Wpływ genów i środowiska na przestrzeń społeczną Drosophila melanogaster można określić ilościowo za pomocą potężnego, ale prostego paradygmatu analitycznego. Pokazujemy tutaj różne czynniki, które mogą wpływać na tę przestrzeń społeczną, a zatem muszą być brane pod uwagę przy projektowaniu eksperymentów w tym paradygmacie.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Warunki wpływające na przestrzeń społeczną u Drosophila melanogaster
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Opisany tutaj test przestrzeni społecznej może być użyty do ilościowego określenia interakcji społecznych Drosophila melanogaster - lub innych małych owadów - w prosty sposób. Jak już wcześniej wykazaliśmy 1, w dwuwymiarowej komorze najpierw zmuszamy muchy do utworzenia zwartej grupy, a następnie pozwalamy im przyjąć preferowaną odległość od siebie. Po tym, jak muchy się usiądą, mierzymy odległość do najbliższego sąsiada (lub przestrzeni społecznej), przetwarzając statyczny obraz za pomocą darmowego oprogramowania online (ImageJ). Analiza odległości od najbliższego sąsiada pozwala naukowcom określić wpływ czynników genetycznych i środowiskowych na interakcje społeczne, jednocześnie kontrolując potencjalne czynniki zakłócające. Różne czynniki, takie jak zdolność wspinania się, pora dnia, płeć i liczba much, mogą modyfikować odstępy społeczne much. W związku z tym proponujemy serię eksperymentalnych kontroli w celu złagodzenia tych zakłócających efektów. Ten test może być używany do co najmniej dwóch celów. Po pierwsze, naukowcy mogą określić, w jaki sposób ich ulubiona zmiana środowiskowa (taka jak izolacja, temperatura, stres lub toksyny) wpłynie na odstępy społeczne 1,2. Po drugie, badacze mogą przeanalizować genetyczne i neuronalne podstawy tej podstawowej formy zachowań społecznych 1,3. W szczególności użyliśmy go jako narzędzia diagnostycznego do badania roli genów ortologicznych, które uważa się za zaangażowane w zachowania społeczne w innych organizmach, takich jak geny kandydujące na autyzm u ludzi 4.
Wprowadzenie
Interakcje społeczne są kluczowe dla prawidłowego rozwoju i zdrowia jednostek w grupie jako całości, i można je zaobserwować u wielu gatunków, od ludzi (Homo sapiens) po prostsze organizmy, takie jak muszki owocowe (Drosophila melanogaster) 5,6. Indywidualna muszka owocowa lub człowiek mają wspólne sposoby przetwarzania informacji sensorycznych podczas tych interakcji, niezależnie od tego, czy są to interakcje słuchowe, wzrokowe, węchowe, dotykowe czy gustation. My i inni stawiamy hipotezę, że istnieje potencjalnie wspólne obwody nerwowe leżące u podstaw reakcji behawioralnych na interakcje społeczne i że zaangażowane komórki neuronalne i geny mogą być ewolucyjnie konserwatywne. Gdy dojdzie do początkowej interakcji, przestrzeń społeczna między wchodzącymi w interakcję osobnikami albo wzrośnie (unikanie społeczne 8), albo zmniejszy się (tworzenie grupy/agregacja 5). Mogą wtedy mieć miejsce bardziej skomplikowane interakcje, takie jak agresja lub zaloty.
Ani wyrafinowane narzędzia i metody, ani duże inwestycje w czas i trening nie są wymagane do ilościowego określenia tej prostej formy zachowania społecznego, co czyni ją potężnym narzędziem analitycznym. W tym miejscu wyjaśniamy prosty protokół, który określa ilościowo odległość między muchami lub przestrzeń społeczną w celu oceny interakcji społecznych w stabilnych grupach Drosophila melanogaster, zgodnie z zastosowaniem w następujących badaniach 1-4,9. Przestrzeń społeczna odnosi się do miary odległości między muchą a jej najbliższym sąsiadem 10. Przestrzeń społeczna jest spójna dla danej populacji D. melanogaster, gdy zachowane są warunki eksperymentalne (średnio w przybliżeniu w granicach 1-2 długości ciała) i zmienia się w odniesieniu do społecznego doświadczenia much, zwiększając się, jeśli osobnik był trzymany w izolacji1. Prawidłowe widzenie jest niezbędne do zachowania normalnego dystansu społecznego, ale nie klasyczne zapachy lub percepcja cVA 1. Pomiar przestrzeni społecznej może być zatem wykorzystany jako narzędzie diagnostyczne do analizy interakcji społecznych i ilościowego określenia zachowań społecznych u D. melanogaster 1. Opisujemy tutaj szczegółowo, jak przeprowadzić tę kwantyfikację i w jakim stopniu powszechne zmienne eksperymentalne wpływają na to zachowanie.
Pokazujemy, że orientacja komory, w której przeprowadzany jest test, jak również liczba much - do pewnego stopnia — wpływają na przestrzeń społeczną. Wcześniej wykazano, że geometria komory wpływa na spontaniczny ruch eksploracyjny much 11,12, a zjawisko to może ostatecznie wpłynąć na miejsce, w którym zdecydują się osiedlić. Jednak tak długo, jak gęstość much (mucha / cm2) i orientacja komory są takie same, przestrzeń społeczna much również pozostaje stała. Solidność tego testu ilustruje fakt, że niezależne laboratoria korzystające z różnych rozmiarów, kształtów i orientacji komór mogą powtórzyć wynik wyświetlany przez mutanty genu bieli (wpływającego na pigmentację oka), który jest zwiększoną przestrzenią społeczną (trójkąt pionowy lub koło poziome w 1, kwadrat poziomy z przepływem powietrza w 3).
Nasze wyniki wskazują również, że utrzymanie czasu, w którym przeprowadzany jest eksperyment z przestrzenią społeczną, jest kluczowe dla spójności wyników, ponieważ pokazujemy, że mężczyźni, ale nie kobiety, są bardziej od siebie oddaleni wieczorami. Jednak różnice obserwowane między godzinami dziennymi i wieczornymi nie wynikają z różnic w aktywności much i omawiamy argumenty wskazujące, że poziom aktywności nie jest skorelowany z przestrzenią społeczną.
Na koniec, istnieją genetyczne podstawy do określania przestrzeni społecznej, na co wskazuje opisany już biały mutant 1,3, oraz różnice między różnymi wsobnymi i dziko schwytanymi szczepami much, które tutaj prezentujemy.
Dlatego ten test stanowi doskonałe narzędzie do badania wpływu czynników genetycznych i środowiskowych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Sprzęt i odczynniki stworzone we własnym zakresie (zobacz listę materiałów dla innych)
- Przygotuj aparat do znieczulenia zimnem Drosophila, jak opisano wcześniej 8.
- Przygotuj aspirator much, jak opisano wcześniej 13.
- Przygotuj pomieszczenia socjalne, komory i uchwyty.
- Zamów lub wykonaj tafle szkła i przekładki akrylowe do stworzenia komór przestrzeni socjalnych. Każda komora przestrzeni socjalnej składa się z dwóch kwadratowych tafli szkła (17,6 cm na 17,6 cm, o grubości 0,3 cm), dwóch prostokątnych przekładek akrylowych (o wysokości 16,5 cm, podstawie 8,9 cm, o grubości 0,3 cm) oraz dwóch prostokątnych przestrzeni (9 cm na 1,5 cm i grubości 0,3 cm) (Rysunek 1A).
- Zamontuj szklano-akrylową komorę przestrzeni socjalnej w taki sposób, aby była identyczna z komorą na rysunku 1B. Aby to zrobić, zacznij od umieszczenia jednej trójkątnej przekładki płasko na jednej kwadratowej tafli szkła, tak aby kąt prosty trójkątnej przekładki był wyrównany z jednym z rogów kwadratowej szyby. Następnie umieść drugą trójkątną przekładkę płasko na kwadratowej szybie, odzwierciedlając pierwszą trójkątną przekładkę.
UWAGA: Upewnij się, że nosisz rękawiczki, aby nie zanieczyścić elementów olejkami i zapachami z rąk. - Umieść dwie małe prostokątne przekładki płasko na górze kwadratowej szyby, wzdłuż boku szyby, która nie jest zakryta. Akrylowe przekładki na górze kwadratowej płaszczyzny powinny teraz tworzyć trójkątną arenę.
- Umieść drugą kwadratową taflę szkła na akrylowych przekładkach tak, aby była wyrównana nad oryginalną taflą szkła poniżej.
- Użyj czterech spinaczy do segregatorów, aby zabezpieczyć ze sobą szyby i przekładki, tworząc komorę przestrzeni socjalnej. Umieść jeden klips w pobliżu rogu, nad dłuższym bokiem każdej z trójkątnych przekładek, zabezpieczając je wewnątrz tafli szkła. Po tych samych stronach umieść klips w sąsiednim rogu, nad każdą z prostokątnych przekładek, zabezpieczając je wewnątrz tafli szkła.
- Zamontuj stojak podporowy i kolbę clamp tak, aby zacisk utrzymywał komorę przestrzeni socjalnej w pozycji pionowej, ponieważ komora przestrzeni socjalnej spoczywa na swojej krawędzi na powierzchni roboczej.
- Dla każdego powtórzenia eksperymentu zmontuj komorę przestrzeni społecznej i stojak podtrzymujący.
- Przygotować aparaturę do reagowania na test wspinaczkowy w celu sprawdzenia zdolności badanych much do wspinania się.
- Użyć aparatury przeciwprądowej, jak opisano wcześniej w 14,15.
- Zapewnij jednorodne warunki oświetleniowe, wykonując eksperyment na powierzchni roboczej pokrytej białym pokrowcem na ławkę i na białym tle.
2. Przygotowanie much przed eksperymentem
- Trzymaj muchy w butelkach zawierających standardowy pokarm dla much Drosophila. Przechowywać je w komorze inkubacyjnej w temperaturze 25 °C w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność.
- Na jeden do dwóch dni przed eksperymentem zbierz i uprawiaj seks muchy w zimnym znieczuleniu, jak opisano wcześniej 8.
- Schłodzić zimny aparat anestezjologiczny w temperaturze -4 °C. Umieścić muchy w plastikowych probówkach o pojemności 50 ml. Całkowicie zanurz plastikowe rurki zawierające muchy w lodzie w izolowanym pojemniku na lód, odczekaj co najmniej 5 minut, aż muchy staną się nieruchome.
- Umieść muchy na polietylenowym arkuszu aparatu do znieczulania na zimno. W RT użyj mikroskopu stereoskopowego, aby oddzielić samców od samic. Utrzymywać muchy, w grupach, w fiolkach zawierających standardowy pokarm dla much Drosophila, nie przekraczając 40 much na fiolkę.
- Dwie godziny przed rozpoczęciem eksperymentu upewnij się, że temperatura w pomieszczeniu, w którym zostanie przeprowadzony eksperyment, wynosi 24–25 °C, a wilgotność około 50%.
- Przenieś muchy do nowych fiolek zawierających pokarm i umieść je na 2 godziny na powierzchni roboczej, na której zostanie przeprowadzony eksperyment.
UWAGA: W tych eksperymentach użyto szczepów much Drosophila melanogaster: Canton-Special lub Canton-S (CS), w1118Cs10 (lub W - w1118 skrzyżowane 10 razy z Canton-S), muchy z Oregonu i Samarkandy pochodziły z naszych stad laboratoryjnych 16; Muchy Elwood zostały zebrane jesienią 2011 roku w dzielnicy Elwood w Huntington, na Long Island, Nowy Jork, USA 8. Z wyjątkiem przypadków, w których określono inaczej, przedstawione wyniki uzyskano na muchach Canton-S (w odcieniach czerwieni).
3. Przeprowadzanie eksperymentu
- Wykonaj eksperyment między godziną 12:00 a 15:00 (czas Zeitgeber - czas w godzinach po nadejściu światła - ZT od 4 do 7).
- Przygotuj komorę przestrzeni socjalnej do przenoszenia much.
- Umieść komorę przestrzeni społecznej płasko na powierzchni roboczej, tak aby strona zawierająca prostokątne przekładki znajdowała się najbliżej twojego ciała.
- Usuń jeden klips znajdujący się najbliżej ciała i przesuń jedną prostokątną przekładkę na zewnątrz, tworząc odstęp około 1 cm między prostokątnymi przekładkami.
- Za pomocą taśmy i markera oznacz komorę przestrzeni społecznej w górnym rogu płcią, szczepem i liczbą powtórzeń. Uważaj, aby taśma nie zakrywała części wewnętrznej trójkątnej areny.
- Przenieś muchy do komory przestrzeni społecznej.
- Przenieść muchy z fiolki zawierającej pokarm do nowej, pustej fiolki. Odessaj muchy z pustej fiolki i przenieś je do komory przestrzeni społecznej.
- Zrób wdech, aby wciągnąć muchy do końcówki aspiratora. Umieść końcówkę w 1 cm szczelinie między prostokątnymi przekładkami komory przestrzeni społecznej i wydychaj powietrze ze stałą prędkością, aby wepchnąć muchy do wewnętrznej trójkątnej areny.
- Natychmiast wsuń prostokątną przekładkę z powrotem na miejsce, zamykając podstawę wewnętrznej trójkątnej areny i ponownie umieść klips do segregatora.
- Przenieść muchy z fiolki zawierającej pokarm do nowej, pustej fiolki. Odessaj muchy z pustej fiolki i przenieś je do komory przestrzeni społecznej.
- Na podkładce do ubijania, która znajduje się na innym stole niż ten, na którym odbywa się praca eksperymentalna, trzymaj komorę przestrzeni społecznej pionowo tak, aby prostokątne przekładki znajdowały się na spodniej stronie. Uderz trzy razy, aby upewnić się, że wszystkie muchy spadły na dno areny.
UWAGA: Ze względu na akrylową przekładkę wystającą z najmniejszego rozmiaru komory (Rysunek 1D), uderzaj łokciami w powierzchnię roboczą, utrzymując bezpieczny uchwyt urządzenia, aby upewnić się, że muchy spadły na dno. - Uruchom minutnik.
- Umieść komorę przestrzeni socjalnej na powierzchni roboczej i użyj stojaka nośnego i kolby clamp, aby utrzymać ją w pozycji pionowej. Umieść linijkę lub naklejkę o znanej długości płasko na komnacie przestrzeni społecznej, ale nie zakrywając żadnej części wewnętrznej trójkątnej areny.
- W przypadku eksperymentów ustawionych poziomo, nie umieszczaj komory przestrzeni społecznej na stojaku nośnym; zamiast tego połóż komorę przestrzeni społecznej płasko na powierzchni roboczej.
- Gdy muchy już się usiądą, zwykle po około 30 minutach, zrób zdjęcie komory przestrzeni społecznej. Upewnij się, że ramka zawiera całą wewnętrzną trójkątną arenę, linijkę i etykietę.
- Powtórzyć eksperyment dla każdego genotypu i stanu (najlepiej 3 wewnętrzne powtórzenia i 3 niezależne powtórzenia).
4. Analiza danych z przestrzeni społecznej
- Zaimportuj następujące makra do ImageJ 17
- ImageJ jest dostępny tutaj: http://rsbweb.nih.gov/ij/.
- Możesz utworzyć polecenie "Zmierz odległości" w menu Wtyczki, zapisując poniższe makra w pliku o nazwie "Measure_Distances.txt" w folderze ImageJ/plugins, w podfolderze makr i używając polecenia Help>Update Menus".
- Skopiuj do pliku .txt makra, które są zawarte w danych uzupełniających i zostały pierwotnie opublikowane w 3.
- Prześlij zdjęcia do komputera i otwórz jedno zdjęcie za pomocą narzędzia ImageJ.
- Utwórz skalę, rysując linię od znaczników od 0 cm do 1 cm na linijce na obrazie, a następnie na karcie Analizuj wybierz funkcję Ustaw skalę, aby ustawić skalę 1 cm dla tej odległości (to samo podejście dla naklejki o znanej długości). Wybierz opcję Globalne przed zastosowaniem skali do obrazu.
- Przytnij obraz za pomocą funkcji Przytnij na karcie Obraz w taki sposób, aby zawierał wszystkie muchy, usuwając jak najwięcej pozostałej części obrazu.
- Ustaw obraz jako czarno-biały, wybierając opcję 8-bitowy z opcji Typ na karcie Obraz.
- Usuń wszystkie szumy tła z obrazu, przechodząc do funkcji Próg w opcji Dostosuj na karcie Obraz. Przeciągnij suwaki, aby zwiększyć lub usunąć kontrast, tak aby ciało każdej muchy było wyraźnie widoczne bez żadnych innych oznaczeń na obrazie. Jeśli są oznaczenia, które nie są muchami, uchwyć je prostokątnym narzędziem i usuń.
- Ustaw pomiary za pomocą narzędzia Ustawianie miar na karcie Analiza. Wybierz opcję Powierzchnia, Środek masy, Środek ciężkości i Wyświetlaj etykietę. Następnie wybierz funkcję Analizuj cząstki na karcie Analizuj, aby utworzyć numerowaną listę wszystkich czarnych plam reprezentujących muchy.
- W przypadku korzystania z opcji Analizuj cząsteczki; ustaw rozmiar 0,01-0,1 (NIE wybieraj jednostki pikseli); okrągłość 0,00-1,00; pokaż kontury; wyświetl wyniki i dodaj do menedżera.
- Upewnij się, że każda plamka (każda cząstka) jest dokładnym odwzorowaniem much, które znajdują się na oryginalnym obrazie, porównując listę numerowaną z oryginalnym obrazem.
UWAGA: Jeśli niektóre muchy, które są bardzo blisko siebie, są liczone jako jedna cząstka, ręcznie narysuj białą linię, aby oddzielić dwie muchy na obrazie binarnym.
- Gdy lista jest zaznaczona, użyj makra Najbliższy sąsiad — Lista odległości pod drugą opcją Makra na karcie Wtyczki, aby utworzyć nową listę zawierającą odległości w cm od każdej muchy do najbliższego sąsiada.
- Skopiuj odległości najbliższego sąsiada od ImageJ i wklej go do kolumny programu arkusza kalkulacyjnego.
- Skompiluj wszystkie dane z każdego powtórzenia w tym samym arkuszu kalkulacyjnym i uporządkuj je według genotypu i stanu.
- Wykonuj analizę danych za pomocą oprogramowania statystycznego. W tym eksperymencie Graph Pad Prism (wersja 6 dla MacOSX, GraphPad Software, San Diego, Kalifornia, USA, www.graphpad.com) został użyty do przeprowadzenia jednokierunkowych testów ANOVA, testów Kruskala-Wallisa, testów Post-Hoc Tukeya i Dunneta.
- Rozkład odległości jest zgodny z rozkładem nieparametrycznym 1, a dane są reprezentowane jako wąsy prostokątne i Tukeya (w celu wyeliminowania wartości odstających).
5. Test wspinaczkowy (zachowanie kontrolne)
- Użyj testu wspinaczkowego jako kontroli, aby przetestować zdolność wznoszenia się much 14,15,18.
- Aparaturę przeciwprądową należy stosować w taki sposób, aby można było przeprowadzić równolegle trzy próby.
- Przenieś od 50 do 100 naiwnych much (much, które nie były wcześniej testowane) do trzech różnych fiolek testowych i zatrzaskuj je w 1, 3i ostatniej szczelinie na dnie aparatu przeciwprądowego, ze świeżymi pustymi fiolkami w przeciwnych miejscach.
- Umieścić świeże, puste fiolki w pustych szczelinach na dnie aparatu.
- Postukaj w aparaturę trzy razy, tak aby wszystkie muchy znalazły się na dnie każdej rurki, aby rozpocząć eksperyment.
- Uruchom stoper na 15 sekund (czas wystarczający, aby ~100% 3-7-dniowego Canton-S dotarło do górnej fiolki - patrz rysunek 3F).
- Przesunąć górną część aparatu przeciwprądowego, aby przesunąć górne fiolki o jedną szczelinę.
- Zbieraj muchy, stukając w aparat w dół, aby sprowadzić wszystkie muchy do dolnych fiolek.
- 1. i 2. probówka (lub 3. i 4., 5. i 6. rurka) odpowiadają odpowiednio muchom, które nie sięgnęły do góry i muchom, które dotarły do górnej fiolki.
- Oblicz wskaźnik wydajności (PI).
- Policz liczbę much w każdej fiolce.
- PI to procent much, które są w stanie wspiąć się na górną rurę.
- Średnie liczby pionowej są zgodne z rozkładem normalnym1, a dane są przedstawiane jako wykresy kolumnowe średniej plus minus błąd standardowy do średniej (SEM).
UWAGA: Alternatywnie, PI można obliczyć jako procent much, które są w stanie dotrzeć do górnej części dolnej fiolki (dla starszych muszek 5 sekund to czas wystarczający do ilościowego określenia różnicy w zdolności wspinania się między zakażonym i niezakażonym 12-dniowym Canton-S określonym ilościowo na nieruchomym zdjęciu: patrz wyniki). Inni wykorzystali różne miary wydajności w negatywnych geotaksjach wywołanych przez zaskoczenie, które są również odpowiednie do ilościowego określenia zdolności wspinaczkowej 19-22.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Komora przestrzeni społecznej może być wykorzystana jako narzędzie do ilościowego określania zachowań społecznych Drosophila melanogaster. Akrylowe odstępniki i szklane tafle są ze sobą spinane, tworząc wewnętrzną trójkątną arenę, która zapewnia dwuwymiarowy obszar, w którym muchy mogą tworzyć stabilne grupy bez obecności wielu potencjalnie zakłócających czynników. Gdy muchy zostaną przeniesione do pionowej areny, zostają one przestraszone poprzez lekkie uderzenie w dół, na co reagują zachowaniem ucieczkowym: ne...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W protokole tym opisano szczegółową procedurę kwantyfikacji przestrzeni społecznej. Niektóre kluczowe kroki, aby upewnić się, że eksperyment się powiedzie, to: 1) zawsze używaj rękawiczek podczas czyszczenia i ustawiania aparatu, aby utrzymać własne olejki i zapachy z dala od wewnętrznej komory aparatu, 2) upewnij się, że muchy zostały zebrane co najmniej jeden dzień przed eksperymentem, aby zmniejszyć potencjalne skutki zimnego znieczulenia, 3) 2 godziny przed eksperymentem dostarcz nowe fiolki zawierające świeże jedzen...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować dr Tadmiri Venkatesh za jego zachętę do przygotowania tego manuskryptu, Dova Brenman i Selwyn Chui za ich konstruktywne komentarze, Elyssa Burg i Wayne Rasband za zaprojektowanie makra w ImageJ dla wszystkich odległości między przelotami i dla odległości najbliższego sąsiada. Autorzy pragną również podziękować recenzentom za konstruktywne uwagi.
A.A.A, M.C.C. i A.F.S były odpowiedzialne za projektowanie badań; S.N.J., A.A.A., M.N., Z.R. i A.J.M. przeprowadzili eksperymenty. A.A.A., M.N., A.J.M. i M.C.C oraz A.F.S. przeanalizowały dane; A.R.M. i A.F.S. napisali rękopis.
Ta praca była wspierana przez nagrody badawcze PSC-CUNY, wspólnie ufundowane przez Kongres Profesjonalnego Personelu i Uniwersytet Miejski w Nowym Jorku dla A.F.S.; przez wewnętrzne finansowanie z Western University dla A.F.S.; przez stypendium z matematyki, biologii, chemii i geologii dla nauczycieli w trakcie szkolenia oraz przez stypendium Louis Stokes Alliance for Minority Participation dla A.A.A.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Mikroskop stereoskopowy z zoomem | Nikon | SMZ-645 | Każdy inny standardowy zakres do obsługi muchy będzie działał |
| Małe pędzle | do pchania much | ||
| Jazz-mix | Fisher | 33545 | każdy inny standardowy pokarm dla drosophila będzie działał |
| Mini-Alarm Timer/Stoper | |||
| Długopisy | |||
| Taśma | |||
| Średniej wielkości klipsy do segregatorów | Zszywki | do trzymania komór razem: średnie klipsy 1-1/4" (32 mm) o pojemności 5/8" małe Stojaki | |
| Tablety Karolina | 707161 | do trzymania komór w orientacji pionowej | |
| Zaciski biuretowe | Carolina | 707362 | |
| Aparat cyfrowy | Nikon | Aparat Coolpix S8000 | , aby zrobić zdjęcia |
| mała linijka | , aby móc skalować trójdzielną tablicę obrazkową | ||
| i białą okładkę | , aby zapewnić białe tło i jednorodne światło. | ||
| Podkładka do | Każda podkładka pod mysz działa. | ||
| Prism 6 | Oprogramowanie GraphPad Inc. | Prism 6 dla Mac OS X | Każde oprogramowanie do analizy statystycznej z testem t, jednokierunkowym i dwoma ANOVA będzie działać |
Bibliografia
- Simon, A. F., et al. A simple assay to study social behavior in Drosophila.: measurement of social space within a group. Genes Brain Behav. 11, 243-252 (2012).
- Kaur, K., Simon, A. F., Chauhan, V., Chauhan, A. Effect of bisphenol A on the behavior of Drosophila melanogaster. - Potential use of Drosophila as a model in the study of neurodevelopmental disorders. Behavioural Brain Research. , (2015).
- Burg, E. D., Langan, S. T., Nash, H. A. Drosophila social clustering is disrupted by anesthetics and in narrow abdomen ion channel mutants. Genes Brain Behav. 12, 338-347 (2013).
- Wise, A., et al. The autism candidate gene Neurobeachin (Rugose) mutants in Drosophila exhibit neuro-developmental disorders, aberrant synaptic properties, altered locomotion, impaired adult social behavior and activity patterns. J Neurosci. , 1-9 (2015).
- Parrish, J. K., Edelstein-Keshet, L. Complexity, pattern, and evolutionary trade-offs in animal aggregation. Science. 284, 99-101 (1999).
- Sokolowski, M. B. Social interactions in ‘‘simple’’ model systems. Neuron. 65, 780-794 (2010).
- Rittschof, C. C., Robinson, G. E. Genomics: moving behavioural ecology beyond the phenotypic gambit. Animal Behaviour. 92, 263-270 (2014).
- Fernandez, R. W., et al. Straightforward assay for quantification of social avoidance in Drosophila melanogaster. JoVE. (94), e52011(2014).
- Hahn, N., et al. Monogenic heritable autism gene neuroligin impacts Drosophila. social behaviour. Behav Brain Res. 252, 450-457 (2013).
- Mogilner, A., Edelstein-Keshet, L., Bent, L., Spiros, A. Mutual interactions, potentials, and individual distance in a social aggregation. J Math Biol. 47, 353-389 (2003).
- Liu, L., Davis, R. L., Roman, G. Exploratory activity in Drosophila requires the kurtz nonvisual arrestin. Genetics. 175, 1197-1212 (2007).
- Soibam, B., et al. Open-field arena boundary is a primary object of exploration for Drosophila. Brain Behav. 2, 97-108 (2012).
- Ejima, A., Griffith, L. C. Ch. 30. Drosophila Neurobiology - A laboratory Manual., Ch. , Cold Spring Harbor Press. 475-481 (2010).
- Benzer, S. Behavioral mutants of Drosophila melanogaster. isolated by countercurrent distribution. PNAS. 58, 1112-1119 (1967).
- Connolly, J. B., Tully, T. Drosophila: A practical approach. Roberts, D. B. 1, 2nd, IRL Press. 265-317 (1998).
- Simon, A. F., Shih, C., Mack, A., Benzer, S. Steroid control of longevity in Drosophila melanogaster. Science. 299, 1407-1410 (2003).
- Rasband, W. S. ImageJ. , US National Institutes of Health. Maryland, U.S.A. (1997).
- Simon, A. F., et al. Drosophila, vesicular monoamine transporter mutants can adapt to reduced or eliminated vesicular stores of dopamine and serotonin. Genetics. 181, 525-541 (2009).
- Barone, M. C., Bohmann, D. Assessing neurodegenerative phenotypes in Drosophila .dopaminergic neurons by climbing assays and whole brain immunostaining. JoVE. (74), e50339(2013).
- Ali, Y. O., Escala, W., Ruan, K., Zhai, R. G. Assaying locomotor, learning, and memory deficits in Drosophila. models of neurodegeneration. JoVE. , e2504(2011).
- Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. Rapid iterative negative geotaxis (RING): a new method for assessing age-related locomotor decline in Drosophila. Exp Gerontol. 40, 386-395 (2005).
- Simon, A. F., Liang, D. T., Krantz, D. E. Differential decline in behavioral performance of Drosophila melanogaster. with age. Mech Ageing Dev. 127, 647-650 (2006).
- Khalil, S., Jacobson, E., Chambers, M. C., Lazzaro, B. P. Systemic bacterial infection and immune defense phenotypes in Drosophila melanogaster. JoVE. , (2015).
- Fernandez, R. W., Akinleye, A. A., Nurilov, M., Rouzyi, Z., Simon, A. F. 54th Annual Drosophila Research Conference, Washinton D.C., , (2013).
- Suh, G. S. B., et al. A single population of olfactory sensory neurons mediates an innate avoidance behaviour in Drosophila. Nature. 431, 854-859 (2004).
- Helfrich-Förster, C. Differential control of morning and evening components in the activity rhythm of Drosophila melanogaster.--Sex-specific differences suggest a different quality of activity. J. Biol. Rhythms. 15, 135-154 (2000).
- Fujii, S., Krishnan, P., Hardin, P. E., Amrein, H. Nocturnal male sex drive in Drosophila. Curr Biol. 17, 244-251 (2007).
- Pellegrino, A. C., et al. Weather forecasting by insects: modified sexual behaviour in response to atmospheric pressure changes. PLoS One. 8, e75004(2013).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
