Method Article

Ogólna metoda oceny wpływu głębokiej stymulacji mózgu na samodzielne podawanie metamfetaminy dożylnie

DOI:

10.3791/53266

⸱

January 22nd, 2016

 ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Louisiana State University, 2Department of Pharmacology, Toxicology, and Neuroscience, Louisiana State University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł opisuje dostarczanie wewnątrzczaszkowej stymulacji elektrycznej, która jest czasowo i przestrzennie oddzielona od środowiska używania narkotyków w leczeniu uzależnienia od metamfetaminy dożylnie.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaburzenia związane z używaniem substancji, szczególnie metamfetaminy, są wyniszczającymi, nawracającymi chorobami, które w nieproporcjonalny sposób dotykają młodych ludzi. Istnieje zapotrzebowanie na nowatorskie, skuteczne i praktyczne strategie leczenia, które zostaną zweryfikowane na modelach zwierzęcych. Neuromodulacja, w tym terapia głębokiej stymulacji mózgu (DBS), odnosi się do wykorzystania energii elektrycznej do wpływania na patologiczną aktywność neuronów i okazała się obiecująca w przypadku zaburzeń psychicznych, w tym uzależnienia od narkotyków. DBS w praktyce klinicznej polega na ciągłym dostarczaniu stymulacji do struktur mózgu za pomocą wszczepialnego systemu przypominającego rozrusznik serca, który jest programowany zewnętrznie przez lekarza w celu złagodzenia objawów. Leczenie to będzie ograniczone u osób zażywających metamfetaminę ze względu na trudne sytuacje psychospołeczne. Terapie elektryczne, które mogą być wykonywane w sposób przerywany, nieinwazyjny i zdalnie od miejsca zażywania narkotyków, będą bardziej realistyczne. W artykule opisano sposób dostarczania wewnątrzczaszkowej stymulacji elektrycznej, która jest czasowo i przestrzennie oddzielona od środowiska stosowania narkotyków w leczeniu uzależnienia od metamfetaminy dożylnie. Uzależnienie od metamfetaminy rozwija się szybko u gryzoni przy użyciu instrumentalnego paradygmatu samodzielnego podawania dożylnego (IV), który obejmuje okres przedłużonego dostępu do narkotyku i wykazuje zarówno eskalację zażywania, jak i wysoką motywację do uzyskania narkotyku.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metamfetamina jest psychostymulantem, który wywołuje intensywną i długotrwałą euforię z powodu ostrego wzrostu monoamin synaptycznych, szczególnie dopaminy. Uzależnienie od metamfetaminy jest epidemicznym problemem zdrowotnym, którego liczbę użytkowników szacuje się na 34 milionach osób na całym świecie i nie ma sprawdzonego leczenia1,2. Istnieje pilna potrzeba opracowania nowych strategii terapeutycznych w leczeniu uzależnienia od metamfetaminy. Głęboka stymulacja mózgu (DBS) to zabieg neurochirurgiczny, który wykorzystuje "rozrusznik" mózgu do normalizacji destrukcyjnych wzorców wypalania neuronów, które występują w niektórych chorobach, w tym w chorobie Parkinsona, dystonii i drżeniu samoistnym3. Ostatnie przypadki u ludzi sugerują, że DBS może być również skutecznym sposobem leczenia uzależnienia od alkoholu i narkotyków, ale dowody przedkliniczne dotyczące psychostymulantów (np. kokainy, metamfetaminy) są ograniczone4-8.

Ciągła głęboka stymulacja mózgu, tak jak jest obecnie praktykowana, wymaga wyjątkowej współpracy ze strony pacjenta i jego rodziny. Skrupulatna pielęgnacja ran i higiena osobista są wymagane w celu ochrony podstawowego sprzętu rozrusznika serca, który jest podatny na infekcję nawet u pacjentów, którzy nie stosują leków dożylnych, co prowadzi do bakteriemii. Ze względu na konstrukcję systemu w pętli otwartej, konieczna jest również regularna obserwacja urządzenia DBS; doświadczeni lekarze zmieniają ustawienia nowoczesnego DBS, aby zmniejszyć docelowe objawy podczas rutynowych wizyt w klinice3. Ten paradygmat leczenia będzie ograniczony u osób zażywających kokainę i metamfetaminę ze względu na ich trudną sytuację psychospołeczną. Kilka badań na gryzoniach naśladowało ten niepraktyczny paradygmat, badając efekty DBS, gdy terapia jest dostarczana w sposób ciągły podczas procedur samodzielnego podawania kokainy w środowisku zażywania narkotyków9-11.

Nieinwazyjne techniki nieciągłe, które nie wymagają stałego sprzętu, takie jak przezczaszkowa stymulacja magnetyczna (TMS), mogą być lepszą opcją w leczeniu zaburzeń związanych z używaniem substancji12. TMS jest dostarczany nieinwazyjnie za pomocą zewnętrznej cewki czołowej do generowania pól elektrycznych w określonym celu mózgu podczas codziennych, przerywanych zabiegów. Niedawne pojawienie się cewki H lub "głębokiego" TMS pozwala na stymulację głębszych struktur mózgu, oprócz miejsc korowych, rozszerzając jego potencjalne zastosowanie13,14. Obie terapie są dostarczane w sposób nieciągły podczas serii sesji w innym środowisku niż środowisko pierwotnego stosowania narkotyków i okazały się obiecujące zarówno w badaniach na ludziach, jak i na gryzoniach pod kątem uzależnienia od narkotyków13,15-17. Okres leczenia pacjentów uzależnionych od metamfetaminy będzie prawdopodobnie przypadł na okresy trzeźwości, takie jak rehabilitacja nakazana przez sąd, a nie podczas ulicznych napadów, kiedy mogą doświadczyć agresywnego lub nieobliczalnegozachowania. W związku z tym celem tego artykułu jest opisanie dostarczania stymulacji elektrycznej, która jest czasowo i przestrzennie oddzielona od środowiska zażywania narkotyków, co jest bardziej zbliżone do tego, co jest możliwe u ludzi, w leczeniu uzależnienia od metamfetaminy dożylnie.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury są zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt LSUHSC i zostały przeprowadzone zgodnie z "Zasadami opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi" NIH.

1. Aklimatyzacja gryzoni i ograniczenie jedzenia

  1. Należy użyć dorosłych szczurów rasy Wistar, które na początku eksperymentu mają 3 miesiące. Szczury domowe pojedynczo w klatkach wyposażonych w jednostkę przepływu laminarnego i filtr powietrza w kontrolowanej temperaturze i wilgotności, akredytowanej przez AAALAC, placówce opieki nad zwierzętami w odwróconym 12-godzinnym cyklu światła/ciemności (światła wyłączają się o godzinie 0600).
  2. Dostarczaj swobodnie wodę i standardową karmę dla gryzoni, aż masa ciała osiągnie około 380 – 400 g. Następnie, szczury ograniczają pokarm i utrzymują 85 do 90% swojej masy ciała podczas sesji eksperymentalnych, aby ułatwić nabycie i utrzymanie odpowiedzi na metamfetaminę.
  3. Utrzymuj gryzonie w klatce domowej codziennie od przybycia podczas sesji eksperymentalnych, aby rejestrować masę ciała i dostosowywać dzienny przydział pokarmu.
  4. Po osiągnięciu docelowej masy należy przygotować się do chirurgicznego wszczepienia każdemu szczurowi przewlekłego cewnika szyjnego i wewnątrzczaszkowych elektrod stymulujących.

2. Cewnikowanie żył szyjnych

  1. Przygotowanie cewnika
    1. Przygotuj rurkę silastyczną o długości 13 cm i średnicy wewnętrznej 0,012 x 0,025', utwórz kulkę silikonową 4 cm od jednego końca rurki za pomocą dodatkowej rurki silikonowej i elektrokoagulacji i pozostaw do wyschnięcia na powietrzu.
    2. Zanurz drugi koniec rurki w rozpuszczalniku na bazie limonenu pochodzącym z cytrusów na kilka minut i pozostaw do rozprężenia. Podłącz rozszerzoną rurkę do kaniuli prowadzącej ze stali nierdzewnej wygiętej pod kątem prostym.
    3. Zakotwicz wygiętą podstawę kaniuli prowadzącej ze stali nierdzewnej do 1-calowego kwadratu biokompatybilnej siatki za pomocą dentystycznego cementu akrylowego.
    4. Przepłucz cewnik wewnątrz i na zewnątrz etanolem i wodą destylowaną. Wstrzyknij powietrze przez rurkę, aby wyeliminować resztki kropelek cieczy. Pozostawić do wyschnięcia O/N.
  2. Technika sterylna
    1. Wykonuj wszystkie operacje w dedykowanym gabinecie chirurgicznym dla zwierząt przy użyciu aseptycznych technik chirurgicznych. Wysterylizuj narzędzia i implanty za pomocą autoklawu i przygotuj sterylne miejsce, kładąc wodoodporny papier na stole operacyjnym przykrytym sterylnym ręcznikiem (ręcznikami).
    2. Podczas zabiegu należy nosić sterylne rękawiczki i trzymać wszystkie narzędzia, implanty i gazę chirurgiczną na sterylnym obszarze. Przetrzyj każdy instrument wacikiem nasączonym alkoholem, a następnie 20 sekund w sterylizatorze kulkowym między zabiegami, gdy wykonywanych jest wiele operacji.
  3. znieczulenie
    1. Wstępnie potraktuj szczury atropiną (siarczanem) (0,04 mg / kg, s.q.), a następnie pentobarbitalem (20 - 50 mg / kg, ip) w celu uzyskania znieczulenia.
    2. Zwierzętom należy wstrzyknąć sterylną zawiesinę prokainy penicyliny G (75 000 jednostek, im) i środek przeciwbólowy (karprofen, 5 - 10 mg / kg, sc lub ketoprofen, 2 - 5 mg / kg, sc) bezpośrednio przed zabiegiem chirurgicznym, aby zmniejszyć odpowiednio infekcje okołooperacyjne i ból.
    3. Sprawdź, czy znieczulenie jest odpowiednie, przytrzymując zwierzę w umiarkowany sposób i jeśli nie wystąpi żadna reakcja, kontynuuj. Nałóż smar do oczu na obie oczy.
  4. Przygotowanie pola operacyjnego
    1. Ogol plaster grzbietowy o wymiarach 2 x 2 cm na grzbiecie szczura tuż za linią łączącą łopatki. Ogolić plaster brzuszny o wymiarach 1 x 1 cm w prawej okolicy szyi między kością szczęki a mostkiem.
    2. Przetrzyj ogolone miejsca wacikami nasączonymi alkoholem, a następnie roztworem betadyny. Umieść szczura na sterylnym ręczniku i pozwól betadynie wyschnąć przed kontynuowaniem.
  5. Implantacja cewnika
    1. Wykonaj nacięcie równoległe do linii łączącej łopatki w okolicy środkowej łopatki na plecach za pomocą noża z 10 ostrzami. Użyj hemostatu, aby oddzielić skórę od leżącej poniżej tkanki łącznej, aby utworzyć płaszczyznę podstawy cewnika siatkowego. Przepłukać obszar sterylną solą fizjologiczną i przykryć sterylną gazą przed przewróceniem szczura na grzbiet.
    2. Wykonaj ukośne nacięcie między prawą kością szczęki a mostkiem za pomocą noża o 10 ostrzach. Użyj hemostatu, aby oddzielić skórę od leżącej poniżej tkanki łącznej, aby zlokalizować żyłę szyjną. Uwaga: Żyła szyjna wydaje się biała/srebrna i błyszcząca i jest większa u samców szczurów niż u samic.
    3. Umieść szpatułkę pod żyłą, delikatnie zawiąż jedwabny szew 4-0 wokół górnej (bliższej części) odsłoniętej żyły i wepchnij żyłę z powrotem do szyi.
    4. Oddziel tkanki łączne, aby utworzyć powierzchowną kieszeń pod dolno-boczną skórą szyi, ale powyżej mięśnia. Wepchnij wysterylizowany trokar od nacięcia szyi do nacięcia środkowego łopatki, drążąc tunel z powrotem za ramieniem i w górę. Poprowadź cewnik od tyłu do szyi, wprowadzając sztywny drut prowadzący przez trokar od końca szyi i do dystalnego cewnika. Przeciągnij drut doprowadzający z powrotem do nacięcia szyi, a dołączony cewnik dystalny podąży za nim.
    5. Odizoluj prawą żyłę szyjną nad szpatułką, pociągając do góry wcześniej założony szew proksymalny. Użyj nożyczek kulkowych, aby wykonać małe częściowe nacięcie na górnej stronie żyły.
    6. Włóż zakrzywione kleszcze do nacięcia żyły, aby je otworzyć. Trzymając kleszcze osobno, ale na miejscu, przełóż końcówkę cewnika między końcówki kleszczy i do żyły około 2-3 cm, gdzie zakończy się na zewnątrz prawego przedsionka.
    7. Zabezpiecz cewnik, zawiązując jedwabny szew 4-0 wokół dystalnej żyły. Zwiąż ze sobą szwy proksymalne i dystalne w węzeł "pudełkowy", aby zapewnić dodatkową stabilność.
    8. Przepłucz cewnik sterylną solą fizjologiczną podgrzaną heparyną i odciągnij krew, aby potwierdzić pomyślne wszczepienie. Przyciąć szwy 1 - 2 mm powyżej węzłów i wsunąć pozostały cewnik proksymalny pod skórę szyi. Zamknij odpowiednim szwem/metodą według własnego wyboru. Jeśli stosowane są niewchłanialne szwy lub zszywki, należy je usunąć w ciągu 10-14 dni w znieczuleniu ogólnym. Przykryj nacięcie maścią z antybiotykiem za pomocą sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką.
    9. Zakotwiczyć dystalny cewnik/kaniulę prowadzącą/siatkę do podskórnej tkanki tylnej za pomocą wchłanialnych szwów w dwóch przeciwległych rogach podstawy siatki. Zamknij tylne nacięcie wokół kaniuli prowadzącej za pomocą przerwanych, nieodwróconych szwów wchłanialnych. Przykryj nacięcie maścią z antybiotykiem za pomocą sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką.
  6. Opieka pooperacyjna
    1. Przepłukać cewnik heparynowym 0,9% sterylnym roztworem soli fizjologicznej za pomocą strzykawki o pojemności 3 ml i umieścić obturator w kaniuli prowadzącej, aby zapobiec zatkaniu.
    2. Codziennie przepłukuj cewnik każdego szczura, aby utrzymać drożność.
    3. Bezpośrednio po zabiegu umieść szczura w jego domowej klatce nad poduszką grzewczą na sali operacyjnej i obserwuj, aż powróci przytomność i spontaniczne ruchy.
    4. Wróć do zdrowia szczura do pokoju kolonijnego i odczekaj od pięciu do siedmiu dni przed operacją wewnątrzczaszkową. Codziennie waż, dotykaj i oceniaj ich ogólny stan, w tym sprawdzanie infekcji i ocenę zachowania, wyglądu i poziomu aktywności zwierząt.
    5. Skonsultuj się z weterynarzem ds. zasobów zwierzęcych, jeśli pojawią się jakiekolwiek problemy i postępuj zgodnie z zalecanymi schematami leczenia. W razie potrzeby należy wstrzyknąć zwierzętom środek przeciwbólowy (karprofen, 5 - 10 mg/kg, sc lub ketoprofen, 2 - 5 mg/kg, sc) w celu leczenia bólu okołooperacyjnego.

3. Umiejscowienie elektrody wewnątrzczaszkowej

  1. Przygotowanie chirurgiczne
    1. Wszystkie zabiegi należy wykonywać w sterylnych warunkach, jak opisano w punkcie 2.2.
  2. znieczulenie
    1. Umieść zwierzę w komorze indukcyjnej znieczulenia i zapewnij przepływ gazu izoflurancyjnego do komory z prędkością 1 000 - 2 000 ml/min przy parowniku ustawionym na 5%.
    2. Gdy zwierzę znajdzie się w pozycji leżącej, wyjmij je z komory i umieść w stożku nosowym na wyściełanej stereotaktycznej platformie operacyjnej. Przełącz przepływ gazu z komory na stożek nosowy i uruchom gaz z parownikiem ustawionym na 2 - 3%.
    3. Dostosuj waporyzator w razie potrzeby, aby utrzymać stabilny oddech i brak reakcji na stymulację podczas operacji.
    4. Wstrzyknąć szczurowi sterylną zawiesinę prokainy penicyliny G (75 000 jednostek, im) i środek przeciwbólowy (buprenorfina 0,05 do 0,5 mg / kg sc) bezpośrednio przed operacją, aby zmniejszyć odpowiednio infekcje okołooperacyjne i ból.
    5. Sprawdź, czy znieczulenie jest odpowiednie, przytrzymując zwierzę w umiarkowany sposób i jeśli nie wystąpi żadna reakcja, kontynuuj. Nałóż smar do oczu na obie oczy.
  3. Przygotowanie pola operacyjnego
    1. Ogol czubek głowy szczura i umieść go w nausznikach, aby utrzymać głowę nieruchomo podczas zabiegu. Przetrzyj ogolony obszar wacikami nasączonymi alkoholem, a następnie roztworem betadyny. Poczekaj, aż betadyna wyschnie, zanim przejdziesz dalej.
  4. Implantacja elektrod
    1. Chwyć kleszczem skórę głowy między uszami i nieco przed nimi i użyj nożyczek, aby przeciąć podstawę. Ten manewr usunie obszar skóry o wymiarach 1,5 x 1 cm nad środkową częścią czaszki.
    2. Użyj 10 ostrzy, aby wykonać obwodowe nacięcie przez okołoczaszkę w dół do czaszki i zakrzywionych kleszczy, aby zeskrobać i usunąć okołoczaszkę. Przepłukać obszar sterylną solą fizjologiczną, przetrzeć nadmiar krwi i soli fizjologicznej gazą i pozostawić czaszkę do całkowitego wyschnięcia, aby można było wyraźnie zobaczyć kostne punkty orientacyjne, w tym bregmę.
    3. W przypadku chirurgii obustronnej zamontuj dwie bipolarne elektrody platynowo-irydowe, po jednej w każdym uchwycie elektrody po obu stronach stereotaktycznej platformy operacyjnej. Przesuń pierwszą elektrodę w pozycję ~1 mm nad bregmą i zapisz współrzędne stereotaktyczne dla pozycji przednio-tylnej (AP) i przyśrodkowo-bocznej (ML), które zostaną pokazane na wyświetlaczu cyfrowym. NIE dotykaj końcówki elektrody do czaszki, ponieważ elektroda nie będzie już działać. Powtórz tę procedurę dla drugiej elektrody.
    4. Oblicz końcowe współrzędne AP i ML na podstawie interesującej Cię struktury docelowej. Przesuń elektrodę do tej pozycji z końcówką tuż nad czaszką, aby uzyskać początkową współrzędną grzbietowo-brzuszną (DV) na wyświetlaczu cyfrowym. Oblicz końcową głębokość DV na podstawie docelowej struktury zainteresowania.
      Uwaga: Powłoka jądra półleżącego była celem w tym przykładzie ze względu na jej znany udział w zachowaniach konsumpcyjnychzwiązanych z narkotykami 8 przy użyciu następujących współrzędnych stereotaktycznych względem bregmy:
      Współrzędna wejściowa AP = [Współrzędna wyświetlana cyfrowo w bregma] + 1,6
      Współrzędna wejściowa ML = [Współrzędna wyświetlana cyfrowo w bregma] ± 2.4 dla prawo/lewo
      DV depth = [Cyfrowo wyświetlana współrzędna na powierzchni czaszki przy wejściu AP/ML] - 8.5
    5. Zaznacz rzutowaną pozycję wejścia każdej elektrody na powierzchni czaszki za pomocą trwałego markera. Podczas tego manewru nie uderzaj ani nie dotykaj końcówki elektrody.
    6. Użyj okrągłego zadzioru z powłoką diamentową, aby wywiercić otwór o średnicy 1.4 mm w każdym znaku. Uważaj, aby nie zanurzyć czaszki w sklepieniu wewnątrzczaszkowym za pomocą wiertła o dużej prędkości. Użyj zakrzywionych kleszczy, aby nakłuć oponę twardą po wywierceniu czaszki.
    7. Użyj okrągłego zadzioru z powłoką diamentową, aby wywiercić otwory 0,7 mm w dodatkowych czterech miejscach za wlotami elektrod w celu umieszczenia czaszkowych. Użyj ręcznego śrubokręta, aby umieścić cztery ze stali nierdzewnej o wymiarach 0.8 (średnica) x 3.2 (długość) mm w czaszce, po dwie z każdej strony linii środkowej. Mocno przymocuj te do około połowy ich długości w czaszce, ponieważ są one główną infrastrukturą, która utrzyma pokrywę czaszki na miejscu przez nadchodzące tygodnie i miesiące.
    8. Ostrożnie włóż pierwszą elektrodę przez otwór w mózgu do obliczonej głębokości DV, ręcznie obracając pokrętło zarządzające współrzędną Z uchwytu elektrody. Obracaj pokrętło z prędkością mniej więcej równą 1/2 obrotu na sekundę, aby zapobiec niepożądanemu uszkodzeniu końcówki elektrody. Upewnij się, że końcówka elektrody nie dotyka kostnej krawędzi otworu podczas wchodzenia do mózgu.
    9. Zabezpiecz pierwszą elektrodę za pomocą super kleju nałożonego na otwór i tylne, a następnie za pomocą cementu dentystycznego. Gdy ta konstrukcja całkowicie wyschnie, wyjmij elektrodę z uchwytu. Powtórz proces wprowadzania i cementowania dla drugiej elektrody. Nakładaj cement dentystyczny aż do krawędzi skóry, ale nie nachodź na skórę, ponieważ powoduje to długotrwałe poluzowanie cementowej czapeczki czaszki.
  5. Opieka pooperacyjna
    1. Umieść dwie nasadki przeciwpyłowe na cokołach elektrod, aby zapobiec zatkaniu.
    2. Bezpośrednio po zabiegu umieść szczura w jego domowej klatce nad poduszką grzewczą na sali operacyjnej i obserwuj, aż powróci przytomność i spontaniczne ruchy.
    3. Zwróć odzyskanego szczura do pokoju kolonijnego i odczekaj pięć dni przed rozpoczęciem eksperymentu. Codziennie waż, dotykaj i oceniaj ogólny stan szczurów, w tym sprawdzanie infekcji i ocenę zachowania, wyglądu i poziomu aktywności zwierząt.
    4. Skonsultuj się z weterynarzem ds. zasobów zwierzęcych, jeśli pojawią się jakiekolwiek problemy i postępuj zgodnie z zalecanymi schematami leczenia. W razie potrzeby należy wstrzyknąć zwierzętom środek przeciwbólowy (buprenorfina w dawce od 0,05 do 1 mg/kg mc. sc) w celu leczenia bólu okołooperacyjnego. Krwawienie wewnątrzczaszkowe może być bardziej powszechne przy stosowaniu niesteroidowych leków przeciwbólowych (karprofen, 5 - 10 mg/kg, sc lub ketoprofen, 2 - 5 mg/kg, sc), dlatego buprenorfinę należy stosować okołooperacyjnie do chirurgii wewnątrzczaszkowej.

4. Aparatura operacyjna

  1. Do przeprowadzenia eksperymentów behawioralnych należy użyć komór kondycjonowania instrumentalnego z tworzywa sztucznego i stali nierdzewnej znajdujących się w obudowach tłumiących dźwięk
    2. .
  2. Wyposaż każdą obudowę w wentylator wyciągowy, który zapewnia wentylację, oraz biały szum, który maskuje obce dźwięki.
  3. Użyj komputera osobistego i behawioralnego systemu interfejsu oprogramowania, aby zaprogramować procedury i zebrać dane eksperymentalne.
  4. Ogólna konfiguracja
    1. Wyposaż każdą komorę eksperymentalną w dwie dźwignie reakcji zamontowane na jednej ścianie komory z lampką stymulacyjną umieszczoną nad każdą dźwignią. Oznacz jedną z dźwigni jako dźwignię "aktywną", tak aby po naciśnięciu powodowała zaprogramowaną konsekwencję.
    2. Zaprogramuj lampkę stymulacyjną umieszczoną bezpośrednio nad dźwignią aktywnej reakcji, aby świeciła podczas każdej sesji operacyjnej, wskazując dostępność leku.
    3. Reakcja na aktywną dźwignię powoduje podanie naparu metamfetaminy (0,05 mg/kg/infuzję w 100 μl 0,9% NaCl) w ciągu 2,8 sekundy, któremu towarzyszy zapalenie światła w domu na przeciwległej ścianie na 5 sekund i wyłączenie lampki bodźca na 30-sekundowy limit czasu.
    4. Zliczaj odpowiedzi na aktywnej dźwigni, ale nie powinny one mieć żadnych zaplanowanych konsekwencji podczas 30-sekundowego limitu czasu. Po zakończeniu zapisuj odpowiedzi na nieaktywnej dźwigni, ale nie powinny one mieć zaplanowanych konsekwencji.

5. Procedura samodzielnego podawania metamfetaminy dożylnie (IV)

  1. Przygotowania ogólne
    1. Załaduj szczury do komór operacyjnych tak szybko i spokojnie, jak to możliwe, aby zminimalizować artefakty behawioralne. Przymocuj smycz sprężynową ze stali nierdzewnej do kaniuli prowadzącej na grzbiecie gryzonia oraz do szczelnego krętlika na płyn zawieszonego nad komorą operacyjną.
    2. Upewnić się, że przewód połączeniowy od krętlika do strzykawki z lekiem o pojemności 20 ml jest szczelny w pompie napędzanej silnikiem umieszczonej na zewnątrz obudowy tłumiącej dźwięk. Aby to zrobić, wciśnij plastikową rurkę łączącą co najmniej 1/4 cala na metalową końcówkę obrotową i końcówkę igły strzykawki z lekiem, aż nie zsunie się z umiarkowanym ciągnięciem. Przeciwwaga między krętlikiem a smyczą, aby umożliwić zwierzę w miarę nieskrępowane poruszanie się.
    3. Przeprowadzaj sesje operacyjne mniej więcej o tej samej porze każdego dnia od poniedziałku do piątku.
  2. nabycie
    1. Aby ułatwić szybkie przyswojenie metamfetaminy dożylnie, należy przeprowadzać szczury na codziennych 6-godzinnych sesjach przez cztery do pięciu kolejnych dni.
    2. Przeprowadź te sesje zgodnie ze stałym stosunkiem FR-1 + 30 sekund schematu wzmacnianiapodczas którego szczury otrzymują jeden wlew metamfetaminy dożylnie za każde naciśnięcie aktywnej dźwigni, po którym następuje 30-sekundowa przerwa (np. po naciśnięciu którejkolwiek dźwigni nie występują żadne konsekwencje dla wskazówki lub nagrody). Uwaga: Ten początkowy przedłużony i "łatwy" dostęp spowoduje, że większość gryzoni nabierze znaczących zachowań związanych z przyjmowaniem narkotyków w czasie krótszym lub równym jednemu tygodniowi (Ryc. 3).
  3. konserwacja
    1. W drugim tygodniu treningu biegaj ze szczurami na codziennych 2-godzinnych sesjach od poniedziałku do piątku, aby utrzymać i udoskonalić samodzielne podawanie metamfetaminy dożylnie.
    2. Przeprowadzaj sesje na stałym współczynniku FR-1 + 30-sekundowy harmonogram zbrojenia.
    3. Udokumentuj stabilną, intensywną reakcję, gdy całkowita liczba prezentacji metamfetaminy w każdej sesji waha się o mniej niż 10% przez trzy kolejne sesje (Ryc. 4), a skumulowana liczba infuzji w ciągu pierwszych 30 minut jest większa niż skumulowana liczba wlewów w ciągu drugich 30 minut (Ryc. 5). Uwaga: To kryterium zapewnia, że szczury rozwijają wzorzec ładowania narkotykami na początku sesji, który wskazuje na zachowania uzależniające19, a nie tylko na przypadkowe zażywanie.
  4. Po sesji
    1. Pod koniec każdej sesji odłącz smycz od grzbietu gryzonia. Przepłukać cewnik 0,1 ml 0,9% roztworu soli fizjologicznej zawierającego 800 j.m. streptokinazy, aby zapobiec powstawaniu zakrzepów krwi. Włóż zasłonę do każdej kaniuli prowadzącej, aby zapobiec zatkaniu przed powrotem szczurów do klatek domowych.
    2. Badaj drożność cewników natychmiast po zakończeniu każdej sesji eksperymentalnej w środy przez cały czas trwania eksperymentu.
      1. Przygotować strzykawkę o pojemności 3 ml z igłą 22 G, zawierającą heparynizowaną bakteriostatyczną sól fizjologiczną w celu zbadania drożności cewnika. Przymocuj jeden koniec plastikowego rurki o długości od 4 do 6 cali do igły, a drugi koniec do metalowego pręta zespołu cewnik-kaniula na grzbiecie zwierzęcia.
      2. Wlać w infuzji 0,1 do 0,2 ml soli fizjologicznej, aby zapewnić klarowny przepływ, a następnie wciągnąć tłok strzykawki z powrotem. Jeśli cewnik jest opatentowany, powinien zarówno łatwo się spłukiwać, jak i cofać krew, która będzie widoczna w rurce. Zwolnij tłok i wlej kolejne 0,2 ml, aby przepłukać całą krew z powrotem przez cewnik.
      3. Jeśli nie można pobrać krwi, wyjmij strzykawkę o pojemności 3 ml i rurkę z metalowego wkładu.
      4. Przygotować strzykawkę o pojemności 1 ml z igłą 22 G, zawierającą sód metohexitalny, szybko działający środek znieczulający, w celu dalszego zbadania drożności cewnika. Przymocuj jeden koniec plastikowego rurki o długości od 4 do 6 cali do igły, a drugi koniec do metalowego pręta zespołu cewnik-kaniula na grzbiecie zwierzęcia.
      5. Podać w infuzji 1,5 mg i szybko wyjąć strzykawkę o pojemności 1 ml i rurkę z metalowego pręta na grzbiecie zwierzęcia. Ponownie podłączyć strzykawkę o pojemności 3 cm3 wypełnioną heparynizowaną bakteriostatyczną solą fizjologiczną i zaparzyć 0,1 - 0,2 ml. Jeśli zwierzę straci napięcie mięśniowe w ciągu 3 sekund, oznacza to, że cewnik jest opatentowany i funkcjonalny.
  5. Zapoznaj się z plikiem uzupełniającym "Typowe pułapki", aby zapoznać się z sekcją dotyczącą pułapek, która dotyczy niepożądanych reakcji na metamfetaminę, niepowodzenia w samodzielnym podawaniu metamfetaminy i trudności z ekstrakcją szczurów.

6. Aparat do stymulacji mózgu

  1. Użyj od 10 do 12 pudełek z pleksi (12 x 18 x 18 cali) (szer. x wys. x gł.), aby przeprowadzić eksperymenty DBS. Przykryj każde pudełko na zewnątrz sztywnym, nieprzezroczystym papierem, który zakrywa tył i boki pudełka, aby zapobiec oglądaniu lub interakcji ze sobą przez szczury. Pozostaw przezroczysty panel przedni odsłonięty, aby egzaminator mógł oglądać zwierzęta podczas sesji stymulacji.
  2. Przykryj górną część pudełek półprzepuszczalnym panelem, który zapobiega ucieczce szczurów, jednocześnie umożliwiając przepływ powietrza. Użyj tego panelu, aby podeprzeć komutatory, które znajdują się nad każdym pudełkiem, aby ułatwić połączenie elektryczne między nasadką głowy gryzonia a systemem stymulacji.
  3. Użyj systemu stymulacji, który może dostarczać stały prąd do wielu jednoczesnych zwierząt do eksperymentów DBS. Użyj systemu, który składa się z programowalnego przez użytkownika cyfrowego procesora sygnałowego/interfejsu komunikacyjnego, stymulatora, zestawu baterii stymulatora, rozdzielacza kanałów i dołączonego oprogramowania (patrz karta materiałów).
  4. Użyj o niestandardowej długości, aby połączyć porty kanału stymulatora z nadrzędnym elektronicznym cokołem każdego komutatora. Uwaga: Wymagana długość zależy od indywidualnego laboratorium. te znajdują się poza obszarem zwierząt i nie muszą być pokryte sprężyną ze stali nierdzewnej.
  5. Podłącz dolny elektroniczny cokół komutatora do wszczepionego cokołu elektrody na nasadce głowy gryzonia za pomocą 16-calowych pokrytych sprężyną ze stali nierdzewnej. Upewnij się, że są wystarczająco długie, aby umożliwić swobodny ruch w każdym obszarze obudowy bez znacznego naprężenia pokrywy głowicy. Uwaga:, który kończy się mniej więcej w miejscu, w którym znajdowałaby się głowa szczura, stojąc na wszystkich czterech nogach, jest zwykle wystarczający.
  6. Programowanie stymulacji mózgu
    1. Użyj komputera osobistego i oprogramowania do programowania, aby zaprogramować parametry stymulacji (np. kształt fali, częstotliwość, szerokość impulsu, opóźnienie między bodźcami, amplituda prądu) i zebrać dane eksperymentalne.
    2. Korzystając z wizualnego języka programowania, określ, jakie funkcje będzie wykonywać każde urządzenie, aby spełnić eksperymentalne punkty końcowe oraz które dane będą przechowywane i/lub rzutowane do przeglądania w czasie rzeczywistym. Polecenia, które uruchamiają ten konkretny projekt, pokazano na rysunku 1.
    3. Określ żądaną częstotliwość, szerokość impulsu i amplitudę w wizualnym panelu sterowania (rysunek 2) przed rozpoczęciem eksperymentu. Typowe parametry stymulacji wysokiej częstotliwości u szczurów są podobne do tych stosowanych w klinicznej głębokiej stymulacji mózgu człowieka: częstotliwość od 130 do 180 Hz, szerokość impulsu od 60 do 90 ms i amplituda prądu od 100 do 250 μA4,8-10. Uwaga: W gryzoniu stosuje się niższy prąd ze względu na jego mniejszy rozmiar w porównaniu z naczelnymi.

7. Procedura głębokiej stymulacji mózgu

  1. Aby załadować szczury do skrzynek, przymocuj linkę sprężynową ze stali nierdzewnej od komutatora do każdego cokołu elektrody na nasadce głowicy. Sprawdź impedancję każdej elektrody, uruchamiając prąd o wartości 5 μA z częstotliwością 1 000 Hz przez 2 sekundy.
    1. Jeśli impedancja jest równa lub mniejsza niż 125 KOhm, należy kontynuować eksperyment, ponieważ elektroda jest w stanie dostarczyć stymulację terapeutyczną. Jeśli impedancja jest większa niż 125 KOhm, rozważ usunięcie zwierzęcia z eksperymentu, ponieważ wysoka rezystancja elektrody może obciąć prąd do potencjalnie subterapeutycznych poziomów.
  2. Przeprowadź szczury przez jedną lub dwie symulowane sesje w celu przyzwyczajenia, podczas których zostaną podłączone do () elektrody, ale nie otrzymają żadnej aktywnej terapii. Testy próbne wyeliminują wszelkie niespecyficzne efekty behawioralne. Natychmiast po każdej próbnej sesji przetransportuj szczury do boksów operacyjnych na codzienną 2-godzinną sesję samodzielnego podawania metamfetaminy dożylnie.
  3. Przeciwwaga szczurów na dwie grupy, kohortę aktywnej stymulacji i kohortę pozorowanej stymulacji, tak aby wyjściowe spożycie leku nie różniło się znacząco między grupami.
  4. Wykonuj codzienne sesje DBS na kohorcie gryzoni przez 5 dni, podczas których otrzymują one aktywną elektryczną stymulację mózgu lub brak stymulacji przez 3 godziny, w zależności od przypisania do grupy. Bezpośrednio po każdej sesji DBS należy przetransportować szczury do boksów operacyjnych na codzienną 2-godzinną sesję samodzielnego podawania metamfetaminy dożylnie.
    1. Uważnie obserwuj zwierzęta podczas przynajmniej części każdej sesji DBS, aby upewnić się, że stymulacja nie powoduje wyraźnych zmian w zachowaniu zwierząt. Jeśli w trakcie/po stymulacji wystąpią jakiekolwiek nietypowe zachowania, należy udokumentować te obserwacje. Uwaga: Autorzy nie zauważyli znaczących zmian w zachowaniu lub zmian w spożyciu pokarmu/wody podczas eksperymentu opisanego w tym artykule.
  5. W razie potrzeby zmień długość leczenia DBS, parametry elektryczne i czas między sesją DBS a sesją operantową, w zależności od hipotezy.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po umieszczeniu dożylnego cewnika szyjnego i wewnątrzczaszkowych elektrod DBS, gryzonie mogą być z powodzeniem szkolone do samodzielnego podawania metamfetaminy dożylnie po krótkim okresie rekonwalescencji. Rycina 3 pokazuje, że szczury nabywają i eskalują samodzielne podawanie metamfetaminy po 2 dniach przedłużonego dostępu do narkotyku, średnio od 168 ± 12 wlewów na sesję do 4 dnia.

Szczury są następnie przenoszone na codzienny 2-godzinny trening operacyjny z dwóch powodów: 1) aby zapobiec toksyczności metamfetaminy i poważnym zmianom w zachowaniu przy stałym, przedłużonym dostępie i 2) aby ustalić względnie stabilny wskaźnik reakcji, który może być manipulowany przez różne interwencje terapeutyczne. Rycina 4 pokazuje, że średnia łączna liczba infuzji na sesję krótkiego dostępu w drugim tygodniu wynosi 75 ± 8 i zazwyczaj zmienia się o mniej niż 10% z dnia na dzień. Rycina 5 pokazuje, że szczury rozwijają zwiększoną motywację do przyjmowania leku, o czym świadczy pojawienie się wzorca przyjmowania "od razu" w 6. dniu treningu w porównaniu z 1. dniem. Gdy to się rozwinie, efekt jest w dużej mierze utrzymywany przez kolejne sesje (dane nie pokazane).

Rysunek 6 pokazuje, że obustronne DBS dostarczane w środowisku nienarkotykowym skutkowały wyraźnym spadkiem samodzielnego podawania metamfetaminy dożylnie przez trzy z pięciu dni w porównaniu z grupą pozorowaną. Jądro półleżące było celem ze względu na jego znany udział w zachowaniach konsumpcyjnych związanych z narkotykami8 przy użyciu następujących współrzędnych stereotaktycznych względem bregmy (AP + 1,6, DV - 8,5, ML ± 2,4). Parametry i czas trwania stymulacji były luźno oparte na wcześniej opublikowanych doświadczeniach z DBS w leczeniu chorób psychicznych8,20,21, ale można je dostosować w zależności od potrzeb eksperymentatora. Paski błędów są umiarkowane i nie wszystkie dni osiągają istotność wskazującą na zakres reakcji, które można zaobserwować w ocenach behawioralnych pomimo wyraźnego efektu leczenia. Zwiększenie liczby szczurów w jednym eksperymencie może pomóc zrekompensować tę naturalną zmienność. Początkowo w tym eksperymencie wykorzystano 11 zwierząt. Jedno zwierzę zostało poddane eutanazji z powodu złego żywienia po operacji, jedno zwierzę zostało wykluczone z powodu napadów padaczkowych, a jedno zwierzę zostało wykluczone z powodu nieprawidłowego działania elektrody DBS, pozostawiając nas w sumie z 8 zwierzętami (N = 4 Sham; N = 4 aktywne DBS). Ogólnie rzecz biorąc, rozpoczęcie od około 10 - 12 szczurów do każdego eksperymentu pozwoli na jego pomyślne zakończenie.

figure-results-1

Rysunek 1. Wizualny język programowania. Badacz używa wizualnego języka programowania, takiego jak w przykładzie pokazanym tutaj, aby zaprojektować program, który może dostarczać stymulację mózgu wielu zwierzętom jednocześnie przy parametrach wprowadzonych przez użytkownika. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2

Rysunek 2. Wizualny panel sterowania. Przed rozpoczęciem eksperymentu badacz określa żądaną częstotliwość, szerokość impulsu i amplitudę po lewej stronie wizualnego panelu sterowania. Tutaj parametrami stymulacji są: natężenie prądu 200 μA; szerokość impulsu 61 ms; częstotliwość impulsów 130 Hz. Po zainicjowaniu stymulacji po prawej stronie wyświetlany jest przebieg dla aktywnego dostarczania prądu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3

Rysunek 3. Uzyskanie dożylnego podawania metamfetaminy na własną rękę. Łączne dane dotyczące odpowiedzi instrumentalnych (360 min) przeanalizowano przy użyciu ANOVA z powtarzanymi pomiarami z codzienną sesją zdefiniowaną jako powtarzany pomiar. Wszystkie analizy, które były p <0,05, uznano za istotne. Dane są średnie± błąd standardowy. Całkowite wlewy metamfetaminy podczas codziennych 6-godzinnych sesji operacyjnych w ciągu pierwszych czterech dni szkolenia operacyjnego. + P <0,05 w porównaniu z sesjami 1 i 2. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4

Rysunek 4. Utrzymanie samodzielnego podawania metamfetaminy dożylnie. Całkowite dane dotyczące odpowiedzi instrumentantów (120 min) analizowano przy użyciu ANOVA z powtarzanymi pomiarami z codzienną sesją zdefiniowaną jako powtarzany pomiar. Wszystkie analizy, które były p <0,05, uznano za istotne. Dane są średnie± błąd standardowy. Całkowite wlewy metamfetaminy podczas codziennych 2-godzinnych sesji operacyjnych w drugim tygodniu szkolenia operacyjnego, wykazując stabilne, ale intensywne zachowanie związane z przyjmowaniem narkotyków. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5

Rysunek 5. Rozwój motywacji do zażywania narkotyków. Odpowiedzi instrumentalne były sumowane co 15 minut przez pierwszą godzinę, a dane analizowano przy użyciu ANOVA z powtarzanymi pomiarami, przy czym każdy 15-minutowy kwadrant był zdefiniowany jako powtarzany pomiar. Wszystkie analizy, które były p <0,05, uznano za istotne. Dane są średnie± błąd standardowy. Wzorzec "ładowania od przodu" nie występuje w pierwszym dniu szkolenia operacyjnego, ale rozwija się w drugim tygodniu, co wskazuje na silną motywację do przyjmowania leku. + P <0,05 w porównaniu do 30, 45 i 60 min, ++ P <0,05 w porównaniu do 45 i 60 min, +++ P <0,05 w porównaniu do 60 min. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-6

Rysunek 6. Wpływ DBS na samodzielne podawanie metamfetaminy dożylnie. Całkowita odpowiedź instrumentalna w ciągu pierwszej godziny (60 minut) danych została przeanalizowana przy użyciu mieszanej ANOVA z pomiędzy zmienną przedmiotową leczenia (DBS vs Sham) i powtarzanym pomiarem codziennej sesji. Wszystkie analizy, które były p <0,05, uznano za istotne. Dane są średnie± błąd standardowy. Obustronna głęboka stymulacja mózgu przed operacją znacznie zmniejszyła liczbę wlewów metamfetaminy w ciągu pierwszych 60 minut odpowiedzi instrumentu w 3, 4 i 7 dniu leczenia. + P <0,05 w porównaniu z grupą pozorowaną i wyjściową odpowiedzią. Odpowiedź powróciła do poziomu wyjściowego po zakończeniu codziennego leczenia. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż dokładne mechanizmy głębokiej stymulacji mózgu nie są w pełni scharakteryzowane, skuteczność DBS zarówno w zaburzeniach motorycznych, jak i psychiatrycznych może wynikać z dynamicznej interakcji między terapią elektryczną a funkcjonowaniem różnych podkorowych i korowych obszarów mózgu w czasie6,22-26. Podczas gdy niewarunkowe metody dostarczania metamfetaminy gryzoniom są dobrze opisane27,28, metody te są najbardziej odpowiednie do dyskretnych badań farmakokinetyki leków i efektów neurochemicznych27-29. Samodzielne podawanie leków metodą Instrumentant IV, poprzez włączenie elementu motywacji do stosowania leku, idealnie nadaje się do badania, w jaki sposób terapie elektryczne, takie jak DBS, oddziałują na patologiczne zachowania w czasie. Opisane przez nas procedury badają wpływ DBS w jednym środowisku na warunkowe używanie metamfetaminy w innym środowisku.

W naszym paradygmacie samodzielnego podawania metamfetaminy dożylnie istnieją trzy kluczowe kroki: 1) Indukcja szybkiego nabywania i eskalacji przyjmowania narkotyków podczas długich sesji dostępu, 2) Utrzymanie stabilnego, wysokiego wskaźnika przyjmowania narkotyków podczas kolejnych krótkich sesji dostępu oraz 3) Opracowanie wzorca przyjmowania narkotyków z wyprzedzeniem. Ten paradygmat można osiągnąć w ciągu 2 do 3 tygodni z 10-12 szczurami na eksperyment, co jest zarówno opłacalne, jak i idealnie nadaje się do testowania efektów DBS, biorąc pod uwagę potencjalnie ograniczoną żywotność czapek na głowę u gryzoni stosujących psychostymulanty. Procedura ta, podobnie jak inne paradygmaty, które obejmują okres długiego dostępu19,30,31 , rozsądnie symuluje niektóre aspekty zaburzeń związanych z używaniem substancji; Świadczy to zarówno o eskalacji zażywania, jak i o wysokiej motywacji do zażycia narkotyku we wczesnej sesji, które są ważnymi aspektami uzależnienia człowieka w porównaniu z używaniem rekreacyjnym19,30. Gryzonie, które mają długotrwały dostęp do metamfetaminy dożylnie, wykazują również deficyty poznawcze32, wyraźne reakcje na leczenie farmakologiczne33, farmakokinetykę34 i zmiany neurochemiczne35 , które są bardziej podobne do ludzi cierpiących na przewlekłe zaburzenia związane z używaniem metamfetaminy niż gryzoni z tylko krótkim dostępem.

Podobnie, istnieją trzy kluczowe kroki w naszej procedurze głębokiej stymulacji mózgu: 1) Przyzwyczajenie do środowiska DBS, w tym połączenia z uwięzią głowy, na jedną lub dwie "próbne" sesje, 2) Codzienne, przerywane dostarczanie aktywnej stymulacji za pomocą systemu komercyjnego oraz 3) odłączenie DBS i późniejszy transport do miejsca podania leku. Ten paradygmat ma na celu naśladowanie procesu terapii nieinwazyjnych, takich jak TMS, a nie tradycyjnego ciągłego DBS. W pełni wszczepione, programowalne systemy DBS, takie jak te stosowane w powszechnych zaburzeniach ruchowych3 będą marginalnie wykonalne u pacjentów cierpiących na uzależnienie od psychostymulantów z kilku wyżej wymienionych powodów. Strategie przerywanego leczenia elektrycznego, które nie obejmują operacji wysokiego ryzyka i opieki pooperacyjnej, takie jak TMS, mogą być lepiej dostosowane do tej populacji pacjentów. Metody, które opisaliśmy, pozwolą badaczom opracować i udoskonalić strategie leczenia, które mogą modyfikować zachowanie związane z lekiem, a jednocześnie są dostarczane poza środowiskiem narkotykowym w ograniczonych ramach czasowych. Istnieje coraz więcej dowodów na to, że przejściowa wewnątrzczaszkowa stymulacja elektryczna, która jest wzorowana na określonych deficytach neurofizjologicznych23 lub połączona z farmakoterapią ogólnoustrojową36 wywiera długotrwały pozytywny wpływ na zachowania psychiatryczne i związane z narkotykami przez kilka tygodni po zaprzestaniu leczenia.

Głównymi ograniczeniami tej metodologii są konieczność początkowej doskonałej techniki chirurgicznej oraz ciągła opieka nad wieloma miejscami operacyjnymi podczas intensywnego stosowania leków. Jeśli cewnik dożylny lub elektrody DBS przestaną działać i/lub ulegną zakażeniu, szczur musi opuścić badanie. Umieszczanie cewnika szyjnego i elektrod wewnątrzczaszkowych w ścisłej sterylnej technice najlepiej nauczyć się od doświadczonych badaczy przed samodzielnym rozpoczęciem tych procedur.

Procedura ta może być poddana kilku modyfikacjom i przyszłym badaniom, w tym badaniu: 1) alternatywnych parametrów stymulacji (np. przebieg fali stymulacji, szerokość impulsu, częstotliwość, amplituda), 2) innych potencjalnych celów terapeutycznych mózgu (np. rdzeń jądra półleżącego, przyśrodkowa kora przedczołowa, śródmózgowie, habenula), 3) różnych wzorców dostarczania DBS (np.,- codzienna dostawa DBS, cotygodniowa dostawa DBS, DBS w różnych odstępach czasu przed sesjami operacyjnymi, DBS przed akwizycją) oraz, być może najbardziej ekscytujące, 4) kombinacje krótkotrwałych DBS i środków farmaceutycznych, które imitują optogenetyczną stymulację selektywnych szlaków i wywierają trwałe modyfikacje behawioralne36.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych w odniesieniu do tej metodologii.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wspierane przez nagrodę Fundacji Badań i Edukacji Neurochirurgii (NREF) 2014-2015 oraz nagrodę Grant-In-Aid Award 2014 od Louisiana State University Shreveport School of Medicine (J.A.W.). Dziękujemy S. Haroldowi i C.M. Kellerowi za ich nieocenioną pomoc techniczną i nauczanie.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Komory operacyjne dla gryzoniMed Associates, IncENV-008CTMed Associates Inc. PO Box 319 St. Albans, Vermont 05478 USA Telefon: (802) 527-2343
Kopf Instrument stereotaktyczny dla małych zwierząt z konsolą wyświetlacza cyfrowegoKopf InstrumentsModel 940Kopf Telefon: 1-877-352-3275 Faks: 1-818-352-3275 E-mail: sales@kopfinstruments.net
Procesor Bioamp 3-DSP serii ZTucker Davis TechnologiesRZ5DTucker-Davis Technologies  11930 Koło Naukowe Alachua, FL 32615  Stany Zjednoczone Tel: 386-462-9622 
www.tdt.com 32-kanałowy stymulator serii ZOprogramowanie Tucker Davis TechnologiesIZ2-32dołączone do instrukcji, która omawia sposób programowania eksperymentów za pomocą platformy OpenEx, do której można uzyskać dostęp tutaj: http://www.tdt.com/files/manuals/OpenEx_User_Guide.pdf
Akumulator litowo-jonowy 48 V do stymulatora IZ2Tucker Davis TechnologiesLZ48-200
do PZ5Tucker Davis TechnologiesS-BOX_PZ5
Pakiet oprogramowania OpenEx Ext do wielokanałowego zapisu neuronowegoTucker Davis TechnologiesOpenEx
Platynowo-irydowe elektrody stymulującePlastics One IncMS303/8-B/SPC ELECT PT 2C TW .005"Plastics One Inc P.O.Box 21465, S.W. Roanoke, VA 24018, PH 540-772-7950
2-kanałowe między stymulatorem a komutatoremTworzywa sztuczne One Inc305-441/2 W/ Sprężyna
2-kanałowe między komutatorem a cokołem elektrodyTworzywa sztuczne One Inc305-305 W/ Sprężynowe
4-kanałowe komutatoryPlastics One IncSL2+2C i SL2+SC/SB
jest 32-kanałowy rozdzielacz

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Methamphetamine use: a comprehensive review of molecular, preclinical and clinical findings. Drug Alcohol Depend. 129, 167-179 (2013).">Panenka, W. J., et al. Methamphetamine use: a comprehensive review of molecular, preclinical and clinical findings. Drug Alcohol Depend. 129, 167-179 (2013).
  2. World Drug Report 2014. 14, United Nations. (2014).">United Nations Office on Drugs and Crime. World Drug Report 2014. 14, United Nations. (2014).
  3. History, applications, and mechanisms of deep brain stimulation. JAMA Neurol. 70, 163-171 (2013).">Miocinovic, S., Somayajula, S., Chitnis, S., Vitek, J. L. History, applications, and mechanisms of deep brain stimulation. JAMA Neurol. 70, 163-171 (2013).
  4. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens for the treatment of addiction. Ann N Y Acad Sci. 1282, 119-128 (2013).">Muller, U. J., et al. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens for the treatment of addiction. Ann N Y Acad Sci. 1282, 119-128 (2013).
  5. Deep brain stimulation in addiction: a review of potential brain targets. Mol Psychiatry. 17, 572-583 (2012).">Luigjes, J., et al. Deep brain stimulation in addiction: a review of potential brain targets. Mol Psychiatry. 17, 572-583 (2012).
  6. Deep brain stimulation for the treatment of addiction: basic and clinical studies and potential mechanisms of action. Psychopharmacology (Berl). 229, 487-491 (2013).">Pierce, R. C., Vassoler, F. M. Deep brain stimulation for the treatment of addiction: basic and clinical studies and potential mechanisms of action. Psychopharmacology (Berl). 229, 487-491 (2013).
  7. Lateral habenula deep brain stimulation for personalized treatment of drug addiction. Front Hum Neurosci. 7, 806(2013).">Yadid, G., Gispan, I., Lax, E. Lateral habenula deep brain stimulation for personalized treatment of drug addiction. Front Hum Neurosci. 7, 806(2013).
  8. Reduced ethanol consumption by alcohol-preferring (P) rats following pharmacological silencing and deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell. J Neurosurg. 120, 997-1005 (2014).">Wilden, J. A., et al. Reduced ethanol consumption by alcohol-preferring (P) rats following pharmacological silencing and deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell. J Neurosurg. 120, 997-1005 (2014).
  9. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell attenuates cue-induced reinstatement of both cocaine and sucrose seeking in rats. Behav Brain Res. 281, 125-130 (2015).">Guercio, L. A., Schmidt, H. D., Pierce, R. C. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell attenuates cue-induced reinstatement of both cocaine and sucrose seeking in rats. Behav Brain Res. 281, 125-130 (2015).
  10. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell attenuates cocaine priming-induced reinstatement of drug seeking in rats. J Neurosci. 28, 8735-8739 (2008).">Vassoler, F. M., et al. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell attenuates cocaine priming-induced reinstatement of drug seeking in rats. J Neurosci. 28, 8735-8739 (2008).
  11. Electrical stimulation of the lateral habenula produces enduring inhibitory effect on cocaine seeking behavior. Neuropharmacology. 59, 452-459 (2010).">Friedman, A., et al. Electrical stimulation of the lateral habenula produces enduring inhibitory effect on cocaine seeking behavior. Neuropharmacology. 59, 452-459 (2010).
  12. Transcranial magnetic stimulation in the treatment of substance addiction. Ann N Y Acad Sci. , (2014).">Gorelick, D. A., Zangen, A., George, M. S. Transcranial magnetic stimulation in the treatment of substance addiction. Ann N Y Acad Sci. , (2014).
  13. IS 44. Development and applications of deep rTMS in depression and addiction studies. Clin. Neurophysiol. 124, e53(2013).">Zangen, A. IS 44. Development and applications of deep rTMS in depression and addiction studies. Clin. Neurophysiol. 124, e53(2013).
  14. The Use of Neuromodulation in the Treatment of Cocaine Dependence. Addict Disord Their Treat. 13, 1-7 (2014).">Alba-Ferrara, L. M., Fernandez, F., de Erausquin, G. A. The Use of Neuromodulation in the Treatment of Cocaine Dependence. Addict Disord Their Treat. 13, 1-7 (2014).
  15. Transcranial Magnetic Stimulation and Deep Brain Stimulation in the treatment of alcohol dependence. Addict Disord Their Treat. 13, 159-169 (2014).">Alba-Ferrara, L., Fernandez, F., Salas, R., de Erausquin, G. A. Transcranial Magnetic Stimulation and Deep Brain Stimulation in the treatment of alcohol dependence. Addict Disord Their Treat. 13, 159-169 (2014).
  16. Repeated high-frequency transcranial magnetic stimulation over the dorsolateral prefrontal cortex reduces cigarette craving and consumption. Addiction. 104, 653-660 (2009).">Amiaz, R., Levy, D., Vainiger, D., Grunhaus, L., Zangen, A. Repeated high-frequency transcranial magnetic stimulation over the dorsolateral prefrontal cortex reduces cigarette craving and consumption. Addiction. 104, 653-660 (2009).
  17. Repeated electrical stimulation of reward-related brain regions affects cocaine but not 'natural' reinforcement. J Neurosci. 27, 14179-14189 (2007).">Levy, D., et al. Repeated electrical stimulation of reward-related brain regions affects cocaine but not 'natural' reinforcement. J Neurosci. 27, 14179-14189 (2007).
  18. Does methamphetamine use increase violent behaviour? Evidence from a prospective longitudinal study. Addiction. 109, 798-806 (2014).">McKetin, R., et al. Does methamphetamine use increase violent behaviour? Evidence from a prospective longitudinal study. Addiction. 109, 798-806 (2014).
  19. Transition from moderate to excessive drug intake: change in hedonic set point. Science. 282, 298-300 (1998).">Ahmed, S. H., Koob, G. F. Transition from moderate to excessive drug intake: change in hedonic set point. Science. 282, 298-300 (1998).
  20. Antidepressant-like effects of medial prefrontal cortex deep brain stimulation in rats. Biol Psychiatry. 67, 117-124 (2010).">Hamani, C., et al. Antidepressant-like effects of medial prefrontal cortex deep brain stimulation in rats. Biol Psychiatry. 67, 117-124 (2010).
  21. Augmentative therapies do not potentiate the antidepressant-like effects of deep brain stimulation in rats. J Affect Disord. 161, 87-90 (2014).">Laver, B., Diwan, M., Nobrega, J. N., Hamani, C. Augmentative therapies do not potentiate the antidepressant-like effects of deep brain stimulation in rats. J Affect Disord. 161, 87-90 (2014).
  22. Reversal of cocaine-evoked synaptic potentiation resets drug-induced adaptive behaviour. Nature. 481, 71-75 (2012).">Pascoli, V., Turiault, M., Luscher, C. Reversal of cocaine-evoked synaptic potentiation resets drug-induced adaptive behaviour. Nature. 481, 71-75 (2012).
  23. Programmed deep brain stimulation synchronizes VTA gamma band field potential and alleviates depressive-like behavior in rats. Neuropharmacology. 91, 135-141 (2015).">Gazit, T., et al. Programmed deep brain stimulation synchronizes VTA gamma band field potential and alleviates depressive-like behavior in rats. Neuropharmacology. 91, 135-141 (2015).
  24. Deep brain stimulation for treatment-resistant depression. Neuron. 45, 651-660 (2005).">Mayberg, H. S., et al. Deep brain stimulation for treatment-resistant depression. Neuron. 45, 651-660 (2005).
  25. Deep brain stimulation of nucleus accumbens region in alcoholism affects reward processing. PLoS One. 7, e36572(2012).">Heldmann, M., et al. Deep brain stimulation of nucleus accumbens region in alcoholism affects reward processing. PLoS One. 7, e36572(2012).
  26. Exaggerated phase-amplitude coupling in the primary motor cortex in Parkinson disease. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 4780-4785 (2013).">de Hemptinne, C., et al. Exaggerated phase-amplitude coupling in the primary motor cortex in Parkinson disease. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 4780-4785 (2013).
  27. Escalating dose methamphetamine pretreatment alters the behavioral and neurochemical profiles associated with exposure to a high-dose methamphetamine binge. Neuropsychopharmacology. 28, 1730-1740 (2003).">Segal, D. S., Kuczenski, R., O'Neil, M. L., Melega, W. P., Cho, A. K. Escalating dose methamphetamine pretreatment alters the behavioral and neurochemical profiles associated with exposure to a high-dose methamphetamine binge. Neuropsychopharmacology. 28, 1730-1740 (2003).
  28. Human methamphetamine pharmacokinetics simulated in the rat: behavioral and neurochemical effects of a 72-h binge. Neuropsychopharmacology. 34, 2430-2441 (2009).">Kuczenski, R., Segal, D. S., Melega, W. P., Lacan, G., McCunney, S. J. Human methamphetamine pharmacokinetics simulated in the rat: behavioral and neurochemical effects of a 72-h binge. Neuropsychopharmacology. 34, 2430-2441 (2009).
  29. Repeated methamphetamine treatment impairs recognition memory through a failure of novelty-induced ERK1/2 activation in the prefrontal cortex of mice. Biol Psychiatry. 59, 75-84 (2006).">Kamei, H., et al. Repeated methamphetamine treatment impairs recognition memory through a failure of novelty-induced ERK1/2 activation in the prefrontal cortex of mice. Biol Psychiatry. 59, 75-84 (2006).
  30. Escalation of methamphetamine self-administration in rats: a dose-effect function. Psychopharmacology (Berl). 186, 48-53 (2006).">Kitamura, O., Wee, S., Specio, S. E., Koob, G. F., Pulvirenti, L. Escalation of methamphetamine self-administration in rats: a dose-effect function. Psychopharmacology (Berl). 186, 48-53 (2006).
  31. Effects of dose and session duration on cocaine self-administration in rats. J Pharmacol Exp Ther. 320, 1134-1143 (2007).">Wee, S., Specio, S. E., Koob, G. F. Effects of dose and session duration on cocaine self-administration in rats. J Pharmacol Exp Ther. 320, 1134-1143 (2007).
  32. Extended methamphetamine self-administration enhances reinstatement of drug seeking and impairs novel object recognition in rats. Psychopharmacology (Berl). 199, 615-624 (2008).">Rogers, J. L., De Santis, S., See, R. E. Extended methamphetamine self-administration enhances reinstatement of drug seeking and impairs novel object recognition in rats. Psychopharmacology (Berl). 199, 615-624 (2008).
  33. Attenuation of methamphetamine seeking by the mGluR2/3 agonist LY379268 in rats with histories of restricted and escalated self-administration. Neuropharmacology. 66, 290-301 (2013).">Kufahl, P. R., et al. Attenuation of methamphetamine seeking by the mGluR2/3 agonist LY379268 in rats with histories of restricted and escalated self-administration. Neuropharmacology. 66, 290-301 (2013).
  34. Extended access to methamphetamine self-administration affects sensorimotor gating in rats. Behav Brain Res. 217, 386-390 (2011).">Hadamitzky, M., Markou, A., Kuczenski, R. Extended access to methamphetamine self-administration affects sensorimotor gating in rats. Behav Brain Res. 217, 386-390 (2011).
  35. Extended-access, but not limited-access, methamphetamine self-administration induces behavioral and nucleus accumbens dopamine response changes in rats. Eur J Neurosci. 38, 3487-3495 (2013).">Le Cozannet, R., Markou, A., Kuczenski, R. Extended-access, but not limited-access, methamphetamine self-administration induces behavioral and nucleus accumbens dopamine response changes in rats. Eur J Neurosci. 38, 3487-3495 (2013).
  36. Addiction therapy. Refining deep brain stimulation to emulate optogenetic treatment of synaptic pathology. Science. 347, 659-664 (2015).">Creed, M., Pascoli, V. J., Luscher, C. Addiction therapy. Refining deep brain stimulation to emulate optogenetic treatment of synaptic pathology. Science. 347, 659-664 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Deep Brain StimulationMethamphetamine Self AdministrationIntravenous Drug UseElectrical Stimulation TherapyOperant Conditioning ProtocolRodent Addiction ModelBrain Target StimulationStimulation Parameter OptimizationCatheter Patency TestingCommutator System Setup

Related Articles