Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nowatorski bioreaktor do hodowli o dużej gęstości różnych zbiorowisk mikroorganizmów

17.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53443

⸱

25 grudnia 2015

 ,  , 
1Civil, Architectural, and Environmental Engineering, Drexel University, 2Chemical and Biomolecular Engineering, University of Pennsylvania

W tym artykule

Podsumowanie

Nowatorski projekt reaktora, nazwany bioreaktorem o wysokiej gęstości (HDBR), jest prezentowany do hodowli i badania społeczności drobnoustrojów o dużej gęstości. W tym przypadku HDBR jest z powodzeniem stosowany w konfiguracji fotobioreaktora (PBR) do badania metabolizmu azotu przez mieszaną społeczność glonów o dużej gęstości.

Streszczenie

Nowatorski projekt reaktora, nazwany bioreaktorem o wysokiej gęstości (HDBR), jest prezentowany do hodowli i badania społeczności drobnoustrojów o dużej gęstości. Wcześniejsze badania oceniały wydajność reaktora w usuwaniu ChZT1 i form azotu2-4 odpowiednio przez bakterie heterotroficzne i chemoautotroficzne. Konstrukcja HDBR eliminuje konieczność stosowania zewnętrznych procesów flokulacji/sedymentacji, jednocześnie dając ścieki zawierające niską zawartość zawiesiny. W tym badaniu HDBR jest stosowany jako fotobioreaktor (PBR) w celu scharakteryzowania charakterystyki usuwania azotu w fotosyntetycznej społeczności mikrobiologicznej opartej na algach. Jak już wcześniej informowaliśmy, w przypadku tego projektu HDBR ustanowiono stabilną strefę biomasy z wyraźnym rozgraniczeniem między biologicznie czynną częścią reaktora a płynem reaktora recyrkulacyjnym, co spowodowało niski poziom zawiesiny w ściekach stałych. Zaobserwowano, że zbiorowisko glonów w HDBR usuwa 18,4% całkowitych form azotu w dopływie. Zróżnicowane stężenia NH4+ i NO3- w paszy nie miały wpływu na usuwanie NH4+ (odpowiednio n = 44, p = 0,993 i n = 44, p = 0,610), podczas gdy stężenie NH4 + w paszy okazało się ujemnie związane z usuwaniem NO3- (n = 44, p = 0,000), a stężenie NO3- w paszy okazało się dodatnio skorelowane z NO3- (n=44, p=0,000). Konsekwentne usuwanie NH4 + w połączeniu z akumulacją utlenionych form azotu przy wysokich strumieniach NH4 + wskazuje na obecność bakterii utleniających amoniak i azotyny w społeczności drobnoustrojów.

Wprowadzenie

Ścieki komunalne są powszechnie oczyszczane za pomocą osadu czynnego w celu zmniejszenia zawiesiny (SS), biologicznego zapotrzebowania na tlen (BZT), azotu organicznego i nieorganicznego oraz zawartości fosforu5,6. Proces osadu czynnego, będący sposobem wtórnego oczyszczania ścieków, polega na utlenianiu węgla organicznego w zbiorniku napowietrzającym wypełnionym mieszanką płynu napływającego ścieków i recyklingowanego mikroorganizmu heterotroficznego (powszechnie nazywanego osadem czynnym)5-7. Zmieszany płyn trafia następnie do stosunkowo dużego osadnika (osadnika), w którym osad osadza się w celu łatwiejszego zbierania, w celu usunięcia lub zawrócenia z powrotem do zbiornika napowietrzającego, podczas gdy oczyszczone, oczyszczone ścieki mogą być nadal oczyszczane lub dezynfekowane trzeciego stopnia przed uwolnieniem do wód odbiorczych5-7. Skuteczne oddzielenie oczyszczonych ścieków i ciał stałych (osadu) w osadniku wtórnym jest niezbędne do prawidłowego funkcjonowania systemu oczyszczania ścieków, ponieważ każdy osad czynny pozostający poza osadnikami zwiększy BZT i SS w ściekach 5-8.

Istnieje wiele alternatywnych procesów biologicznych do wtórnego oczyszczania ścieków, które zmniejszają lub eliminują potrzebę dużych zbiorników klarujących, w tym reaktory o dołączonym wzroście (biofilm), bioreaktory membranowe (MBR) i reaktory osadu ziarnistego. W reaktorach biofilmowych tworzenie biofilmów, w których mikroorganizmy naturalnie agregują się i przyczepiają jako warstwa na stałej powierzchni, pozwala na zatrzymywanie i akumulację biomasy bez konieczności stosowania zbiornika klarującego. Reaktory biofilmowe można podzielić na trzy typy: reaktory ze złożem upakowanym, reaktory ze złożem fluidalnym i obrotowe kontaktory biologiczne. Reaktory ze złożem upakowanym, takie jak filtry zraszające i wieże biologiczne, wykorzystują stacjonarną stałą powierzchnię wzrostu5,6. Reaktory ze złożem fluidalnym (FBR) polegają na przyłączaniu mikroorganizmów do cząstek, takich jak piasek, granulowany węgiel aktywny (GAC) lub kulki szklane, które są utrzymywane w zawiesinie przez wysokie natężenie przepływu w górę9,10. Wirujące reaktory biologiczne zależą od biofilmów tworzonych na pożywkach przymocowanych do obracającego się wału, co pozwala na naprzemienne wystawienie biofilmu na działanie powietrza i cieczy, która jest poddawana obróbce5,6. MBR wykorzystują jednostki filtracji membranowej, zarówno w bioreaktorze (konfiguracja zanurzona), jak i na zewnątrz poprzez recyrkulację (konfiguracja strumienia bocznego)5,11. Membrany służą do osiągnięcia dobrego oddzielenia biomasy i cząstek stałych od obrabianej cieczy11,12. Reaktory osadu granulowanego są reaktorami z przepływem wznoszącym, w których tworzenie się niezwykle gęstych i dobrze osiadających granulek mikroorganizmów następuje, gdy są one wystawione na działanie dużych powierzchniowych prędkości przepływu powietrza13.

Jako kolejna alternatywa dla procesu osadu czynnego, nowy system reaktora z przepływem w górę, obecnie nazywany bioreaktorem o wysokiej gęstości (HDBR), został zaprojektowany i zbudowany przez Salesa i Shieha (2006) w celu zbadania usuwania ChZT przez osad czynny ze strumieni odpadów syntetycznych w warunkach niskiej temperatury F/M, o których wiadomo, że powodują powstawanie słabo osiadającego osadu (tj. szlam wypełniający)1,7,14. System HDBR wykorzystywał zmodyfikowane reaktory ze złożem fluidalnym, które zwykle składają się z reaktora z przepływem w górę i zewnętrznego zbiornika do recyklingu. Reaktory ze złożem fluidalnym są zwykle eksploatowane przy natężeniu przepływu strumienia recyklingu wystarczająco wysokim, aby utrzymać podłoże wzrostu biofilmu, ale wystarczająco niskim, aby substrat pokryty biofilmem został zatrzymany. W przeciwieństwie do reaktorów ze złożem fluidalnym, HDBR opisany w Sales i Shieh (2006) wykorzystywał stosunkowo niskie natężenia przepływu strumienia recyklu, co wraz z zewnętrznym napowietrzaniem zapobiegało zakłóceniom strefy biomasy utworzonej w reaktorze1. Późniejsze badania wykazały, że konstrukcja tego reaktora jest w stanie skutecznie oczyszczać szereg strumieni azotu przy użyciu bakterii nitryfikujących/denitryfikujących3,4. We wszystkich badaniach utworzenie stabilnej, gęstej strefy biomasy w obrębie HDBR wyeliminowało potrzebę zewnętrznego procesu flokulacji/sedymentacji1-4.

Jak informujemy tutaj, użycie HDBR do hodowli gęstych kultur zostało również przetestowane w konfiguracji fotobioreaktora (PBR) do uprawy glonów. Omówiono zalety i wady tego nowatorskiego systemu reaktorów do hodowli glonów oraz jego potencjał do pokonania dużej przeszkody w komercjalizacji biopaliw z glonów związanych ze zbiorem biomasy (tj. dobra separacja ciał stałych od cieczy15,16). Poniższy protokół przedstawia kroki potrzebne do złożenia, uruchomienia, pobrania próbki i utrzymania HDBR z algami jako społecznością mikrobiologiczną będącą przedmiotem zainteresowania. Omówione zostaną również różnice w protokole uruchamiania i działania kultur heterotroficznych i nitryfikujących/denitryfikacyjnych. Na koniec zostaną podkreślone ogólne zalety, wady i niewiadome tej nowatorskiej konstrukcji reaktora.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Zespół reaktora

  1. Ułóż elementy reaktora zgodnie ze schematem na rysunku 1.
    1. Umieść reaktor (R) na płycie mieszającej, dodaj mieszadło do reaktora. Umieść zbiornik do recyklingu (RT) obok płytki mieszającej i reaktora tak, aby otwór odpływowy (górny) zbiornika był skierowany w stronę krawędzi stołu laboratoryjnego.
    2. Umieść pojemnik na odpady (W) pod króćcem ścieków (górnym) zbiornika do recyklingu (RT). Umieść zbiornik zasilający (FT) obok zbiornika do recyklingu (RT).
      Uwaga: Zbiornik zasilający ma całkowitą pojemność 5 l.
  2. Zabezpiecz reaktor (R) przed przewróceniem za pomocą stojaka o odpowiedniej wielkości i clamp. Podobnie zabezpiecz zbiornik do recyklingu (RT), aby zapobiec przemieszczaniu się.
  3. Włóż rurki pompy perystaltycznej z neoprenu do głowic pompy recyklingu (pompa A) i zasilania (pompa B). Zapoznaj się z tabelą materiałów, aby uzyskać dodatkowe specyfikacje przewodów. Zamontuj głowice pomp na napędach pomp za pomocą dostarczonych z napędami pomp.
  4. Podłącz rurki pompy A do portów w reaktorze i zbiorniku recyklingu. Włóż koniec rurki pompy B do zbiornika zasilającego i zbiornika do recyklingu. Podłącz górny port reaktora do zbiornika recyklingu za pomocą przewodów. Nałożyć zaciski na rurki w portach reaktora.
    Uwaga: Społeczności fotosyntetyczne mogą korzystać ze sztucznego oświetlenia zapewnianego przez lampy.

2. Przygotowanie roztworów podstawowych, roztworów dopływających/paszowych i inokulantów glonów

  1. Przygotować mineralny roztwór podstawowy. Do 1 litrowej kolby miarowej z 500 ml wody dejonizowanej dodać następujące ilości: 200 g wodorowęglanu sodu, 40 g jednozasadowego fosforanu potasu, 4 g siarczanu magnezu, 4 g chlorku żelaza, 4 g chlorku wapnia, 1 g chlorku miedzi, 1 g sześciowodnego chlorku kobaltu, 1 g sześciowodnego chlorku niklu, 1 g siedmiowodnego siarczanu. Dodaj dodatkowe 400 ml wody dejonizowanej. Wiruj mocno, aby zachęcić do rozpuszczenia soli. Po rozpuszczeniu soli dodać wodę dejonizowaną, aby całkowita objętość roztworu wynosiła 1 l.
  2. Przygotować podstawowy roztwór amoniaku. W kolbie miarowej o pojemności 1 l rozpuścić 38,214 grama chlorku amonu w około 900 ml wody dejonizowanej. Po rozpuszczeniu dodaj wodę dejonizowaną, aby uzyskać całkowitą objętość do 1,000 ml.
    Uwaga: 1 ml roztworu podstawowego rozcieńczonego do 1 litra daje 10 mg roztworu L-1 NH4+-N.
  3. Przygotować podstawowy roztwór azotanu. W kolbie miarowej o pojemności 1 l rozpuścić 72,413 g azotanu potasu w około 900 ml wody dejonizowanej. Po rozpuszczeniu dodaj wodę dejonizowaną, aby uzyskać całkowitą objętość do 1,000 ml.
    Uwaga: 1 ml roztworu podstawowego rozcieńczonego do 1 litra daje 10 mg roztworu L-1 NO3--N.
  4. Przygotować paszę/roztwór dopływający. Aby przygotować roztwór paszowy zawierający 20 mg L-1 NH4+-N i 20 mg L-1 NO3--N, należy rozcieńczyć 2 ml roztworu podstawowego amoniaku i 2 ml roztworu podstawowego azotanu do 1 l całkowitej objętości. Przed rozcieńczeniem dodać 0,5 ml roztworu mineralnego/l przygotowywanego roztworu. Przygotować łącznie 5 l dopływu do uruchomienia reaktora.
  5. Przygotuj inokulant do glonów.
    1. Zbierz dużą objętość (co najmniej 10 l) wody ze zbiornika wodnego zawierającego glony, takiego jak strumień lub staw. Pozwól glonom osiąść, pozostawiając próbki wody w spokoju przez 24 godziny.
    2. Zdekantować i wylać klarowną (niezawierającą glonów) wodę znajdującą się na górze próbek, pozostawiając skoncentrowaną zawiesinę glonów w butelkach na próbki. Połączyć zawiesinę glonów ze wszystkich próbek do jednego pojemnika i powtórzyć etapy osiadania i dekantacji.
    3. Zmierzyć biomasę w zagęszczonej próbce.
      1. Wysuszyć papierowy filtr próżniowy (filtr próżniowy MCE 0,45 μm) i aluminiową łódkę wagową O/N w piekarniku ustawionym na 103 °C, po schłodzeniu w eksykatorze przez 30 minut w temperaturze suchej, zmierzyć łączną masę filtra i zważyć łódkę.
      2. Przefiltrować próżniowo 20 ml skoncentrowanej zawiesiny glonów i włożyć filtr i ważyć łódkę do pieca w celu wyschnięcia O/N.
      3. Zmierz łączną masę filtra i zważ łódkę. Obliczyć gęstość biomasy w zagęszczonej próbce.
        Uwaga: Całkowita objętość próbki wody, którą badacze będą musieli pobrać, będzie zależeć od źródła wody.

3. Zasiewanie i uruchamianie reaktora

  1. Dodać 750 ml roztworu zasilającego do reaktora. Napełnij zbiornik recyklingowy 500 ml roztworu paszowego.
  2. Za pomocą długiej pipety delikatnie dodać zawiesinę inokulacyjną zawierającą 1,5 g glonów w pobliżu dna reaktora. Pozwól, aby inokulum osiadło na dnie reaktora, upewnij się o tym poprzez obserwację wzrokową, zanim przejdziesz do następnego kroku.
  3. Gdy komórki się usiądą, zdejmij rurkę clamps i włącz pompę A na wolne natężenie przepływu (10 obrotów min-1/38 ml min-1). Powietrze uwięzione w rurze zostanie wydalone do reaktora.
    Uwaga: Dodanie 750 ml do reaktora zapobiegnie wydostawaniu się biomasy zaburzonej przez pompę do reaktora. Ściśnij rurkę, aby upewnić się, że całe powietrze zostało usunięte.
  4. Stopniowo dodawaj roztwór zasilający do zbiornika recyklingu, gdy roztwór jest pompowany do reaktora. Kontynuuj dodawanie, aż zarówno reaktor, jak i zbiornik do recyklingu osiągną pełną pojemność, a ścieki zaczną opuszczać zbiornik recyklingu przez górny port.
    Uwaga: Objętość roztworu zasilającego, który ma zostać dodany do zbiornika recyklingu, będzie się różnić w zależności od objętości inokulantu dodanego do reaktora.
  5. Wlej pozostały roztwór paszowy do zbiornika paszowego.
  6. Ustaw pompę recyklingu (pompa A) na 19 obrotów min-1, ustalając natężenie przepływu recyklingu na poziomie 72.5 ml min-1. Obserwuj, jak glony zaczynają unosić się od dna reaktora. Korzystając z gradacji na reaktorze, określ wysokość strefy biomasy glonów. Upewnij się, że wysokość jest stała przed przejściem do następnego kroku.
  7. Włącz płytę miksującą z bardzo niską prędkością; ustawienie 1 lub 2 jest odpowiednie, aby rozpocząć. Listwa mieszająca pomoże w dalszym unoszeniu biomasy, ale agresywne mieszanie spowoduje, że glony opuszczą reaktor, dostaną się do zbiornika recyklingu i opuszczą ścieki. Ustawić prędkość mieszania na poziomie niezbędnym do ustalenia wyraźnej granicy glonów w reaktorze (rysunek 2A); Strefa biomasy glonów powinna mieć około 10-15 cm wysokości.
  8. Pompę zasilającą uruchomić po zaobserwowaniu wyraźnej granicy między korkiem glonów a płynem reaktora. Ustaw pompę na 25 obrotów min-1, ustalając natężenie przepływu 1,5 ml min-1. Obserwuj, jak płyn reaktora opuszcza otwór ściekowy pod wpływem grawitacji i przemieszczenia spowodowanego napływającym strumieniem reaktora.

4. Pobieranie i analiza próbek

  1. Czynności związane z pobieraniem próbek należy przeprowadzić przed przystąpieniem do konserwacji systemu reaktora. Pobieraj codziennie 20 ml próbek ścieków i dopływów. Pobrać próbki ścieków z wnętrza zbiornika do recyklingu. Pobierać dopływające próbki bezpośrednio ze zbiornika zasilającego.
  2. Próbki należy przefiltrować próżniowo w celu usunięcia zawiesiny ciał stałych przed przechowywaniem i analizą.
  3. Próbki dopływu i ścieków należy przechowywać w temperaturze -20 °C do czasu dalszej analizy. Ogranicz liczbę cykli zamrażania i rozmrażania, którym poddawane są próbki. W razie potrzeby próbki można podzielić na podwielokrotności, aby zachować integralność próbki.
  4. Przeprowadzić analizę próbki na obecność azotanów, azotynów i amoniaku przy użyciu standardowych technik17.
    Uwaga: Autorzy wykorzystali chromatografię jonową (IC) do uzyskania wyników przedstawionych w niniejszym dokumencie. Zapoznaj się z tabelą Materiały, aby uzyskać specyfikację.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

HDBR wykorzystano do hodowli glonów przy kilku różnych stosunkach stężeń amoniaku i azotanów w dopływie, utrzymując całkowitą zawartość azotu w pożywce na poziomie 40 mg –N L-1. Próbki dopływu i odpływu pobierano codziennie; próbki gęstości biomasy pobierano na początku i na końcu każdego stanu warunków. Reaktor osiągał średnio w ciągu 3-5 dni stan równowagi stacjonarnej po zmianie warunków. W szerokim zakresie warunków dopływu utworzyła się wyraźna strefa biomasy, co zaobserwowano w poprzednich badaniach (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ta sekcja rozpocznie się od omówienia wariantów protokołu potrzebnych do rozwiązania ewentualnych problemów operacyjnych, a także wykorzystania różnych społeczności drobnoustrojów. Omówione zostaną mocne strony tej konstrukcji reaktora, w tym zdolność do zarządzania kontrolą strumienia tlenu i tworzeniem kłaczków o dużej gęstości w reaktorze. Omówione zostaną również bieżące wyzwania i możliwe ścieżki dochodzenia.

Niuanse i warianty protokołu
Eksploatacja HDBR do uprawy różnych t...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia i oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Aspen Walker z University of Pennsylvania za jej pomoc w konserwacji reaktora i pobieraniu próbek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kamień napowietrzającyAlitaAS-3015C
AeratorTop FinAir-1000
Chlorek amonuSigma AldrichA9434
Kolumna do analizy anionówShodexIC SI-52 Zlewka 4E
(600 ml)Corning Pyrex1000-600Używany jako naczynie do mieszania (MV). Dodanie zadziorów węża na dole i poziomów 500 ml. Średnica zewnętrzna króćców węża 3/8".
Chlorek wapniaSigma AldrichC5670
Kolumna do analizy kationówShodexIC YS-50
Sześciowodny chlorek kobaltuSigma AldrichC8661
Chlorek miedziSigma Aldrich222011
Chlorek żelazaSigma Aldrich157740
Filtr (próżniowy)Fisherbrand09-719-2E0.45 μ m filtr membranowy, MCE, 47  średnica mm
Cylinder z podziałką (1,000 ml)Corning Pyrex3025-1LUżywany jako zbiornik reaktora (R). Dodanie zadziorów węża na dole, 500 ml i 1 l. Średnica zewnętrzna króćców węża 3/8".
HPLC/ICShimadzuProminence
Siarczan magnezuSigma AldrichM2643
Napęd o zmiennej prędkości Masterflex L/SMasterflex07553-50Napęd do pomp recyklingowych i zasilających (potrzebne 2
Sześciowodny chlorek nikluSigma AldrichN6136
Azotan potasuSigma AldrichP8291
(Monobasic) Fosforan potasuSigma AldrichP5655
Głowica pompyMasterflex07018-20Głowica pompy z recyklingu
Głowica pompyMasterflex07013-20Głowica pompy zasilającej
Przewody pompyMasterflex6404-18Przewody pompy recyrkulacyjnej
Przewody pompyMasterflex6404-13Przewody pompy zasilającej
Sód wodorowęglanSigma AldrichS5761
Siarczan siedmiowodnySigma AldrichZ0251
)

Bibliografia

  1. Sales, C. M., Shieh, W. K. Performance of an aerobic/anaerobic hybrid bioreactor under the nitrogen deficient and low F/M conditions. Water Res. 40 (7), 1442-1448 (2006).
  2. Nootong, K. Performance and kinetic evaluations of a novel bioreactor system in the low-oxygen/low-fluid shear reaction environments. , University of Pennsylvania. 3225514(2006).
  3. Nootong, K., Shieh, W. K. Analysis of an upflow bioreactor system for nitrogen removal via autotrophic nitrification and denitrification. Bioresour Technol. 99 (14), 6292-6298 (2008).
  4. Ramanathan, G., Sales, C. M., Shieh, W. K. Simultaneous autotrophic denitrification and nitrification in a low-oxygen reaction environment. Water Sci Technol. 70 (4), 729-735 (2014).
  5. Rittmann, B. E., McCarty, P. L. Environmental Biotechnology: Principles and Applications. , McGraw-Hill Higher Education. (2001).
  6. Tchobanoglous, G., Burton, F. L., Stensel, H. D. Wastewater Engineering: Treatment and Reuse. , 4th edn, McGraw-Hill Science/Engineering/Math. (2002).
  7. Palm, J. C., Jenkins, D., Parker, D. S. Relationship between Organic Loading, Dissolved-Oxygen Concentration and Sludge Settleability in the Completely-Mixed Activated-Sludge Process. Journal Water Pollution Control Federation. 52 (10), 2484-2506 (1980).
  8. Jenkins, D. Towards a Comprehensive Model of Activated-Sludge Bulking and Foaming. Water Science and Technology. 25 (6), 215-230 (1992).
  9. Shieh, W., Keenan, J. Ch. 5 Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. Bioproducts. 33, Springer. Berlin Heidelberg. 131-169 (1986).
  10. Shieh, W. K., Li, C. T. Performance and Kinetics of Aerated Fluidized-Bed Biofilm Reactor. Journal of Environmental Engineering-Asce. 115 (1), 65-79 (1989).
  11. Alvarez-Vazquez, H., Jefferson, B., Judd, S. J. Membrane bioreactors vs conventional biological treatment of landfill leachate: a brief review. Journal of Chemical Technology & Biotechnology. 79 (10), 1043-1049 (2004).
  12. Fenu, A., et al. Activated sludge model (ASM) based modelling of membrane bioreactor (MBR) processes: a critical review with special regard to MBR specificities. Water Res. 44 (15), 4272-4294 (2010).
  13. Liu, Y., Tay, J. H. The essential role of hydrodynamic shear force in the formation of biofilm and granular sludge. Water Res. 36 (7), 1653-1665 (2002).
  14. Chudoba, J., Grau, P., Ottová, V. Control of activated-sludge filamentous bulking-II. Selection of microorganisms by means of a selector. Water Research. 7 (10), 1389-1406 (1973).
  15. Christenson, L., Sims, R. Production and harvesting of microalgae for wastewater treatment, biofuels, and bioproducts. Biotechnol Adv. 29 (6), 686-702 (2011).
  16. Henderson, R., Parsons, S. A., Jefferson, B. The impact of algal properties and pre-oxidation on solid-liquid separation of algae. Water Res. 42 (8-9), 8-9 (2008).
  17. Jackson, P. E. Encyclopedia of Analytical Chemistry. Meyers, R. A. , John Wiley & Sons. Chichester UK. (2000).
  18. Wilkinson, G. N., Rogers, C. E. Symbolic descriptions of factorial models for analysis of variance. Applied Statistics. 22, 392-399 (1973).
  19. Chambers, J. M. Ch. 4. Statistical Models in S. Chambers, J. M., Hastie, T. J. , Wadsworth & Brooks/Cole. (1992).
  20. R Core Team. R: A Language and Environment for Statistical Computing. , R Foundation for Statistical Computing. Vienna, Austria. (2015).
  21. Ramanathan, G., Sales, C. M., Shieh, W. K. Apendix:Simultaneous autotrophic denitrification and nitrification in a low-oxygen reaction environment. Water Science & Technology. 70 (4), 729-735 (2014).
  22. Wastewater Management Fact Sheet - Energy Conservation. 832F06024, Environmental Protection Agency. Washington, DC. 1-7 (2006).
  23. Curtis, T. P. Ch 13. Environmental Biotechnology. Mitchell, R., Gu, J. D. , Wiley-Blackwell. (2010).
  24. Asada, K. THE WATER-WATER CYCLE IN CHLOROPLASTS: Scavenging of Active Oxygens and Dissipation of Excess Photons. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol. 50, 601-639 (1999).
  25. Mullineaux, P., Karpinski, S. Signal transduction in response to excess light: getting out of the chloroplast. Curr Opin Plant Biol. 5 (1), 43-48 (2002).
  26. Mallick, N., Mohn, F. H. Reactive oxygen species: response of algal cells. Journal of Plant Physiology. 157 (2), 183-193 (2000).
  27. Fridovich, I. Oxygen toxicity: a radical explanation. J Exp Biol. 201 ((Pt 8)), 1203-1209 (1998).
  28. Doyle, S. M., Diamond, M., McCabe, P. F. Chloroplast and reactive oxygen species involvement in apoptotic-like programmed cell death in Arabidopsis suspension cultures. J Exp Bot. 61 (2), 473-482 (2010).
  29. Eisma, D., et al. Suspended-matter particle size in some West-European estuaries; part II: A review on floc formation and break-up. Netherlands Journal of Sea Research. 28 (3), 215-220 (1991).
  30. Thomas, D. N., Judd, S. J., Fawcett, N. Flocculation modelling: A review. Water Research. 33 (7), 1579-1592 (1999).
  31. Harris, R. H., Mitchell, R. The role of polymers in microbial aggregation. Annu Rev Microbiol. 27, 27-50 (1973).
  32. Raszka, A., Chorvatova, M., Wanner, J. The role and significance of extracellular polymers in activated sludge. Part I: Literature review. Acta Hydrochimica Et Hydrobiologica. 34 (5), 411-424 (2006).
  33. Lakaniemi, A. M., Intihar, V. M., Tuovinen, O. H., Puhakka, J. A. Growth of Dunaliella tertiolecta and associated bacteria in photobioreactors. J Ind Microbiol Biotechnol. 39 (9), 1357-1365 (2012).
  34. Lakaniemi, A. M., Intihar, V. M., Tuovinen, O. H., Puhakka, J. A. Growth of Chlorella vulgaris and associated bacteria in photobioreactors. Microb Biotechnol. 5 (1), 69-78 (2012).
  35. Natrah, F. M. I., Bossier, P., Sorgeloos, P., Yusoff, F. M., Defoirdt, T. Significance of microalgal-bacterial interactions for aquaculture. Reviews in Aquaculture. 6 (1), 48-61 (2014).
  36. Dittami, S. M., Eveillard, D., Tonon, T. A metabolic approach to study algal-bacterial interactions in changing environments. Mol Ecol. 23 (7), 1656-1660 (2014).
  37. Watanabe, K., et al. Symbiotic association in Chlorella culture. FEMS Microbiol Ecol. 51 (2), 187-196 (2005).
  38. Burke, C., Thomas, T., Lewis, M., Steinberg, P., Kjelleberg, S. Composition, uniqueness and variability of the epiphytic bacterial community of the green alga Ulva australis. ISME J. 5 (4), 590-600 (2011).
  39. Krohn-Molt, I., et al. Metagenome survey of a multispecies and alga-associated biofilm revealed key elements of bacterial-algal interactions in photobioreactors. Appl Environ Microbiol. 79 (20), 6196-6206 (2013).
  40. Cooper, E. D., Bentlage, B., Gibbons, T. R., Bachvaroff, T. R., Delwiche, C. F. Metatranscriptome profiling of a harmful algal bloom. Harmful Algae. 37, 75-83 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Bioreaktor o wysokiej g sto cihodowla biomasy algowejoczyszczanie ciek wusuwanie azotuutlenianie amoniakuakumulacja azotan weksploatacja fotobioreaktoranat enie przep ywu recyrkulacjizawiesina w odp ywieanaliza spo eczno ci mikrobiologicznej
Nowatorski bioreaktor do hodowli o dużej gęstości różnych zbiorowisk mikroorganizmów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.