Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przygotowanie i analiza fotoakustyczna nośników komórkowych zawierających nanopręty złota

6.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53328

⸱

2 maja 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Applied Physics, Italian National Research Council, 2Department of Experimental and Clinical Biomedical Sciences, University of Florence, Firenze, 3Department of Physics and Astronomy, University of Florence, Sesto Fiorentino, 4Department of Pharmacy and Biotechnology, University of Bologna

W tym artykule

Podsumowanie

Pokazujemy przygotowanie i zajmujemy się wykonalnością nośników komórkowych zawierających złote nanopręty do fotoakustycznego obrazowania raka.

Streszczenie

Złote nanopręty są atrakcyjne dla szeregu zastosowań biomedycznych, takich jak ablacja fototermiczna i obrazowanie fotoakustyczne raka, dzięki ich intensywnej absorbancji optycznej w oknie bliskiej podczerwieni, niskiej cytotoksyczności i potencjałowi do dominowania w nowotworach. Jednak ich dostarczanie do nowotworów nadal pozostaje problemem. Innowacyjne podejście polega na wykorzystaniu tropizmu makrofagów związanych z nowotworem, które mogą być obciążone złotymi nanoprętami in vitro. W tym miejscu opisujemy przygotowanie i kontrolę fotoakustyczną pojazdów komórkowych zawierających złote nanopręty. Pegylowane nanopręty złota są modyfikowane czwartorzędowymi związkami amoniowymi, w celu uzyskania profilu kationowego. W kontakcie z mysimi makrofagami na zwykłych szalkach Petriego okazuje się, że cząstki te ulegają masowemu wchłanianiu do pęcherzyków endocytarnych. Następnie komórki te są zatopione w biopolimerowych hydrożelach, które służą do sprawdzenia, czy stabilność konwersji fotoakustycznej cząstek jest zachowana w ich włączeniu do nośników komórkowych. Jesteśmy przekonani, że wyniki te mogą stanowić nową inspirację do opracowania nowych strategii dostarczania cząstek plazmonicznych do nowotworów.

Wprowadzenie

W ciągu ostatniej dekady, różne plazmoniczne cząstki, takie jak złote nanopręty, nanopowłoki i nanocage'y, zyskały znaczną uwagę do zastosowań w optyce biomedycznej 1,2,3,4. W przeciwieństwie do standardowych nanosfer złota, te nowsze cząstki rezonują w oknie bliskiej podczerwieni (NIR), które zapewnia najgłębszą penetrację optyczną przez ciało i najwyższy kontrast optyczny w stosunku do składników endogennych1. Cecha ta wzbudziła zainteresowanie innowacyjnymi zastosowaniami, takimi jak obrazowanie fotoakustyczne (PA) i fototermiczna ablacja nowotworów. Jednak kilka problemów ogranicza kliniczną penetrację tych cząstek. Na przykład, ich aktywacja optyczna ma tendencję do wywoływania ich przegrzania i modyfikowania ich kształtów funkcjonalnych w kierunku bardziej sferycznych profili, co napędza fotoniestabilność 5,6,7,8,9. Inną kwestią, która dominuje w debacie naukowej, jest ich ogólnoustrojowe dostarczanie do nowotworów. W szczególności złote nanopręty łączą rozmiary, które są idealne do przenikania guzów, które wykazują zwiększoną przepuszczalność i retencję oraz łatwość koniugacji ze specyficznymi sondami markerów złośliwych. Dlatego ich przygotowanie do bezpośredniego wstrzyknięcia do krwiobiegu jest postrzegane jako wykonalny schemat 10,11,12,13. Jednak ta droga pozostaje problematyczna, ponieważ większość cząstek zostaje wychwycona przez jednojądrzasty system fagocytów 10,11,12. Ponadto kolejnym problemem jest stabilność optyczna i biochemiczna cząstek po cyrkulacji w organizmie14. Kiedy cząstki tracą swoją stabilność koloidalną i agregują się, ich cechy plazmoniczne i dynamika wymiany ciepła mogą ucierpieć z powodu sprzężenia plazmonicznego15,16,17 i przegrzania krzyżowego18.

Ostatnio pojawiła się koncepcja wykorzystania tropizmu makrofagów związanych z nowotworem jako inteligentna alternatywa 19,20,21. Komórki te mają wrodzoną zdolność do wykrywania i przenikania nowotworów z wysoką specyficznością. Dlatego jedną z perspektyw może być wyizolowanie tych komórek od pacjenta, naładowanie ich złotymi nanoprętami in vitro, a następnie wstrzyknięcie ich z powrotem pacjentowi, z zamiarem wykorzystania ich jako nośników komórkowych odpowiedzialnych za poród. Kolejną zaletą byłoby uzyskanie większej kontroli nad stabilnością optyczną i biochemiczną cząstek, ponieważ ich biologiczny interfejs byłby konstruowany in vitro. Mimo to wydajność tych nośników komórkowych jako optycznych środków kontrastowych wymaga krytycznej analizy.

W tej pracy opisujemy przygotowanie i krytyczne problemy z nośnikami komórkowymi zawierającymi złote nanopręty do obrazowania PA raka. Pegylowane nanopręty złota są modyfikowane czwartorzędowymi związkami amoniowymi22 w celu uzyskania profilu kationowego, który ma sprzyjać ich interakcjom z błonami plazmatycznymi 23,24. Cząstki te są poddawane wydajnemu i niespecyficznemu pobieraniu przez większość rodzajów komórek, miejmy nadzieję, że bez zbytniego ingerowania w ich funkcje biologiczne. Mysie makrofagi są obciążone nawet 200 000 nanoprętów złota kationowego na komórkę, które zostają zamknięte w ciasnych pęcherzykach endocytarnych. Taka konfiguracja powinna budzić niepokój ze względu na zagrożenie sprzężenia plazmonicznego i przegrzania krzyżowego wewnątrz tych pęcherzyków. Dlatego makrofagi są osadzone w biopolimerowych hydrożelach, które naśladują tkanki biologiczne, w celu sprawdzenia, czy większość stabilności konwersji PA cząstek jest zachowana podczas przenoszenia z pożywki wzrostowej do pęcherzyków endocytarnych. Opracowywane są skuteczne kryteria pomiarowe w celu zmierzenia stabilności konwersji PA w warunkach bezpośredniego zainteresowania obrazowaniem PA. Próg przekształcania jest ustalany na samym początku niestabilności optycznej po ciągu 50 impulsów laserowych z typową częstotliwością powtarzania 10 Hz.

Jesteśmy przekonani, że te wyniki mogą dać impuls do rozwoju nowych strategii dostarczania cząstek plazmonicznych do nowotworów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Uwaga: Wszystkie stężenia nanoprętów złota są wyrażone w nominalnych molarnościach Au. Dla porównania z innymi pracami zauważ, że 1 M Au odpowiada w przybliżeniu 20 μM złotym nanoprętom, w naszym przypadku.

1. Przygotowanie nanoprętów ze złota kationowego

Uwaga: Metoda rozpoczyna się od syntezy nanoprętów złota pokrytych bromkiem cetrimonium (CTAB) poprzez autokatalityczną redukcję HAuCl4 kwasem askorbinowym, zgodnie z protokołem wprowadzonym przez Nikoobakht et al.25 i dostosowane zgodnie z Ratto i wsp.26. Następnie te złote nanopręty są modyfikowane w celu uzyskania większej biokompatybilności i powinowactwa do błon plazmatycznych, poprzez połączenie nici glikolu polietylenowego 10,11,27,28 i czwartorzędowych związków amoniowych22.

  1. Oczyścić 24 ml złotych prętów pokrytych CTAB w stężeniu 450 μM Au przez dwa cykle wirowania (12 000 x g, 30 min) i dekantacji. Upewnij się, że stosunek objętości martwej do objętości początkowej wynosi około 1/200 lub mniej dla wszystkich etapów wirowania w tym protokole. Użyć wodnego roztworu CTAB o stężeniu 500 μM jako roztworu myjącego, a na koniec przenieść cząstki do 6 ml buforu octanowego 100 mM o pH 5 zawierającego 500 μM CTAB i 0,005% (v/v) polisorbatu 20.
  2. Dodać 30 μl 10 mM wodnego roztworu alfa-metoksy-omega-merkapto-poli(glikolu etylenowego) (MW ~ 5 000) i pozostawić do reakcji na 30 minut w temperaturze 37 °C.
  3. Dodać 30 μl 100 mM (11-merkaptoundecylo)-N,N,N-trimetyloamoniowego bromku dimetylosulfotlenku i pozostawić w spoczynku na 24 godziny w temperaturze 37 °C.
  4. Następnie dodać 18 ml polisorbatu 20 o stężeniu 0,005% (v/v) w wodzie i oczyścić te cząstki w czterech cyklach wirowania (12 000 x g, 30 min) i dekantacji. Użyj 0,005% (v/v) polisorbatu 20 w wodzie jako roztworu myjącego, a na koniec przenieś cząstki do 2,4 ml sterylnego PBS o pH 7,4. Końcowe nominalne stężenie złota wynosi 4,5 mM.

2. Ładowanie mysich makrofagów złotymi nanoprętami

  1. Jako pożywkę hodowlaną należy użyć monocytów/makrofagicznej linii komórkowej J774a.1 i DMEM uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą, 1 mM glutaminy, 100 jednostek/ml penicyliny i 100 μg/ml streptomycyny. Płytka 5 x 105 komórek na czterech płytkach Petriego o średnicy 60 mm i pozostawić im do wzrostu przez 24 godziny, tak aby w momencie oderwania uległy subkonfuzji (patrz krok 2.2).
    1. Przez cały czas trwania protokołu utrzymuj komórki w standardowych warunkach hodowli (37 °C, 5% CO2, 95% powietrza i 100% wilgotności względnej). Do manipulowania komórkami należy używać komory z przepływem laminarnym i odpowiednich środków ochrony osobistej.
  2. Po 24 godzinach załaduj komórki nanoprętami ze złota kationowego i przygotuj je do zatopienia w foliach chitozanu:
    1. Aby umożliwić wchłonięcie cząstek przez komórki, do każdej płytki Petriego dodać podwielokrotność 4,5 mM Au kationowych nanoprętów złota w PBS, tak aby uzyskać końcowe stężenie 100 μM Au. Pozostaw szalki Petriego w inkubacji na 24 godziny.
    2. Następnie obserwuj komórki pod mikroskopem optycznym, aby potwierdzić ich dobry stan i przesłanie. Komórki powinny wykazywać normalną morfologię i szereg ciemnych pęcherzyków wewnątrzkomórkowych. Odłączyć komórki za pomocą skrobaka, połączyć je z dwiema płytkami Petriego, aby uzyskać odpowiednią ilość komórek do wykonania kolejnych etapów (co najmniej 2 x 106 komórek) i odwirować je (120 x g, 6 min) w celu usunięcia nadmiaru nanoprętów złota kationowego. Granulka komórkowa powinna wyglądać prawie na czarną.
    3. Zawiesić osad w 2 ml PBS i policzyć komórki za pomocą komory Bürker. Odwirować zawiesinę zawierającą 2 x 106 komórek (120 x g, 6 min) i utrwalić ich osady w 2 ml 3,6% (m/v) formaldehydu w PBS przez dziesięć minut w temperaturze pokojowej. Na koniec umyj ten granulat trzy razy przez odwirowanie (120 x g, 6 min) w celu usunięcia utrwalacza. Użyj PBS jako roztworu myjącego.

3. Osadzanie makrofagów w filmach chitozanowych

Uwaga: Szczególne właściwości chitozanu 26,27,28,29 są wykorzystywane do produkcji biomimetycznych fantomów zawierających makrofagi barwione nanoprętami złota kationowego. W porównaniu z innymi hydrożelami, takimi jak agaroza, chitozan umożliwia tworzenie znacznie mocniejszych i cieńszych warstw, co ma kluczowe znaczenie dla mikroskopii PA6. Wytwarzanie tych fantomów odbywa się zgodnie z poprzednimi protokołami29,30,31 z pewnymi modyfikacjami, jak przewidziano w następnych30.

  1. Przygotować zakwaszony (pH 4,5, otrzymany przez dodanie kwasu octowego) i lepki 3% (w/v) niskocząsteczkowy roztwór chitozanu (średnia MW 120 kDa), dokładnie go wymieszać i pozostawić do homogenizacji przez 24 godziny w temperaturze 40 °C.
  2. Następnie wymieszaj mysie makrofagi zawierające nanopręty złota kationowego (2 x 106 komórek) z 500 μl roztworu chitozanu.
  3. W celu uzyskania fantomów o grubości ~50 μm należy wsypać 250 mg mieszaniny do foremek styropianowych o grubości 1,91cm2 i pozostawić je pod strumieniem azotu na 24 godziny. Następnie należy potraktować te próbki 500 μl 1 M NaOH w celu wywołania sieciowania i przepłukać je 10 ml ultraczystej wody.

4. Test stabilności konwersji fotoakustycznej

Uwaga: Stabilność konwersji PA jest badana za pomocą eksperymentów PA z domowym układem, który jest opisany w odnośniku 6.

  1. Zawiesić film chitozanowy zawierający makrofagi w wodzie demineralizowanej, na przykład za pomocą plastikowego uchwytu zanurzonego w szalce Petriego, tak aby zachować odległość ~5 mm od dna płytki. Umieścić tę płytkę na mikrometrycznym stoliku XY w celu kontrolowania położenia próbki.
  2. Skoncentruj wiązkę laserową o czasie trwania impulsu ~5 ns w rezonansie z podłużnym pasmem plazmonicznym złotych nanoprętów (np. z optycznego oscylatora parametrycznego pompowanego przez trzecią harmoniczną lasera Nd:YAG z przełączaniem Q o zakresie długości fali 400 - 2,500 nm i czasie trwania impulsu 5 nsec) prostopadle do powierzchni filmu o średnicy plamki ~300 μm.
    1. Umieść tłumik przed wyjściem lasera, aby dostroić fluencję lasera i użyj rozdzielacza wiązki, aby skupić część wiązki laserowej na liczniku energii (np. detektorze piroelektrycznym) i monitorować fluktuacje. Utrzymuj fluencję optyczną poniżej ~1 mJ/cm2 na impuls podczas wyrównywania. Używaj odpowiednich okularów ochronnych do lasera, gdy laser jest włączony.
  3. Zanurz przetwornik ultradźwiękowy (zakres częstotliwości 1 - 20 MHz) w szalce Petriego ~ 2 mm od powierzchni folii i dostosuj jego położenie za pomocą translacji mikrometrycznych i etapów obrotowych, aby zmaksymalizować sygnał PA emitowany przez folię.
  4. Określić fluencję sondy FLO, która nie uszkadza próbki6:
    1. Naświetlić losowy punkt próbki z fluencją około 1 mJ/cm2 na impuls przez co najmniej 500 impulsów. Dla każdego impulsu należy uzyskać odpowiedni sygnał PA z przetwornika ultradźwiękowego i fluencję lasera z licznika energii za pomocą oscyloskopu. Nazwij średnią fluencję jako próbę FLO.
    2. Oblicz intensywność sygnału PA jako jego amplitudę międzyszczytową w funkcji liczby impulsów. Aby zrównoważyć wahania intensywności lasera, należy znormalizować amplitudę każdego sygnału PA do stosunku jego własnej fluencji do próby FLO. Przeanalizuj trend znormalizowanej intensywności PA w funkcji liczby impulsów i zweryfikuj jego stabilność w czasie.
    3. W przypadku niestateczności powtórzyć kroki 4.4.1-4.4.3 z niższą wartością próby FLO. W przypadku stabilności powtarzaj je z wartością FLOwyższą o ~10%, aż do wystąpienia utraty stabilności. Ustaw fluencję sondy FLO jako drugą najwyższą wartość próby FLO, która zapewnia stabilność.
  5. Zmierz płynność progu przekształcania:
    1. Wybierz inny losowy punkt próbki i zmierz średnią intensywność PA (ILOa) ponad 500 impulsów przy FLO.
    2. Ustaw nominalną fluencję większą niż FLO i dostarcz 50 impulsów. Nazwij ich średnią płynność jako Fexc.
    3. Ponownie zbadaj średnią intensywność PA (ILOb) ponad 500 impulsów przy FLO. Obliczyć stosunek R = ILOb / ILOa. Wartość R poniżej jedności świadczy o nieodwracalnej zmianie właściwości optycznych próbki.
    4. Użyj mikrometrycznego stolika XY, aby przesunąć folię i losowo zmienić punkt próbki. Powtórzyć kroki od 4.5.1 do 4.5.4 z różnymi wartościami Fexc, tak aby przyjąć kilka wartości R poniżej, wokół i powyżej jedności. 15 punktów jest rozsądnych.
    5. Wykreśl R jako funkcję Fexc i zidentyfikuj fluencję progu przekształcania Fth jako tę wartość, gdy R zaczyna różnić się od jednej poza niepewnością statystyczną. 6

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym materiale wykazano wykonalność zastosowania nośników komórkowych zawierających nanopręty złota do obrazowania PA w nowotworach, wraz z typowymi wynikami protokołu.

Obrazy TEM na Rysunku 1 przedstawiają typowy wygląd cząstek po kroku 1 oraz ich nośników komórkowych po kroku 2. Przygotowanie cząstek i komórek do obrazowania TEM opisano w innym opracowaniu17. Kationowe złote nanopręty ulegaj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Koncepcja celowania w makrofagi związane z nowotworem staje się potężną koncepcją walki z rakiem 34,35,36. Tutaj, zamiast ich niszczenia, komórki te są rekrutowane jako wehikuły komórkowe do wprowadzania złotych nanoprętów do guza, poprzez wykorzystanie ich tropizmu. Ta perspektywa wymaga przemyślanego projektowania cząstek, ich integracji z komórkami i ich charakterystyki. Odkryliśmy, że fotostabilność mysich makrofagów obciążonych nanoprętami złota kationowego nie ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca była częściowo wspierana przez Regione Toscana i Wspólnotę Europejską w ramach projektów ERANET+, LUS BUBBLE i BI-TRE.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Bromek heksadecylotrimetyloamoniowySigma-AldrichH6269Do syntezy nanoprętów złota
Trójwodzian chlorku złota(III)Sigma-Aldrich520918Do syntezy nanoprętów złota
Azotan srebraSigma-AldrichS6506Do syntezy nanoprętów złota
Kwas L-askorbinowySigma-AldrichA5960Do syntezy nanoprętów złota
Borowodorek soduSigma-AldrichDo syntezy nanonasion złota
MeO-PEG-SHIris BiotechPEG1171To PEGylate złotych nanoprętów. Masa cząsteczkowa około 5,000 Da.
Kwas octowySigma-Aldrich320099Do PEGylacji nanoprętów złota i solubilizowania chitozanu
Octan soduSigma-AldrichS8750Do PEGylowania nanoprętów złota
(11-merkaptoundecylo)-N,N,N-bromek trimetyloamoniowySigma-Aldrich733305Do modyfikacji złotych nanoprętów czwartorzędowymi związkami amoniowymi
DimetylosulfotlenekSigma-Aldrich276855Do solubilizacji (11-merkaptoundecylu)-N,N,N-trimetyloamoniowego bromku
Polisorbat 20Sigma-AldrichP2287Do wirowania pegylowanych nanoprętów złota
PBSLonzaBE17-516FDo zawieszania nanoprętów złota przed inkubacją z komórkami i do traktowania osadów komórek
J774a.1ATCCTIB-67Mysia linia komórkowa monocytów/makrofagów
DMEMLonzaBE12-707FPożywka do hodowli komórkowych
FBSLonzaDE14-801FDo dodania do pożywki do hodowli komórkowych
L-glutaminaLonza BE17-605EDo dodania do pożywki do hodowli komórkowych
Penicylina/streptomycynaLonzaDE17-602EDo dodania do pożywki do hodowli komórkowych
NEST705001Hodowla komórkowa danie
Skrobak do komórekEuroCloneES7018Do odłączania komórek
FormaldehydFluka47630Do utrwalania komórek
Chitozan, niskocząsteczkowySigma-Aldrich44886975-85% deacetylowany. Masa cząsteczkowa około 120 000 Da.
Hydroksyd soduSigma-Aldrich306576Do nierozpuszczalności chitozanu i generowania hydrożelu
Polistyrenowe płytki do hodowli komórkowychNEST702011Używane jako formy do wytwarzania hydrożeli chitozanowych
Optyczny oscylator parametryczny pompowany przez trzecią harmoniczną lasera Nd:YAG z przełączaniem QContinuum, Santa Clara, USASurelite OPO plusŹródło wzbudzenia optycznego do badań fotoakustycznych
Detektor piroelektryczny Gentec, Quebec, KanadaQE8SPDo monitorowania fluencji optycznej w testach fotoakustycznych
Hydrofon igłowy ze wstępnie wzmocnionymprecyzyjną akustyką, Dorset, Wielka BrytaniaModel z czujnikiem o średnicy 1 mm i zakresie częstotliwości 1-20 MHzDo pomiaru sygnałów fotoakustycznych

Bibliografia

  1. Ratto, F., Matteini, P., Centi, S., Rossi, F., Pini, R. Gold nanorods as new nanochromophores for photothermal therapies. J. Biophotonics. (1-2), 4-41 (2011).
  2. Dreaden, E. C., Alkilany, A. M., Huang, X., Murphy, C. J., El-Sayed, M. A. The golden age: gold nanoparticles for biomedicine. Chem. Soc. Rev. 41, 2740-2779 (2012).
  3. Hahn, M. A., Singh, A. K., Sharma, P., Brown, S. C., Moudgil, B. M. Nanoparticles as Contrast Agents for in-Vivo Bioimaging: Current Status and Future Perspectives. Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 3-27 (2011).
  4. Dreaden, E. C., Austin, L. A., Mackey, M. A., El-Sayed, M. A. Size matters: gold nanoparticles in targeted cancer drug delivery. Ther. Deliv. 3 (4), 457-478 (2012).
  5. Manohar, S., Ungureanu, C., Van Leeuwen, T. G. Gold nanorods as molecular contrast agents in photoacoustic imaging: The promises and the caveats. Contrast Media Mol. Imaging. 6 (5), 389-400 (2011).
  6. Cavigli, L., et al. Size Affects the Stability of the Photoacoustic Conversion of Gold Nanorods. J. Phys. Chem. C. 118 (29), 16140-16146 (2014).
  7. Chen, L. -C., et al. Enhanced photoacoustic stability of gold nanorods by silica matrix confinement. J. Biomed. Opt. 15 (1), 016010(2010).
  8. Ratto, F., et al. CW laser-induced photothermal conversion and shape transformation of gold nanodogbones in hydrated chitosan films. J. Nanopart. Res. 13, 4337-4348 (2011).
  9. Mercatelli, R., et al. Quantitative readout of optically encoded gold nanorods using an ordinary dark-field microscope. Nanoscale. 5 (20), 9645-9650 (2013).
  10. Von Maltzahn, G., et al. Computationally guided photothermal tumor therapy using long-circulating gold nanorod antennas. Cancer Res. 69 (9), 3892-3900 (2009).
  11. Jokerst, J. V., Cole, A. J., Van De Sompel, D., Gambhir, S. S. Gold nanorods for ovarian cancer detection with photoacoustic imaging and resection guidance via Raman imaging in living mice. ACS Nano. 6 (11), 10366-10377 (2012).
  12. Huang, X., et al. A reexamination of active and passive tumor targeting by using rod-shaped gold nanocrystals and covalently conjugated peptide ligands. ACS Nano. 4 (10), 5887-5896 (2010).
  13. Alkilany, A. M., Thompson, L. B., Boulos, S. P., Sisco, P. N., Murphy, C. J. Gold nanorods: Their potential for photothermal therapeutics and drug delivery, tempered by the complexity of their biological interactions. Adv. Drug Deliv. Rev. 64, 190-199 (2012).
  14. Centi, S., et al. In vitro assessment of antibody-conjugated gold nanorods for systemic injections. J. Nanobiotechnology. 12, 55(2014).
  15. Jain, P. K., Eustis, S., El-Sayed, M. A. Plasmon coupling in nanorod assemblies: Optical absorption, discrete dipole approximation simulation, and exciton-coupling model. J. Phys. Chem. B. 110 (37), 18243-18253 (2006).
  16. Funston, A. M., Novo, C., Davis, T. J., Mulvaney, P. Plasmon coupling of gold nanorods at short distances and in different geometries. Nano Lett. 9 (4), 1651-1658 (2009).
  17. Mazzoni, M., Ratto, F., Fortunato, C., Centi, S., Tatini, F., Pini, R. Partial Decoupling in Aggregates of Silanized Gold Nanorods. J. Phys. Chem. C. 118 (34), 20018-20025 (2014).
  18. Lapotko, D. O., Lukianova, E., Oraevsky, A. A. Selective laser nano-thermolysis of human leukemia cells with microbubbles generated around clusters of gold nanoparticles. Lasers Surg. Med. 38 (6), 631-642 (2006).
  19. Choi, M. R., et al. A cellular trojan horse for delivery of therapeutic nanoparticles into tumors. Nano Letters. 7 (12), 3759-3765 (2007).
  20. Dreaden, E. C., Mwakwari, S. C., La Austin,, Kieffer, M. J., Oyelere, A. K., El-Sayed, M. A. Small molecule-gold nanorod conjugates selectively target and induce macrophage cytotoxicity towards breast cancer cells. Small. 8 (18), 2819-2822 (2012).
  21. Yang, T. D., et al. Real-time phase-contrast imaging of photothermal treatment of head and neck squamous cell carcinoma: an in vitro study of macrophages as a vector for the delivery of gold nanoshells. J. Biomed. Opt. 17 (12), 128003(2012).
  22. Vigderman, L., Manna, P., Zubarev, E. R. Quantitative Replacement of Cetyl Trimethylammonium Bromide by Cationic Thiol Ligands on the Surface of Gold Nanorods and Their Extremely Large Uptake by Cancer Cells. Angew. Chem. Int. Ed. (English). 51 (3), 636-641 (2012).
  23. Richard, J. P., et al. Cell-penetrating peptides: A reevaluation of the mechanism of cellular uptake. J. Biol. Chem. 278 (1), 585-590 (2003).
  24. Delehanty, J. B., Boeneman, K., Bradburne, C. E., Robertson, K., Bongard, J. E., Medintz, I. L. Peptides for specific intracellular delivery and targeting of nanoparticles: implications for developing nanoparticle-mediated drug delivery. Ther. Deliv. 1, 411-433 (2010).
  25. Nikoobakht, B., El-Sayed, M. A. Preparation and growth mechanism of gold nanorods (NRs) using seed-mediated growth method. Chem. Mater. 15 (10), 1957-1962 (2003).
  26. Ratto, F., Matteini, P., Rossi, F., Pini, R. Size and shape control in the overgrowth of gold nanorods. J. Nanopart. Res. 12 (6), 2029-2036 (2009).
  27. Niidome, T., et al. PEG-modified gold nanorods with a stealth character for in vivo applications. J. Control. Release. 114 (3), 343-347 (2006).
  28. Tatini, F., et al. Size dependent biological profiles of PEGylated gold nanorods. J. Mater. Chem. B. 2, 6072-6080 (2014).
  29. Matteini, P., Ratto, F., Rossi, F., Centi, S., Dei, L., Pini, R. Chitosan films doped with gold nanorods as laser-activatable hybrid bioadhesives. Adv. Mater. 22 (38), 4313-4316 (2010).
  30. Matteini, P., Ratto, F., Rossi, F., de Angelis, M., Cavigli, L., Pini, R. Hybrid nanocomposite films for laser-activated tissue bonding. J. Biophotonics. 5 (11-12), 868-877 (2012).
  31. Matteini, P., Tatini, F., Cavigli, L., Ottaviano, S., Ghini, G., Pini, R. Graphene as a photothermal switch for controlled drug release. Nanoscale. 6, 7947-7953 (2014).
  32. Ratto, F., Witort, E., et al. Plasmonic Particles that Hit Hypoxic Cells. Adv. Funct. Mater. 25 (2), 316-323 (2015).
  33. Chithrani, D. B. Intracellular uptake, transport, and processing of gold nanostructures. Molec. Membrane Biol. 27 (7), 299-311 (2010).
  34. Mitchem, J. B., et al. Targeting tumor-infiltrating macrophages decreases tumor-initiating cells, relieves immunosuppression, and improves chemotherapeutic responses. Cancer Res. 73 (3), 1128-1141 (2013).
  35. Mantovani, A., Allavena, P. The interaction of anticancer therapies with tumor-associated macrophages. J. Exp. Med. 212 (4), 435-445 (2015).
  36. Panni, R. Z., Linehan, D. C., DeNardo, D. G. Targeting tumor-infiltrating macrophages to combat cancer. Immunotherapy. 5 (10), 1075-1087 (2013).
  37. Oh, E., et al. Cellular uptake and fate of PEGylated gold nanoparticles is dependent on both cell-penetration peptides and particle size. ACS Nano. 5 (8), 6434-6448 (2011).
  38. Yuan, H., Fales, A. M., Vo-Dinh, T. TAT peptide-functionalized gold nanostars: Enhanced intracellular delivery and efficient NIR photothermal therapy using ultralow irradiance. J. Am. Chem. Soc. 134 (28), 11358-11361 (2012).
  39. Ladest, S., Fales, A. M., Domard, A. Multi-membrane hydrogels. Nature. 452, 76-79 (2008).
  40. Matteini, P., et al. Photothermally activated hybrid films for quantitative confined release of chemical species. Angew. Chem. Int. Ed. (English). 52, 5956-5960 (2013).
  41. Khor, E., Lim, L. Y. Implantable applications of chitin and chitosan. Biomaterials. 24 (13), 2339-2349 (2003).
  42. Kennedy, L. C., et al. T cells enhance gold nanoparticle delivery to tumors in vivo. Nanoscale Res. Lett. 6 (1), 283(2011).
  43. Pissuwan, D., Valenzuela, S. M., Killingsworth, M. C., Xu, X., Cortie, M. B. Targeted destruction of murine macrophage cells with bioconjugated gold nanorods. J. Nanopart. Res. 9 (6), 1109-1124 (2007).
  44. Jokerst, J. V., Thangaraj, M., Kempen, P. J., Sinclair, R., Gambhir, S. S. Photoacoustic imaging of mesenchymal stem cells in living mice via silica-coated gold nanorods. ACS Nano. 6 (7), 5920-5930 (2012).
  45. Ding, H., et al. Gold nanorods coated with multilayer polyelectrolyte as contrast agents for multimodal imaging. J. Phys. Chem. C. 111 (34), 12552-12557 (2007).
  46. Esposito, G., et al. et al. In vivo laser assisted microvascular repair and end-to-end anastomosis by means of indocyanine green-infused chitosan patches: A pilot study. Lasers Surg. Med. 45 (5), 318-325 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

makrofagi zwi zane z guzempegylowane nanopr ty z otahydro el chitosanowymikroskopia fotoakustycznacz stki plazmonicznep cherzyki endocytarnepr g zmiany kszta tu
Przygotowanie i analiza fotoakustyczna nośników komórkowych zawierających nanopręty złota
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.