Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Obrazowanie neutrofili i monocytów w żyłach krezkowych za pomocą mikroskopii przyżyciowej na znieczulonych myszach w czasie rzeczywistym

10.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53314

⸱

16 listopada 2015

 ,  , 
1Department of Pathology and Immunology, University of Geneva

W tym artykule

Podsumowanie

Szczegółowo opisujemy protokół monitorowania zachowania neutrofili i monocytów w żyłach krezkowych w stanie stacjonarnym i stanach zapalnych za pomocą mikroskopii konfokalnej przyżyciowej na znieczulonych myszach.

Streszczenie

Skuteczna odpowiedź immunologiczna zależy od szybkiej mobilizacji leukocytów krwi do miejsca infekcji lub urazu. Badanie migracji leukocytów in vivo ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia molekularnych podstaw transśródbłonkowej migracji leukocytów i interakcji z śródbłonkiem naczyniowym. Jednym z potężnych podejść jest mikroskopia przyżyciowa na transgenicznych myszach wykazujących ekspresję białek fluorescencyjnych w komórkach będących przedmiotem zainteresowania.

Tutaj prezentujemy protokół obrazowania monocytów i neutrofili w myszy CX3CR1gfp/wt i.v., której wstrzyknięto pomarańczowe neutrofile znakowane barwnikiem za pomocą odwróconego mikroskopu konfokalnego. Filmy poklatkowe zebrane od 30 min do kilku godzin obrazowania pozwalają na analizę zachowania leukocytów w żyłach krezkowych zarówno w stanie stacjonarnym, jak i zapalnym. Opisujemy również kroki w celu miejscowego wywołania zapalenia naczyń krwionośnych za pomocą agonisty TLR2 / TLR1 Pam3SK4 i monitorowania późniejszej rekrutacji neutrofili i monocytów.

Przedstawiona technika może być również wykorzystana do monitorowania innych populacji leukocytów i badania cząsteczek zaangażowanych w rekrutację lub handel leukocytami za pomocą innych bodźców lub transgenicznych myszy.

Wprowadzenie

Neutrofile i monocyty to komórki wrodzonego układu odpornościowego, które nieustannie krążą we krwi. Po urazie lub infekcji sygnały zapalne indukują diapedezę leukocytów w uszkodzonych i zakażonych tkankach, inicjując w ten sposób komórkową odpowiedź immunologiczną 1-3. Szybkość mobilizacji leukocytów decyduje o pozytywnym wyniku odpowiedzi immunologicznej. Te skomplikowane procesy opierają się na określonych cząsteczkach (np. Selektynach, chemokiny związane ze śródbłonkiem) obecnych w śródbłonku objętym stanem zapalnym, które pomagają w tworzeniu kontaktów adhezyjnych między krążącymi leukocytami a śródbłonkiem 1-3. Aby uzyskać wgląd w cząsteczki zaangażowane w kaskadę rekrutacji leukocytów, ważne jest, aby zobrazować kinetykę rekrutacji komórek i śledzić zachowanie każdej komórki/populacji. Skuteczna metoda polega na mikroskopii przyżyciowej na transgenicznych myszach wykazujących ekspresję białek fluorescencyjnych w komórkach będących przedmiotem zainteresowania.

Do tej pory opracowano kilka podejść wykorzystujących mikroskopię przyżyciową do obrazowania naczyń krwionośnych 4,5. Na przykład obrazowanie unaczynienia skóry właściwej ucha lub żył krezkowych za pomocą przyżyciowej mikroskopii konfokalnej wykorzystano do identyfikacji zachowania patrolowego mysich monocytów oniskiej zawartości Ly6C i ludzkichmonocytów CD14 dimCD16 + po stronie światła naczyń krwionośnych w warunkach stanu ustalonego 6-8. Mysi model unaczynienia Cremaster jest często używany do monitorowania zachowania neutrofili lub zapalnych monocytów owysokim poziomie Ly6C w warunkach zapalnych lub niedokrwiennych u myszy transgenicznych. W takim przypadku cremaster jest stymulowany poprzez wstrzyknięcie domosznowe IL1β, CCL2, TNFβ lub fMLP. Po 2-4 godzinach tkanki są następnie chirurgicznie eksterioryzowane i analizowane za pomocą przyżyciowej mikroskopii konfokalnej 9-11.

Poniższy protokół opisuje metodę jednoczesnego monitorowania monocytów i neutrofili za pomocą dowolnego mikroskopu konfokalnego z odwróconą fluorescencją. Ponadto nasza metoda szczegółowo opisuje, jak obrazować to samo naczynie przed (stan stacjonarny) i po zapaleniu oraz jak śledzić kinetykę rekrutacji leukocytów. W tym celu wykorzystujemy mysz CX3CR1gfp/wt, której monocyty wyrażają eGFP, dożylnie wstrzyknięte mysim neutrofilami znakowanymi pomarańczowym barwnikiem. Za pomocą odwróconego mikroskopu konfokalnego możliwe jest (1) śledzenie i analizowanie patrolującychniskich monocytów Ly6C w warunkach stanu stacjonarnego oraz (2) śledzenie rekrutacji zarówno monocytów, jak i neutrofili w tym samym naczyniu po miejscowym zapaleniu. Tutaj tworzymy stany zapalne za pomocą agonisty TLR2/TLR1 Pam3CSK4 12. Co więcej, takie obrazowanie może pomóc w określeniu roli określonych cząsteczek będących przedmiotem zainteresowania w różnych etapach kaskady rekrutacji leukocytów, jeśli zostanie przeprowadzone na określonych myszach z nokautem lub w obecności przeciwciał blokujących 6,9,13.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Instytucjonalnym Komitetem Etycznym ds. Opieki nad Zwierzętami w Genewie, Szwajcaria oraz Kantonalnym Biurem Weterynaryjnym. Numer pozwolenia GE/63/14.

1. Przygotowanie zawiesiny pojedynczej komórki ze szpiku kostnego

  1. Ofiarować mysz (8-12 tygodni) przez zwichnięcie szyjki macicy. Sterylizuj tylne nogi 70% etanolem. Usuń skórę z tylnych nóg
    2. .
  2. Wypreparuj kości udowe i piszczelowe myszy i usuń tkankę z nóg za pomocą skalpela. Opłucz nogi 90% etanolem i umieść w naczyniu hodowlanym wypełnionym PBS.
  3. Pod kapturem hodowlanym oczyść tkankę z kości udowych i piszczelowych za pomocą skalpela i oddziel w stawie kolanowym. Odetnij każdy koniec kości.
  4. Przepłukać szpik kostny z każdej kości za pomocą igły 23G i strzykawki o pojemności 1 ml wypełnionej preparatem (DMEM/F12 bez czerwieni fenolowej, 1% surowica szczurzego) do probówki z gwintem o pojemności 50 ml. Rozbij agregacje komórkowe poprzez delikatne przejście przez igłę 23G i strzykawkę o pojemności 1 ml. Doprowadzić całkowitą objętość do 25 ml za pomocą pożywki preparatycznej.
  5. Odwirować 250 x g, 5 min, 4 °C. Odrzucić supernatant. Zawiesić osad w 1 ml buforu RBLC do lizy czerwonych krwinek (8,3 g NH4Cl, 1 g NaHCO3, 1 ml EDTA (100 mM), uzupełnić do 1 l wodą destylowaną, przefiltrować 0,22 μm) w probówce z gwintem o pojemności 15 ml. Inkubować przez 30 sekund na lodzie.
  6. Dodać 10 ml pożywki i odwirować 250 x g, 5 min, 4 °C. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić w 2 ml pożywki do przygotowania.

2. Wzbogacanie neutrofili przez selekcję negatywną

  1. Dodaj 150 μl koktajlu wzbogacającego neutrofile myszy (zestaw platformy do izolacji komórek, taki jak EasySep). Wymieszać i inkubować na lodzie przez 10 minut.
  2. Dodać 10 ml DMEM wolnego od czerwieni fenolowej. Odwrócić raz i odwirować 250 x g, 3 min, 4 °C.
  3. Odrzucić supernatant. Zawiesić granulki w 1,75 ml pożywki w 5 ml polistyrenowych probówek z okrągłym dnem. Dodaj 250 μl koktajlu Biotin Select. Wymieszać i inkubować na lodzie przez 10 minut.
  4. Wiruj cząstki magnetyczne (z zestawu platformy do izolacji komórek) przez 30 sekund, aby ponownie zawiesić cząstki. Dodaj 500 μl cząstek magnetycznych do zawiesiny komórek. Wymieszać i inkubować na lodzie przez 10 minut.
  5. Umieść rurkę w magnesie. Poczekaj 3 min.
  6. Odwróć magnes na nowe probówki z okrągłym dnem o pojemności 5 ml z polistyrenu, aby zebrać żądane nieoznakowane komórki. Nie należy brać ostatniej kropli wiszącej w tubce. Niechciane komórki pozostaną w rurce wewnątrz magnesu. Wyrzuć tę rurkę do odpadów stanowiących zagrożenie biologiczne.
  7. Umieść nową rurkę w magnesie. Poczekaj 3 min.
  8. Odwróć magnes na nową rurkę śrubową o pojemności 15 ml, aby zebrać żądane nieoznakowane komórki. Nie należy brać ostatniej kropli wiszącej w tubce.
  9. Całkowita objętość do 5 ml z DMEM bez czerwieni fenolowej.

3. Etykietowanie neutrofili

  1. Dodaj 0,5 μl barwnika pomarańczowego, takiego jak Cell Tracker Orange (stężenie robocze 1 μM, CMRA – octan chlorometylodolu, zapas 10 mM w DMSO). Inkubować przez 2 minuty w temperaturze 37 °C.
  2. Dodać 2,5 ml pożywki do sporządzania. Wirówka 250 x g, 5 min, 4 °C.
  3. Odrzucić supernatant. Zawiesić osad w 1 ml pożywki w probówce o pojemności 1,5 ml.
  4. Weź podwielokrotność do policzenia za pomocą hematocytometru.
  5. Inkubować 5 minut w temperaturze 37 °C. Odwirować 250 x g, 5 min, 4 °C.
  6. Odrzucić supernatant. Zawiesić osad w 1 ml PBS. Odwirować 250 x g, 5 min, 4 °C do umycia.
  7. Odrzucić supernatant. Zawiesić osad jako 10x106 komórek na 100 μl PBS. Przechowywać na lodzie do momentu wstrzyknięcia dożylnego. UWAGA: komórki muszą być wstrzykiwane dożylnie tak szybko, jak to możliwe. Zwykle uzyskuje się 6-12x106 neutrofili/mysz.

4. Przygotowanie myszy do mikroskopii przyżyciowej

UWAGA: Krok 4.1.) oraz 4.2.) należy przeprowadzić na początku doświadczenia, aby uniknąć wydłużenia czasu oczekiwania znakowanych neutrofili na lodzie.

  1. Zważ mysz CX3CR1gfp (8-12 tygodni).
  2. Przygotować 800 μl środków znieczulających (ketamina 60 mg/kg, ksylazyna 4,5 mg/kg, acepromazon 1,75 mg/kg w PBS).
  3. Znieczulić mysz. Iniekcja i.p. z 200 μl / 20 g myszy. Kontroluj znieczulenie, szczypiąc palce u nóg i sprawdzając częstość oddechów.
  4. Wstrzyknąć neutrofile (10x106 komórek w 100 μl PBS) dożylnie, używając bocznych żył ogonowych lub zatoki zaoczodołowej, w dogodnym dla eksperymentatora
    5. terminie.
  5. Połóż mysz na poduszce grzewczej i zabezpiecz oczy żelem do oczu.
  6. Szklane szkiełko nakrywkowe (o średnicy 35 mm) umieszcza się w naczyniu do hodowli tkankowej o średnicy 10 cm, które ma otwór o średnicy 30 mm. Olej służy do utrzymywania naczynia do hodowli tkankowych w kontakcie ze szkiełkiem nakrywkowym.
  7. Naciąć skórę brzucha nożyczkami, aby odsłonić otrzewną. Naciąć otrzewną nożyczkami, aby odsłonić jelito.
  8. Dodać 200 μl PBS (podgrzanego w temperaturze 37 °C) do jamy otrzewnej. Weź mysz w dłoń i odwróć ją twarzą do dołu, tak aby jelito wydostało się z jamy otrzewnej przy delikatnym nacisku. Umieść mysz w naczyniu do hodowli tkankowej.
  9. Delikatnie rozwiń jelito wysterylizowanymi patyczkami kosmetycznymi na szkiełko nakrywkowe, aby odsłonić naczynia krezkowe.
  10. Pokrój papierowe chusteczki w pasma i zwilż je podgrzanym PBS w temperaturze 37°C. Unieruchomij jelito za pomocą kawałków papierowych chusteczek, aby zmniejszyć ruchy wynikające z perystaltyki.
  11. Umieść naczynie do hodowli tkankowej i mysz w komorze z termostatem o temperaturze 37 °C na specjalnie wykonanej tacy, stoliku mikroskopu odwróconego. Wprowadzić strzykawkę zawierającą środki znieczulające s.c. do tylnej nogi. UWAGA: Dodatkowo mysz może otrzymywać tlen (0,5 l/min) za pomocą maski.
  12. Kontroluj mysz do znieczulenia, ściskając palce u nóg i sprawdzając częstość oddechów co 30 minut. W razie potrzeby podaj dawkę środków znieczulających (20 μl), aby prawidłowo utrzymać znieczulenie. UWAGA: Należy unikać wysuszania naczyń krwionośnych. Dlatego jego wilgotność jest utrzymywana poprzez regularne zwilżanie tkanek papierowych używanych do unieruchamiania jelita PBS podgrzanym w temperaturze 37°C.

5. Pomiar zachowania neutrofili i monocytów w naczyniach objętych stanem zapalnym in vivo za pomocą mikroskopii przyżyciowej

  1. Ustaw lasery na 488 i 561 - na najniższą moc niezbędną do uniknięcia fototoksyczności wywołanej laserem. W naszych eksperymentach jest to mniej niż 0,5%. Intensywność GFP w monocytach i pomarańczowego barwnika w neutrofilach jest tak duża, że zwykle wystarcza 0,3%. UWAGA: Odpowiada to mocy lasera od 0,15 do 0,25 mW w naszym systemie.
  2. Uzyskaj obrazy o rozdzielczości 512 x 512 pikseli (tj. 635 μm) w 2,2 sekundy z otwartym otworkiem za pomocą suchego obiektywu 20X mikroskopu odwróconego. Użyj głębokości z od 10 do 20 μm, która zapewnia wystarczający sygnał przy niskich mocach lasera.
    UWAGA: Zazwyczaj przeprowadzamy eksperymenty z głębokością z od 12 do 16 μm. W przypadku prezentowanych rysunków i filmów głębokość z wynosi 20 μm. Kontrast fazowy pozwala na identyfikację ścian śródbłonka, a obrazowanie wykonuje się na żyłach krezkowych. Ponieważ patrolujące komórki poruszają się dość wolno, z prędkością 5-10 μm/min6, rejestrowanie pola zainteresowania co 20 sekund jest zadowalające. Przy opisanych ustawieniach zmotoryzowany stolik pozwala na nagrywanie do 7 pól zainteresowania jednocześnie.
  3. Umieść mysz i naczynia krezkowe w komorze termostatu mikroskopu, aby umożliwić im regenerację po preparacji przez 30 minut przed uzyskaniem pierwszego filmu. W tym czasie wybierz kilka dziedzin zainteresowań. Ustaw ostrość na powierzchni świetlnej naczynia znajdującej się najbliżej obiektywu. W razie potrzeby skorzystaj z lekkiej autofluorescencji śródbłonka, aby ustawić ostrość.
    UWAGA: Zabieg chirurgiczny podczas preparacji myszy nieznacznie obciąża śródbłonek. W związku z tym zwijanie neutrofili i (lub) monocytów można zaobserwować w ciągu pierwszych 15 minut po przygotowaniu preparatu u myszy.
  4. Nagrywaj pierwszy film przez 30 minut w warunkach ustalonych, jeden obraz co 20 sek.
    UWAGA: Oprogramowanie rejestruje każde pole zainteresowania w ciągu 2,2 sekundy, a zmotoryzowany stolik automatycznie przenosi się z jednego pola na drugie. Wraca do pierwszej pozycji w ciągu 20 sekund w ciągu 30 minut nagrywania filmu.
  5. Aby zainicjować stan zapalny naczyń krwionośnych, należy dodać kroplę 20 μl PBS zawierającą 100 μg agonisty TLR2/TLR1 Pam3CSK4 12 bezpośrednio na obrazowane naczynia.
  6. Kontroluj fokus dla każdego pola zainteresowania.
    UWAGA: W trakcie akwizycji zawsze następują niewielkie zmiany ostrości na osi z. Pomimo głębokości 10-20 μm może to spowodować spadek intensywności fluorescencji. Dlatego w razie potrzeby ręcznie zmień ostrość na każde pole zainteresowania na końcu każdego filmu. Nagrywaj filmy przez 30 minut i łącznie do 3 godzin po zainicjowaniu stanu zapalnego.
  7. Pod koniec eksperymentu poświęć znieczuloną mysz przez zwichnięcie szyjki macicy.

6. Generowanie plików filmowych i śledzenie leukocytów

UWAGA: Oprogramowanie do akwizycji firmy Nikon generuje pliki .nd2, ale poniższa procedura będzie podobna w przypadku innego oprogramowania i marek.

  1. Eksportuj pliki jako serie tiff.
  2. Przejdź do oprogramowania ImageJ (http://rsb.info.nih.gov/ij/). Zaimportuj serię tiff. Każdy kanał jako inny plik.
  3. Zastosuj filtr mediany o promieniu 2,0 piksela dla kanałów zielonego i czerwonego, aby zredukować szum tła (Filtry procesowe > > mediana...).
  4. Konwertuj pliki na binarne (Process > Binary > Create Binary). Włącz oprogramowanie do obliczania progu dla każdego obrazu.
  5. Scalanie kanałów w jedną serię obrazów (Obraz > Kolor > Scal kanały...). Wybierz monocyty w kanale zielonym, neutrofile w kanale czerwonym i światło przechodzące w kanale szarym.
  6. Konwertuj obrazy ułożone w stos na kolory RGB (Kolor obrazu > > Stos na RGB).
  7. Zapisz plik jako .avi
  8. Dane są importowane i kompilowane w oprogramowaniu Imaris (Bitplane). Ruchy monocytów i neutrofili są następnie śledzone za pomocą Kreatora śledzenia plamek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W manuskrypcie opisano zoptymalizowany protokół umożliwiający łatwe monitorowanie w czasie rzeczywistym zachowania monocytów i neutrofili w żyłach krezkowych znieczulonych myszy. Użycie komory termostatowanej w 37 °C jest niezbędne w celu utrzymania temperatury ciała myszy, a także ze względu na zależność ruchu leukocytów od temperatury. Przygotowanie myszy przedstawiono na Rysunku 1. Rysunek 2 pokazuje cały obszar widoczny pod mikroskopem. Światło przechodzące pozwala na identyfikację żył krezkowych (cz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metodologie opisane w tym manuskrypcie zapewniają spójne podejście do skutecznego badania zachowania monocytów i neutrofili w żyłach krezkowych w stanie stacjonarnym i stanach zapalnych.

Kluczowym etapem przygotowania jest unieruchomienie jelita za pomocą tkanek zwilżonych PBS. Jeśli zostanie wykonane prawidłowo, naczynia krezkowe są ładnie naświetlone na szkiełku nakrywkowym w celu uzyskania obrazu. Umożliwia to wybór kilku obszarów zainteresowania do monitorowania zachowania leukocytów w żył...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez EMBO (do Y.E.), Foundation Machaon (do Y.E.) i SNSF (do B.A.I.). Dziękujemy Centrali Bioobrazowania za dostępność mikroskopu Nikon A1r i pomoc techniczną. Dziękujemy Pani Clarissie Bartley za korektę języka angielskiego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Probówki z okrągłym dnem polistyrenowe o pojemności 5 ml Beckton Dickinson352058
10x CFI Plan Apochromat 0,45    DT:4mm Nikon
20x CFI Plan Apochromat VC 0,75 DT:1mm Nikon
Cell Tracker Pomarańczowy CMRA DyeLife TechnologiesC34551
EasySep MagnetStem Cell Technologies18000
Zestaw do wzbogacania neutrofili myszy EasySepStem Cell Technologies19762
EDTASigma AldrichE6758
FCSPAAA15-042
Olejek immersyjny typu ANikondowolny lepki olej 
System kontroli temperatury Life BoxObrazowanie
NaHCO3Sigma AldrichS5761
NH4ClSigma AldrichA9434
Mikroskop konfokalny Nikon A1RNikonA1R, zmotoryzowany stolik x/y/z, oprogramowanie NIS elements
PBSLife TechnologiesD8537
bez czerwieni fenolowej DMEM/F12Life Technologies21041-025dowolne podłoże wolne od czerwieni fenolowej jest odpowiednie
PAM3CSK4Invivogentlrl-pmsrozpuszczają się w PBS
komórek macierzystychsurowicy szczurówzawarte w EasySep Zestaw do wzbogacania neutrofili myszy
Naczynie do hodowli tkankowych 100TPP93100
życia Mikroskop odwrócony Technologie

Bibliografia

  1. Ley, K., Laudanna, C., Cybulsky, M. I., Nourshargh, S. Getting to the site of inflammation: the leukocyte adhesion cascade updated. Nat Rev Immunol. 7, 678-689 (2007).
  2. Nourshargh, S., Hordijk, P. L., Sixt, M. Breaching multiple barriers: leukocyte motility through venular walls and the interstitium. Nat Rev Mol Cell Biol. 11, 366-378 (2010).
  3. Nourshargh, S., Alon, R. Leukocyte migration into inflamed tissues. Immunity. 41, 694-707 (2014).
  4. Ley, K., et al. Chapter 11. Intravital microscopic investigation of leukocyte interactions with the blood vessel wall. Methods Enzymol. 445, 255-279 (2008).
  5. Sperandio, M., Pickard, J., Unnikrishnan, S., Acton, S. T., Ley, K. Analysis of leukocyte rolling in vivo and in vitro. Methods Enzymol. 416, 346-371 (2006).
  6. Auffray, C., et al. Monitoring of blood vessels and tissues by a population of monocytes with patrolling behavior. Science. 317, 666-670 (2007).
  7. Cros, J., et al. Human CD14dim monocytes patrol and sense nucleic acids and viruses via TLR7 and TLR8 receptors. Immunity. 33, 375-386 (2010).
  8. Hanna, R. N., et al. The transcription factor NR4A1 (Nur77) controls bone marrow differentiation and the survival of Ly6C- monocytes. Nat Immunol. 12, 778-785 (2011).
  9. Woodfin, A., et al. The junctional adhesion molecule JAM-C regulates polarized transendothelial migration of neutrophils in vivo. Nat Immunol. 12, 761-769 (2011).
  10. Proebstl, D., et al. Pericytes support neutrophil subendothelial cell crawling and breaching of venular walls in vivo. J Exp Med. 209, 1219-1234 (2012).
  11. Wantha, S., et al. Neutrophil-derived cathelicidin promotes adhesion of classical monocytes. Circ Res. 112, 792-801 (2013).
  12. Ozinsky, A., et al. The repertoire for pattern recognition of pathogens by the innate immune system is defined by cooperation between toll-like receptors. Proc Natl Acad Sci U.S.A. 97, 13766-13771 (2000).
  13. Lammermann, T., et al. Neutrophil swarms require LTB4 and integrins at sites of cell death in vivo. Nature. 498, 371-375 (2013).
  14. Carlin, L. M., et al. Nr4a1-dependent Ly6C(low) monocytes monitor endothelial cells and orchestrate their disposal. Cell. 153, 362-375 (2013).
  15. Hamon, P., Rodero, M. P., Combadiere, C., Boissonnas, A. Tracking mouse bone marrow monocytes in vivo. J Vis Exp. , (2015).
  16. Iqbal, A. J., et al. Human CD68 promoter GFP transgenic mice allow analysis of monocyte to macrophage differentiation in vivo. Blood. 124, e33-e44 (2014).
  17. Jenne, C. N., Wong, C. H., Petri, B., Kubes, P. The use of spinning-disk confocal microscopy for the intravital analysis of platelet dynamics in response to systemic and local inflammation. PloS One. 6, e25109(2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie neutrofililedzenie monocyt wmikroskopia konfokalnamigracja leukocyt wagonista TLR2 TLR1myszy CX3CR1 GFPizolacja szpiku kostnegoznakowanie kom rek
Obrazowanie neutrofili i monocytów w żyłach krezkowych za pomocą mikroskopii przyżyciowej na znieczulonych myszach w czasie rzeczywistym
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.