Artykuł metodologiczny

Modelowanie zawału torebki opisanej techniką fotozakrzepową

DOI:

10.3791/53281

⸱

2 czerwca 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Science and Engineering, Gwangju Institute of Science and Technology, 2Department of Pathology, Chonnam National University Medical School, 3Departement of Neurosurgery, Presbyterian Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten manuskrypt opisuje technikę modelowania zawału torebkowego. W tym przypadku zastosowaliśmy zmodyfikowaną technikę fotozakrzepową o niskim natężeniu światła po przedoperacyjnym mapowaniu celu. Za pomocą tej techniki stworzyliśmy opisany model zawału torebki z trwałym upośledzeniem ruchowym.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niedawny wzrost częstości występowania udaru istoty białej wymaga konkretnych badań w tej dziedzinie. Jednak brak odpowiedniego modelu zwierzęcego udaru istoty białej utrudnił badania naukowe. W tym miejscu opisujemy nowatorską metodę tworzenia ograniczonego zawału torebki, która minimalizuje uszkodzenia sąsiednich struktur istoty szarej. Zastosowaliśmy przedoperacyjne śledzenie neuronalne za pomocą białka zielonej fluorescencji związanego z wirusem związanym z adenowirusem (AAV-GFP) w celu zidentyfikowania somatotopowej organizacji obszaru kończyny przedniej w torebce wewnętrznej. Regulacja natężenia światła w oparciu o różne właściwości optyczne istoty szarej i białej przyczynia się do selektywnego niszczenia istoty białej przy względnym zachowaniu istoty szarej. Dokładne umiejscowienie interfejsu wzrokowo-nerwowego umożliwia zniszczenie całego obszaru kończyn przednich w torebce wewnętrznej, co prowadzi do wyraźnego i utrzymującego się deficytu ruchowego. W ten sposób technika ta powoduje wysoce powtarzalne zmiany w zawale torebki z trwałym deficytem motorycznym. Model będzie pomocny nie tylko w badaniu udaru istoty białej (WMS) na poziomie behawioralnym, obwodowym i komórkowym, ale także w ocenie jego przydatności do opracowywania nowych interwencji terapeutycznych i rehabilitacyjnych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Do niedawna modele "udaru istoty szarej (GMS)" były używane wyłącznie do zrozumienia patofizjologii udaru i do kierowania rozwojem nowych metod leczenia. Obserwuje się jednak coraz częstsze występowanie udaru, który dotyka podkorowej istoty białej u osób starszych, co stanowi 15 - 25% wszystkich udarów1,2. Przeprowadzono liczne badania dotyczące udaru mózgu przy użyciu modeli GMS, podczas gdy istnieje niewiele badań, w których wykorzystano modele udaru istoty białej (WMS). Istota biała u gryzoni jest znacznie mniejsza niż istota biała u ludzi lub naczelnych. W związku z tym trudniej jest selektywnie uzyskać dostęp i zniszczyć docelowe obszary w istocie białej3. Ponadto do tej pory nie opracowano skutecznych narzędzi do selektywnego niszczenia planowanego zasięgu docelowej istoty białej. W związku z tym brakowało odpowiednich modeli do badania udarów istoty białej.

Modele udarów u zwierząt są często używane do monitorowania postępu regeneracji motorycznej w celu opracowania nowych metod rehabilitacyjnych i terapeutycznych. Idealnym rozwiązaniem jest wykorzystanie modelu zwierzęcego, który wykazuje długotrwały deficyt neurologiczny zgodny ze zmianami anatomicznymi wykazywanymi w udarze mózgu4,5. W związku z tym szybkie odzyskanie deficytu motorycznego i szerokie zaangażowanie mózgu po zawale może nie być realistyczne w prowadzeniu badań nad udarem. Poprzednie modele zawału torebki były wykonywane przez zamknięcie tętnicy szyjnej wewnętrznej lub przednich tętnic naczyniówkowych i dyfuzję endoteliny-1 (ET-1) do torebki wewnętrznej6-9. Niemniej jednak niedrożność tętnic wymaga starannego rozwarstwienia tętnic, ale powoduje powstanie szerokiego obszaru uszkodzenia zawału, w tym torebki wewnętrznej, bez utrzymujących się deficytów behawioralnych. Co więcej, ET-1 nie był dyfundowany w celu całkowitego zniszczenia tylnej kończyny torebki wewnętrznej, a tym samym mniej wyraźnego lub utrzymującego się deficytu behawioralnego.

Model zawału fotozakrzepowego jest szeroko stosowany do generowania różnych typów zmian zawałowych w korze i strukturach podkorowych10. Technika ta obejmuje podanie dożylne, a następnie oświetlenie ogniskowe, które prowadzi do agregacji płytek krwi w małych naczyniach i powstania zmian zawałowych10. Technika fotozakrzepowa jest szeroko stosowana do tworzenia zmian GMS, podczas gdy rzadko jest stosowana do generowania zmian WMS5,11. W przypadku tej techniki wykazano, że połączenie barwnika Rose Bengal i promieniowania świetlnego jest przydatne w niszczeniu struktury docelowej, powodując odpowiednie deficyty funkcjonalne. Kluczowym elementem techniki fotozakrzepowej jest naświetlanie światłem, ponieważ to ono decyduje o wielkości zmian zawałowych. Naświetlanie światłem powoduje różny wpływ na istotę szarą i istotę białą, ponieważ rozpraszanie światła jest ponad 4 razy większe w istocie białej w porównaniu z istotą szarą12; W związku z tym, jeśli natężenie światła ma wystarczająco niskie natężenie promieniowania (<1 140 mW/mm2), można ograniczyć rozciągłość, do której zmiany fotozakrzepowe wpływają na zasięg istoty białej (tj. kapsułki wewnętrznej). Na przykład światło o wyższej energii może wywołać zawał zarówno w istocie szarej, jak i białej, ale światło o niższej energii może wywołać fotozakrzepicę tylko w istocie białej. Co więcej, przenikanie energii świetlnej było bardzo ograniczone. Około 99% energii świetlnej zostało utracone na odległość większą niż 1 mm od źródła światła13. Dlatego oczekuje się, że precyzyjnie ukierunkowane światło o niższej energii indukuje fotozakrzepicę tylko w istocie białej przy minimalnym naruszeniu sąsiedniej istoty szarej.

Tutaj opisujemy nowatorską metodę tworzenia zmian na zawale w obszarze kończyn przednich torebki wewnętrznej u gryzoni. Opisujemy sposób identyfikacji obszaru kończyny przedniej w kapsule wewnętrznej, technologię naświetlania światłem, w tym regulację i dostarczanie światła oraz powstawanie zmiany zawałowej. Opisujemy również testy behawioralne stosowane do oceny kompletności modelowania torebki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi Instytutu Nauki i Technologii Gwangju (GIST), a wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt w GIST.

1. Etapy poprzedzające nałożenie

  1. Identyfikacja obszaru kończyny przedniej w torebce wewnętrznej za pomocą AAV-GFP
    1. Trzymanie i obchodzenie się ze szczurami Sprague Dawley (~400 g, 11 - 13 tygodni) zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi i krajowymi.
    2. Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne i elektrody za pomocą odpowiedniego sterylizatora (sterylizator parowy lub plazmowy). Użyj sterylizatora parowego w temperaturze 121 °C jako ustawienia 30 min dla sterylizacji i 30 min dla suszenia.
    3. Znieczulić zwierzę mieszaniną chlorowodorku ketaminy (100 mg/kg) i ksylazyny (7 mg/kg) we wstrzyknięciu domięśniowym. Sprawdź głębokość znieczulenia, szczypiąc łapę. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37,5 ± 0,5 °C za pomocą poduszki grzewczej pod ciałem zwierzęcia.
    4. Umieść zwierzę w ramce stereotaktycznej za pomocą paska na uszy i uchwytu na usta.
    5. Oczyść i zdezynfekuj pole operacyjne 70% alkoholem i roztworem jodu powidonu. Naciekać 2% chlorowodorek lidokainy pod skórę głowy w zamierzonym obszarze nacięcia czaszki, aby zmniejszyć ból śródoperacyjny.
    6. Zastosuj maść okulistyczną weterynarza, aby zapobiec wysuszeniu oczu. Umieść sterylną serwetę na zwierzęciu w miejscach operacji. Utrzymuj wszystkie procedury w sterylnych warunkach.
    7. Wykonaj nacięcie czaszki w linii środkowej o długości 2 cm za pomocą skalpela i obustronnie cofnij skórę za pomocą drucianych zwijaczy. Osusz czaszkę bawełnianymi wacikami i 30% wodą utlenioną.
    8. Wykonaj otwór za pomocą rękojeści, wiertło nad obszarem kończyn przednich kory ruchowej (AP: +2,5 od bregma, ML: ±2,5 od linii środkowej) i oczyść przewód za pomocą mikrołyżeczki do wstrzyknięcia wirusa.
    9. Rozmrozić AAV-GFP (2 x 1012 cząsteczek wirusa/ml) na lodzie i załadować 1 μl wirusa do strzykawki o pojemności 10 μl. Umieścić strzykawkę na ramie stereotaktycznej.
    10. Przesuń igłę do wcześniej przygotowanego otworu i opuść igłę na głębokość 1 mm do opony twardej.
    11. Wirusa należy wstrzykiwać powoli (0,1 μl/min) za pomocą precyzyjnej mikropompy i pozostawić igłę na miejscu na dodatkowe 10 minut, aby wirus mógł się rozproszyć.
    12. Po oczyszczeniu miejsca operacyjnego za pomocą irygacji solą fizjologiczną, zabezpiecz ranę nylonowym szwem 3-0; uwolnij szczura z ramy stereotaktycznej i przenieś go do komory rekonwalescencji. Podawać ketoprofen (2 mg/kg) we wstrzyknięciu domięśniowym w celu kontroli bólu pooperacyjnego.
    13. Utrzymuj temperaturę ciała (37 °C) za pomocą poduszki grzewczej i podawaj antybiotyki drugiej generacji z grupy cefemów (0,1%, 1 ml) we wstrzyknięciu domięśniowym i 2% chlorowodorek lidokainy we wstrzyknięciu podskórnym, jeśli to konieczne. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Zwierzę trzyma się w jednym domu do czasu pełnego wyzdrowienia.
    14. Po 2-3 tygodniowej rekonwalescencji należy głęboko znieczulić szczura przedawkowaniem chlorowodorku ketaminy (300 mg / kg) poprzez wstrzyknięcie domięśniowe w kaptur. Potwierdź śmierć zwierzęcia przez brak reakcji szczypania palców u stóp, pulsu i oddechu. Umieść szczura na wznak w kapturze.
    15. Otwórz jamę brzuszną przez nacięcie w kształcie litery "Y", aby otworzyć jamę klatki piersiowej. Mocno zaciśnij zstępującą aortę hemostatem i rozerwij prawy przedsionek serca szczura w celu drenażu krwi. Rozpocząć perfuzję do lewej komory serca zimnym 1% paraformaldehydem przez 5 minut (10 ml/min), a następnie 4% paraformaldehydem przez 30 minut (10 ml/min).
    16. Usuń głowę szczura z tuszy za pomocą nożyczek. Wykonaj nacięcie w linii środkowej od szyi do nosa i usuń mięśnie szyi za pomocą nożyczek lub rongeur, aby czaszka była odsłonięta. Delikatnie wypreparuj czaszkę, kości i oponę twardą z mózgu.
    17. Wyciągnij mózg i umieść mózg szczura w stożkowej probówce o pojemności 50 ml wypełnionej 4% paraformaldehydem na noc. Następnego dnia umyj mózg 1x PBS 3 razy i umieść go w 30% roztworze sacharozy.
    18. Po całkowitym opadnięciu mózgu na dno 30% roztworu sacharozy, umieść mózg w kriomolu ze związkiem OCT w temperaturze -20 °C w kriotomie. Pokrój mózg w płaszczyźnie koronalnej na grubość 40 μm i w odstępie 200 μm.
    19. Wykonać barwienie immunohistochemiczne GFP metodą szkiełkową14. Zastosować przeciwciało pierwszorzędowe (1:200 białka anty-zielonej fluorescencji, frakcji IgG królika) na plastry mózgu przez noc w temperaturze 4 °C. Drugiegodnia przemyć 1% roztworem Tween-20 (PBST) 1% roztworem buforowanym fosforanem 3 razy i nałożyć przeciwciało drugorzędowe (1:500 koziej anty-króliczej IgG (H + L)) przez 1 godzinę. Przepłukać szkiełko 1% PBST 3 razy. Umieść szkło nakrywkowe na wycinku mózgu.
    20. Za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego (długość fali wzbudzenia 470 nm, długość fali emisji 525 nm, powiększenie 5X) obserwuj aksony transdukowane przez AAV-GFP w kapsule wewnętrznej. Porównaj lokalizacje transdukowanych aksonów z Atlasem Mózgu Szczura15, aby określić współrzędne stereotaktyczne transdukowanych aksonów
  2. Regulacja natężenia światła przed zmianą chorobową odpowiednia do modelowania zawału torebki
    1. Budowa optycznego interfejsu neuronowego
      1. Wytnij odpowiednią długość (4 cm) igły rdzeniowej o rozmiarze 27 ze sztyftem w środku za pomocą wiertła tnącego.
        UWAGA: Cięcie może ściskać i zmiażdżyć końcówkę igły kręgosłupa; Zdejmij sztyft i wypoleruj końcówkę igły rdzeniowej, aby usunąć zmiażdżoną część igły rdzeniowej i utrzymać wewnętrzny kaliber igły rdzeniowej.
      2. Zdejmij odpowiednią długość (10 cm) płaszcza światłowodu (125 μm z rdzeniem 62,5 μm) z jednostronnego krosowego.
      3. Włóż niepodcięte światłowód do metalowej rurki (średnica zewnętrzna: 3,8 mm, średnica wewnętrzna: 3,3 mm i długość: 17 mm), która jest następnie zaciskana wokół światłowodu. Metalowa rurka jest pomocna w wypełnieniu przestrzeni między światłowodem a piastą igły rdzeniowej. Dwukrotnie zaciśnij dolną 1/2 metalowej rurki za pomocą dociskacza.
      4. Nałóż termoutwardzalną żywicę epoksydową na światłowód i włóż światłowód do igły rdzeniowej. Nałóż dodatkową żywicę epoksydową na pustą przestrzeń w piaście. Utwardzać żywicę epoksydową przez 20 minut w temperaturze 100 °C, aby uzyskać stabilne utrwalenie.
      5. Rozetnij światłowód wystający z igły rdzeniowej i wypoleruj światłowód na końcu igły rdzeniowej za pomocą diamentowych arkuszy docierających (polerskich).
      6. Podłącz złącze FC / PC krosowego do łącznika systemu zielonego lasera i zmierz natężenie światła z końcówki światłowodu za pomocą cyfrowego miernika mocy optycznej i energii.

2. Uszkodzenie zawału fotozakrzepowego w torebce wewnętrznej

  1. Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne i elektrody za pomocą odpowiedniego sterylizatora (sterylizator parowy lub plazmowy). Użyj sterylizatora parowego w temperaturze 121 °C jako ustawienia 30 min dla sterylizacji i 30 min dla suszenia.
  2. Znieczulić zwierzę (~400 g, 11 - 13 tygodni) mieszaniną chlorowodorku ketaminy (100 mg/kg) i ksylazyny (7 mg/kg) we wstrzyknięciu domięśniowym. Sprawdź głębokość znieczulenia, szczypiąc łapę. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37,5 ± 0,5 °C za pomocą poduszki grzewczej pod ciałem zwierzęcia.
  3. Umieść zwierzę w ramce stereotaktycznej za pomocą paska na uszy i uchwytu na usta.
  4. Oczyść i zdezynfekuj pole operacyjne 70% alkoholem i roztworem jodu powidonu. Naciekać 2% chlorowodorek lidokainy pod skórę głowy w zamierzonym obszarze nacięcia czaszki, aby zmniejszyć ból śródoperacyjny. Zastosuj maść okulistyczną weterynarza, aby zapobiec wysuszeniu oczu.
  5. Nałóż sterylną serwetę na zwierzę i odsłoń miejsca operacji. Utrzymuj wszystkie procedury w sterylnych warunkach.
  6. Wykonaj nacięcie czaszki w linii środkowej o długości 2 cm i cofnij skórę obustronnie za pomocą drucianych zwijaczy. Osusz czaszkę bawełnianymi wymiennikami i wodą utlenioną.
  7. Dostosuj wysokość nosa clamp, aż bregma i lambda zostaną wyrównane na tym samym poziomie. ETAP KRYTYCZNY: To wyrównanie ma kluczowe znaczenie dla prawidłowego podejścia do głębszej struktury, na przykład podczas wykonywania zmiany zawałowej w torebce wewnętrznej w głównym eksperymencie.
  8. Zrób otwór (średnica: 2 mm; AP: -2.04 od bregma; ML: ±3,0 od linii środkowej) za pomocą wiertła do wywołania fotozakrzepicy.
  9. Wypoleruj i wyczyść końcówkę światłowodu interfejsu optycznego. Przymocuj ONI do ramy stereotaktycznej bez zginania. Sprawdź końcówkę ONI i wyczyść ją wyraźnie przed i po włożeniu interfejsu optycznego.
  10. Zmierz natężenie lasera od końcówki światłowodu przed wprowadzeniem interfejsu optycznego do miejsca docelowego mózgu szczura. Dostosuj natężenie lasera do 3,5 mW, zgodnie z krokami przedoperacyjnymi, na końcu światłowodu.
  11. Włóż ONI do obszaru docelowego kapsułki wewnętrznej (-7,8 mm potwierdzone na etapie przedoperacyjnym) przez wywiercony otwór.
  12. Podczas fotozakrzepicy utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37,5 ± 0,5 °C. Niższa temperatura ciała może nie powodować oczekiwanego zakresu zawału. Wstrzyknąć Rose Bengal (2 ml/kg) przez żyłę ogonową.
  13. Włącz zielony laser o długości fali 532 nm na 90 sekund i 1 minutę po wstrzyknięciu Rose Bengal. Po napromieniowaniu delikatnie usunąć ONI z mózgu. Po oczyszczeniu miejsca operacyjnego zabezpiecz ranę zabezpiecz ranę nylonowym szwem 3-0; Uwolnij szczura z ramy stereotaktycznej i przenieś go do komory rekonwalescencji.
  14. W przypadku grupy pozorowanej (SOG) należy wykonać identyczną procedurę tworzenia zmian, z wyjątkiem wstrzyknięcia soli fizjologicznej (0,2 ml/100 g) zamiast różu bengalskiego.
  15. Po zabiegu należy utrzymać temperaturę ciała (37 °C) za pomocą poduszki grzewczej i podać antybiotyki (cefalosporyna drugiej generacji, 0,1%, 1 ml) we wstrzyknięciu domięśniowym. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą w mostku. Nie należy zwracać zwierząt pooperacyjnych do klatki zajmowanej przez inne zwierzęta, dopóki w pełni nie wyzdrowieją.
    UWAGA: Wstępny eksperyment został przeprowadzony w tych samych procedurach w celu znalezienia optymalnego natężenia światła od 1 mW do 5 mW, a procedura może być wymagana w celu uzyskania zadowalającego zakresu zmiany w innym stanie.

3. Ocena uszkodzenia zawału torebki

  1. Testy behawioralne i grupowanie zwierząt
    1. Wykonuj zadania docierania do pojedynczych granulek zgodnie z opisem Whishawa i wsp.14 do oceny deficytu motorycznego kończyny przedniej codziennie przez 1 tydzień po modelowaniu udaru. Wykonaj pojedyncze zadanie sięgania po granulki (SPRT) u zwierząt z ograniczeniami żywieniowymi (90% masy ciała kontrolnego) za pomocą przezroczystej pleksi (30 x 15 x 35 cm wysokości) ze szczeliną o szerokości 1 cm i półką na żywność z przodu pośrodku przedniej ściany.
    2. Umieść granulkę na półce z żywnością ukośnie przeciwlegle do preferowanej kończyny przedniej. Podawaj 20 granulek na sesję przez 3 tygodnie.
      UWAGA: Udana liczba SPRT jest definiowana jako zasięg, w którym zwierzę chwyta granulkę pokarmu i wkłada ją do pyska bez upuszczania jej.
    3. Oblicz wynik jako procent udanych dojść, który jest zdefiniowany przez następujący wzór:
      figure-protocol-1
      UWAGA: Dzielimy zwierzęta na 3 grupy: grupę pozorowaną (SOG), grupę umiarkowanego powrotu do zdrowia (MRG) i grupę słabego powrotu do zdrowia (PRG). Jeśli wynik SPRT po udarze >50%, klasyfikujemy szczury jako MRG, co wskazuje na obecność znacznej zmiany, ale nie na całkowite zniszczenie celu. Jeśli wynik SPRT po udarze wynosi <50% w porównaniu z wynikiem SPRT przed udarem, klasyfikujemy grupę jako PRG, co wskazuje na całkowitą zmianę w tarczy.
  2. Neurohistologiczne potwierdzenie zmiany w zawale
    1. Wykonać perfuzję serca z 4% paraformaldehydem, jak opisano wcześniej. Po całkowitym zanurzeniu się mózgu w 30% roztworze sacharozy, należy wykonać przekrój koronalny o grubości 10 μm i w odstępie 200 μm za pomocą mikrotomu lub kriotomu4.
    2. Wybarwić za pomocą barwienia H&E, Nissl, Luxol fast blue-PAS, Neurofilament protein-L lub białka kwasu fibrylarnego glejowego i obserwować wyniki histologiczne w celu określenia optymalnego natężenia światła, które może pokryć całą szerokość torebki wewnętrznej w obszarze docelowym, aby zaobserwować barwienie4,17.
    3. Za pomocą oprogramowania ImageJ zmierz objętość obszaru zawału fotozakrzepowego kapsułki wewnętrznej na szkiełkach mózgowych.
      1. Aby zmierzyć objętość obszaru zawału, uruchom oprogramowanie "ImageJ". Aby otworzyć pliki, które mają zostać ułożone w stos, wybierz "Obraz do stosów" ("Obraz" → "Stosy" → "Obraz do stosów"). Edytuj nazwę pliku i wybierz opcję "Ustaw skalę" ("Analizuj" → "Ustaw skalę"), aby edytować skalę.
      2. W "Plugins" wybierz "Measure Stacks", aby obliczyć objętość lub powierzchnię obrazów. Wstaw interwał odległości 2 obrazów do "Odstępów między plasterkami". Zrób rysunek ROI (Region Of Interest) wszystkich obrazów i kliknij "Zmierz".
        UWAGA: Oprogramowanie "ImageJ" automatycznie oblicza obszar i objętość każdego obrazu oraz ich całkowitą objętość.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiona tutaj metoda ma na celu stworzenie opisanego zawału torebki z trwałym deficytem motorycznym. Dlatego tak ważne jest prawidłowe określenie celu w torebce wewnętrznej na etapie przedoperacyjnym. Mapowanie somatotopowe włókien piramidalnych w torebce wewnętrznej nie zostało do tej pory ustalone. Aby prawidłowo zidentyfikować cel w torebce wewnętrznej, należy wyznaczyć obszar kończyn przednich. Wstrzyknięcie AAV-GFP do obszaru kończyn przednich kory ruchowej może śledzić aksony...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiony model zawału torebki wykazuje celowaną zmianę z wyraźnym i trwałym upośledzeniem ruchowym funkcji kończyn przednich. Dotychczasowe modele udaru podkorowego udaru torebkowego wykazywały niewystarczający stopień upośledzenia motorycznego i szybki proces powrotu do zdrowia6,8,9 . W tym sensie model ten przypomina kliniczne przypadki zawału torebki, które wykazują długotrwałe upośledzenie funkcjonalne.

Najważniejszymi etapami w rozwoju opisanego modelu zawału torebki są: 1...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te były wspierane przez grant z Instytutu Inżynierii Systemów Medycznych (iMSE) i GIST-Caltech Collaborative Fund (K04592) z GIST oraz przez Program Badań Nauk Podstawowych za pośrednictwem NRF of Korea finansowany przez Ministerstwo Nauki, ICT i Planowania Przyszłości (NRF-2013R1A2A2A01067890).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Regulator temperatury prądu stałegoWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC.
Cyfrowe instrumenty stereotaktyczneSTOELTING CO.51900
Stymulator elektrycznyCyberMedic Corp.Żywica epoksydowa EMGFES 2000
 Produkty z włókien precyzyjnych, INC.PFP-353ND1Proporcje mieszania:
10 (A):1 (B-utwardzacz) wagowo 
Harmonogram utwardzania:
1 min @ 150 ° C
2 ~ 5 min @120 ° C
5 ~ 10 min @100 ° C
15 ~ 30 min @80 ° C
Skryba światłowodowy THORLABS, INCS90R
światłowodowyKOREA OPTRON Corp.Średnica zewnętrzna: 3 mm
& Oslash; 200 i mikro; m
0,39 NA
FC/PC-FC/PC
1 m
Zasilacz laserowyCHANGCHUN NEW INDUSTRIES OPTOELECTRONICS TECH. CO., LTD.MGL-FN-532nm-200mW-14010196
Pierścień zaciskany DAWOOTECH CO., LTD.Długość: 19 mm
Średnica wewnętrzna: 3 mm
Średnica zewnętrzna: 3,8 mm
Materiał:
Sterownik pompy strzykawkowej SUS Micro4-microWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC95100
Miernik mocy optycznejTHOLABS, INCPM100D
Diamentowy arkusz do docierania (polerowania)THORLABS, INCLF3D Ziarnistość: 3 &mikro;
m Diamentowa blacha do docierania (polerowania)THORLABS, INCLF6DZiarnistość: 6 i mikro; m
Rose BengalSIGMA-ALDRICH CO. LLC.330000
Igła do znieczulenia podpajęczynówkowego z końcówką ołówkową (igła do kręgosłupa) B.BRAUN MELSUNGEN AG 4502027Rozmiar: 27 G
Długość: 88 mm
Igła: 0,40 mm
Wodoodporny papier ścierny DEERFOS CO., LTDCC261Ziarnistość: 1,000 &mikro; m
Nanofil 10  &mikro; l strzykawkaWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INCNANOFIL
Nanofil 33  Igła G BVLDWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INCNF33BV-2
Wirus AAV-GFPUNC Vector CoreAAV2-CamKIIa-eYFP2 x 1012 cząsteczki wirusa/ml
Białko anty-zielonej fluorescencji, frakcja IgG królikaTechnologies, przeciwciało pierwotne INCA11122(1:200)
Kozioł IgG anty-królicze IgG (H + L)Life Technologies, INCA11034wtórne przeciwciało (1:500)
CeftezoleGUJU Pharma CO., LTD.A278027410,1%, 1 ml
chlorowodorku lidokainy do wstrzykiwańJEIL PHARMACEUTICAL CO., LTD.A049002712%, 1 ml
Wiertarka z rękojeściąSeshin
Cyfrowy miernik mocy optycznej i energiiTHORLABS, INCPM100D
KetoprofenUNIBIOTech
ATC1000 Life

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics--2012 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 125, 2-220 (2012).
  2. Debette, S., Markus, H. S. The clinical importance of white matter hyperintensities on brain magnetic resonance imaging: systematic review and meta-analysis. Bmj. 341, 3666(2010).
  3. Zhang, K., Sejnowski, T. A universal scaling law between gray matter and white matter of cerebral cortex. PNAS. 97 (10), 5621-5626 (2000).
  4. Kim, H. S., et al. A rat model of photothrombotic capsular infarct with a marked motor deficit: a behavioral, histologic, and microPET study. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (4), 683-689 (2014).
  5. Kleim, J. A., Boychuk, J. A., Adkins, D. L. Rat models of upper extremity impairment in stroke. ILAR J. 48 (4), 374-384 (2007).
  6. Frost, S. B., Barbay, S., Mumert, M. L., Stowe, A. M., Nudo, R. J. An animal model of capsular infarct: endothelin-1 injections in the rat. Behav Brain Res. 169 (2), 206-211 (2006).
  7. He, Z., et al. Definition of the anterior choroidal artery territory in rats using intraluminal occluding technique. J Neurol Sci. 182 (1), 16-28 (2000).
  8. Tanaka, Y., et al. Experimental model of lacunar infarction in the gyrencephalic brain of the miniature pig: neurological assessment and histological, immunohistochemical, and physiological evaluation of dynamic corticospinal tract deformation. Stroke. 39 (1), 205-212 (2008).
  9. Shibata, M., Ohtani, R., Ihara, M., Tomimoto, H. White matter lesions and glial activation in a novel mouse model of chronic cerebral hypoperfusion. Stroke. 35 (11), 2598-2603 (2004).
  10. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Ann Neurol. 17 (5), 497-504 (1985).
  11. Kuroiwa, T., et al. Development of a rat model of photothrombotic ischemia and infarction within the caudoputamen. Stroke. 40 (1), 248-253 (2009).
  12. Bashkatov, A. N., Genina, E. A., Tuchin, V. V. Handbook of biomedical optics. 83, CRC Press. Boca Raton, Fl. (2011).
  13. Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in neural systems. Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).
  14. Whishaw, I. Q., Whishaw, P., Gorny, B. The structure of skilled forelimb reaching in the rat: a movement rating scale. J Vis Exp. (18), e816(2008).
  15. Jang, S. H. A review of corticospinal tract location at corona radiata and posterior limb of the internal capsule in human brain. NeuroRehabilitation. 24 (3), 279-283 (2009).
  16. Kim, D., et al. Longitudinal changes in resting-state brain activity in a capsular infarct model. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (1), 11-119 (2014).
  17. Blasi, F., Whalen, M. J., Ayata, C. Lasting pure-motor deficits after focal posterior internal capsule white-matter infarcts in rats. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (6), 977-984 (2015).
  18. Metz, G. A., Antonow-Schlorke, I., Witte, O. W. Motor improvements after focal cortical ischemia in adult rats are mediated by compensatory mechanisms. Behavioural brain research. 162 (1), 71-82 (2005).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Circumscribed Capsular InfarctPhotothrombotic TechniqueInternal CapsuleAAV GFP TracingStereotaxic CoordinatesRose Bengal InjectionGreen Laser SystemOptical Neural InterfaceMotor Deficit ModelWhite Matter Stroke

Powiązane artykuły