Artykuł metodologiczny

In vivo (in vivo) Ilościowa ocena struktury, funkcji, perfuzji i żywotności mięśnia sercowego za pomocą mikrotomografii komputerowej serca

21.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53603

⸱

16 lutego 2016

 ,  ,  ,  , 
1Department of Genetics, Erasmus MC, Rotterdam, 2Department of Experimental Cardiology, Erasmus MC, Rotterdam, 3PerkinElmer, Inc., 4Department of Vascular Surgery, Erasmus MC, Rotterdam, 5Department of Radiation Oncology, Erasmus MC, Rotterdam

W tym artykule

Podsumowanie

Ta metoda opisuje użycie Kwantowej Mikrotomografii Komputerowej (MicroCT) do oceny morfologii, funkcji, perfuzji, metabolizmu i żywotności serca za pomocą jodowego środka kontrastowego u myszy z eksperymentalnie wywołanym niedokrwieniem mięśnia sercowego. Technika ta może być stosowana do nieniszczącego, wysokoprzepustowego, podłużnego obrazowania in vivo różnych zwierzęcych modeli chorób ludzkiego serca.

Streszczenie

Wykorzystanie mikrotomografii komputerowej (MicroCT) do badań in vivo małych zwierząt jako modeli chorób ludzkich ogromnie wzrosło dzięki temu, że MicroCT dostarcza ilościowych trójwymiarowych (3D) danych anatomicznych o wysokiej rozdzielczości w sposób nieniszczący i podłużny. Co najważniejsze, wraz z opracowaniem nowego przedklinicznego jodowego środka kontrastowego o nazwie eXIA160, możliwa stała się ocena funkcjonalna i metaboliczna serca. Jednak przed pojawieniem się komercyjnych skanerów MicroCT wyposażonych w technologię płaskiego detektora rentgenowskiego i łatwe w użyciu bramkowanie krążeniowo-oddechowe, badania przedkliniczne chorób sercowo-naczyniowych (CVD) u małych zwierząt wymagały technika MicroCT o zaawansowanych umiejętnościach, a zatem były niepraktyczne do powszechnego wdrożenia. Celem tej pracy jest dostarczenie praktycznego przewodnika po zastosowaniu szybkiego systemu Quantum FX MicroCT do kompleksowego określenia globalnej i regionalnej funkcji mięśnia sercowego wraz z oceną perfuzji, metabolizmu i żywotności mięśnia sercowego u zdrowych myszy oraz w mysim modelu niedokrwienia serca wywołanym przez trwałą niedrożność lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD).

Wprowadzenie

Choroba niedokrwienna serca (IHD) nadal jest najczęstszą przyczyną zachorowalności i śmiertelności mężczyzn i kobiet na całym świecie1. Ze względu na złożoność i wzajemne powiązania, które istnieją między narządami i układami na poziomie organizmu, wykorzystanie całego zwierzęcia jako modelu IHD pozostaje istotne nie tylko dla lepszego zrozumienia patofizjologii choroby, ale także dla oceny nowych strategii zapobiegawczych i terapeutycznych. W szczególności modele mysie przyczyniły się do poszerzenia naszej wiedzy na temat rozwoju serca, patogenezy zawału mięśnia sercowego, przerostu mięśnia sercowego, zapalenia mięśnia sercowego i zmian tętniakowych2-7. Parametrami, które decydują o wydolności serca i są przydatne z punktu widzenia rokowania i wyboru interwencji terapeutycznej, są masa i geometria serca, funkcja globalna i regionalna, przestrzenny rozkład przepływu krwi w mięśniu sercowym i żywotność mięśnia sercowego.

Jednak większość tradycyjnych metod badawczych stosowanych w mysich modelach chorób serca obejmuje inwazyjne pomiary, które wymagają godzin na ukończenie, więc zwierzę nie może być użyte do powtórzenia pomiarów, lub metoda będzie wymagała ofiary zwierzęcej8-12. Na przykład, aby zmierzyć regionalną perfuzję mięśnia sercowego, stosuje się radioaktywnie lub fluorescencyjnie znakowane mikrosfery, w których wykrywa się liczbę radioaktywnych lub sygnały fluorescencyjne na fizycznie wypreparowanym sercu lub in situ13,14.

Podobnie, ocena wielkości zawału w zwierzęcych modelach zawału mięśnia sercowego jest najczęściej wykonywana za pomocą barwienia chlorkiem trifenylotetrazolu (TTC), a w celu określenia przebiegu ewolucji zawału i efektu interwencji terapeutycznych, technika ta wymaga, aby zwierzęta musiały zostać uśmiercone do badania histopatologicznego serca w różnych punktach czasowych15. W związku z tym niezwykle ważne są nieniszczące i humanitarne techniki, które umożliwiłyby ilościową i podłużną analizę morfologii, funkcji, metabolizmu i żywotności serca. W tym kontekście duże znaczenie ma obrazowanie przedkliniczne. Wśród obecnie dostępnych metod obrazowania najczęściej stosuje się rezonans magnetyczny (MRI) i echokardiografię16,17,18.

Jednakże, pomimo faktu, że MRI jest uważany za metodę odniesienia zarówno w pracy klinicznej, jak i przedklinicznej, wysokie koszty zakupu i utrzymania dedykowanych systemów MRI dla małych zwierząt, a także złożoność tej technologii dla niezaawansowanych użytkowników, sprawiają, że MRI jest zbyt drogie do rutynowego użytku. Jeśli chodzi o echokardiografię, istnieją poważne wady sposobu pomiaru czynności serca. Dane uzyskiwane w większości badań echokardiograficznych są dwuwymiarowe, a aby uzyskać objętości, należy przyjąć założenia geometryczne19. Ponadto słaba odtwarzalność wewnątrz i między obserwatorami jest kolejnym istotnym ograniczeniem tej techniki. Obrazowanie radioizotopowe za pomocą tomografii emisyjnej pojedynczych fotonów (SPECT) i pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) jest stosowane głównie do oceny perfuzji i metabolizmu mięśnia sercowego17,20,21. Jednak ograniczona rozdzielczość przestrzenna tych modalności obrazowania sprawia, że obrazowanie serca u myszy jest trudne.

Z drugiej strony, wraz z pojawieniem się technologii detektorów z płaskim panelem, która pozwala na lepszą czułość promieniowania rentgenowskiego i szybszy czas odczytu, obecne najnowocześniejsze systemy MicroCT mogą teraz dostarczać trójwymiarowe (3D) i czterowymiarowe (4D) obrazy o jakości MRI. Są praktycznie bezobsługowe i łatwe w obsłudze dla niezaawansowanych użytkowników. Dzięki temu takie instrumenty do mikrotomografii komputerowej mogą być dobrze przystosowane do rutynowych badań małych zwierząt jako modeli chorób u ludzi. Co najważniejsze, wraz z opracowaniem nowego przedklinicznego jodowego środka kontrastowego, możliwa stała się jednoczesna ocena funkcjonalna i metaboliczna serca22-24.

Ten środek kontrastowy zawiera wysokie stężenie jodu (160 mg/ml), wytwarzając silny kontrast we krwi po jego dożylnym podaniu, umożliwiając obrazowanie in vivo naczyń krwionośnych i komór serca. W ciągu godziny po podaniu można zaobserwować ciągły wzrost kontrastu mięśnia sercowego związany z jego wychwytem metabolicznym, dlatego ten sam środek kontrastowy może być stosowany do oceny ogłuszenia mięśnia sercowego i żywotności.

Celem techniki opisanej w tym manuskrypcie jest umożliwienie badaczom użycia szybkiego systemu MicroCT z wewnętrznym bramkowaniem krążeniowo-oddechowym, w połączeniu z jodowym środkiem kontrastowym z puli krwi, do określenia globalnej i regionalnej funkcji mięśnia sercowego wraz z perfuzją i żywotnością mięśnia sercowego u zdrowych myszy oraz w mysim modelu niedokrwienia serca wywołanym przez trwałą niedrożność lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD). Dzięki zastosowaniu tego modelu zwierzęcego i techniki obrazowania, szybka ocena najważniejszych parametrów serca może być wykonywana w sposób powtarzalny przy użyciu jednej metody obrazowania i bez konieczności wykonywania inwazyjnych procedur lub konieczności poświęcania zwierząt. Technika ta może być stosowana w celu oceny nowych strategii profilaktycznych i terapeutycznych.

Protokół

Wszystkie prace na zwierzętach w tym badaniu zostały zatwierdzone przez komisję etyczną ds. badań na zwierzętach Erasmus MC. Przez cały czas trwania eksperymentów zwierzęta były trzymane zgodnie z regulacjami instytucjonalnymi programu Erasmus MC. Pod koniec eksperymentu zwierzęta zostały poddane eutanazji przy użyciu przedawkowania wziewnego środka znieczulającego izofluranu. Przed rozpoczęciem tej pracy należy uzyskać zgodę instytucjonalnej komisji ds. opieki i użytkowania zwierząt.

1. Przygotowanie modelu niedokrwienia serca

  1. Znieczulić mysz (C57Bl6, 12 tygodni) przez inhalację 4% izofluranu. Zaintubować zwierzę za pomocą kaniuli 20 G i oddychać mysz z prędkością 100 oddechów na minutę przy szczytowym ciśnieniu wdechowym 18 cmH2O i dodatnim końcowym ciśnieniu wydechowym 4 cmH2O.
    1. Użyć mieszaniny gazówO2/N2 (v/v = 1/2) zawierającej 2,5% izofluranu w celu utrzymania znieczulenia i zastosować krople do oczu, aby zapobiec wysuszeniu oczu w znieczuleniu. Umieść mysz na poduszce grzewczej i zmierz temperaturę ciała doodbytniczo, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C podczas operacji.
  2. Buprenorfinę (0,05-0,2 mg/kg) należy wstrzyknąć podskórnie tuż przed zabiegiem chirurgicznym i sprawdzić odruch szczypania palca u nogi, aby zapewnić wystarczającą głębokość znieczulenia przed rozpoczęciem zabiegu chirurgicznego. Wypiluj klatkę piersiową myszy za pomocą kremu do depilacji i nałóż jod na skórę.
  3. Wykonaj nacięcie, wykonując małe nacięcie nożyczkami w skórze między 2. a 3. lewym żebrem. Pociągnij mięsień piersiowy mniejszy i mięsień mieczykowato-ramienny, a także mięsień najszerszy grzbietu na bok za pomocą małych haczyków, aby umożliwić dostęp do mięśni międzyżebrowych.
  4. Ostrożnie przeciąć trzeci mięsień międzyżebrowy, nie uszkadzając płuc, za pomocą zakrzywionych nożyczek sprężynowych o średnicy 2 mm. Odepchnij płuco na bok za pomocą małego kawałka mokrej gazy i rozerwij osierdzie.
    UWAGA: Uważaj, aby nie uszkodzić lewego nerwu przeponowego.
    1. Zmień położenie małych haczyków, które utrzymują mięsień, do wnętrza klatki piersiowej i zmień ich położenie tak, aby widoczna była duża część wolnej ściany lewej komory (LV) i część lewego przedsionka.
  5. Wprowadzić jedwabny szew chirurgiczny 7-0 pod lewą tętnicę wieńcową i zatkać tętnicę, mocno zawiązując szew.
    UWAGA: Ponieważ u większości myszy tętnica wieńcowa nie jest widoczna, określ położenie ligatury za pomocą przedsionka i zawsze podwiązuj tętnicę wieńcową 2 mm poniżej krawędzi lewego przedsionka w celu standaryzacji wielkości zawału.
  6. Sprawdź wzrokowo, czy zawał został pomyślnie wywołany, potwierdzając bladość wolnej ściany lewej komory. Gdy blednięcie nie zostanie zaobserwowane, wykonaj dodatkową próbę zasłonięcia LAD.
  7. Mocno zamknij klatkę piersiową za pomocą jedwabnego szwu chirurgicznego 6-0.
    UWAGA: Klatka piersiowa powinna być szczelnie zamknięta, aby umożliwić niezależne oddychanie po wyzdrowieniu.
  8. Oczyść ranę solą fizjologiczną i zamknij skórę za pomocą jedwabnych szwów. Nałóż spray na rany, aby pobudzić gojenie się ran i zapobiec infekcji.
  9. Wyłącz izofluran i poczekaj, aż zwierzę zacznie samodzielnie oddychać, zanim wyjmiesz rurkę wentylacyjną. Umieść mysz w klatce na poduszce grzewczej podczas rekonwalescencji.
    UWAGA: Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą brzusznie. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje.
  10. Podawaj dodatkowe dawki buprenorfiny co 8-12 godzin po zabiegu w celu znieczulenia pooperacyjnego. Buprenorfinę (50 μg/kg) podawać dootrzewnowo.
    UWAGA: Skanuj zwierzęta za pomocą mikrotomografii komputerowej (sekcja 3) 3-4 godziny po operacji w przypadku pierwszego skanu i 6-7 godzin po operacji w przypadku drugiego skanu.

2. Wstrzykiwanie kontrastu do mikrotomografii komputerowej

  1. W celu uzyskania informacji anatomicznych, funkcjonalnych i metabolicznych w dwóch kolejnych sesjach obrazowania MicroCT należy użyć jodowego środka kontrastowego.
  2. Odsłonić gumę korka fiolki i poddać działaniu 70% alkoholu. Za pomocą strzykawki z małą przestrzenią martwą pobrać wymaganą objętość (5-10 μl/g masy ciała) środka kontrastowego. Aby zapobiec ryzyku wystąpienia zatoru podczas wstrzykiwania, należy usunąć pęcherzyki powietrza, jeśli występują, przesuwając tłok do przodu i do tyłu i/lub delikatnie stukając w bok strzykawki i powoli wypychając powietrze do sterylnej tkanki chłonnej, aż do pojawienia się płynu na końcu igły.
    Uwaga: Wstrzyknięcie kontrastu MicroCT można wykonać u zwierząt przytomnych lub uspokojonych. Wobec przytomnych zwierząt należy stosować przymus fizyczny. Aby zminimalizować stres, rozważ lekką sedację lub znieczulenie ogólne izofluranem z systemem znieczulenia wziewnego.
  3. Przed wstrzyknięciem należy pobrać przemaz z ogona 70% alkoholem. Rozgrzej ogon lampą lub zanurzając ogon w ciepłej wodzie (40-45 °C), aby zapewnić lepsze rozszerzenie naczyń. Środek kontrastowy należy wstrzykiwać dożylnie (np. przez jedną z bocznych żył ogonowych) w stężeniu 5-10 μl/g masy ciała.
    Uwaga: Zoptymalizuj wstrzykiwaną dawkę dla konkretnego modelu zwierzęcia lub ustawień akwizycji instrumentu MicroCT, ponieważ na wzmocnienie kontrastu może mieć wpływ stan zdrowia lub dieta badanego zwierzęcia oraz poziom szumu obrazu.

3. Obrazowanie mikrotomografią komputerową

  1. Przed wstrzyknięciem kontrastu włącz skaner MicroCT, naciskając przycisk zasilania komputera. Uruchom oprogramowanie sterujące MicroCT i rozgrzej lampę rentgenowską, klikając przycisk Rozgrzewka pokazany w oknie sterowania oprogramowaniem.
  2. Poczekaj, aż w oprogramowaniu sterującym pojawi się przycisk Live Mode, wskazujący, że rozgrzewka została zakończona. Włóż małą osłonę otworu i umieść legowisko dla małych zwierząt.
  3. Utwórz lub wybierz odpowiednią bazę danych, badanie i temat, w którym zostaną zapisane dane obrazu. Aby utworzyć nową bazę danych, kliknij przycisk Nowa baza danych w oknie Baza danych, wprowadź nazwę określającą nową bazę danych, kliknij przycisk Przeglądaj w wyświetlonym oknie dialogowym, przejdź do dysku, na którym zostanie zapisana baza danych, a następnie kliknij przycisk OK. Obserwuj nową bazę danych w oknie Baza danych. Aby połączyć się z istniejącą bazą danych, kliknij przycisk Połącz z bazą danych w oknie Baza danych, a następnie kliknij dwukrotnie nazwę bazy danych.
  4. Ustaw warunki skanowania, wybierając następujące parametry z menu rozwijanych w oknie sterowania oprogramowaniem: napięcie lampy rentgenowskiej, 90 kV; Prąd lampy rentgenowskiej CT, 160 μA; Prąd lampy rentgenowskiej pod napięciem, 80 μA; Pole widzenia, 20 mm; Technika bramkowania, krążeniowo-oddechowa; Technika skanowania, 4,5 min.
    UWAGA: Ten protokół obrazowania pozwala na rekonstrukcję zestawów danych 3D dotyczących końca rozkurczu i końca skurczu, z których każdy ma rozmiar matrycy 512 x 512 x 512, ze zrekonstruowanym izotropowym rozmiarem woksela 40 μm.
  5. Po wstrzyknięciu zwierzęciu środka kontrastowego należy je znieczulić w komorze indukcyjnej poprzez inhalację 4% izofluranu. Umieść zwierzę na łóżku dla zwierząt skanera ze stożkiem nosowym dostarczającym 1,5-2,0% izofluranu w mieszaninie tlenu w powietrzu. W razie potrzeby należy dostosować przepływ izofluranu, aby osiągnąć stabilną aktywność oddechową zwierzęcia z prędkością ≤60 oddechów na minutę.
  6. Zamknij drzwiczki instrumentów, przesuwając je w prawo, aby włączyć blokadę bezpieczeństwa. Włącz tryb na żywo, klikając przycisk Tryb na żywo widoczny w oknie oprogramowania sterującego, aby wyświetlić obiekt w czasie rzeczywistym. Obserwuj okno przechwytywania X i zwierzę.
    Uwaga: Przyrząd nie generuje promieniowania rentgenowskiego, chyba że drzwi są prawidłowo zamknięte i włączona jest blokada bezpieczeństwa.
  7. Przesuń łóżko dla zwierząt, aby wyrównać klatkę piersiową myszy w polu widzenia (FOV), naciskając stage Przyciski sterowania osią Z w przód iw tył znajdujące się na przednim panelu instrumentu. Sprawdź, czy klatka piersiowa znajduje się pośrodku pola widzenia. Użyj strzałek w lewo i w prawo elementu sterującego łóżkiem dla zwierząt znajdujących się na przednim panelu instrumentu, aby ustawić zwierzę w niebieskiej obwiedni.
    1. Obróć suwnicę, wybierając "90" z listy rozwijanej Sterowanie obrotem wyświetlanej w oknie oprogramowania sterującego i klikając przycisk Ustaw. Upewnij się, że zwierzę pozostaje w niebieskiej obwiedni okna X-capture. W razie potrzeby wyrównaj zwierzę za pomocą strzałek W GÓRĘ i W DÓŁ elementu sterującego łożem dla zwierząt znajdujących się na przednim panelu przyrządu.
      Uwaga: Do zrekonstrukcji objętości 3D zostaną użyte tylko dane obrazu znajdujące się w niebieskiej obwiedni widocznej w oknie X-capture.
  8. W oknie Xcapture zmień rozmiar obszaru zainteresowania krążeniowo-oddechowego (ROI) za pomocą lewego przycisku myszy i przeciągając krawędzie ROI kursorem myszy, tak aby ślady krążeniowo-oddechowe były wyraźnie widoczne w widoku synchronizacji. Upewnij się, że zwrot z inwestycji obejmuje membranę i wierzchołkową część serca we wszystkich pozycjach portalowych. Obróć suwnicę o 90° zgodnie z opisem w kroku 3.6, aby upewnić się, że ślady krążeniowo-oddechowe są nadal wyraźnie widoczne.
    UWAGA: Aby zapobiec niepotrzebnemu narażeniu na promieniowanie jonizujące, należy zminimalizować czas, w którym regulowana jest pozycja zwierzęcia i ROI układu krążeniowo-oddechowego.
  9. Kliknij przycisk CT Scan widoczny w oknie oprogramowania sterującego, aby zainicjować akwizycję. Pojawi się komunikat potwierdzający tomografię komputerową. Kliknij przycisk TAK widoczny w komunikacie potwierdzającym badanie CT, aby potwierdzić. Kliknij przycisk NIE, aby przerwać skanowanie. Po naciśnięciu przycisku TAK zaświeci się czerwony wskaźnik zasilania promieniowaniem rentgenowskim znajdujący się na instrumencie.
    UWAGA: Wskazanie będzie również widoczne przez ikonę napięcia w polu stanu przyrządu w oknie oprogramowania sterującego. Skanowanie zostanie zakończone w ciągu 4,5 minuty. Lampa rentgenowska zostanie automatycznie wyłączona, a czerwony wskaźnik zasilania promieniowaniem rentgenowskim znajdujący się na przyrządzie i na panelu sterowania okna oprogramowania sterującego zostanie przyciemniony. Projekcje zostaną automatycznie posortowane, a postęp będzie wskazywany przez zielone paski postępu wyświetlane w oknie GetSynchronizedRaw. Zestawy objętości reprezentujące końcoworozkurczową i końcowoskurczową fazę cyklu sercowego zostaną automatycznie zrekonstruowane w ciągu 2-3 dodatkowych minut
    UWAGA: Aby przerwać skanowanie, kliknij przycisk zatrzymania awaryjnego w panelu sterowania w oknie oprogramowania sterującego lub naciśnij mechaniczny przycisk zatrzymania awaryjnego znajdujący się na przednim panelu przyrządu.
  10. Obserwuj widoki transosiowe, czołowe i strzałkowe rekonstrukcji w oprogramowaniu 2D Viewer. Poświęć kilka sekund na sprawdzenie jakości uzyskanych obrazów. Zwróć uwagę na oznaki ruchu zwierzęcia, które mogą być spowodowane nieodpowiednim poziomem znieczulenia. W razie potrzeby wprowadź odpowiednie modyfikacje i powtórz skanowanie.
    UWAGA: Jeśli struktury na obrazie są zdwojone, pokazane z podwójnymi krawędziami lub pokazane ze smugami, to są to zwykłe "czerwone flagi", które mogą wskazywać, że poziom znieczulenia może być nieodpowiedni i że zwierzę poruszało się podczas skanowania. W takich przypadkach należy dostosować poziom znieczulenia i ponownie wykonać skan.
  11. Wyjmij zwierzę ze skanera i pozwól na pełne wyzdrowienie ze znieczulenia pod nadzorem.
  12. Wykonaj dodatkowe badanie mikrotomografią komputerową w fazie metabolicznej wychwytu kontrastu (3 do 6 godzin po wstrzyknięciu kontrastu).
    UWAGA: Więcej szczegółów na temat średnich wartości wzmocnienia mięśnia sercowego dla myszy C57Bl / 6 i BALB / c zostały opublikowane przez Detombe i wsp. oraz Ashton i wsp.Rozdział 22,23.

4. Analiza danych z mikrotomografii komputerowej

  1. Załaduj zarówno końcoworozkurczowe, jak i końcowoskurczowe pliki VOX do oprogramowania Analyze 12.
  2. Otwórz każdy załadowany obraz za pomocą modułu Przekroje ukośne i wykonaj krótkoosiową reformację obrazu.
  3. Aby zminimalizować czas przetwarzania obrazu, rozważ przycięcie obrazów za pomocą funkcji głośności podregionu/padu w module Kalkulator obrazów. W przypadku obu woluminów należy zachować identyczne wymiary X, Y, Z i Niski i Wysoki podregion.
  4. Dołącz oba woluminy i otwórz je za pomocą modułu Edycja woluminu. Aby uzyskać lepszą wizualizację struktur, w razie potrzeby dostosuj intensywność obrazu.
  5. Wykonaj segmentację konturu wsierdzia. Z zakładki Semi-Automatic w module Volume Edit wybierz Object Extractor, ustaw punkt początkowy w lewej komorze (LV) i dostosuj wartości progowe tak, aby jama lewej komory była wyznaczona od mięśnia sercowego. Aby określić wartość progową, należy użyć algorytmów automatycznego progowania lub wartości połówkowej maksimum (FWHM) wyznaczonej za pomocą modułu Profil linii.
    1. Narysuj granicę wzdłuż płaszczyzny płatka płatka zastawki mitralnej, aby zapobiec rozprzestrzenianiu się obszaru na aortę, kliknij przycisk Wyodrębnij obiekt, aby zakończyć segmentację. Zarówno objętość końcoworozkurczowa, jak i końcowoskurczowa będą przetwarzane automatycznie. Nazwij region (np. wnęka LV) i zapisz mapę obiektu w odpowiednim katalogu plików.
  6. Wykonaj segmentację konturu nasierdzia. Dodaj nowy obiekt i wykonaj segmentację powierzchni nasierdzia serca za pomocą narzędzi do segmentacji półautomatycznej lub ręcznej modułu edycji objętości. Upewnij się, że zarówno kontury końcoworozkurczowe, jak i końcowoskurczowe są prawidłowo zidentyfikowane. W razie potrzeby wykonaj ręczną regulację. Nazwij regiony (np. LV Myocardium) i zapisz mapę obiektów w odpowiednim katalogu plików.
    Uwaga: Filtrowanie obrazów za pomocą modułu Filtry Przestrzenne można dodatkowo wykonać, aby poprawić szybkość i jakość segmentacji.
  7. W celu wyodrębnienia pomiarów objętościowych z map obiektów (zapisanych) należy otworzyć dołączony wolumin z modułem Region of Interest. Upewnij się, że poprawiona mapa została załadowana, otwórz okno Opcja próbki, upewnij się, że zaznaczone są zarówno obiekty LV Cavity, jak i LV Myocardium, a następnie kliknij przycisk Sample Images (Przykładowe obrazy). Zapisz plik dziennika.
  8. Do regionalnej analizy czynności serca i metabolizmu należy użyć narzędzia Radial Divider w module Region of Interest, aby dalej dzielić podzielone objętości na segmenty.

5. Obliczanie globalnych i regionalnych parametrów serca

  1. Aby obliczyć objętość wyrzutową lewej komory (LVSV), odejmij objętość końcowoskurczową lewej komory (LVESV) od objętości końcoworozkurczowej lewej komory (LVEDV):
    LVSV = LVEDV - LVESV;
  2. Aby obliczyć frakcję wyrzutową lewej komory (LVEF), podziel objętość wyrzutową lewej komory (LVSV) przez objętość końcoworozkurczową lewej komory (LVEDV) i pomnóż przez 100%:
    LVEF = LVSV / LVEDV*100%;
  3. Aby obliczyć rzut serca (CO), pomnóż objętość wyrzutową lewej komory (LVSV) przez tętno (HR):
    CO = LVSV * HR;
  4. Aby obliczyć masę mięśnia sercowego lewej komory (LVMM), odejmij objętość ściany mięśnia sercowego lewej komory ograniczoną powierzchnią wsierdzia (LVMVENDO) od objętości ściany mięśnia sercowego lewej komory ograniczonej powierzchnią nasierdzia (LVMVEPI) i pomnóż przez ciężar właściwy mięśnia sercowego, 1,05 g/cm3:
    LVMM = (LVMV EPI - LVMV ENDO) * 1,05;
  5. Aby obliczyć wskaźnik masy mięśnia sercowego lewej komory (LVMMI), podziel masę mięśnia sercowego lewej komory (LVMM) przez masę ciała myszy (BW):
    LVMMI=LVMM / BW;
  6. Aby obliczyć procentowy udział wielkości zawału mięśnia sercowego lewej komory (%LVMIS), podziel objętość lewej komory mięśnia sercowego z zawałem (LVMVMI) przez całkowitą objętość mięśnia sercowego lewej komory (LVMVTOTAL) i pomnóż przez 100%:
    %LVMIS = LVMV MI / LVMV OGÓŁEM * 100%;
    Uwaga: W przypadku obliczeń LVMM, LVMMI i %LVMIS należy użyć pomiarów objętości śród- i nasierdziowej z odpowiednich zestawów danych końca rozkurczowego lub skurczowego. Podać średnie wskaźniki końcowoskurczowe i końcoworozkurczowe.
  7. Aby obliczyć odcinkowe nieprawidłowości ruchu ściany lewej komory (LVWM), odejmij segmentową średnicę ściany końcowej końca skurczu lewej komory (LVESWD) od segmentalnej średnicy ściany końca rozkurczu lewej komory (LVEDWD):
    LVWM = LVEDWD - LVESWD;
    Wyświetl wyniki jako obwodowe mapy biegunowe (wykresy biegunowe Bulls Eye).
  8. Aby obliczyć segmentowe pogrubienie ściany lewej komory (%LVWTh), odejmij segmentową grubość ściany końca rozkurczowego lewej komory (LVEDWTh) od segmentalnej grubości ściany końca skurczu lewej komory (LVESWTh), podziel przez segmentalną grubość ściany końca rozkurczu lewej komory (LVEDWTh) i pomnóż przez 100%:
    %LVWTh = (LVESWTh - LVEDWTh) / LVEDWTh * 100%;
    Wyświetl wyniki jako obwodowe mapy biegunowe (wykresy biegunowe Bulls Eye).
  9. Aby obliczyć regionalną frakcję wyrzutową (%rEF), odejmij kwadrat segmentalnej średnicy ściany końcowej końca skurczu lewej komory (LVESWD) od kwadratu segmentalnej średnicy ściany końca rozkurczu lewej komory (LVEDWD), podziel przez kwadrat segmentowej średnicy ściany końcowo-rozkurczowej lewej komory (LVEDWD) i pomnóż przez 100%:
    %rEF = ( LVEDWD 2 - LVESWD 2 ) / LVEDWD 2 * 100%;
    Wyświetl wyniki jako obwodowe mapy biegunowe (wykresy biegunowe Bulls Eye).
  10. Aby przedstawić regionalną perfuzję mięśnia sercowego i wychwyt kontrastu, przelicz średnie wartości intensywności na liczby CT (jednostki Hounsfielda, HU). Przekształć zestawy danych zarówno o końcu rozkurczowym, jak i skurczowym, przeskalowując powietrze wybrane z regionu wybranego na zewnątrz zwierzęcia do -1000 HU, a wodę do 0 HU za pomocą wypełnionej wodą małej przezroczystej rurki radiowej. Wyświetl wyniki jako obwodowe mapy biegunowe (wykresy biegunowe Bulls Eye).

6. Analiza statystyczna

  1. Przedstaw wszystkie wyświetlane dane wykresu biegunowego jako średnią ± odchylenie standardowe (SD). Oceń różnicę statystyczną za pomocą jednokierunkowej analizy wariancji (ANOVA) lub innej odpowiedniej techniki.

Wyniki

Pozyskiwanie obrazów MicroCT, rekonstrukcja obrazu i ocena jakości obrazu.

Cztery myszy szczepu C57Bl/6, w tym trzy z trwałą okluzją LAD oraz jedna z grupy operowanej pozornie (sham), pomyślnie przeszły rekonwalescencję po zabiegu i ukończyły protokół obrazowania, który obejmował jednorazowe dożylne podanie bolusa środka kontrastowego oraz dwa 4,5-minutowe akwizycje krążeniowo-oddechowe MicroCT. Średnia częstość akcji serca podczas badań MicroCT wynosiła 385 ± 18 uderzeń na minutę. Rekonstrukcja obrazów w końcowej rozkurczowej i końcowej skurczowej fazie cyklu wykorzystywała zastrzeżoną, wewnętrzną synchronizację opartą na obrazie (image-based gating), dzięki czemu nie było konieczne zastosowanie dedykowanych urządzeń do monitorowania oddechu i pracy serca, takich jak odprowadzenia EKG czy pneumatyczny czujnik oddechowy. Po rekonstrukcji, jakość obrazów z obu zestawów danych (końcoworozkurczowych i końcowoskurczowych) została sprawdzona za pomocą oprogramowania do przeglądania obrazów 2D. Jakość obrazu uznano za satysfakcjonującą i nie stwierdzono potrzeby przeprowadzania dodatkowych akwizycji. Zatem wszystkie raportowane dane pochodziły z dwóch skanów na mysz; pierwszy skan wykonano 10 minut po iniekcji, w fazie wypełnienia łożyska naczyniowego (blood pool phase), a drugi skan wykonano 3–4 godziny po iniekcji, w fazie metabolicznego wychwytu kontrastu. Reprezentatywne krótkie przekroje osiowe w fazie końcoworozkurczowej i końcowoskurczowej łożyska naczyniowego serca myszy z zawałem mięśnia sercowego (Rycina 1) oraz serca myszy bez zawału mięśnia sercowego (Rycina 2) wykazały doskonałe odrysowanie jamy lewej komory przy niewielkim poziomie szumu tła, co umożliwiło dokładną ocenę anatomiczną i funkcjonalną. Obszary rzadszego rozmieszczenia kontrastu, odpowiadające zawałowi mięśnia sercowego, były wyraźnie zaznaczone na obrazach krótkich przekrojów osiowych serca myszy poddanej ligacji tętnicy wieńcowej LAD (Rycina 1), ale nie wystąpiły u zwierzęcia z grupy operowanej pozornie (Rycina 2).

Ilościowa ocena funkcji lewej komory

Wykonano trójwymiarową segmentację opartą na progowaniu dla objętości końcoworozkurczowych i końcowoskurczowych, aby określić końcoworozkurczową objętość lewej komory (LVEDV) oraz końcowoskurczową objętość lewej komory (LVESV) u każdego zwierzęcia. Objętość wyrzutową lewej komory (LVSV), frakcję wyrzutową lewej komory (LVEF) oraz rzut serca (CO) obliczono na podstawie LVEDV i LVESV zgodnie z formułami opisanymi w sekcji 5. Wyniki pomiarów objętości i globalnej funkcji serca podsumowano w tabeli 1. Trzy godziny po podwiązaniu średnia LVEDV znormalizowana do masy ciała zwierzęcia nie różniła się między grupą z zawałem mięśnia sercowego a zwierzęciem w grupie pozorowanej (2.8 ± 0.23 vs. 2.3). Jednakże średnia LVESV znormalizowana do masy ciała była wyższa w grupie z zawałem mięśnia sercowego (2.1 ± 0.31 vs. 0.92). Odpowiednio, średnia LVEF i rzut serca (CO) u myszy z okluzją tętnicy wieńcowej LAD były niższe w porównaniu z myszą w grupie pozorowanej (odpowiednio 23.1% ± 7.1% vs. 60.5% oraz 4.23 ± 0.4 ml/min vs. 13.84 ml/min).

Ilościowa ocena masy mięśniowej lewej komory oraz wielkości zawału.

Zarówno masę mięśniową lewej komory (LVMM), jak i indeks masy mięśniowej lewej komory (LVMMI) określono na podstawie segmentacji epikardialnej i endokardialnej, obejmującej mięśnie brodawkowate i trabekule. Przetworzono rekonstrukcje końca rozkurczowego i końca skurczowego, a wartości dla grupy z zawałem mięśnia sercowego oraz dla zwierzęcia poddanego operacji pozorowanej (sham) podsumowano w Tabeli 1. Objętości zawału mięśnia sercowego określono na podstawie rzadkości kontrastu przy użyciu trójwymiarowej wolumetrii opartej na progu. Jak pokazano w Tabeli 1, trzy godziny po podwiązaniu tętnicy wieńcowej LAD obszary zagrożone (AAR) u myszy 1, 2 i 3 wynosiły odpowiednio 22,4 %, 13,3% i 15,8% LVMM.

Obrazowanie perfuzji mięśnia sercowego (MPI).

Reprezentatywne wykresy polarne (wykresy typu „Bulls Eye”) obwodowego przepływu w końcowej rozkurczowej i końcowej skurczowej fazie cyklu, obrazujące perfuzję mięśnia sercowego u myszy z zawałem mięśnia sercowego (Mysz 1) oraz u myszy bez zawału mięśnia sercowego (Mysz 4), przedstawiono na Rysunku 3 i 4. Obrazy wykorzystane do stworzenia wykresów pozyskano 10 minut po podaniu środka kontrastowego i 3 godziny po podwiązaniu LAD. Wartości homosegmentalne w końcowej rozkurczowej i końcowej skurczowej fazie cyklu uzyskane u tego samego zwierzęcia nie różniły się od siebie. Jednakże w segmentach środkowo-przednim, środkowo-dolnobocznym, środkowo-przednio-bocznym, wierzchołkowym przednim i wierzchołkowym bocznym myszy z zawałem mięśnia sercowego zaobserwowano hipowzmocnienie, co wskazuje na upośledzenie przepływu krwi w tętnicach wieńcowych spowodowane okluzją tętnicy LAD (Rysunek 3). Takiego upośledzenia nie zaobserwowano w sercu zwierzęcia z grupy operacji pozorowanej (Rysunek 4).

Żywotność i metabolizm mięśnia sercowego.

Reprezentatywne obwodowe wykresy polarne (wykresy typu „Bulls Eye”) w fazie końca rozkurczu i końca skurczu, przedstawiające metaboliczne wychwyty mięśnia sercowego u myszy z zawałem mięśnia sercowego (Mysz 1) oraz u myszy bez zawału mięśnia sercowego (Mysz 4), przedstawiono na Ryc. 7 i 8. Obrazy wykorzystane do stworzenia wykresów pozyskano 3-4 godziny po podaniu kontrastu i 5-6 godzin po podwiązaniu LAD. Różnice w wychwycie kontrastu przez mięsień sercowy można było również zaobserwować wizualnie w przekrojach osiowych krótkich serca myszy, której poddano okluzję tętnicy wieńcowej LAD (Ryc. 5), natomiast nie zaobserwowano ich u myszy z grupy kontrolnej (sham) (Ryc. 6). Wartości homogeniczne w fazie końca rozkurczu i końca skurczu uzyskane od tego samego zwierzęcia nie różniły się między sobą. Obwodowe wykresy polarne wykazały nieprawidłowości specyficzne dla segmentów (Ryc. 7) o wzorcu podobnym do tego widocznego na mapach perfuzji mięśnia sercowego (Ryc. 2). Na obwodowych wykresach polarnych myszy z grupy kontrolnej (sham) nie stwierdzono defektów wychwytu kontrastu (Ryc. 8).

Ilościowa ocena regionalnej funkcji LV.

Jakość obrazu była wystarczająca do przeprowadzenia wizualnej oceny ruchu i pogrubienia lewej komory na podstawie rekonstrukcji końcoworozkurczowych i końcowoskurczowych u wszystkich obrazowanych myszy. Wyniki oceny ruchu ściany LV, pogrubienia oraz regionalnej frakcji wyrzutowej dla każdego segmentu myszy z zawałem mięśnia sercowego oraz bez zawału przedstawiono na Rysunku 9 oraz Rysunku 10. Zgodnie z oczekiwaniami, podwiązanie tętnicy wieńcowej LAD spowodowało znaczny spadek regionalnych wskaźników funkcjonalnych LV (Rysunek 9), podczas gdy u myszy poddanej operacji pozorowanej (sham) nie zaobserwowano żadnego efektu (Rysunek 10).

(A, B) Obrazy MRI serca z żółtymi strzałkami wskazującymi wzmocnienie mięśnia sercowego, pokazujące progresję.
Rycina 1. Reprezentatywne przekroje krótkiej osi w fazie końca rozkurczu (A) i końca skurczu (B) z obrazowaniem puli krwi w sercu myszy z zawałem mięśnia sercowego (Mysz 1). Obrazy pozyskano 3 godziny po zamknięciu tętnicy wieńcowej LAD i 10 minut po podaniu kontrastu. Negatywny kontrast zaznaczony żółtymi strzałkami wynika z braku opacyfikacji kontrastową w obszarze zawału.

Schemat sekwencji MRI; seria obrazowania serca pokazująca dynamikę przekrojów poprzecznych, wyniki timelapse.
Rysunek 2. Reprezentatywne przekroje poprzeczne krwi w osi krótkiej w końcowym rozkurczu (A) i końcowym skurczu (B) serca myszy bez zawału mięśnia sercowego (Mysz 4). Obrazy pozyskano 3 h po operacji pozorowanej i 10 min po podaniu kontrastu. Opacyfikacja kontrastowa jest równomiernie widoczna we wszystkich przekrojach mięśnia sercowego.

Wykresy analizy segmentowej MRI serca; wizualizacja danych w fazie końca rozkurczu i końca skurczu.
Rycina 3. Reprezentatywne obwodowe wykresy polarne (wykresy typu Bulls Eye) w fazie końca rozkurczu i końca skurczu, przedstawiające perfuzję mięśnia sercowego u myszy z zawałem mięśnia sercowego (Mysz 1). (A) Lewa komora została podzielona na podstawowe, środkowe i wierzchołkowe części w przekroju osiowym krótkim zgodnie z 17-segmentowym modelem AHA25. Wyraźna różnica w perfuzji jest widoczna w segmentach przednim środkowym, dolno-bocznym środkowym, przednio-bocznym środkowym, przednim wierzchołkowym oraz bocznym wierzchołkowym. Przedstawione wartości reprezentują średnie segmentowe w jednostkach Hounsfielda ± odchylenia standardowe. (B) Mapy perfuzji mięśnia sercowego przedstawione bez podziału na 17 segmentów. Środek wykresu odpowiadający wierzchołkowi serca (segment 17) nie został pokazany.

Schematy serca w końcowym rozkurczu i końcowym skurczu analizujące dynamikę przepływu krwi.
Rycina 4. Reprezentatywne obwodowe wykresy polarne (wykresy typu „bulls eye”) w końcowym rozkurczu i końcowym skurczu przedstawiające perfuzję mięśnia sercowego u myszy bez zawału mięśnia sercowego (Mysz 4). (A) Lewa komora została podzielona na podstawowe, środkowe i wierzchołkowe części w przekroju poprzecznym zgodnie z 17-segmentowym modelem AHA25. W wszystkich segmentach występuje podobna perfuzja. Przedstawione wartości reprezentują średnie segmentowe w jednostkach Hounsfielda ± odchylenia standardowe. (B) Mapy perfuzji mięśnia sercowego przedstawiono bez podziału na 17 segmentów. Środek wykresu odpowiadający wierzchołkowi serca (segment 17) nie jest pokazany.

Obrazy z mikroskopii fluorescencyjnej struktur komórkowych, schemat przedstawiający porównanie aktywności komórkowej.
Rysunek 5. Reprezentatywne przekroje krótkiej osi w końcowym rozkurczu (A) i końcowym skurczu (B) obrazujące wychwyt metaboliczny w sercu myszy z zawałem mięśnia sercowego (Mysz 1). Obrazy uzyskano 6-7 godzin po zamknięciu tętnicy wieńcowej LAD i 3-4 godziny po podaniu kontrastu. Negatywny kontrast zaznaczony białymi strzałkami wynika z braku metabolicznego wychwytu kontrastu w obszarze zawału.

Wyniki skanowania MRI, analiza porównawcza między przekrojami A i B, obrazowanie medyczne, szczegóły tkankowe.
Rysunek 6. Reprezentatywne krótkie przekroje osiowe w końcowej rozkurczowej (A) i końcowej skurczowej (B) fazie cyklu, pokazujące wychwyt metaboliczny w sercu myszy bez zawału mięśnia sercowego (Mysz 4). Obrazy uzyskano 6-7 h po operacji pozorowanej (sham) i 3-4 h po podaniu kontrastu. Metaboliczny wychwyt kontrastu w mięśniu sercowym jest jednorodnie widoczny we wszystkich przekrojach.

Analiza funkcji serca; Mapy ciśnień pod koniec rozkurczu/skurczu; Schemat do porównania badawczego.
Rycina 7. Reprezentatywne obwodowe wykresy polarne (wykresy typu Bulls Eye) metabolicznego poboru w mięśniu sercowym u myszy z zawałem mięśnia sercowego w fazie końca rozkurczu i końca skurczu. (A) Lewa komora została podzielona na podstawową, środkową i wierzchołkową część w przekroju poprzecznym zgodnie z 17-segmentowym modelem AHA 25. Wyraźnie widoczne są różnice w poborze metabolicznym w segmentach środkowym przednio-bocznym, wierzchołkowym przednim, wierzchołkowym dolnym oraz wierzchołkowym bocznym. Przedstawione wartości stanowią średnie segmentowe w jednostkach Hounsfielda ± odchylenia standardowe. (B) Mapy metabolicznego poboru w mięśniu sercowym przedstawione bez podziału na 17 segmentów. Centrum wykresu odpowiadające wierzchołkowi serca (segment 17) nie zostało pokazane.

Wykresy typu bullseye z rezonansu magnetycznego serca; fazy końca rozkurczu i końca skurczu; ocena ilościowa.
Rysunek 8. Reprezentatywne obwodowe wykresy polarne (wykresy typu Bulls Eye) w fazie końca rozkurczu i końca skurczu, przedstawiające metaboliczne wychwyt w mięśniu sercowym myszy bez zawału mięśnia sercowego. (A) Lewa komora została podzielona na podstawowe, środkowe i wierzchołkowe przekroje osiowe zgodnie z 17-segmentowym modelem AHA 25. Wyraźnie widoczne są zróżnicowane wartości wychwytu metabolicznego w segmentach środkowym przednio-bocznym, wierzchołkowym przednim, wierzchołkowym dolnym i wierzchołkowym bocznym. Przedstawione wartości oznaczają średnie segmentalne w jednostkach Hounsfielda ± odchylenia standardowe. (B) Mapy metabolicznego wychwytu w mięśniu sercowym przedstawiono bez podziału na 17 segmentów. Środek wykresu odpowiadający wierzchołkowi serca (segment 17) nie został pokazany.

Analiza MRI serca; wykresy bullseye ruchu ścian, pogrubienia, frakcji wyrzutowej; poniżej mapy ciepła.
Rysunek 9. Reprezentatywne obiegowe wykresy polarne (wykresy typu Bulls Eye) ruchu ścian mięśnia sercowego (mm), pogrubienia ścian (%) oraz regionalnej frakcji wyrzutowej (%) u myszy z zawałem mięśnia sercowego. (A) Lewa komora została podzielona na części podstawne, środkowe i otwory w osi krótkiej zgodnie z 17-segmentowym modelem AHA 25. Obecność obszarów hipokinetycznych, akinetycznych i dyskinetycznych w częściach środkowych i otworu wskazuje na rozległy defekt mięśnia sercowego. (B) Regionalne mapy pomiarowe mięśnia sercowego przedstawiono bez podziału na 17 segmentów. Środek wykresu odpowiadający wierzchołkowi serca (segment 17) nie jest pokazany.

Analiza danych MRI serca; wykresy bullseye, ruch ścian serca, pogrubienie, wyniki frakcji wyrzutowej.
Rysunek 10. Reprezentatywne polarniejsze wykresy obwodowe (wykresy typu Bulls Eye) ruchu ściany mięśnia sercowego (mm), pogrubienia ściany (%) i regionalnej frakcji wyrzutowej (%) u myszy bez zawału mięśnia sercowego. (A) Lewa komora została podzielona na podstawową, środkową i wierzchołkową część w przekroju osiowym krótkim zgodnie z 17-segmentowym modelem AHA 25. Nie stwierdzono żadnych wyraźnych nieprawidłowości. (B) Mapy regionalnych pomiarów mięśnia sercowego przedstawiono bez podziału na 17 segmentów. Środek wykresu odpowiadający wierzchołkowi serca (segment 17) nie jest pokazany.

Tabela wskaźników sercowo-naczyniowych u myszy, zamknięta tętnica LAD vs operacja pozorowana, przedstawiająca masę ciała, częstość akcji serca, LVEDV, LVESV, LVSV, LVEF, CO, LVMM i LVMIMI.
Tabela 1. Objętości lewej komory i globalne wskaźniki funkcjonalne zmierzone u trzech myszy 3 godziny po zamknięciu tętnicy wieńcowej LAD oraz u myszy po operacji pozorowanej. *BPM, uderzenia na minutę; LVEDV, objętość końcoworozkurczowa lewej komory; LVESV, objętość końcoskurczowa lewej komory; LVSV, objętość wyrzutowa lewej komory; LVEF, frakcja wyrzutowa lewej komory; CO, rzut serca; LVMVTOTAL , całkowita objętość mięśnia lewej komory; LVMM, masa mięśnia lewej komory; LVMMI, indeks masy mięśnia lewej komory; LVMVMI , objętość zawału mięśnia lewej komory; %LVMIS, % wielkości zawału mięśnia lewej komory.

Dyskusja

W ciągu ostatnich kilku lat mikrotomografia komputerowa stała się modalnością rozważaną przez wielu badaczy w celu scharakteryzowania struktury i funkcji serca u małych zwierząt26-29,30. Jednak oprzyrządowanie użyte w poprzednich pracach zostało albo zbudowane na zamówienie, albo nie jest już dostępne na rynku. W związku z tym badanie to miało na celu zapewnienie prostego i kompleksowego protokołu stosowania szybkiego systemu MicroCT z wewnętrznym bramkowaniem krążeniowo-oddechowym w celu określenia globalnej i regionalnej funkcji serca wraz z perfuzją mięśnia sercowego i żywotnością u małych zwierząt jako modeli chorób serca u ludzi.

Jednym z najważniejszych wymagań do badania struktury i funkcji serca jest zdolność skanera do uwzględniania fizjologicznych ruchów serca. W tym celu można zastosować prospektywne i retrospektywne techniki bramkowania oparte na EKG. Jednak bramkowanie prospektywne (krok i strzał) opiera się na z góry określonym interwale cyklu pracy serca, na przykład podczas rozkurczu, kiedy ruch serca jest najmniejszy. Dzięki takiemu podejściu uzyskuje się tylko jeden obraz na cykl pracy serca i można zrekonstruować tylko jedną fazę cyklu serca. W związku z tym, oprócz tego, że generowanie jest czasochłonne, prospektywnie bramkowane rekonstrukcje generują tylko jeden zestaw danych, który jest pozbawiony informacji funkcjonalnych. Z drugiej strony bramkowanie retrospektywne pozwala na rekonstrukcję wielu zestawów danych w każdej części cyklu serca, umożliwiając w ten sposób globalną i regionalną analizę funkcjonalną lewej komory.

W obecnych pracach wykorzystano rekonstrukcje krążeniowo-oddechowe z wewnętrznym bramkowaniem retrospektywnym. Wewnętrzne bramkowanie retrospektywne wykorzystuje zastrzeżone oprogramowanie oparte na obrazie do rekonstrukcji końcoworozkurczowych i końcowoskurczowych faz serca bez konieczności stosowania dedykowanych urządzeń do monitorowania oddechu i serca29,31,32. Doskonała zgodność wewnętrznego retrospektywnego i zewnętrznego retrospektywnego bramkowania zależnego od EKG w badaniu funkcji serca u myszy i szczurów została wykazana przez Dinkela i wsp.29. Podczas obecnych prac wewnętrzne bramkowanie retrospektywne nie tylko znacznie zminimalizowało czas potrzebny na konfigurację skanowania, ale także wyeliminowało zależność od sprzętu monitorującego, takiego jak przewody EKG i pneumatyczny czujnik oddechowy, a także dodatkowe umiejętności operatora w celu prawidłowej konfiguracji.

Po rekonstrukcji jakość obrazu zarówno zbiorów danych dotyczących końca rozkurczu, jak i końca skurczu została uznana za zadowalającą do analizy kardiologicznej. Podczas badania obrazów szczególną uwagę zwrócono na artefakty ruchu, które mogą wystąpić podczas nieodpowiedniego poziomu znieczulenia, artefakty smugowe, które mogą wystąpić w wyniku brakujących projekcji u zwierząt o wysokim współczynniku oddychania, artefakty o niskim tłumieniu, które są często spowodowane przez struktury kostne i mogą naśladować wady perfuzji, oraz artefakty pierścieniowe, które mogą wynikać z błędnej kalibracji lub awarii jednego lub więcej elementów detektora.

Zdolność mikrotomografii komputerowej do wytwarzania informacji strukturalnych i funkcjonalnych serca zależy również od dostępności odpowiedniego wewnątrznaczyniowego środka kontrastowego. Większość obecnie dostępnych na rynku kontrastów mikrotomografii komputerowej można ogólnie podzielić na kontrasty na bazie cząstek stałych, niemetabolizowalnych, specyficznych dla makrofagów i polidyspersyjnych metabolizowanych jodów23,33-36. Chociaż cząstki stałe zapewniają większe zmętnienie promieniowania rentgenowskiego ze względu na ich wyższą liczbę atomową (bar, Z=56; i złoto, Z=79), nie mogą być używane do oceny metabolicznej. Co więcej, czynniki te są postrzegane jako szkodliwe dla organizmu i usuwane przez makrofagi wątrobowe (komórki Kupffera), komórki wymiatające układ siateczkowo-śródbłonkowy (RES). Ze względu na ich niemetabolizowalny charakter, środki te wywołują zmiany w mikrokrążeniu wątroby towarzyszące uszkodzeniu wątroby37.

Z drugiej strony, metabolizowane kontrasty na bazie jodu nie są przeznaczone do usuwania specyficznego dla RES, dlatego powinny zapewnić lepszy profil bezpieczeństwa i uniknąć toksycznego działania na wątrobę. Oprócz lepszego profilu bezpieczeństwa, kontrasty te są wychwytywane przez tkanki aktywne metabolicznie, dzięki czemu mogą być wykorzystywane do oceny żywotności22,23. W tym celu do niniejszego badania wybrano jodowy środek kontrastowy. Kontrast podawano w dawce 5 lub 10 μl na gram masy ciała zwierzęcia w pojedynczym wstrzyknięciu dożylnym w bolusie. Chociaż obie dawki przyniosły zadowalające wyniki poprawy, po wstrzyknięciu 10 μl/g kontrastu obserwowano zależny od dawki wzrost poziomu kontrastu w lewej komorze i mięśniu sercowym. Co ciekawe, przy większej dawce czas trwania gromadzenia się krwi był wydłużony, a szczyt wychwytu kontrastu w mięśniu sercowym był opóźniony. Jedno zwierzę (Mysz 1) było obserwowane przez 10 tygodni po operacji i w tym okresie było obrazowane co dwa tygodnie. Z doświadczenia wynika, że w okresie monitorowania u tej myszy nie zaobserwowano żadnych działań niepożądanych związanych z kontrastem (łącznie 5 wstrzyknięć) lub związanych z ekspozycją na promieniowanie rentgenowskie (łącznie 10 skanów mikrotomografii komputerowej). Jednym z najczęściej zgłaszanych działań niepożądanych długotrwałej ekspozycji na jod jest zaburzenie pracy tarczycy, którego nie zaobserwowano makroskopowo w badaniach pośmiertnych. Mannheim i wsp. badali poziomy tyroksyny po 3 kolejnych podaniu kontrastu i nie stwierdzili różnicy, gdy poziomy zostały porównane z grupą kontrolną37. Korzystając z tych samych zestawów danych MicroCT, nie wykryto u tego zwierzęcia żadnych oznak zwłóknienia płuc wywołanego promieniowaniem (dane nie pokazane), co potwierdza bezpieczeństwo zabiegu.

Ocena globalnej i regionalnej funkcji komorowej serca jest uważana za najsilniejszą determinantę wydolności serca i istotną z punktu widzenia rokowania i wyboru interwencji terapeutycznej38,39. Globalne wskaźniki czynnościowe lewej komory obejmują końcoworozkurczową objętość lewej komory (LVEDV), końcowoskurczową objętość lewej komory (LVESV), objętość wyrzutową lewej komory (LVSV), frakcję wyrzutową lewej komory (LVEF) i pojemność minutową serca (CO). Wcześniejsze badania MicroCT potwierdziły, że ilościowa ocena ogólnej czynności serca jest możliwa w mysich modelach choroby sercowo-naczyniowej i że wyraźne pogorszenie globalnej czynności serca następuje wkrótce po niedrożności tętnicy LAD. Wyniki te są zgodne z wcześniejszymi doniesieniami w tym, że wyraźne zmniejszenie LVSV, LVEF i CO nastąpiło już w 1 dniu po okluzji29,40-43. Warto wspomnieć, że sprawność funkcjonalna serca zależy od rodzaju i stopnia znieczulenia, dlatego dla dokładnych pomiarów tętno podczas akwizycji obrazu powinno byćjak najbardziej fizjologiczne44.

Ilościowa ocena masy mięśnia sercowego lewej komory (LVMM) jest ważna dla oceny przerostu lewej komory i była prowadzona głównie za pomocą MRI11,43,45,46. LVMM jest często korygowany pod kątem masy ciała i przedstawiany jako wskaźnik masy mięśnia sercowego lewej komory (LVMMI), aby umożliwić normalizację masy serca u myszy w różnym wieku i o różnym pokroju. Dokładne oszacowanie tych parametrów jest ważne, ponieważ u myszy z zawałem mięśnia sercowego rozwija się znaczny przerost lewej komory47. Ocena geometrii LVMM, LVMMI i LV jest również ważna w diagnostyce przerostu i dysplazji serca11. W związku z tym określenie tych parametrów będzie dodatkowo korzystne dla różnicowania stanów takich jak hipertrofia koncentryczna, hipertrofia ekscentryczna lub przebudowa koncentryczna. W niniejszej pracy oznaczono zarówno wartości LVMM, jak i LVMMI u myszy poddanych podwiązaniu tętnicy LAD oraz u zwierzęcia operowanego pozorowo. Następnie zidentyfikowano wielkość zawału mięśnia sercowego i wykorzystano ją do obliczenia procentowej wielkości zawału. Chociaż podczas operacji podwiązanie do tętnicy wieńcowej LAD zostało założone na tym samym poziomie, okluzja wygenerowała zawały z pewną zmiennością: 13,3%, 15,8% i 22,4% (tab. 1). Jedno z możliwych wyjaśnień tej zmienności może wynikać z różnic w anatomii tętnic wieńcowych i ich terytorialnym ukrwieniu między zwierzętami, co jest zgodne z wcześniejszymi doniesieniami48. Najczęstszym sposobem oceny wielkości zawału w mysim modelu zawału mięśnia sercowego jest barwienie ex vivo chlorkiem trifenylotetrazolu (TTC), technika, która nie pozwoliłaby na długotrwałe monitorowanie choroby u tego samego zwierzęcia. W kontekście wcześniejszych prac Ashton i wsp.22 i w związku z tym warto zauważyć, że mikrotomografia komputerowa w połączeniu z jodowanym środkiem kontrastowym może stanowić alternatywną i nieniszczącą metodę wzdłużnego określania wielkości zawału.

Dodatkową zaletą techniki MicroCT jest bardzo dokładne określenie regionalnego niedokrwienia. Podobnie jak u ludzi, lewa tętnica wieńcowa myszy dzieli się na tętnicę zstępującą (LAD) i gałąź przegrodową (LCX). Jednak u myszy anatomia bocznych klamer LAD i LCX różni się znacznie między zwierzętami48. Duże brachy LCX czasami są ściśle równoległe do LAD, a ponieważ tętnice wieńcowe myszy są wewnątrzmięśniowe i dlatego nie są widoczne, boczne aparaty LCX są czasami przypadkowo, ale nieuchronnie włączane do niedrożności naczyń wieńcowych podczas zabiegu zawału myszy. W związku z tym obwodowa mapa biegunowa uzyskana po mikrotomografii komputerowej może być wykorzystana do dokładnego określenia, które tętnice wieńcowe zostały niedrożne, ponieważ na perfuzję i wychwyt kontrastu w sektorach 2, 3, 8 i 9 ma wpływ LCX, podczas gdy sektory 7, 10, 11, 12, 13, 15, 16 i 17 są dostarczane przez LAD. W związku z tym mapa biegunowa jest bardzo korzystna dla dokładnego określenia niedrożnych tętnic i odpowiednio pomaga w prawidłowej interpretacji wpływu zawału mięśnia sercowego na czynność serca i postęp choroby.

Zastosowany mysi model zawału mięśnia sercowego w dużym stopniu naśladuje ludzką sytuację kliniczną, w której naczynia wieńcowe zostają nagle zamknięte w wyniku ostrego pęknięcia blaszki miażdżycowej i jako taki jest bardzo korzystny w badaniu rozwoju choroby serca z zawałem49. Podczas gdy w rozwiniętych krajach zachodnich leczenie pacjentów cierpiących na zawał mięśnia sercowego ma na celu szybkie przywrócenie krążenia w naczyniu wieńcowym, w wielu przypadkach, szczególnie w krajach mniej rozwiniętych gospodarczo, gdzie częstość występowania zawału mięśnia sercowego gwałtownie rośnie, niedrożność nie może zostać anulowana w czasie1,50. Powoduje to duże zawały komorowe, które najczęściej prowadzą do przewlekłej niewydolności serca i stanowią ogromne obciążenie dla zdrowia publicznego. W związku z tym duże znaczenie dla opracowania nowych strategii leczenia tej choroby mają podłużne nieinwazyjne metody diagnostyczne z wykorzystaniem modelu zawału mięśnia sercowego ze stałą niedrożnością tętnic wieńcowych i dużym zawałem komorowym.

Obrazowanie perfuzyjne w tomografii komputerowej mięśnia sercowego jest szybko rozwijającą się techniką, która umożliwia ilościową ocenę regionalnych nieprawidłowości przepływu krwi w naczyniach wieńcowych i ich znaczenia dla funkcji i żywotności serca. Nowsze badania na małych zwierzętach zmniejszyły lukę między mikrotomografią komputerową a SPECT, metodą z wyboru do oceny perfuzji i żywotności22. W celu oceny stopnia regionalnego upośledzenia przepływu krwi spowodowanego niedrożnością tętnicy wieńcowej LAD, dane z MicroCT oceniono również pod kątem informacji o perfuzji mięśnia sercowego. Wiadomo, że podwiązana tętnica LAD zapewnia dopływ krwi do wolnej ściany, części przegrody i obszaru wierzchołkowego lewej komory. Wady perfuzji mięśnia sercowego (obszary hipowzmocnione) myszy 1 są pokazane w układzie współrzędnych biegunowych i oczywiste w środkowym przednim, środkowym dolno-bocznym, środkowym przednio-bocznym, wierzchołkowym przednim i wierzchołkowym bocznym, wyniki są zgodne z tym samym rozkładem naczyń wieńcowych (ryc. 3). Nie stwierdzono różnicy między wadami perfuzji pochodzącymi z obrazów końcoworozkurczowych i skurczowych w homosegmentach. Na rycinie 4 przedstawiono mapy biegunowe końca rozkurczowej i końca skurczowej perfuzji mięśnia sercowego zwierzęcia operowanego pozorowanego. Niewielkie różnice w przepływie krwi w mięśniu sercowym między segmentami zwierzęcia kontrolnego są nieistotne zarówno w przypadku reprezentacji końcoworozkurczowej, jak i końcowoskurczowej. Co ciekawe, obszary hipowzmocnienia można zobaczyć wizualnie na obrazach o krótkim przekroju osiowym (ryc. 1) i można je łatwo określić ilościowo, jak pokazano na rysunku 3. Nie było to możliwe w badaniu Befedy i wsp. i można je wytłumaczyć większym szumem zastosowanego instrumentu MicroCT22. Aby można je było dostrzec wizualnie, różnice w sygnale muszą być co najmniej trzy do pięciu razy większe niż szum (odchylenie standardowe) na obrazie51. Niski poziom szumów mikrotomografii komputerowej zastosowanej w tym badaniu pozwolił na wykrycie niewielkiej różnicy sygnału między upośledzonym a normalnie perfundowanym mięśniem sercowym (127HU±23HU vs. 217HU±29HU), co pozwoliło na pomyślną ocenę wad wzorca perfuzji mięśnia sercowego.

Jedną z głównych zalet stosowania jodowego środka kontrastowego jest możliwość oceny żywotności mięśnia sercowego i metabolizmu dzięki wzmocnieniu mięśnia sercowego zależnemu od kontrastu. Według naszej wiedzy, zdolność kontrastu do wzmacniania mięśnia sercowego została po raz pierwszy opisana przez Detombe i wsp.23 , a jego pierwsze zastosowanie w obrazowaniu zawału mięśnia sercowego zostało zgłoszone przez Ashtona i wsp.22. Chociaż grupa wskazała, że perfundowany mięsień sercowy u myszy z zawałem mięśnia sercowego wykazywał poprawę podobną do kontrolnej, a mięsień sercowy z zawałem nie wykazywał poprawy, nie zgłoszono ilościowej oceny segmentowego wzmocnienia mięśnia sercowego. Aby dokładniej zbadać, czy wzmocnienie mięśnia sercowego można ocenić ilościowo, wszystkie myszy zostały ponownie zobrazowane przy użyciu tego samego protokołu obrazowania 3-4 godziny po podaniu kontrastu, kiedy wzmocnienie mięśnia sercowego w stosunku do jamy było maksymalne.

Wady wychwytu kontrastu mięśnia sercowego obserwowano wizualnie na obrazach przekroju poprzecznego krótkoosiowego końca rozkurczowego i końca skurczowego serca myszy z zawałem mięśnia sercowego (ryc. 5), ale nie u zwierzęcia operowanego pozorowo (ryc. 6). Wychwyt mięśnia sercowego oceniano ilościowo w każdym segmencie mięśnia sercowego zarówno z rekonstrukcji końcoworozkurczowej, jak i końcowej skurczowej i przedstawiono w układzie współrzędnych biegunowych (ryc. 7 i 8). Wartości homosegmentalne końca rozkurczowego i końca skurczowego uzyskane od tego samego zwierzęcia nie różniły się. Jednak obwodowe wykresy biegunowe wykazały nieprawidłowości specyficzne dla segmentu (ryc. 7) z podobnymi wzorcami, jak te pokazane na mapach perfuzji mięśnia sercowego (ryc. 2). Nie zaobserwowano defektów wychwytu kontrastu na obwodowych wykresach biegunowych myszy sterowanej pozorem (ryc. 8). Dane dotyczące wychwytu mięśnia sercowego były wystarczającej jakości, aby przeprowadzić globalną analizę funkcjonalną i ilościową ocenę masy mięśnia sercowego LV i wielkości zawału (nie pokazano). Chociaż nie jest to związane z obecnie stosowanym modelem ze stałą niedrożnością tętnic wieńcowych LAD, uważamy, że kontrastowa ekstrakcja mięśnia sercowego może być związana nie tylko ze zmianami w regionalnym przepływie krwi w mięśniu sercowym, ale także ze stanem kardiomiocytów (np. bliznowatego, ogłuszonego i hibernującego mięśnia sercowego). Aby przetestować tę hipotezę, w przyszłych pracach wykorzystany zostanie model z tymczasowym niedokrwieniem mięśnia sercowego i reperfuzją.

Aktywny skurcz mięśnia sercowego powoduje ruch ściany mięśnia sercowego i pogrubienie, które służą jako ważne markery funkcji skurczowej i żywotności mięśnia sercowego. Ocena regionalnego ruchu ściany, pogrubienia i frakcji wyrzutowej pomaga odróżnić bierny ruch ściany skurczowej od aktywnego skurczu mięśnia sercowego. Aby umożliwić standaryzowaną kwantyfikację zakresu i nasilenia zmiany, ruchy ścian, pogrubienie ścian i regionalne frakcje wyrzutowe są zwykle odwzorowywane na mapach biegunowych. Nieprawidłowości w ruchu regionalnej ściany komory są ważnymi markerami niedokrwienia mięśnia sercowego, które są najczęściej oceniane za pomocą MRI52. Wyniki ruchu ściany lewej komna, pogrubienia i regionalnej frakcji wyrzutowej dla każdego segmentu myszy z zawałem mięśnia sercowego i bez niego przedstawiono na rycinach 9 i 10. Zgodnie z oczekiwaniami, podwiązanie tętnicy wieńcowej LAD spowodowało znaczne zmniejszenie regionalnych wskaźników funkcjonalnych LV (ryc. 9), podczas gdy nie zaobserwowano żadnego efektu u myszy operowanej pozorem (ryc. 10). Wyniki te są zgodne z wcześniej podawanymi danymi.

Podsumowując, prace te wykazały pierwsze udane zastosowanie szybkiego systemu mikrotomografii komputerowej do kompleksowego określania globalnych i regionalnych parametrów funkcjonalnych mięśnia sercowego wraz z oceną perfuzji i żywotności mięśnia sercowego u zdrowych i mysich modeli zawału mięśnia sercowego. Prace te mogą być dalej rozszerzone o charakterystykę innych modeli chorób sercowo-naczyniowych, co pozwoli na dokładną i nieniszczącą ocenę zmian czynnościowych i patofizjologicznych serca oraz ocenę nowych strategii profilaktycznych i terapeutycznych.

Oświadczenia

E.D. van D., R. R., J. E. oświadczają, że nie mają sprzecznych interesów finansowych. S. B. jest płatnym pracownikiem firmy PerkinElmer, która produkuje przyrządy do obrazowania. Koszty publikacji tego artykułu wideo zostały pokryte przez PerkinElmer.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez projekt Lijf en Leven, projekt choroby tętnic rozszerzających i zwężających.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
System obrazowania Quantum FX MicroCTPerkinElmer, Hopkinton, MA, USASystem mikro tomografii komputerowej
XGI-8 System anestezjologicznyPerkinElmer, Hopkinton, MA, USAKat. Nr 118918System anestezjologii gazowej
Analyze 12.0 OprogramowanieAnalyze Direct, Overland Park, KS, USAOprogramowanie do wizualizacji i analizy do obrazowania
eXIA160 MicroCT ContrastBinitio Biomedical, Ottawa, ON, KANADA Nie. eXIA160-01; eXIA160-02; eXIA160-03; eXIA160-04; eXIA160-05Radiokontrast na bazie jodu do obrazowania mikrotomografii komputerowej
IsofluranePharmachemie BV,
Haarlem, Holandia		Kat. Nr 45.112.110znieczulenie wziewne
1/2CC U-100 28G1/2 Strzykawka insulinowaBecton Dickinson and Company,
USA		Kat. Nr 329461Strzykawki insulinowe ze sterylnym wnętrzem
Mikroskop Leica typ M80Leica Microsystems BV, Eindhoven, HolandiaStereoskopowy mikroskop zmiennoogniskowy
.

Bibliografia

  1. Finegold, J. A., Asaria, P., Francis, D. P. Mortality from ischaemic heart disease by country, region, and age: statistics from World Health Organisation and United Nations. Int J Cardiol. 168, 934-945 (2013).
  2. Briaud, S. A., et al. Leukocyte trafficking and myocardial reperfusion injury in ICAM-1/P-selectin-knockout mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 280, H60-H67 (2001).
  3. Heymans, S., et al. Inhibition of plasminogen activators or matrix metalloproteinases prevents cardiac rupture but impairs therapeutic angiogenesis and causes cardiac failure. Nat Med. 5, 1135-1142 (1999).
  4. Kaijzel, E. L., et al. Multimodality imaging reveals a gradual increase in matrix metalloproteinase activity at aneurysmal lesions in live fibulin-4 mice. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 567-577 (2010).
  5. MacLellan, W. R., Schneider, M. D. Genetic dissection of cardiac growth control pathways. Annu Rev Physiol. 62, 289-319 (2000).
  6. Michael, L. H., et al. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol. 269, H2147-H2154 (1995).
  7. Zhang, D., et al. TAK1 is activated in the myocardium after pressure overload and is sufficient to provoke heart failure in transgenic mice. Nat Med. 6, 556-563 (2000).
  8. Feldman, M. D., et al. Validation of a mouse conductance system to determine LV volume: comparison to echocardiography and crystals. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279, H1698-H1707 (2000).
  9. Kolwicz, S. C., Tian, R. Assessment of cardiac function and energetics in isolated mouse hearts using 31P NMR spectroscopy. J Vis Exp. , (2010).
  10. Kubota, T., et al. End-systolic pressure-dimension relationship of in situ mouse left ventricle. J Mol Cell Cardiol. 30, 357-363 (1998).
  11. Lorell, B. H., Carabello, B. A. Left ventricular hypertrophy: pathogenesis, detection, and prognosis. Circulation. 102, 470-479 (2000).
  12. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).
  13. Buckberg, G. D., et al. Some sources of error in measuring regional blood flow with radioactive microspheres. J Appl Physiol. 31, 598-604 (1971).
  14. Krueger, M. A., Huke, S. S., Glenny, R. W. Visualizing regional myocardial blood flow in the mouse. Circ Res. 112, e88-e97 (2013).
  15. Vivaldi, M. T., Kloner, R. A., Schoen, F. J. Triphenyltetrazolium staining of irreversible ischemic injury following coronary artery occlusion in rats. Am J Pathol. 121, 522-530 (1985).
  16. Johnson, K. Introduction to rodent cardiac imaging. ILAR J. 49, 27-34 (2008).
  17. Buonincontri, G., et al. MRI and PET in mouse models of myocardial infarction. J Vis Exp. , e50806(2013).
  18. Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. J Vis Exp. , (2010).
  19. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in Mice. Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).
  20. Stillman, A. E., Wilke, N., Jerosch-Herold, M. Myocardial viability. Radiol Clin North Am. 37, 361-378 (1999).
  21. Lahoutte, T. Monitoring left ventricular function in small animals. J Nucl Cardiol. 14, 371-379 (2007).
  22. Ashton, J. R., et al. Anatomical and functional imaging of myocardial infarction in mice using micro-CT and eXIA 160 contrast agent. Contrast Media Mol Imaging. 9, 161-168 (2014).
  23. Detombe, S. A., Dunmore-Buyze, J., Drangova, M. Evaluation of eXIA 160 cardiac-related enhancement in C57BL/6 and BALB/c mice using micro-CT. Contrast Media Mol Imaging. 7, 240-246 (2012).
  24. Prajapati, S. I., Keller, C. Contrast enhanced vessel imaging using microCT. J Vis Exp. , (2011).
  25. Cerqueira, M. D., et al. Standardized myocardial segmentation and nomenclature for tomographic imaging of the heart. A statement for healthcare professionals from the Cardiac Imaging Committee of the Council on Clinical Cardiology of the American Heart Association. Circulation. 105, 539-542 (2002).
  26. Badea, C. T., Fubara, B., Hedlund, L. W., Johnson, G. A. 4-D micro-CT of the mouse heart. Mol Imaging. 4, 110-116 (2005).
  27. Bartling, S. H., et al. Retrospective motion gating in small animal CT of mice and rats. Invest Radiol. 42, 704-714 (2007).
  28. Clark, D., Badea, A., Liu, Y., Johnson, G. A., Badea, C. T. Registration-based segmentation of murine 4D cardiac micro-CT data using symmetric normalization. Phys Med Biol. 57, 6125-6145 (2012).
  29. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography: a robust ECG-less paradigm for deriving cardiac phase information and functional imaging. Circ Cardiovasc Imaging. 1, 235-243 (2008).
  30. Drangova, M., Ford, N. L., Detombe, S. A., Wheatley, A. R., Holdsworth, D. W. Fast retrospectively gated quantitative four-dimensional (4D) cardiac micro computed tomography imaging of free-breathing mice. Invest Radiol. 42, 85-94 (2007).
  31. Boileau, C., et al. TGFB2 mutations cause familial thoracic aortic aneurysms and dissections associated with mild systemic features of Marfan syndrome. Nat Genet. 44, 916-921 (2012).
  32. Kachelriess, M., Sennst, D. A., Maxlmoser, W., Kalender, W. A. Kymogram detection and kymogram-correlated image reconstruction from subsecond spiral computed tomography scans of the heart. Med Phys. 29, 1489-1503 (2002).
  33. Boll, H., et al. Comparison of Fenestra LC, ExiTron nano 6000, and ExiTron nano 12000 for micro-CT imaging of liver and spleen in mice. Acad Radiol. 20, 1137-1143 (2013).
  34. Ford, N. L., et al. Time-course characterization of the computed tomography contrast enhancement of an iodinated blood-pool contrast agent in mice using a volumetric flat-panel equipped computed tomography scanner. Invest Radiol. 41, 384-390 (2006).
  35. Hainfeld, J. F., Smilowitz, H. M., O'Connor, M. J., Dilmanian, F. A., Slatkin, D. N. Gold nanoparticle imaging and radiotherapy of brain tumors in mice. Nanomedicine (Lond). 8, 1601-1609 (2013).
  36. Willekens, I., et al. Time-course of contrast enhancement in spleen and liver with Exia 160, Fenestra LC, and VC. Mol Imaging Biol. 11, 128-135 (2009).
  37. Mannheim, J. G., Schlichthärle, T., Pichler, B. J. Possible toxicological side effects after i.v. administration of iodine CT contrast agents. World Molecular Imaging Conference. Dublin, , P400(2012).
  38. White, H. D., et al. Left ventricular end-systolic volume as the major determinant of survival after recovery from myocardial infarction. Circulation. 76, 44-51 (1987).
  39. Sheehan, F. H., et al. Advantages and applications of the centerline method for characterizing regional ventricular function. Circulation. 74, 293-305 (1986).
  40. Nahrendorf, M., et al. High-resolution imaging of murine myocardial infarction with delayed-enhancement cine micro-CT. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292, H3172-H3178 (2007).
  41. Sheikh, A. Y., et al. Micro-CT for characterization of murine CV disease models. JACC Cardiovasc Imaging. 3, 783-785 (2010).
  42. Young, A. A., Barnes, H., Davison, D., Neubauer, S., Schneider, J. E. Fast left ventricular mass and volume assessment in mice with three-dimensional guide-point modeling. J Magn Reson Imaging. 30, 514-520 (2009).
  43. Young, A. A., et al. Reperfused myocardial infarction in mice: 3D mapping of late gadolinium enhancement and strain. J Cardiovasc Magn Reson. 8, 685-692 (2006).
  44. Roth, D. M., Swaney, J. S., Dalton, N. D., Gilpin, E. A., Ross, J. Jr Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282, H2134-H2140 (2002).
  45. Dall'Armellina, E., et al. Improved method for quantification of regional cardiac function in mice using phase-contrast MRI. Magn Reson Med. 67, 541-551 (2012).
  46. Shapiro, E. P. Evaluation of left ventricular hypertrophy by magnetic resonance imaging. Am J Card Imaging. 8, 310-315 (1994).
  47. Michael, L. H., et al. Myocardial infarction and remodeling in mice: effect of reperfusion. Am J Physiol. 277, 660-668 (1999).
  48. Salto-Tellez, M., et al. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).
  49. van Deel, E. D., et al. Extracellular superoxide dismutase protects the heart against oxidative stress and hypertrophy after myocardial infarction. Free Radic Biol Med. 44, 1305-1313 (2008).
  50. Forouzanfar, M. H., et al. Assessing the global burden of ischemic heart disease, part 2: analytic methods and estimates of the global epidemiology of ischemic heart disease in 2010. Glob Heart. 7, 331-342 (2012).
  51. Rose, A. The sensitivity performance of the human eye on an absolute scale. J Opt Soc Am. 38, 196-208 (1948).
  52. Befera, N. T., Badea, C. T., Johnson, G. A. Comparison of 4D-microSPECT and microCT for murine cardiac function. Mol Imaging Biol. 16, 235-245 (2014).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie mikroCTfunkcja sercazawa mi nia sercowegorodek kontrastowybramkowanie kardiorespiracyjnemodel mysiprzednia zst puj ca t tnica wie cowaszybkie mikroCTkontrast jodowysystem Quantum FX
In vivo (in vivo) Ilościowa ocena struktury, funkcji, perfuzji i żywotności mięśnia sercowego za pomocą mikrotomografii komputerowej serca
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.