Aby zidentyfikować nowe mutacje wpływające na mechanosensację, zaprojektowaliśmy test, który mierzy reakcję behawioralną na stymulację dotykową szczeciny muchy u zmutowanych klonów generowanych metodą MARCM. Połączenie technik pozwala na identyfikację mutacji mechanowrażliwych, które w przeciwnym razie byłyby śmiertelne.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Test behawioralny do mechanosensacji klonów opartych na MARCM u Drosophila melanogaster
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ze względu na strukturalną i funkcjonalną homologię komórek rzęsatych ucha wewnętrznego ssaków, neurony unerwiające zewnętrzne organy zmysłowe Drosophila stanowią doskonały system modelowy do badania mechanosensacji. Protokół ten opisuje proste zachowanie dotykowe u muszek owocowych, które można wykorzystać do identyfikacji mutacji zakłócających mechanosensację. Stymulacja dotykowa szczecina makroszczeta na klatce piersiowej much wywołuje odruch pielęgnacyjny od pierwszej lub trzeciej nogi. Mutacje, które zakłócają mechanotransdukcję (takie jak NOMPC) lub inne aspekty łuku odruchowego, mogą hamować reakcję uwodzenia. Tradycyjne badanie zachowań dorosłych pominęłoby mutanty, które odgrywają istotną rolę podczas rozwoju. Zamiast tego protokół ten łączy ekran dotykowy z analizą mozaiki z represyjnym markerem komórkowym (MARCM), aby umożliwić generowanie tylko ograniczonych regionów homozygotycznych zmutowanych komórek i oznaczanie ich przez ekspresję białka zielonej fluorescencji (GFP). Testując klony MARCM pod kątem nieprawidłowych reakcji behawioralnych, możliwe jest badanie przesiewowe zbioru śmiertelnych mutacji elementu p w poszukiwaniu nowych genów zaangażowanych w mechanosensację, które zostałyby pominięte przez bardziej tradycyjne metody.
Wprowadzenie
Ludzie polegają na zdolności do przekształcania bodźców mechanicznych z otoczenia, takich jak dotyk, nacisk, wibracje czy fale dźwiękowe, w informacje sensoryczne, które mogą być przetwarzane przez układ nerwowy, w procesie zwanym mechanotransdukcją. Wiele ogólnych cech mechanistycznych mechanotransdukcji między ludźmi a bezkręgowcami jest takich samych1, co czyni Drosophila użytecznym modelem do badania molekularnych mechanizmów mechanotransdukcji. Drosophila melanogaster zawiera dwa zestawy wyspecjalizowanych narządów zmysłów (typ I i II), które są zdolne do przekształcania bodźców mechanicznych w potencjały czynnościowe. Mechanoreceptory typu I mają neuron z pojedynczym dendrytem lub wyrostkiem czuciowym, otoczony trzema komórkami podporowymi2. Mechanoreceptory typu I obejmują mechanoreceptory szczeciniaste, wrażliwe na słuch narządy strunowe (narząd Johnstona) i czuprynę dzwonkową, które przekazują informacje o uderzeniach skrzydeł3. Szczecinka pokrywająca grzbietową stronę muchy jest najliczniejsza i najłatwiej dostępna z narządów typu I. Podobnie jak środowisko zewnątrzkomórkowe komórek rzęsatych związanych ze słuchem i równowagą u kręgowców, komórki podporowe otaczające neurony mechanowrażliwe much wydzielają endolimfę o wysokiej zawartości potasu, która tworzy niezwykły gradient stężenia potasu1. Neurony mechanowrażliwe, zarówno ssaków, jak i much, wykorzystują ten wysoki poziom pozakomórkowego potasu do depolaryzacji komórki. W odpowiedzi na mechaniczną stymulację szczeciny makroszczetów w kierunku ściany ciała, neurony czuciowe reagują wybuchem potencjałów czynnościowych napędzanych przez tę depolaryzację potasu błony komórkowej4. Neurony czuciowe Drosophila, które unerwiają szczecinę, przypominają mechanowrażliwe komórki innych organizmów, w tym komórek rzęsatych kręgowców, zarówno pod względem struktury, jak i funkcji1,5. Dostępność zewnętrznych narządów zmysłów Drosophila do eksperymentalnych manipulacji oraz obfitość technik genetycznych dostępnych dla badaczy sprawiają, że Drosophila jest doskonałym systemem modelowym do badania molekularnych podstaw mechanosensacji.
W locie, stymulacja pojedynczego neuronu czuciowego, który unerwia szczecinę, prowadzi do obserwowalnej reakcji behawioralnej. Stymulacja różnych szczecinek wywołuje określone, powtarzalne reakcje behawioralne, w zależności od stymulowanego włosia. Po stymulacji dotykowej, zdekapitowane muchy typu dzikiego wykazują złożony odruch pielęgnacyjny, w którym oczyszczają obszar w pobliżu stymulowanego włosia za pomocą wzorzystego zestawu ruchów nóg5-7. Gdy muchy są homozygotyczne pod względem znanych mutacji jednogenowych, które zakłócają uczenie się7 lub koordynację i aktywność lokomotoryczną5, reagują nieprawidłowo na stymulację mechaniczną. Ten odruch uwodzenia jest zatem użytecznym narzędziem do badania wpływu mutacji pojedynczych genów na określone, powtarzalne zachowanie.
Silna reakcja behawioralna na stymulację pojedynczego szczeciny makroszczetów może pomóc w identyfikacji nowych genów zaangażowanych w mechanotransdukcję. Protokół ten jest używany do testowania kolekcji zmutowanych much pod kątem braku reakcji behawioralnej, aby wskazać, że mutacja zakłóca mechanosensację. W kolekcji mutantów wybranych do badań przesiewowych mutacje powodują śmiertelność przed osiągnięciem dorosłości, a zatem niemożliwe byłoby przetestowanie ich przy użyciu tradycyjnych badań przesiewowych zachowań dorosłych. Pierwotnie, ten zbiór śmiercionośnych p-pierwiastków został połączony z miejscami rekombinacji FRT w celu zbadania defektów wzrostu komórek w klonach. Klony zostały stworzone specjalnie w oku, ponieważ dorosłe muchy mogą przetrwać w warunkach laboratoryjnych bez funkcjonalnegowidzenia. Jednak usunięcie całej mechanosensacji może spowodować, że dorośli będą poważnie nieskoordynowani lub umrą przed zaklozją5. Protokół ten wykorzystuje podejście mozaikowe, aby obejść śmiertelność mutacji i umożliwić testowanie w stadium dorosłym. Technika genetyczna zwana analizą mozaikową z represyjnym markerem komórkowym (MARCM)9 jest stosowana do generowania homozygotycznych zmutowanych komórek w ograniczonej liczbie narządów zmysłów dorosłych much, podczas gdy reszta organizmu pozostaje heterozygotyczna. Te muchy MARCM z łatwością przeżywają do dorosłości, ale szczecina jest homozygotyczne pod względem interesujących ich śmiertelnych genów.
MARCM pozwala na generowanie regionów homozygotycznych zmutowanych komórek i oznaczanie ich przez ekspresję białka zielonej fluorescencji (GFP), podczas gdy reszta organizmu pozostaje heterozygotyczna w tym konkretnym locus i nieoznaczona9. MARCM łączy poszczególne mutacje elementu p z pięcioma wspólnymi elementami genetycznymi: GFP pod kontrolą sekwencji aktywującej (UAS-GFP), białko represorowe Gal80 pod kontrolą ogólnego promotora (tub-Gal80), czynnik transkrypcyjny Gal4 pod kontrolą ogólnego promotora (tub-Gal4), enzym rekombinazy FRT wyrażany przez promotor kontrolowany szokiem cieplnym oraz miejsce rekombinacji FRT10. Kierując rekombinacją mitotyczną poprzez rekombinazę aktywowaną szokiem cieplnym, ograniczona liczba komórek staje się homozygotyczna pod względem mutacji i oznaczana GFP. Ekspresja GFP jest hamowana w komórkach heterozygotycznych przez obecność Gal80 na kopii chromosomu typu dzikiego.
Protokół szoku cieplnego dla MARCM został zoptymalizowany pod kątem wywołania rekombinacji w zewnętrznych narządach zmysłów włosia muchy, podczas gdy większość organizmu pozostaje heterozygotyczna, a więc nieoznaczona GFP. Muchy mozaikowe wygenerowane za pomocą tego protokołu zawierały mutacje homozygotyczne najczęściej w szczecinkach śródzębnych po alarze lub grzbietowej na powierzchni notum.
Przetestowaliśmy użyteczność tej kombinacji MARCM i ekranu zachowań uwodzicielskich ze znanym mechanowrażliwym mutantem, NOMPC. Kanał jonowy, brak potencjału mechanoreceptorowego C (NOMPC), jest istotnym składnikiem szlaku mechanotransdukcji u Drosophila5,11-13. NOMPC należy do nadrodziny przejściowego potencjału receptora (TRP) kanałów kationowych5 i spełnia wszystkie kryteria, aby zakwalifikować się jako kanał mechanowrażliwy u Drosophila14,15: 1) NOMPC ulega ekspresji w końcówkach rzęsek neuronów czuciowych typu 1 Drosophila 13,16-18, 2) Larwy zerowe NOMPC nie mają odpowiedzi elektrycznej na stymulację dotykową13, 3) Ektopowa ekspresja NOMPC w komórkach niewrażliwych na dotyk może indukować wrażliwość na stymulację mechaniczną13, 4) heterologiczna ekspresja NOMPC w komórkach Schneidera 2 daje mechanowrażliwy kanał13, oraz 5) dorosłe mutanty NOMPC wykazują defekty w odpowiedzi na stymulację mechaniczną5. Biorąc pod uwagę te dowody, przewidywaliśmy, że zmutowane klony NOMPC będą wykazywać zmienioną lub zahamowaną reakcję pielęgnacyjną w odpowiedzi na mechaniczną stymulację szczeciny.
A MARCM-stock zawierający mutację NOMPC został opracowany do użycia w eksperymencie potwierdzającym zasadność testu groomingowego. Muchy mozaikowe stymulowano na szczecinie makroszczetów zawierających homozygotyczne zmutowane komórki NOMPC. Spodziewaliśmy się zahamowania reakcji pielęgnacyjnej po stymulacji szczeciny makroszczetowej. Odkryliśmy, że tylko 2 z 14 badanych zmutowanych much szczeciniastych dały pojedynczą odpowiedź na powtarzającą się stymulację; Większość z nich nie reagowała na stymulację homozygotycznego zmutowanego włosia. Po potwierdzeniu, że ten test behawioralny oparty na MARCM wytwarza nieprawidłowy odruch uwodzenia u znanego mechanowrażliwego mutanta mozaiki, technika ta może być stosowana w badaniu przesiewowym dla dodatkowych mutacji mechanowrażliwych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Krzyżówki do generowania muchy MARCM
- Utrzymuj muchy na pożywce z melasy z mąki kukurydzianej (6,5 g/l agaru; 23,5 g/l drożdży; 60 g/l mąki kukurydzianej; 60 ml/l melasy; 4 ml/l mieszanki kwasów; 0,13% Tegosept) lub standardowej pożywce Drosophila w temperaturze 22 stopni Celsjusza w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność.
Uwaga: Niższa niż standardowa temperatura jest używana do utrzymania zapasów MARCM w dobrym stanie. Wydłuża to czas rozwoju między komórką jajową a osiągnięciem dorosłości do 14 dni. - Należy użyć dziewiczych samic (w wieku około 1 - 8 dni) z materiału gotowego do MARCM, zawierającego niezbędne elementy genetyczne (GFP pod kontrolą sekwencji aktywującej (UAS-GFP), białko represorowe Gal80, czynnik transkrypcyjny Gal4, rekombinaza napędzana szokiem cieplnym i miejsce rekombinacji FRT).
Uwaga: Nasze gotowe zapasy MARCM zawierają następujące genotypy: elavGal4, UAS-CD8-GFP, hs-flipase; FRT40A, tubGal80/CyO; tubGal4/TM3Sb.
Uwaga: Konkretne miejsce FRT będzie zależało od lokalizacji mutacji w genomie. Na przykład FRT40A jest używany do testowania mutacji w lewym ramieniu chromosomu 2, takich jak NOMPC (więcej informacji na temat protokołów MARCM znajduje się wpunkcie 10). - Krzyżuj dziewicze samice gotowe do MARCM z samcami, które zawierają mutację będącą przedmiotem zainteresowania i odpowiadające jej miejsce FRT (na przykład w-; NOMPC3, FRT40A/CyO; +/+). Aby kontrolować skuteczną indukcję MARCM, należy ustawić drugą krzyżówkę przy użyciu samców much zawierających to samo miejsce FRT, ale bez mutacji. Użyj przybliżonego stosunku 5 samic: 1 samiec w krzyżówkach.
2. Składanie jaj na czas
- Po umożliwieniu muchom łączenia się w pary przez co najmniej jedną noc, przenieś dorosłe osobniki do nowych fiolek ze świeżą pożywką. Pozwól muchom złożyć jaja w ciemnym otoczeniu przez około 4 godziny przed ponownym przeniesieniem krzyżówek do nowych fiolek. Zwróć uwagę na czas rozpoczęcia i zakończenia okresu składania jaj.
Uwaga: Krótsze odstępy czasu są dopuszczalne, gdy wydaje się, że na pożywce znajduje się duża liczba jaj przed końcem 4-godzinnego odstępu.- Przechowuj fiolki z wystarczającą liczbą jaj (w przybliżeniu większą niż 20) i przechowuj w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność w temperaturze 22 stopni Celsjusza, aby później doznać szoku cieplnego.
Uwaga: Jest mało prawdopodobne, aby fiolki z małą liczbą jaj na pożywce (mniej niż około 20) dostarczyły wystarczającą liczbę dorosłych much do testów behawioralnych i w interesie skuteczności zaleca się, aby nie zatrzymywano ich do dalszych testów.
Uwaga: Nasze muchy są wynoszone przy włączonych światłach od 8 rano do 20 wieczorem. Odkryliśmy, że wieczorne punkty czasowe prowadzą do większego zagęszczenia jaj, dlatego zwykle wykonują skrzyżowania czasowe między 16:00 a 20:00 do północy. Muchy składają jaja w RT w ciemnej szafce, a następnie są zwracane do inkubatora następnego dnia, aby nie zakłócać regularnego cyklu światła i ciemności w inkubatorze.
- Przechowuj fiolki z wystarczającą liczbą jaj (w przybliżeniu większą niż 20) i przechowuj w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność w temperaturze 22 stopni Celsjusza, aby później doznać szoku cieplnego.
3. Wykonaj szok cieplny, aby wywołać rekombinację mitotyczną
- Około 85 - 100 godzin po złożeniu jaj umieść fiolki w łaźni wodnej o temperaturze 37 stopni Celsjusza na 1 godzinę. Upewnij się, że poziom wody sięga powyżej wysokości pożywki w fiolkach, ale nie zanurza całkowicie fiolek, aby zapobiec utonięciu larw.
- Wyjąć fiolki z łaźni wodnej i odczekać 1 godzinę na rekonwalescencję w temperaturze pokojowej.
- Umieść fiolki z powrotem w łaźni wodnej o temperaturze 37 stopni Celsjusza na 1 godzinę.
- Wyjąć fiolki z łaźni wodnej i przechowywać w inkubatorze w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność w temperaturze 22 stopni Celsjusza aż do eclosion.
4. Przygotowanie do testów behawioralnych
- Po ekluzji znieczulenie muchy na lodzie. Wyselekcjonowane muchy o genotypach, które zawierają wszystkie elementy genetyczne MARCM i wskazują na klony oznaczone ekspresją GFP, będą prawdopodobnie obserwowane na podstawie obserwowalnych markerów fenotypowych stosowanych w stadach rodzicielskich. Ścinanie głów muchom nożyczkami do irydektomii.
Uwaga: Na przykład wybraliśmy muchy bez markerów genetycznych CyO (kręcone skrzydła) i Sb (szczecina ścierniska), aby zidentyfikować muchy, które zawierałyby wszystkie elementy genetyczne niezbędne do stworzenia obszarów mozaiki oznaczonych GFP.
Uwaga: Dekapitacja jest konieczna, aby zapobiec odlatywaniu dorosłych po stymulacji. - Umieść muchy bezgłowe w zamkniętym, wilgotnym środowisku i pozwól na około 10-20 godzin rekonwalescencji. Używaj tylko much, które same się poprawiają, gdy są zaniepokojone do dalszych testów. Test leci w ciągu 30 godzin od dekapitacji.
5. Testy behawioralne
- Obserwując odcięte głowy muszki pod fluorescencyjnym mikroskopem preparacyjnym, zidentyfikuj homozygotyczne klony oznaczone GFP na szczeciniastych zewnętrznych narządach zmysłów. Zapisz nazwę włosia i lewą lub prawą stronę. Aby wyeliminować wszelkie potencjalne odchylenia, członek laboratorium wykonujący stymulację szczeciny powinien być ślepy na genotyp szczeciny, typ dziki lub zmutowany.
- Wywołaj odruch pielęgnacyjny, odchylając włosie oznaczone GFP w kierunku ciała muchy za pomocą sztywnego włosia lub cienkich kleszczy i obserwuj reakcję nóg. Przyznaj wynik jeden muchom, które podnoszą nogę w odpowiedzi na stymulację szczeciny, a wynik zero muchom, które nie poruszają nogami.
Uwaga: Poprzednie badania6,7 charakteryzowały reakcję nóg, która jest wywoływana przez stymulację określonego włosia. Obejmuje to nogę, która reaguje na każde szczecinę i odsetek much, które reagują na stymulację tego konkretnego włosia. Punktowaliśmy tylko za ruchy nogi, które spodziewaliśmy się zareagować na podstawie klasyfikacjiVandervorsta 6. - Przeprowadź pięć prób w odstępach 2 minut.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Powodzenie niniejszego protokołu zależy w dużej mierze od całkowitej liczby uzyskanego potomstwa muszek nadającego się do badań, skuteczności szoku termicznego w celu indukcji rekombinacji mitotycznej oraz możliwości uzyskania wyraźnej odpowiedzi behawioralnej u muszek stymulowanych w odstępach 2 min. Biorąc pod uwagę, że szacunkowo 12,5% embrionów zawiera niezbędne elementy MARCM, a około 16,67% osobników dorosłych po wykluciu ma potencjał do ekspresji GFP, kluczowe jest uzyskanie dużej ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Protokół ten wykorzystuje test behawioralny osoby dorosłej do badań przesiewowych pod kątem mutacji, które wpływają na mechanosensację u Drosophila. Ponieważ zbiór mutantów zawiera śmiertelne mutacje elementu p, które wykluczają badania przesiewowe u dorosłych, protokół ten wykorzystuje złożoną technikę genetyczną opisaną po raz pierwszy przez Lee i Luo (1999) i szczegółowo opisaną jako protokół przez Wu i Luo (2006) w celu obejścia śmiertelności dorosłych. MARCM indukuje rekombinację mitotyczną między chromosom...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.
Podziękowania
Autorzy chcieliby podziękować centrum akcji w Bloomington, Liqun Luo, Charlesowi Zukerowi oraz Lily i Yuh Nung Jan za hojne dzielenie się zasobami much, a także następującym za dofinansowanie: SOMAS-URM (dla JD i SW), Bachelor Ford Faculty Summer Fellowship (dla SW), BD Corporation Summer Research Fellowship (dla CL i DL), The Renee i Anthony M. Marlon, M.D. '63 Letnie stypendium badawcze (do DL)James C. '75 i Jane Colihan Letnie stypendium badawcze (TO) za pośrednictwem Alumni/Parent Summer Research Fund of the College of the Holy Cross i Stransky Foundation Summer Research Fellowship (do TO). Specjalne podziękowania dla Wydziału Biologii i Dziekanatu Kolegium Świętego Krzyża za wsparcie wszystkich prac w laboratorium.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Drożdże piwne (25 funtów) | MP Biomedicals | ICN90331225 | Jedzenie dla much |
| Kukurydza (25 funtów) | MP Biomedicals | ICN90141125 | Jedzenie dla much |
| Agar (1 funt) | MoorAgar Inc. | 41004 | Pokarm na muchy |
| Tegosept (5 kg) | Genesee | 20-259 | |
| Melasa na muchy (1 galon) | Marka młyna do cukru - Thomsen Food Service | 0 2625 | Pokarm na muchy |
| Kwas propionowy | Fisher | A258-500 | Pokarm na muchy |
| Kwas fosforowy | Fisher | A260-500 | |
| Fiolki na muchy Drosophila, wąskie (PS) | Genesee | 32-109 | Kultury much |
| Butelka z kwadratowym dnem 6 uncji (PP) | Genesee | 32-130 | Kultury much |
| Flugs - Plastikowe butelki na muchy | Genesee | 49-100 | Kulki |
| sztucznego jedwabiu | Genesee | 51-100 | Kultury much |
| Droso-Filler, wąskie | Genesee | 59-168 | Wypełniacz do przygotowywania pokarmu dla much |
| Droso, butelki | Genesee | 59-170 | Pokarm dla much Przygotowanie |
| Mieszadło laboratoryjne 8A-C / z napędem zębatym z mocowaniem c-clamp 1/15 KM, zmienna prędkość 700 obr./min, 115 V, 50/60 Hz | Cleveland Mixer | 8A-C | Fly Przygotowanie żywności |
| Czajnik z płaszczem wodnym Fly | Przygotowanie żywności | ||
| Dobowa komora wzrostu | Forma Scientific | Kontrolowana temperaturą i cyklem światła/ciemności | |
| Łaźnia wodna | VWR | Do ciepła | |
| szok MicroScissors | Narzędzia naukowe | 15000-08 | Do zdejmowania głów |
| Mikroskop preparacyjny Fluroscence | Zeiss | SteREO Discovery V8 | Z kostką GFP (KSC295-814D) filtrem pasmowo-przepustowym |
| Źródło światła Fluroscence | Światłowód światłowodowy Zeiss | X-Cite 120 | sprawia, że jest to łatwe w konfiguracji |
| Kamera do lunety | Zeiss | AxioCam ICc1 | |
| Oprogramowanie do pozyskiwania obrazu | Zeiss Wiadro | ||
| na lód | na zimną anthesję | ||
| Domowa zimna taca | do dekapitacji zimnej anthesii | ||
| Plastikowe pudełka | do odzyskiwania zdeptutowanych much w wilgotnym środowisku |
Bibliografia
- Grünert, U., Gnatzy, W. K+ and Ca++ in the receptor lymph of arthropod cuticular mechanoreceptors. J Comp Physiol A. 161, 329-333 (1987).
- Kernan, M. J. Mechanotransduction and auditory transduction in Drosophila. Pflugers Arch. 454, 703-720 (2007).
- Gillespie, P. G., Walker, R. G. Molecular basis of mechanosensory transduction. Nature. 413, 194-202 (2001).
- Corfas, G., Dudai, Y. Adaptation and fatigue of a mechanosensory neuron in wild-type Drosophila and in memory mutants. J Neurosci. 10, 491-499 (1990).
- Kernan, M., Cowan, D., Zuker, C. Genetic dissection of mechanosensory transduction: mechanoreception-defective mutations of Drosophila. Neuron. 12, 1195-1206 (1994).
- Vandervorst, P., Ghysen, A. Genetic control of sensory connections in Drosophila. Nature. 286, 65-67 (1980).
- Corfas, G., Dudai, Y. Habituation and dishabituation of a cleaning reflex in normal and mutant Drosophila. J Neurosci. 9, 56-62 (1989).
- Chen, J., et al. Discovery-based science education: functional genomic dissection in Drosophila by undergraduate researchers. PLoS Biol. 3, e59(2005).
- Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22, 451-461 (1999).
- Wu, J. S., Luo, L. A protocol for mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) in Drosophila. Nature Protocols. 1, 2583-2589 (2006).
- Eberl, D. F., Hardy, R. W., Kernan, M. J. Genetically similar transduction mechanisms for touch and hearing in Drosophila. J Neurosci. 20, 5981-5988 (2000).
- Walker, R. G., Willingham, A. T., Zuker, C. S. A Drosophila mechanosensory transduction channel. Science. 287, 2229-2234 (2000).
- Yan, Z., et al. Drosophila NOMPC is a mechanotransduction channel subunit for gentle-touch sensation. Nature. 493, 221-225 (2013).
- Arnadottir, J., Chalfie, M. Eukaryotic Mechanosensitive Channels. Annual Review of Biophysics. 39, 111-137 (2010).
- Christensen, A. P., Corey, D. P. TRP channels in mechanosensation: direct or indirect activation? Nature Reviews Neuroscience. 8, 510-521 (2007).
- Cheng, L. E., Song, W., Looger, L. L., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The Role of the TRP Channel NompC in Drosophila Larval and Adult Locomotion. Neuron. 67, 373-380 (2010).
- Lee, J., Moon, S., Cha, Y., Chung, Y. D. Drosophila TRPN(=NOMPC) channel localizes to the distal end of mechanosensory cilia. PLoS One. 5, e11012(2010).
- Liang, X., Madrid, J., Saleh, H. S., Howard, J. NOMPC, a Member of the TRP Channel Family, Localizes to the Tubular Body and Distal Cilium of Drosophila Campaniform and Chordotonal Receptor Cells. Cytoskeleton. 68, 1-7 (2011).
- de Vries, S. E., Clandinin, T. R. Loom-sensitive neurons link computation to action in the Drosophila visual system. Curr Biol. 22, 353-362 (2012).
- Jarman, A. P. Studies of mechanosensation using the fly. Hum Mol Genet. 11, 1215-1218 (2002).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
