Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nowatorski model mikrochirurgiczny do heterotopowego, en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i przeszczepu serca u myszy

9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53442

⸱

23 stycznia 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Johns Hopkins University School of Medicine, 2Burn and Complex Wound Center, 3Section of Plastic and Reconstructive Surgery, University of Chicago Medical Center, 4Division of Plastic, Reconstructive, and Maxillofacial Surgery, R Adams Cowley Shock Trauma Center, 5Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 6Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Lab, Johns Hopkins University School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Aby zbadać łączoną allotransplantację narządów litych i unaczynionych kompozytów, opisujemy nowy heterotopowy model przeszczepu en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i serca u myszy przy użyciu techniki mankietu szyjki macicy bez szwów.

Streszczenie

Poszukiwanie nowych strategii w transplantacji narządów w celu przedłużenia przeżycia przeszczepu allogenicznego i zminimalizowania potrzeby długotrwałej immunosupresji podtrzymującej. Zastosowanie unaczynionego przeszczepu szpiku kostnego i kotransplantacji grasicy okazało się obiecujące pod tym względem w różnych modelach zwierzęcych. 1-11 Unaczyniony przeszczep szpiku kostnego pozwala na nieprzerwany transfer komórek szpiku kostnego dawcy w zachowanym mikrośrodowisku dawcy, a włączenie tkanki grasicy do unaczynionego przeszczepu szpiku kostnego wykazało, że zwiększa chimeryzm komórek T, ostatecznie odgrywając rolę pomocniczą w indukcji regulacji immunologicznej. Połączenie allotransplantacji narządów litych i unaczynionego kompozytu może w unikalny sposób połączyć te strategie w formie nowatorskiego modelu przeszczepu. Modele mysie służą jako doskonały paradygmat do badania mechanizmów ostrego i przewlekłego odrzucenia, chimeryzmu i indukcji tolerancji, zapewniając w ten sposób podstawę do propagowania lepszych strategii przeżycia przeszczepu allogenicznego dla większych modeli zwierzęcych i przyszłego zastosowania klinicznego. W tym celu opracowaliśmy nowatorski heterotopowy model przeszczepu ściany klatki piersiowej, grasicy i serca en bloc u myszy przy użyciu techniki mankietu szyjnego bez szwów. Doświadczenia w warunkach przeszczepów syngenicznych i allogenicznych są opisane na potrzeby przyszłych szerszych badań immunologicznych w manuskrypcie instruktażowym i suplemencie wideo.

Wprowadzenie

Transplantacja serca jest leczeniem z wyboru w końcowym stadium niewydolności serca. Zarówno postęp techniczny, jak i innowacje farmakologiczne sprawiły, że wskaźnik wczesnej akceptacji przeszczepów przekroczył 90%. 12,13 Mimo to 60-80% 5-letnich przeżyć przeszczepów jest w martwym punkcie, a przewlekłe odrzucenie, charakteryzujące się waskulopatią po przeszczepie, pozostaje nieuniknione. 14-16 Ponadto pacjenci są poddawani wielu zabiegom chirurgicznym i immunosupresji trwającej całe życie, które są związane z deformacjami ściany klatki piersiowej oraz następstwami medycznymi i toksycznością. Potrzeba innowacyjnych podejść w celu wydłużenia przeżycia przeszczepu allogenicznego, zminimalizowania wymagań immunosupresyjnych i zaoferowania opcji rekonstrukcyjnych deformacji anatomicznych jest pilna.

Unaczyniony allotransplantacja kompozytowa oferuje unikalną strategię poprawy wyników przeszczepu serca zarówno z perspektywy immunologicznej, jak i rekonstrukcyjnej. 17 Unaczynione złożone alloprzeszczepy są również wyjątkowe pod tym względem, że mają nieodłączne źródło hematopoetycznych komórek macierzystych pochodzących od dawcy, które wykazały korzystną zdolność do zmniejszania immunosupresji oraz indukowania i utrzymywania mieszanego chimeryzmu. 1-8 Ponadto wykazano, że jednoczesne przeszczepienie grasicy przedłuża przeżycie zarówno przeszczepów narządów litych, jak i unaczynionych alloprzeszczepów kompozytowych. 2,9-11 Połączenie tych strategii z transplantacją serca oferuje nowatorskie rozwiązanie wyżej wymienionych wyzwań stojących przed przeszczepianiem serca. Rozdział 18

Mysie modele służą jako doskonałe platformy do mechanistycznych badań in vivo ze względu na dostępność przeciwciał i dobrze zdefiniowanych szczepów wsobnych i nokautujących. 19-21 Chociaż przeszczep serca u myszy jest powszechnie badany przy użyciu heterotopowego modelu mikrochirurgicznego przeszczepu szwów w jamie brzusznej22-25, heterotopowy, szyjny model techniki mankietu bez szwów okazał się niezwykle powtarzalny, niezawodny i niesie ze sobą mniejsze wskaźniki zakrzepicy. 19,26,27 Celem tego badania jest opracowanie heterotopowej techniki przeszczepu kostno-skórnej ściany klatki piersiowej, grasicy i serca en bloc u myszy w celu zbadania mechanizmów immunologicznych połączonego allotransplantacji narządów litych i unaczynionych kompozytów przy użyciu techniki mankietu szyjki macicy bez szwów. Ten zbitek alloprzeszczepu jest perfundowany przez zespolenie aorty zstępującej dawcy do prawej tętnicy szyjnej wspólnej i tętnicy płucnej dawcy do prawej żyły szyjnej zewnętrznej. Zachowanie wewnętrznych naczyń piersiowych i związanych z nimi gałęzi grasicy ma zasadnicze znaczenie dla perfuzji ściany klatki piersiowej (mostka, żeber, mięśni i skóry) oraz grasicy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury operacyjne zostały wykonane zgodnie z wymogami Uniwersytetu Johnsa Hopkinsa oraz Departamentu Rolnictwa Stanów Zjednoczonych i Publicznej Służby Zdrowia. Protokół ten jest zgodny z wytycznymi Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Johnsa Hopkinsa, zatwierdzonymi przez instytucjonalną komisję rewizyjną (numer protokołu M013M490). Zarejestrowano ostateczne dane dotyczące przeżycia dla procedur chirurgicznych opisanych poniżej. Zarówno zwierzęta dawcy, jak i biorcy otrzymują znieczulenie prewencyjne przy użyciu buprenorfiny w dawce 0,1 mg/kg mc. na godzinę przed operacją, a zwierzęciu biorcy buprenorfina jest ponownie podawana w tej samej dawce po przeszczepieniu i ponownie dawkowana w razie potrzeby w ciągu pierwszych 48 godzin po operacji.

1. Odzyskiwanie alloprzeszczepu dawcy

Uwaga: Rozpocznij część przeszczepu od dawcy 40 minut przed przeszczepem biorcy, aby zminimalizować czas znieczulenia biorcy i ułatwić jednoczesny czas zakończenia lub nieco wcześniejszy czas zakończenia w porównaniu z przygotowaniem biorcy.

  1. Do zabiegu należy używać standardowych sterylnych narzędzi mikrochirurgicznych i sterylnych rękawiczek. W naszym laboratorium stosujemy sterylizację narzędzi mikrochirurgicznych w autoklawie.
  2. Znieczulić mysz dawcę (samca) za pomocą parownika indukcyjnego izofluranu w stężeniu 4%. Za pomocą atraumatycznych maszynek do strzyżenia mechanicznego usuń włosy z szyjki macicy, klatki piersiowej i brzucha. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na plecach i utrzymuj izofluran na poziomie 1-2% przez stożek nosowy. Zapewnij odpowiednie znieczulenie przez cały czas trwania zabiegu, okresowo oceniając odruch wycofania się z palca u nogi.
  3. Przed nacięciem skóry należy szeroko przygotować operację, nakładając środek antyseptyczny z jodu powidonu, a następnie alkohol izopropylowy za pomocą sterylnego wacika.
  4. Zacznij od powierzchownego poprzecznego nacięcia skóry nożyczkami w poprzek skóry szyjki macicy i brzucha. Połącz oba nacięcia obustronnie wzdłuż linii środkowej pachy.
  5. Za pomocą kleszczy mikrochirurgicznych obustronnie rozetnij odcinek szyjki macicy, aby zidentyfikować, podwiązać i podzielić zewnętrzne żyły szyjne za pomocą jedwabnego szwu 6-0 i nożyczek. Następnie za pomocą elektrokoagulacji podziel mięśnie mostkowo-obojczykowo-sutkowe, aby odsłonić wewnętrzne żyły szyjne i tętnice szyjne wspólne, obustronnie. Przełóż szew jedwabny 6-0 pod lewostronną i prawostronną żyłą szyjną wspólną i żyłą szyjną wewnętrzną w sposób masowy.
    UWAGA: Zostaną one powiązane i podzielone później w kroku 1.9.
  6. Ostro podziel mięśnie paska i związaną z nimi luźną tkankę otoczkową, znajdującą się przed tchawicą, używając nożyczek, aby uwolnić pozostałe przyczepy odcinka szyjnego.
  7. Za pomocą bipolarnej elektrokoagulacji i ostrej sekcji podziel mięśnie piersiowe główne i obojczyki, aby odsłonić naczynia podobojczykowe i podwiązać (szew jedwabny 6-0) i podzielić proksymalnie.
  8. Następnie delikatnie chwyć i wycofaj penisa zwierzęcia. Wzdłuż grzbietu prącia uwidocznij żyłę grzbietową prącia i zdezynfekuj obszar alkoholem izopropylowym. Za pomocą igły 30 G wstrzyknąć dożylnie 30 000 jednostek heparyny przez żyłę grzbietową i pozwolić penisowi cofnąć się z powrotem do pierwotnej pozycji. Może dojść do częściowego wycieku roztworu heparyny do otaczającej tkanki.
  9. Korzystając z wcześniej umieszczonych opasek masowych wokół tętnicy szyjnej wspólnej i żyły szyjnej wewnętrznej, podwiązaj i podziel struktury obustronnie.
  10. Następnie użyj nożyczek, aby wykonać poprzeczne nacięcie śródbrzuszne. Wypatroszyć jelita w celu odsłonięcia żyły podwątrobowej dolnej i wstrzyknąć 2 ml zimnego roztworu kardioplegii Euro-Collinsa do żyły podwątrobowej dolnej dolnej . Upewnij się, że wstrzyknięcie jest prawidłowe, wizualizując przebarwienie wątroby i zatrzymanie bicia serca przed przejściem do następnego etapu.
    UWAGA: Roztwór Euro-Collins jest przygotowywany w naszym laboratorium, patrz tabela konkretnych odczynników i przyrządów.
  11. Za pomocą nożyczek uzyskaj dostęp do jamy klatki piersiowej przez obustronne nacięcie przeponowe z odsłoniętego brzucha. Przedłuż nacięcie głowowe przez mięśnie międzyżebrowe i żebra. Odbija ścianę klatki piersiowej, odsłaniając serce, grasicę i wielkie naczynia, zapewniając jednocześnie zachowanie wewnętrznych naczyń piersiowych wzdłuż ściany klatki piersiowej.
  12. Wstrzyknąć do żyły głównej nadwątrobowej dolnej 4 ml zimnego roztworu do kardioplegii Euro-Collinsa.
  13. Zidentyfikuj korzeń aorty i prześledź dystalnie do aorty zstępującej. Ostro odetnij aortę zstępującą (zachowując maksymalną długość).
  14. Zidentyfikuj pień płucny i podziel go tylko proksymalnie do punktu rozgałęzienia (zachowując maksymalną długość). Następnie, używając 2 ml zimnego roztworu do kardioplegii Euro-Collinsa, przepłucz pień płucny i serce, umieszczając cewnik z miękką plastikową końcówką w świetle pnia płucnego.
  15. Za pomocą jedwabnego szwu 6-0 podwiązaj i podziel żyłę główną dolną, zbieg żył płucnych i dodatkowe gałęzie obustronnej żyły głównej górnej. Następnie podnieś i wypreparuj głowę serca z przyczepów wzdłuż głównej łodygi, oskrzeli i tchawicy, uważając, aby nie dostać się do dróg oddechowych. Za pomocą ostrej i bipolarnej elektrokoagulacji wypreparuj ścianę klatki piersiowej, grasicę i serce, całkowicie uwalniając je od myszy dawcy.
  16. Na koniec przyciąć ścianę klatki piersiowej przeszczepu allogenicznego ex vivo do mniejszego rozmiaru, za pomocą nożyczek, wzdłuż mostka i bocznych żeber, uważając, aby nie naruszyć wewnętrznych naczyń piersiowych (ryc. 1A). Aby zminimalizować krwotok po rewaskularyzacji, należy zastosować bipolarną elektrokauteryzację wzdłuż granic mostka kostno-mięśniowo-skórnego.
  17. Umieścić przeszczep allogeniczny w 10 ml zimnego (4o stopni Celsjusza) roztworu Euro-Collins, jeśli biorca nie jest przygotowany do wszczepienia. Jeśli jednak biorca jest gotowy do wszczepienia, przeszczep allogeniczny należy przenieść bezpośrednio do pola operacyjnego biorcy.

2. Przygotowanie odbiorcy

Uwaga: Aby zminimalizować czas znieczulenia biorcy, rozpocznij przygotowanie biorcy na oddzielnym stanowisku operacyjnym około 40 minut przed zakończeniem pobierania alloprzeszczepu dawcy.

  1. Do zabiegu należy użyć oddzielnego zestawu standardowych sterylnych narzędzi mikrochirurgicznych i sterylnych rękawiczek.
  2. Znieczulić mysz biorcę (samca lub samicy) za pomocą waporyzatora indukcyjnego izofluranu w dawce 4%. Za pomocą atraumatycznych maszynek do strzyżenia mechanicznego usuń włosy z prawej części szyjki macicy i klatki piersiowej.
  3. Umieść mysz w pozycji leżącej na plecach i ustaw prawą kończynę górną pod kątem nieco niższym, tworząc kąt 110 stopni między głową a prawą kończyną górną. Utrzymuj znieczulenie na 1-2% izofluranu przez stożek nosowy.
  4. Umieść maść oftalmiczną z ropą naftową na oczach myszy za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką. Przed nacięciem skóry należy szeroko przygotować miejsce operacyjne za pomocą środka antyseptycznego z jodonu powidonu, a następnie alkoholu izopropylowego.
  5. Za pomocą nożyczek wykonaj nacięcie skóry od linii środkowej wzdłuż prawej dolnej granicy żuchwy i przedłuż nacięcie dolno-bocznie do prawej okolicy klatki piersiowej. Za pomocą rozwarstwienia kleszczykami mikronaczyniowymi zmobilizuj żyłę szyjną zewnętrzną, obwodowo uwalniając naczynie od tkanek miękkich i przydanki. Podziel wszystkie gałęzie za pomocą elektrokoagulacji i usuń prawy płat gruczołu podżuchwowego, stosując ostre rozwarstwienie i elektrokoagulację, aby zwolnić miejsce dla przeszczepu allogenicznego.
  6. Upewnij się, że żyła szyjna zewnętrzna jest wystarczająco długa, aby przechodzić przez mankiet i podwiązywać żyłę szyjną zewnętrzną za pomocą jedwabnego szwu 6-0. Przeprowadź żyłę przez światło wstępnie wyciętego mankietu poliimidowego i użyj zacisku mikronaczyniowego buldoga, aby zamocować kompleks mankietu naczynia na miejscu. Następnie za pomocą nożyczek proksymalnie podziel żyłę szyjną zewnętrzną, przełóż ją przez mankiet i przymocuj za pomocą nylonowego szwu 10-0. (Rysunek 1B)
  7. Podziel prawy mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy za pomocą elektrokoagulacji bipolarnej, aby odsłonić tętnicę szyjną wspólną. Obwodowo zmobilizuj głowę tętnicy do najbardziej dystalnego punktu w okolicy szyjki macicy. Osiąga się to za pomocą rozwarstwienia naczynia za pomocą kleszczy w celu usunięcia tkanek miękkich i otaczających przydanek.
  8. Za pomocą jedwabnego szwu 6-0 podwiązaj i podziel tętnicę szyjną wspólną. Przeprowadź tętnicę przez światło wstępnie wyciętego mankietu poliimidowego i zamocuj ją za pomocą zacisku mikronaczyniowego buldoga jak najbliżej wlotu klatki piersiowej. Podziel naczynie dystalnie, delikatnie rozszerz naczynie za pomocą rozszerzacza mikrochirurgicznego, przełóż na mankiet i przymocuj za pomocą nylonowego szwu 10-0. (Rysunek 1B)
    UWAGA: Specyficzny rozszerzacz mikrochirurgiczny jest opisany w tabeli określonych odczynników i instrumentów.

3. Wkładka do przeszczepu allogenicznego

  1. Zachowaj standardowe sterylne oprzyrządowanie i sterylne rękawice, aby umieścić przeszczep allogeniczny w odcinku szyjki macicy biorcy w pozycji odwróconej i skośnej.
  2. Następnie umieść światło aorty zstępującej dawcy nad konstrukcją mankietu tętniczego biorcy i przymocuj go za pomocą nylonowego szwu 10-0 (ryc. 1C i 1D).
  3. Uformuj to samo zespolenie, co w kroku 3.2 między tętnicą płucną dawcy a konstrukcją zewnętrznego mankietu żyły szyjnej myszy biorcy (ryc. 1C i 1D).
  4. Najpierw usuń żylny zacisk mikronaczyniowy (zacisk żyły szyjnej zewnętrznej), a następnie zwolnij zacisk tętniczy (zacisk tętnicy szyjnej wspólnej). Podczas reperfuzji tętniczej należy sprawdzić cały przeszczep allogeniczny, aby rozwiązać problem krwotoku. Jeśli pojawi się krwotok, ponownie załóż zacisk tętniczy, aby zminimalizować utratę krwi i złagodzić źródło krwawienia za pomocą elektrokoagulacji bipolarnej.
  5. Sprawdź przeszczep i upewnij się, że hemostaza. Zwolnij i całkowicie usuń zacisk mikronaczyniowy tętniczy. Obserwuj, czy w sercu widoczne są oznaki reperfuzji, które będą natychmiast widoczne wraz z szybkim rozszerzaniem się objętości komór serca i poczekaj, aż zacznie się bić w ciągu 0,5-1 minuty. Użyj ciepłej soli fizjologicznej (35 ° Celsjusza), aby zwilżyć serce.
  6. Ułóż ścianę klatki piersiowej w anatomicznej pozycji, aby nie powodować załamań ani napięć na zespoleniach. Zamknij skórę rany chirurgicznej za pomocą ciągłych szwów nylonowych 6-0 (ryc. 1E).

4. Opieka pooperacyjna

  1. Natychmiast po operacji należy podać 0,3 ml zwykłego bolusa dootrzewnowego z solą fizjologiczną w celu wymiany płynów.
  2. Następnie wstrzyknąć podskórnie buprenorfinę (0,1 mg/kg) i enrofloksacynę (5 mg/kg) odpowiednio w celu zapobiegania bólowi i infekcjom.
  3. Umieść zwierzę pod lampą grzewczą do momentu wybudzenia się ze znieczulenia i powrotu do pozycji leżącej mostka. Podczas rekonwalescencji należy sprawdzić szyję, aby uwidocznić migotanie bicia serca przeszczepu allogenicznego, zapewniając odpowiednią perfuzję przeszczepu allogenicznego.
  4. Po przebudzeniu i umieszczeniu w pozycji leżącej umieść mysz z powrotem w osobnej klatce (bez towarzystwa innych myszy), gdzie może otrzymywać jedzenie i wodę ad libitum. Ze względu na tymczasowe niewielkie ograniczenie ruchu prawej kończyny górnej, należy pozostawić źródło pokarmu żelatynowego na podłodze klatki.
  5. Obserwuj mysz biorcę przez 1 godzinę po operacji, a następnie zwróć ją do klatki, gdzie może otrzymywać pokarm i wodę ad libitum i jest sprawdzana trzy razy dziennie przez pierwsze 24 godziny pod kątem aktywności i spożycia składników odżywczych. Monitoruj myszy pod kątem oznak bólu i niepokoju i ponownie dawkuj buprenorfinę (0,1 mg/kg) podskórnie dwa razy dziennie, w razie potrzeby przez pierwsze 72 godziny. Następnie należy codziennie badać zwierzęta i ważyć je co tydzień.
  6. Skonsultuj się z pracownikiem personelu weterynaryjnego, jeśli jakiekolwiek myszy wykazują oznaki bólu, niepokoju lub zmniejszonego spożycia paszy. Weźmy pod uwagę wczesną eutanazję (w naszym protokole technika eutanazji wykorzystuje przedawkowanie CO2 przez 7 minut, a następnie zwichnięcie szyjki macicy).
  7. Zatrzymanie bicia serca przeszczepu allogenicznego definiuje się jako określony punkt końcowy skłaniający mysz do złożenia jej w ofierze.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przeszczepy syngeniczne u myszy C57BL/6 pozwoliły na osiągnięcie długoterminowego przeżycia. Konstrukcja allograftu (Rysunek 1) okazała się skuteczna z punktu widzenia przeżywalności zwierząt oraz możliwości oceny trwającego przeżycia allograftu. Wykazano to poprzez zachowanie żywotności skóry pokrywającej, aktywny wzrost włosów na allografcie oraz możliwość oceny bicia serca za pomocą wizualizacji i palpacji palcem. Dane dotyczące przeżywalności myszy z przeszczepami syngenicznymi przedstawiono na

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Istnieje wiele zjawisk, które mają wpływ na immunologiczne badanie allotransplantacji, do których należą między innymi mechanizmy ostrego i przewlekłego odrzucenia, bezpośrednia i pośrednia prezentacja antygenu, uczulenie biorcy lub indukcja chimeryzmu mieszanego. 19 Modele zwierzęce stały się złotym standardem w badaniach immunologii transplantacyjnej, a modele mysie są powszechnie stosowane ze względu na ich niski koszt, dostępność myszy transgenicznych i myszy z nokautem genowym, dostępne na rynku przeciwci...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania żadnych konfliktów interesów ani ujawnień finansowych.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez Amerykańskie Stowarzyszenie Chirurgów Plastycznych 2014 Academic Scholar Award.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Euro-CollinsRozwiązanie nie jest kupowane komercyjnie, ale przygotowywane w laboratorium. Aby uzyskać 500 ml roztworu, dodaj wymieniony poniżej składnik do 330 ml podwójnie destylowanej wody. Dobrze wymieszać, a następnie wlać resztę 170 ml podwójnie destylowanej wody do roztworu do końcowej objętości 500 ml.
Składniki: 1,02 g KH2PO4, 3,66 g K2HPO4, 0,56 g KCl, 0,42 g NaHCO3 i 17,52 g glukozy.
SzewEthilonMWI 726676-0 Ethilon https://www.mwivet.com (MWI - Zaopatrzenie weterynaryjne)
Poliamidowa żyła mankietowa (21G)Vention Medical141-0043http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Poliimidowa tętnica mankietowa (24G)Vention Medical141-0027http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Cewnik z miękką plastikową końcówkąTerumoSR*OX2419CA24G x 3/4" 
Rozszerzacz mikrochirurgicznyS& TD-5a.1Rozszerzacz, 11 cm, FH, 0.1 mm AT10d
Rozwiązanie

Bibliografia

  1. Santiago, S. F., et al. Heterotopic sternum transplant in rats: A new model of a vascularized bone marrow transplantation. Microsurgery. 19 (7), 330-334 (1999).
  2. Bozkurt, M., Klimczak, A., Nasir, S., Zor, F., Krokowicz, L., Siemionow, M. Composite osseomusculocutaneous sternum, ribs, thymus, pectoralis muscles, and skin allotransplantation model of bone marrow transplantation. Microsurgery. (1), 43-50 (2013).
  3. Klimczak, A., Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Siemionow, M. Applications of bilateral vascularized femoral bone marrow transplantation for chimerism induction across the major histocompatibility (MHC) barrier: part II. Ann Plast Surg. 57 (4), 422-430 (2006).
  4. Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Zins, J. E., Siemionow, M. Bilateral vascularized femoral bone transplant: a new model of vascularized bone marrow transplantation in rats, part I. Ann Plast Surg. 56 (6), 658-664 (2006).
  5. Agaolgu, G., Unal, S., Siemionow, M. Transplantation of the vascularized bone allograft into the inguinal region. Plas Reconstr Surg. 115 (6), 1794-1795 (2005).
  6. Ozer, K., et al. Induction of tolerance to hind limb allografts in rats receiving cyclosporine A and antilymphocyte serum: effect of duration of the treatment. Transplantation. 75 (1), 31-36 (2003).
  7. Mundinger, G. S., et al. Tunneled superficial inferior epigastric artery (SIEA) myocutaneous/vascularized femur chimeric flaps: a model to study the role of vascularized bone marrow in composite allografts. Microsurgery. 32 (2), 128-135 (2012).
  8. Barth, R. N., et al. Vascularized bone marrow-based immunosuppression inhibits rejection of vascularized composite allografts in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 11 (7), 1407-1416 (2011).
  9. Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model. Transplantation. 81 (11), 1568-1576 (2006).
  10. Nobori, S., et al. Thymic rejuvenation and the induction of tolerance by adult thymic grafts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103 (50), 19081-19086 (2006).
  11. Menard, M. T., et al. Composite ‘thymoheart’ transplantation improves cardiac allograft survival. Am J Transplant. 4 (1), 79-86 (2004).
  12. Hunt, S. A. Taking heart--cardiac transplantation past, present, and future. N Engl J Med. 355 (3), 231-235 (2006).
  13. Shah, A. B., Patel, J. K., Rafiei, M., Morrissey, R. P., Kittleson, M. M., Kobashigawa, J. A. The impact of mean first-year heart rate on outcomes after heart transplantation: does it make a difference? Clin Transplant. 27 (5), 659-665 (2013).
  14. Kaczmarek, I., et al. Tacrolimus with mycophenolate mofetil or sirolimus compared with calcineurin inhibitor-free immunosuppression (sirolimus/mycophenolate mofetil) after heart transplantation: 5-year results. J Heart Lung Transplant. 32 (3), 277-284 (2013).
  15. Mastrobuoni, S., Dell'Aquila, A. M., Azcarate, P. M., Rabago, G., Herreros, J. Long-term survival (>20 years) following heart transplantation. J Cardiovasc Surg. 53 (5), 677-684 (2012).
  16. Hamour, I. M., Khaghani, A., Kanagala, P. K., Mitchell, A. G., Banner, N. R. Current outcome of heart transplantation: a 10-year single centre perspective and review. QJM. 104 (4), 335-343 (2011).
  17. Schultz, B. D., Mohan, R., Dorafshar, A. H., Gottlieb, L. J. Chest Wall, Thymus and Heart Vascularized Composite Allograft Proof of Concept Cadaveric Model for Heart Transplantation. Ann Plast Surg. 73 (1), 102-104 (2014).
  18. Sosin, M., Torregrossa, G., Gerosa, G., Tuffaha, S. H., Dorafshar, A. H. Pushing the Boundary of Solid Organ and Vascularized Composite Allotransplantation: A Clinical Chest Wall, Thymus, and Heart Transplant Simulation. American Society of Reconstructive Microsurgery Annual Meeting. 2015 Jan 26, Paradise Island, Bahamas, , (2015).
  19. Oberhuber, R., et al. Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique. J Vis Exp. (92), e50753(2014).
  20. Huang, X., et al. A modified model of cervical heterotopic cardiac transplantation for chronic rejection research. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 22 (12), 1508-1510 (2008).
  21. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nat Protoc. 2 (3), 471-480 (2007).
  22. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplant Proc. 5 (1), 733-735 (1973).
  23. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
  24. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon. J Heart Lung Transplant. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  25. Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. J Invest Surg. 26 (4), 223-228 (2013).
  26. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
  27. Tomita, Y., Zhang, Q. W., Yoshikawa, M., Uchida, T., Nomoto, K., Yasui, H. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
  28. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).
  29. Quaini, F., et al. Chimerism of the transplanted heart. N Engl J Med. 346 (1), 5-15 (2002).
  30. Laflamme, M. A., Myerson, D., Saffitz, J. E., Murry, C. E. Evidence for cardiomyocyte repopulation by extracardiac progenitors in transplanted human hearts. Circ Res. 90 (6), 634-640 (2002).
  31. Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without, GVHD or engraftment syndrome in, HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci Transl Med. 4 (124), 124-128 (2012).
  32. Talmor, M., et al. Bone marrow-derived chimerism in non-irradiated, cyclosporin-treated rats receiving microvascularized limb transplants: evidence for donor-derived dendritic cells in recipient lymphoid tissues. Immunology. 86 (3), 448-455 (1995).
  33. Arslan, E., Klimczak, A., Siemionow, M. Chimerism induction in vascularized bone marrow transplants augmented with bone marrow cells. Microsurgery. 27 (3), 190-199 (2007).
  34. Page, E. K., Dar, W. A., Knechtle, S. J. Tolerogenic therapies in transplantation. Front Immunol. 3, 198(2012).
  35. Lukomska, B., Durlick, M., Cybulska, E., Olszewski, W. L. Comparative analysis of immunological reconstitution induced by vascularized bone marrow versus bone marrow cell transplantation. Transpl Int. 9, Suppl 1. S492-S496 (1996).
  36. Brandacher, G., Lee, W. P., Schneeberger, S. Minimizing immunosuppression in hand transplantation. Expert Rev Clin Immunol. 8 (7), 673-683 (2012).
  37. Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 133 (2), 133e(2014).
  38. Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 129 (4), 867-870 (2012).
  39. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90 (12), 1374-1380 (2010).
  40. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. (41), e2022(2010).
  41. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
  42. Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J Surg Res. 93 (1), 97-100 (2000).
  43. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).
  44. Zimmermann, F. A., Butcher, G. W., Davies, H. S., Brons, G., Kamada, N., Türel, O. Techniques for orthotopic liver transplantation in the rat and some studies of the immunologic responses to fully allogeneic liver grafts. Transplant. Proc. 11 (1), 571-577 (1979).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Heterotopowe przeszczepienie en blocnaczyniowe przeszczepienie złożoneprzeszczep serca myszyserce i grasica w obrębie klatki piersiowejtechnika mankietowa bezszwowamikrochirurgiczna anastomoza naczyniowatkanka krwiotwórcza pochodząca od dawcyprzeszczep pierwotnej tkanki limfatycznejindukcja tolerancji immunologicznejmodel przeżywalności alloprzeszczepu
Nowatorski model mikrochirurgiczny do heterotopowego, en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i przeszczepu serca u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.