Artykuł metodologiczny

Wszechstronny mysi model podkorowego udaru istoty białej do badania zwyrodnienia aksonów i neurobiologii istoty białej

DOI:

10.3791/53404

⸱

17 marca 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, David Geffen School of Medicine, University of California, Los Angeles

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy metodologię wytwarzania ogniskowego udaru w mysiej istocie białej poprzez miejscowe wstrzyknięcie nieodwracalnego inhibitora śródbłonkowej syntazy tlenku azotu (eNOS) (L-Nio). Przedstawiono dwie odmiany stereotaktyczne, wsteczne śledzenie neuronów oraz znakowanie i rozwarstwianie świeżych tkanek, które rozszerzają potencjalne zastosowania tej techniki.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udar dotykający istotę białą stanowi do 25% klinicznych objawów udaru, występuje po cichu z częstością, która może być 5-10 razy większa, i znacząco przyczynia się do rozwoju demencji naczyniowej. Istnieje niewiele modeli ogniskowego udaru istoty białej, a brak odpowiednich modeli utrudnia zrozumienie mechanizmów neurobiologicznych zaangażowanych w reakcję na uraz i naprawę po tego typu udarze. Głównym ograniczeniem innych podkorowych modeli udaru jest to, że nie ograniczają one ogniskowo zawału do istoty białej lub zostały przede wszystkim zwalidowane u gatunków innych niż mysie. Ogranicza to możliwość zastosowania szerokiej gamy narzędzi badawczych na myszach do badania neurobiologii udaru istoty białej. W tym miejscu przedstawiamy metodologię niezawodnego wytwarzania ogniskowego udaru w mysiej istocie białej za pomocą miejscowego wstrzyknięcia nieodwracalnego inhibitora eNOS. Przedstawiamy również kilka wariantów ogólnego protokołu, w tym dwie unikalne warianty stereotaktyczne, wsteczne śledzenie neuronów, a także znakowanie świeżych tkanek i preparację, które znacznie rozszerzają potencjalne zastosowania tej techniki. Różnice te pozwalają na wiele podejść do analizy neurobiologicznych skutków tej powszechnej i niedostatecznie zbadanej formy udaru.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udar dotykający podkorową istotę białą jest powszechną jednostką kliniczną, odpowiadającą za do 25% udarów klinicznych rocznie w USA 1. Niedokrwienne uszkodzenie istoty białej również występuje po cichu ze znacznie większą szybkością i przyczynia się do rozwoju otępienia naczyniowego 2,3. Obecnie pacjenci z tą postacią niedokrwienia mózgu mają niewiele, jeśli w ogóle, możliwości leczenia. Pomimo klinicznego znaczenia tej choroby, istnieje niewiele klinicznie istotnych modeli zwierzęcych 4,5.

Celem tego protokołu jest wytworzenie ogniskowej zmiany niedokrwiennej w obrębie mysiej istoty białej. Ten mysi model choroby człowieka pozwala na specyficzne badanie reakcji uszkodzenia aksonów na udar oraz tego, jak elementy komórkowe istoty białej, a mianowicie oligodendrocyty i astrocyty wraz z aksonami, reagują i naprawiają się po udarze.

Poprzednie raporty opisywały model podkorowego udaru istoty białej za pomocą endoteliny-1 (ET-1) 6, który jest podobny do opisanego tutaj. Wprowadzono kilka kluczowych zmian w protokole eksperymentalnym, dzięki czemu potencjalne zastosowania tego modelu rozszerzyły się 7,8. Protokół ten zapewnia niezawodną i modyfikowalną strategię wywoływania ogniskowego udaru w istocie białej mózgu myszy.

Główne zalety tego modelu to użycie chemicznego inhibitora śródbłonkowej syntazy tlenku azotu (eNOS) N(5)-(1)-iminoetylo-L-ornityny HCl (L-Nio) 9 bez znanych efektów parakrynnych na elementy komórkowe istoty białej, co było powikłaniem modeli wykorzystujących endotelinę-1 10. Ponadto stereotaktyczne celowanie w istotę białą u myszy pozwala na użycie dowolnej odmiany szczepów transgenicznych lub nokautujących, co znacznie rozszerza dostępne narzędzia do określania wpływu udaru na istotę białą mózgu. W tym miejscu opisano dwie odmiany tej techniki i przedstawiono niektóre z dodatkowych wariantów, które można wykorzystać do lepszego zrozumienia uszkodzeń aksonów i istoty białej oraz naprawy po udarze.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykorzystanie zwierząt w tym protokole zostało przeprowadzone zgodnie z procedurami zatwierdzonymi przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Kalifornijskiego w Los Angeles.

Uwaga: Zacznij od zidentyfikowania docelowej populacji myszy. We wcześniejszych badaniach wykorzystano tylko samce myszy C57 / Bl6 typu dzikiego, jednak można również użyć różnych myszy transgenicznych lub nokautowych. Należy pamiętać, że współrzędne stereotaktyczne są oparte na anatomii C57/Bl6. Zaleca się, aby każdy użytkownik wstępnie zweryfikował lokalizację udaru w istocie białej.

1. Indukcja udaru istoty białej - podejście przyśrodkowe pod kątem

  1. Zacznij od przygotowania wyciągniętej szklanej pipety za pomocą rurki kapilarnej 0,5 mm tak, aby średnica dystalna wynosiła 15-25 μm 11.
  2. Przygotować sterylną 10 μl podwielokrotności L-Nio (N(5)-(1)-iminoetylo-L-ornityny HCl) w stężeniu 27,4 mg/ml (130 μM) w sterylnym 0,9% roztworze soli fizjologicznej.
  3. Wstępnie napełnij pipetę z wyciągniętego szkła niewielką objętością L-Nio (2-5 μl), umieszczając szklaną pipetę na rurce podłączonej do przewodu próżniowego. Połóż pipetę płasko na blacie stołu i włóż wyciągniętą końcówkę do roztworu L-Nio.
    1. Stosować próżnię, aż co najmniej 2 mm z 0,5 mm części pipety zostanie napełnione. Wyłącz próżnię i wyjmij pipetę. Odłóż go na bok do kroku 1.12.
  4. Umieść mysz w komorze indukcyjnej i wywołaj znieczulenie myszy za pomocą standardowego 32% izofluranu przepływającego przez parownik (5 l/min wdychany z 5 l/min tlenu i 0,5 l/min N2) przez 1 minutę lub do głębokiego znieczulenia. Przenieś mysz do aparatu stereotaktycznego wyposażonego w mikroskop stereotaktyczny. Zapewnij znieczulenie podtrzymujące za pomocą 32% izofluranu przepływającego przez parownik (2 l/min wdychane z 5 l/min tlenu i 0,5 l/min N2) i stożek nosowy. Sprawdź głębokość znieczulenia za pomocą uszczypnięcia palca u nogi.
  5. Ustawić ramię wtryskowe w pozycji 36°.
  6. Przymocować wyciągnięty szklany uchwyt do pipet na dystalnym końcu systemu iniekcyjnego o niskim ciśnieniu objętościowym i przymocować go do ramienia iniekcyjnego zestawu stereotaktycznego.
  7. Posmaruj wąsy znieczulonego zwierzęcia wazeliną i nałóż sztuczną maść na łzy na oba oczy. Przygotuj sterylne pole operacyjne, umieszczając sterylną serwetę na głowie zwierzęcia z otworem o długości 5-10 cm nad głową. Przygotuj aspetyczną powierzchnię chirurgiczną, goląc futro leżące nad czaszką. Oczyść skórę głowy naprzemiennie betadyną i wacikami nasączonymi 70% alkoholem.
  8. Wykonaj 1,5 cm nacięcie skóry głowy w linii środkowej sterylnymi cienkimi nożyczkami, aby odsłonić powierzchnię czaszki. Osusz czaszkę sterylnym wacikiem i za pomocą mikroskopu stereotaktycznego w powiększeniu 1-3X usuń całą leżącą nad nią tkankę okostną za pomocą sterylnego narzędzia do mikro punktu.
  9. Oznacz Bregmę jako punkt odniesienia za pomocą cienkiego markera.
  10. Wywierć elipityczną kraniotomię o średnicy 2 mm za pomocą sterylnego wiertła chirurgicznego z cienką końcówką, zaczynając od tyłu w Bregma i rozciągając się do przodu tuż po lewej stronie linii środkowej. Usuń fragmenty kości i leżące nad nimi tkanki miękkie, aby można było uwidocznić korę mózgową.
  11. Utrzymuj wilgotne pole operacyjne i powierzchnię kory mózgowej, sporadycznie aplikując krople sterylnego roztworu soli fizjologicznej.
  12. Przymocować wyciągniętą szklaną pipetę do ramienia wtryskiwacza aparatu stereotaktycznego. Wyrównaj dystalny koniec pipety z Bregma i wyzeruj współrzędne stereotaktyczne.
  13. Przesunąć pipetę do pierwszej współrzędnej przedniej/tylnej (A/P) i przyśrodkowej/bocznej (M/L) podanych w Tabeli 1.
  14. Przyłożyć pipetę do powierzchni kory mózgowej i wyzerować pomiar grzbietowy/brzuszny (D/V).
  15. Powoli wprowadzać pipetę do mózgu, aż do osiągnięcia pierwszej współrzędnej D/V w Tabeli 1.
  16. Używając systemu iniekcyjnego o niskim ciśnieniu objętości ustawionym na 20 psi dla impulsów 20 ms, wstrzyknij 100 nl L-Nio do mózgu i odczekaj 5 minut, aby zapobiec refluksowi w górę ścieżki pipety.
    1. Użyj skalibrowanej siatki celowniczej w okularze mikroskopu stereotaktycznego i powiększenia 3X.
    2. W związku z tym należy przesunąć łącznie 0,100 mm3 (0,5 mm długości w pipecie o średnicy 0,5 mm, co odpowiada 100 nl) od wyciągniętej szklanej pipety dla każdego zestawu współrzędnych. Używając siatki, mierz i standaryzuj, ponieważ każda konfiguracja różni się w zależności od użytego powiększenia i skali.
    3. W celu dokładnego pomiaru objętości podczas każdego wstrzyknięcia, należy zbliżyć się do ustawionej pod kątem pipety z mikroskopem z boku, tak aby menisk powietrzno-płynny miał widok strzałkowy. Łąkotka powinna znajdować się w tej samej płaszczyźnie ogniskowej zarówno wewnętrznej, jak i zewnętrznej ścianki pipety.
  17. Powoli wyjąć pipetę i powtórzyć kroki 1.13-1.16.3 dla drugiego i trzeciego zestawu współrzędnych podanych w Tabeli 1.
  18. Po ostatnim wstrzyknięciu należy wyjąć pipetę i umieścić wystarczającą ilość wosku kostnego, aby wypełnić miejsce kraniotomii. Przybliż krawędzie rany skóry głowy i zwiąż za pomocą kleju skórnego.
  19. Wstrzyknąć 0,1 ml 0,5% Marcaine w brzegi rany za pomocą sterylnej igły 30 G, aby zapobiec miejscowemu bólowi związanemu z nacięciem skóry głowy.
  20. Zwierzę należy umieścić w pomieszczeniu i podawać antybiotyki pooperacyjne (0,48 mg/ml trimetoprimu-sulfametoksazolu lub 0,5 mg/ml lewofloksacyny) w wodzie do picia przez 5 dni.

2. Indukcja udaru istoty białej - podejście pod kątem tylnym

  1. Wykonaj kroki 1.1-1.12, jak w protokole podejścia pod kątem przyśrodkowym, z wyjątkiem wyregulowania ramienia iniekcyjnego zestawu stereotaktycznego do 45 stopni zorientowanego od przodu do tyłu.
  2. Przesunąć pipetę do pierwszych współrzędnych A/P i M/L podanych w Tabeli 2.
  3. Wykonaj pozostałe kroki 1.14-1.20, jak w protokole podejścia pod kątem bocznym
    4. .

3. Wsteczne etykietowanie neuronów

  1. Przygotować sterylną 10 μl porcji L-Nio w stężeniu 54,8 mg/ml w 0,9% roztworze soli fizjologicznej.
  2. Przygotować sterylną porcję 20% Fluororuby (lub 20% biotynylowanej aminy dekstranu lub 2% Fluorogold) w 0,9% roztworze soli fizjologicznej.
  3. Rozcieńczyć razem w stosunku 1:1 do uzyskania końcowych stężeń 27,4 mg/ml L-Nio i 10% fluororubu.
  4. Wykonaj protokół udaru jak powyżej w krokach 1.3-1.23.
  5. Wizualizacja natywnie fluorescencyjnego znacznika w przekroju tkanki za pomocą utrwalenia perfuzyjnego, kriosekcji i mikroskopii, jak opisano wcześniej8.

4. Przetwarzanie tkanek pod kątem immunofluorescencji

  1. W odpowiednim odstępie czasu po udarze, wynoszącym od 3 godzin do 14 dni po udarze, należy poddać myszy eutanazji poprzez przedawkowanie izofluranu lub lokalną procedurę zatwierdzoną przez IACUC.
  2. Otwórz klatkę piersiową za pomocą skośnych nożyczek i włóż igłę motylkową 23 G do lewej komory.
  3. Umieść małe nacięcie w prawym przedsionku za pomocą cienkich nożyczek, aby umożliwić ścieżkę odpływu płynu perfuzyjnego.
  4. Perfuzję przezskórną z 30-40 ml zimnego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami, a następnie 30-40 ml zimnego 4% paraformaldehydu z szybkością 10 ml/min w temperaturze pokojowej.
  5. Odetnij głowę myszy i usuń mózg za pomocą sterylnych nożyczek, aby otworzyć czaszkę z tyłu, a następnie delikatnie usuń leżącą nad nią czaszkę szpatułką, umieść mózg w zimnym 4% PFA na 24 godziny, a następnie przenieś do 30% sacharozy w PBS na 48 godzin.
  6. Przygotować pływające skrawki o grubości czterdziestu mikronów za pomocą kriostatu i przeprowadzić przetwarzanie przeciwciał zgodnie z wcześniejszym opisem 6-8. W tym badaniu należy zastosować następujące przeciwciała: króliczy anty-neurofilament 200 (rozcieńczenie 1:500); królicza anty-wimentyna (1:500); anty-GFAP kóz (1:500); królik anty-Iba-1 (1:1,000).

5. Przetwarzanie tkanek do analizy białek lub RNA

  1. W odpowiednim odstępie czasu po udarze, wynoszącym od 3 godzin do 14 dni po udarze, należy poddać się eutanazji poprzez przedawkowanie izofluranu lub lokalną procedurę zatwierdzoną przez IACUC.
  2. Odetnij głowę myszy i usuń mózg za pomocą sterylnych nożyczek, aby otworzyć czaszkę z tyłu, a następnie delikatnie usuń leżącą nad nią czaszkę szpatułką.
  3. Włóż sterylną szpatułkę 4 mm z przodu mózgu, aby przeciąć opuszkę węchową i nerwy wzrokowe. Delikatnie wyjmij mózg z kalwarii i umieść w lodowatym buforze do rozwarstwiania (1x zbilansowany roztwór soli Hanka, 25 mM HEPES-KOH, pH 7,4, 35 mM glukozy, 4 mM wodorowęglan sodu i 0,01 mg / ml cykloheksamidu).
  4. Używając bloku mózgowego i sterylnych nowych żyletek, przygotuj 2-3 mm płyty zawierające udar i umieść w zimnym buforze preparacyjnym
    5. .
  5. Pod mikroskopem preparacyjnym zidentyfikuj istotę białą leżącą pod korą ruchową w wstrzykniętej półkuli. W dłuższych odstępach czasu po udarze obszar ten można wizualnie zidentyfikować za pomocą martwicy ogniskowej i bladość mieliny.
    Uwaga: We wcześniejszych odstępach czasu po udarze wstrzyknięcie L-Nio zmieszanego z 1 μl 10% Fast Green może umożliwić wizualną identyfikację udaru (ryc. 4A).
  6. Pod kierunkiem mikroskopu preparacyjnego i przy użyciu świeżego skalpela dokładnie wypreparuj obszar istoty białej, w którym znajduje się udar, zidentyfikowany przez znakowanie Fast Green lub utratę tkanki. W razie potrzeby usuń leżącą nad nią korę i leżące pod nią prążkowie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Korzystając z przedstawionego modelu, można niezawodnie celować w istotę białą leżącą pod korą czuciowo-ruchową kończyn przednich. Ten chemicznie indukowany model udaru powoduje ogniskową utratę aksonów i mieliny, gastrocytozę i mikroglejozę (ryc. 1), jak zwykle obserwuje się w ludzkich zawałach lakunarnych. Stosując trzy wstrzyknięcia, uzyskuje się klinicznie użyteczny model z wczesnym upośledzeniem zadań motorycznych kończyn przednich 7 i niewielką, ale znacz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano szereg wcześniejszych modeli udaru podkorowego, w tym ogniskowe wstrzyknięcia endoteliny-1 do torebki wewnętrznej, podkorowej istoty białej i prążkowia u szczurów 12-14 i myszy 6,15. Nowsze modele małych udarów ogniskowych wykorzystywały wstrzyknięcie cholesterolu mikrozatorowości do tętnicy szyjnej 16 i niedrożność fotozakrzepową pojedynczej tętniczki penetrującej 17. Każdy z tych modeli ma zarówno zalety, jak i wady 5. Obecnie opisany model wytwarza zmianę,...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

SN i MDD otrzymały wsparcie od NIH K08 NS083740 i Wydziału Neurologii UCLA. AJG dziękuje za wsparcie ze strony Fundacji Badań Medycznych dr Miriam i Sheldona G. Adelsonów oraz Fundacji Larry'ego L. Hillbloma. KLN z wdzięcznością dziękuje za wsparcie ze strony American Heart Association 14BFSC17760005 ASA-Bugher Stroke Center. ILL, EGS i STC były wspierane przez NIH R01 NS071481. JDH potwierdza wsparcie ze strony NIH K08 NS083740.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
L-N5-(1-Iminoetylo)ornityna, DichlorowodorekCalbiochem400600-20MG
IsofluranePhoenix Pharmaceutical, Inc.NDC 57319-559-06
Rurki kapilarneWorld Precision Instruments50-821-807
PicospritzerParker InstrumentationPicospritzer II
Konfiguracja stereotaktycznaKent ScientificKSC51725
Ściągacz do pipetKOPFModel 720
Mikroskop stereoskopowy SZ51Olympus88-124
Cienkie nożyczkiFine Scientific Tools14084-08
KleszczeAparat HarvardPY2 72-8547
Kleszcze zakrzywioneAparat HarvardPY2 72-8598
narzędzie do preparowaniaFine Scientific Tools10066-15
WiertłoDremel8220-1/28
WiertłaFine Narzędzia naukowe19007-05
Vetbond3M1469SB 
MarcaineHOSPIRANDC 0409-1610-50
Trimethoprim-SulfamethaxoleSTI PharmacyNDC 54879-007-16
FluororubyFluorochrome Inc30 mg
paraformaldehyduFisherO4042-500
SacharozaFisherBP220-10
KriostatLeica CM3050 S
Szkiełkaszklane Fisher12-544-7
Fast Green SigmaF7252-5G
Mikroskop preparacyjnyNikonSMZ1500
23 G igła motylkowaFisher14-840-35
10x Hank's Balanced SaltSolution Life Technologies14065056
1 M HEPES-KOH, pH 7,4Affymetrix16924
D-GlucoseSigmaG8270
Wodorowęglan soduSigmaS5761
CykloheksamidSigma01810
14047033518

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Go, A. S., et al. Heart disease and stroke statistics--2014 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 129, 28-292 (2014).
  2. Saini, M., et al. Silent stroke: not listened to rather than silent. Stroke. 43, 3102-3104 (2012).
  3. Koton, S., et al. Burden and outcome of prevalent ischemic brain disease in a national acute stroke registry. Stroke. 44, 3293-3297 (2013).
  4. Jiwa, N. S., Garrard, P., Hainsworth, A. H. Experimental models of vascular dementia and vascular cognitive impairment: a systematic review. J Neurochem. 115, 814-828 (2010).
  5. Sozmen, E. G., Hinman, J. D., Carmichael, S. T. Models that matter: white matter stroke models. Neurotherapeutics. 9, 349-358 (2012).
  6. Sozmen, E. G., Kolekar, A., Havton, L. A., Carmichael, S. T. A white matter stroke model in the mouse: axonal damage, progenitor responses and MRI correlates. J Neurosci Methods. 180, 261-272 (2009).
  7. Rosenzweig, S., Carmichael, S. T. Age-dependent exacerbation of white matter stroke outcomes: a role for oxidative damage and inflammatory mediators. Stroke. 44, 2579-2586 (2013).
  8. Hinman, J. D., Rasband, M. N., Carmichael, S. T. Remodeling of the axon initial segment after focal cortical and white matter stroke. Stroke. 44, 182-189 (2013).
  9. McCall, T. B., Feelisch, M., Palmer, R. M., Moncada, S. Identification of N-iminoethyl-L-ornithine as an irreversible inhibitor of nitric oxide synthase in phagocytic cells. Brit j pharmacol. 102, 234-238 (1991).
  10. Gadea, A., Aguirre, A., Haydar, T. F., Gallo, V. Endothelin-1 regulates oligodendrocyte development. J Neurosci. 29, 10047-10062 (2009).
  11. Dean, D. A. Preparation (pulling) of needles for gene delivery by microinjection. CSH prot. , (2006).
  12. Hughes, P. M., et al. Focal lesions in the rat central nervous system induced by endothelin-1. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 62, 1276-1286 (2003).
  13. Whitehead, S. N., Hachinski, V. C., Cechetto, D. F. Interaction between a rat model of cerebral ischemia and beta-amyloid toxicity: inflammatory responses. Stroke. 36, 107-112 (2005).
  14. Frost, S. B., Barbay, S., Mumert, M. L., Stowe, A. M., Nudo, R. J. An animal model of capsular infarct: endothelin-1 injections in the rat. Behav Brain Res. 169, 206-211 (2006).
  15. Horie, N., et al. Mouse model of focal cerebral ischemia using endothelin-1. J Neurosci Methods. 173, 286-290 (2008).
  16. Wang, M., et al. Cognitive deficits and delayed neuronal loss in a mouse model of multiple microinfarcts. Neuroscience. 32, 17948-17960 (2012).
  17. Shih, A. Y., et al. The smallest stroke: occlusion of one penetrating vessel leads to infarction and a cognitive deficit. Nat Neurosci. 16, 55-63 (2013).
  18. Jung, K. J., et al. The role of endothelin receptor A during myelination of developing oligodendrocytes. J Korean Med Sci. 26, 92-99 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

White Matter StrokeMurine ModelSubcortical StrokeFocal InfarctionStereotactic InjectionL Nio InjectionAxonal DegenerationMicroglial ReactivityAstrocyte MorphologyNeuronal Tracing

Powiązane artykuły