7 ml 4% paraformaldehydu w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Umieścić mózg w temperaturze 4 °C i utrwalić na 72 godziny.
  3. Po 72 godzinach przenieść mózgi do sterylnego roztworu PBS zawierającego 30% sacharozy (w/v) i powrócić do temperatury 4 °C.
    UWAGA: Gdy mózgi wpadną do roztworu sacharozy, są gotowe do podzielenia na kriostat.
  4. Szybko zamroź mózgi i zamontuj je na tłuczku kriostatu w celu pobrania zamrożonych odcinków korony. Wytnij zamrożone odcinki koronalne o grubości 20 μm i zamontuj na szkiełkach. Upewnij się, że sekcje są zbierane szeregowo.
  5. Pozostaw szkiełka do wyschnięcia w temperaturze pokojowej przez noc. Szkiełka należy przechowywać w temperaturze -20 °C.

9. Barwienie hematoksyliny i eozyny

  1. Weź zamrożone sekcje montowane na szkiełku i ogrzej do temperatury pokojowej.
    UWAGA: Przygotuj wszystkie roztwory na świeżo.
  2. Umieść szkiełka na podgrzewaczu do szkiełek ustawionym na 50 °C na 2 godziny.
  3. Przenieś szkiełka do stojaka do barwienia. Zanurz szkiełka 10x w podwójnie destylowanej wodzie dejonizowanej (ddH2O).
  4. Inkubuj szkiełka w 100% hematoksylinie przez 5 minut. Czas w hematoksylinie można zoptymalizować w zależności od stopnia fioletowego zabarwienia.
  5. Zanurz szkiełka 4x w kranie H2O i odstaw w czystym kranie H2O na 1 minutę.
  6. Szkiełka zanurzeniowe 15x w kwaśnym alkoholu (250 ml 70% etanolu + 1 ml stężonego kwasu solnego).
  7. Zanurz szkiełka 4x w kranie H2O i odstaw w czystym kranie H2O na 1 minutę.
  8. Inkubować w 1% węglanie litu przez 2 minuty.
  9. Zanurz szkiełka 4x w kranie H2O i odstaw w czystym kranie H2O na 1 minutę.
  10. Inkubować w 95% etanolu przez 1 min.
  11. Zjeżdżalnie zanurzeniowe 7x w 100% Eozynie. Liczba zanurzeń w Eozynie może być modyfikowana w zależności od stopnia zabarwienia na różowo.
  12. Ślizgi zanurzeniowe 5x w 95% etanolu.
  13. Zanurz szkiełko 5x w świeżej zmianie 95% etanolu.
  14. Inkubować szkiełka w 100% etanolu przez 1 min.
  15. Inkubować szkiełka w świeżej zmianie 100% etanolu przez 1 minutę.
  16. Inkubować szkiełka w 100% ksylenie przez 15 min.
    UWAGA: Stopnie ksylenowe i szkiełka nakrywkowe powinny występować w dygestorium.
  17. Inkubować szkiełka w świeżych zmianach ksylenu przez 15 minut.
  18. Szkiełko nakrywkowe z Permount i pozostawić do wyschnięcia w dygestorium.
  19. Szkiełka obrazowe z mikroskopem świetlnym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po zastosowaniu TSHI+LPS w dniu E18, barwienie hematoksyliną i eozyną ujawnia istotne nieprawidłowości histopatologiczne zarówno w łożysku (Rysunek 1), jak i w mózgu (Rysunek 2). Łożyska badane w dniach E19 i E21 są makroskopowo obrzęknięte z mikrokrwawieniami oraz martwicą w obrębie błony podstawnej i labiryntu. Zaobserwowano również znaczący naciek zapalny i zwiększone unaczynienie. Mózgi badane w dniu P2 wykazują wentrykulomegalię, a także utratę neuronów istoty białej i subplate w po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Encefalopatia wcześniaków jest trudna do modelowania u zwierząt ze względu na złożoną interakcję etiologii, neurorozwojowy przebieg w czasie, zawiłość tworzenia się sieci mózgowej człowieka, nakładające się na siebie mechanizmy uszkodzenia oraz różnorodne fenotypy urazów OUN objawiających się u wcześniaków. EoP jest związany ze specyficznymi podatnościami typu komórki (tj. niedojrzałymi oligodendrocytami)21, a także z różnymi szlakami regulowanymi rozwojowo (tj. podpłytkami, transporterami bł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy są wdzięczni Danowi Firlowi, Chrisowi Corbettowi i Jesse Densonowi, PhD. Finansowanie zostało zapewnione przez NIH NINDS R01 NS060765 SR, P30 CoBRE Pilot Program dla LJ i Child Health Signature Program dla LJ na Uniwersytecie Nowego Meksyku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Roztwór soli fizjologicznej, 0,9%SigmaS8776
LPS 011B4SigmaL2630
Evan's Blue DyeSigmaE2129
Rękawice chirurgiczneBiogel40870
Ręczniki do sal operacyjnychCardinal Health287000-008Sterylne
podkładki do przygotowywania alkoholu PDIFisherbrand06-669-62
Akumulatorowe maszynki do strzyżenia Mini ArcoKent Scientific Corp.CL8787
Peeling chirurgiczny BetadinePurdue Products L.P.67618-151-17
Smar do oczuRefresh Lacri Lube00023-0312
kleszczeNożyczki RobozRS-8100
NożyczkiRobozRS-6808
Nożyczki chirurgiczneRobozRS-5880
FST14002-16
StrzykawkaBD3096281 ml
IgłaBD30512225G 5/8
IgłaBD30512830G 1
Aplikatory z bawełnianą końcówkąFisherbrand23-400-114Mała, 6-calowa sterylna
bawełniana gąbka z gazyFisherbrand22-362-178
Uchwyty na igłyKent Korpus NaukowyINS600109
Klipsy do naczyńScientific Corp.INS60012030G Ciśnieniowe
3-0 Jedwabne szwy do rąk PermaEthicon1684Gpleciony, 3-0 (2 metryczne), 18", niewchłanialny,  PS-1 Igła 24 mm, koło 3/8
Strzykawki do insulinyBD3284380,3 cm³ 3 mm 31G
Pentobarbital
Buprenorfina
Bupiwakaina
Izofluran
Węglan lituAcros Chemicals554-13-2
Superfrost Plus Szkiełka mikroskopoweVWR48311-703
HematoksylinaLeica3801521Surgipath Gill II Hematoksylina
EozynaLeica3801601Surgipath Eozyna
KsylenyFisherbrandX3S-4Klasa histologiczna
PermountFisherbrandSP15-100
Szkło nakrywkoweFisherbrand12-548-5PSzkło nakrywkowe Fisher Finest Premium
chirurgiczne 12,5 CM STR Kent

Bibliografia

  1. Blencowe, H., et al. Preterm birth associated neurodevelopmental impairment estimates at regional and global levels for 2010. Pediatr Res. 74, Suppl 1. 17-34 (2013).
  2. Mwaniki, M. K., Atieno, M., Lawn, J. E., Newton, C. R. Long term neurodevelopmental outcomes after intrauterine and neonatal insults a systematic review. Lancet. 379, 445-452 (2012).
  3. Dammann, O., Leviton, A. Intermittent or sustained systemic inflammation and the preterm brain. Pediatr Res. 75, 376-380 (2014).
  4. Leviton, A., et al. Microbiologic and histologic characteristics of the extremely preterm infant's placenta predict white matter damage and later cerebral palsy. the ELGAN study Pediatr Res. 67, 95-101 (2010).
  5. Redline, R. W. Inflammatory responses in the placenta and umbilical cord. Semin Fetal Neonatal Med. 11, 296-301 (2006).
  6. Lee, J., et al. Chronic chorioamnionitis is the most common placental lesion in late preterm birth. Placenta. 34, 681-689 (2013).
  7. Lee, S. M., et al. Acute histologic chorioamnionitis is a risk factor for adverse neonatal outcome in late preterm birth after preterm premature rupture of membranes. PloS one. 8, e79941(2013).
  8. Pappas, A., et al. Chorioamnionitis and early childhood outcomes among extremely low gestational age neonates. JAMA Peds. 168, 137-147 (2014).
  9. Gaillard, R., Arends, L. R., Steegers, E. A., Hofman, A., Jaddoe, V. W. Second and third trimester placental hemodynamics and the risks of pregnancy complications the Generation R Study. Am J Epidemiol. 177, 743-754 (2013).
  10. Trivedi, S., et al. Fetal placental inflammation but not adrenal activation is associated with extreme preterm delivery. Am J Obstet Gynecol. 206, 236(2012).
  11. Yanowitz, T. D., et al. Hemodynamic disturbances in premature infants born after chorioamnionitis association with cord blood cytokine concentrations. Pediatr Res. 51, 310-316 (2002).
  12. Jantzie, L. L., Corbett, C. J., Firl, D. J., Robinson, S. Postnatal Erythropoietin Mitigates Impaired Cerebral Cortical Development Following Subplate Loss from Prenatal Hypoxia Ischemia. Cereb Cortex. , (2014).
  13. Jantzie, L. L., et al. Erythropoietin attenuates loss of potassium chloride co transporters following prenatal brain injury. Mol Cell Neurosci. 61, 152-162 (2014).
  14. Jantzie, L. L., Miller, R. H., Robinson, S. Erythropoietin signaling promotes oligodendrocyte development following prenatal systemic hypoxic ischemic brain injury. Pediatric Res. 74, 658-667 (2013).
  15. Mazur, M., Miller, R. H., Robinson, S. Postnatal erythropoietin treatment mitigates neural cell loss after systemic prenatal hypoxic ischemic injury. J Neurosurg Peds. 6, 206-221 (2010).
  16. Robinson, S., et al. Developmental changes induced by graded prenatal systemic hypoxic ischemic insults in rats. Neurobiol Dis. 18, 568-581 (2005).
  17. Delcour, M., et al. Neuroanatomical sensorimotor and cognitive deficits in adult rats with white matter injury following prenatal ischemia. Brain Pathol. 22, 1-16 (2012).
  18. Delcour, M., et al. Impact of prenatal ischemia on behavior cognitive abilities and neuroanatomy in adult rats with white matter damage. Behav Brain Res. 232, 233-244 (2012).
  19. Delcour, M., et al. Mild musculoskeletal and locomotor alterations in adult rats with white matter injury following prenatal ischemia. Intl J Devel Neurosci. 29, 593-607 (2011).
  20. Jantzie, L. L., et al. Complex pattern of interaction between in utero hypoxia ischemia and intra amniotic inflammation disrupts brain development and motor function. J Neuroinflam. 11, 131(2014).
  21. Back, S., et al. Selective vulnerability of late oligodendrocyte progenitors to hypoxia ischemia. J Neurosci. 22, 455-463 (2002).
  22. Jantzie, L. L., et al. Developmental Expression of N Methyl d Aspartate (NMDA) Receptor Subunits in Human White and Gray Matter Potential Mechanism of Increased Vulnerability in the Immature Brain. Cereb Cortex. 25, 482-495 (2015).
  23. Jantzie, L. L., Robinson, S. Preclinical Models of Encephalopathy of Prematurity. Devel Neurosci. , (2015).
  24. Workman, A. D., Charvet, C. J., Clancy, B., Darlington, R. B., Finlay, B. L. Modeling transformations of neurodevelopmental sequences across mammalian species. J Neurosci. 33, 7368-7383 (2013).
  25. Herlenius, E., Lagercrantz, H. Development of neurotransmitter systems during critical periods. Exper Neurol. 190, S8-S21 (2004).
  26. Kelsom, C., Lu, W. Development and specification of GABAergic cortical interneurons. Cell Biosci. 3, 19(2013).
  27. Kinney, H., Back, S. Human oligodendroglial development Relationship to periventricualr leukomalacia. Semin Pediatr Neuro. 5, 180-189 (1998).
  28. Robinson, S., Li, Q., DeChant, A., Cohen, M. Neonatal loss of gamma amino butyric acid pathway expression after human perinatal brain injury. J Neurosurg Peds. 104, 396-408 (2006).
  29. Xu, G., et al. Late development of the GABAergic system in the human cerebral cortex and white matter. J Neuropathol Exp Neurol. 70, 841-858 (2011).
  30. Segovia, K. N., et al. Arrested oligodendrocyte lineage maturation in chronic perinatal white matter injury. Ann Neurol. 63, 520-530 (2008).
  31. Robinson, S., Li, Q., Dechant, A., Cohen, M. L. Neonatal loss of gamma aminobutyric acid pathway expression after human perinatal brain injury. J Neurosurg. 104, 396-408 (2006).
  32. Boksa, P. Effects of prenatal infection on brain development and behavior a review of findings from animal models. Brain Behav Immun. 24, 881-897 (2010).
  33. Burd, I., Brown, A., Gonzalez, J. M., Chai, J., Elovitz, M. A. A mouse model of term chorioamnionitis unraveling causes of adverse neurological outcomes. Repro Sci. 18, 900-907 (2011).
  34. Bergeron, J. D., et al. White matter injury and autistic like behavior predominantly affecting male rat offspring exposed to group B streptococcal maternal inflammation. Devel Neurosci. 35, 504-515 (2013).
  35. Uchida, K., et al. Effects of Ureaplasma parvum lipoprotein multiple banded antigen on pregnancy outcome in mice. J Reprod Immunol. 100, 118-127 Forthcoming.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Zator tętnicy macicznejprzejściowa systemowa hipoksja i niedokrwienieniedoperfuzja łożyskamodel chorioamnionitisszczury Sprague Dawley18. dzień embrionalnymodel uszkodzenia mózgu
Modelowanie encefalopatii wcześniaków za pomocą prenatalnej hipoksji-niedokrwienia lipopolisacharydem wewnątrzowodniowym u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.