Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przygotowanie tranzystora polowego z nanodrutu krzemowego do zastosowań chemicznych i biosensorycznych

10.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53660

⸱

21 kwietnia 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Molecular Medicine and Bioengineering, National Chiao Tung University, 2Department of Biological Science and Technology, National Chiao Tung University

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy kluczowe etapy biodetekcji za pomocą tranzystorów polowych z polikrzemu nanoprzewodowego, w tym przygotowanie urządzenia oraz immobilizację i potwierdzenie sondy molekularnej DNA na powierzchni nanodrutu, a także warunki do wykrywania DNA.

Streszczenie

Nadzór za pomocą biomarkerów ma kluczowe znaczenie dla wczesnego wykrywania, szybkiej interwencji i zmniejszenia częstości występowania chorób. W niniejszej pracy opisano przygotowanie polikrystalicznych tranzystorów polowych z nanodrutu krzemowego (pSNWFET), które służą jako urządzenia biosensoryczne do wykrywania biomarkerów. Przedstawiono protokół detekcji chemicznej i biomolekularnej z wykorzystaniem tranzystorów pSNWFET. Wykazano, że urządzenie pSNWFET jest obiecującym przetwornikiem do zastosowań biosensorycznych w czasie rzeczywistym, bez znaczników i o bardzo wysokiej czułości. Przewodność kanału źródłowego/drenowego tranzystora pSNWFET jest wrażliwa na zmiany w środowisku wokół powierzchni nanodrutu krzemowego (SNW). Tak więc, poprzez unieruchomienie sond na powierzchni SNW, pSNWFET może być używany do wykrywania różnych celów biodocelowych, od małych cząsteczek (dopamina) po makrocząsteczki (DNA i białka). Unieruchomienie biosondy na powierzchni SNW, które jest procedurą wieloetapową, ma kluczowe znaczenie dla określenia specyficzności biosensora. Istotne jest, aby każdy etap procedury unieruchomienia został wykonany prawidłowo. Zweryfikowaliśmy modyfikacje powierzchni, bezpośrednio obserwując zmianę właściwości elektrycznych pSNWFET po każdym kroku modyfikacji. Dodatkowo wykorzystano rentgenowską spektroskopię fotoelektronów do zbadania składu powierzchni po każdej modyfikacji. Na koniec zademonstrowaliśmy wykrywanie DNA na pSNWFET. Protokół ten zawiera procedury krok po kroku dotyczące weryfikacji unieruchomienia biosondy i późniejszego zastosowania bioczujnika DNA.

Wprowadzenie

Tranzystory polowe z nanodrutu krzemowego (SNWFET) mają zalety ultra-wysokiej czułości i bezpośrednich reakcji elektrycznych na zmiany ładunku otoczenia. Na przykład w SNWFET typu n, gdy ujemnie (lub dodatnio) naładowana cząsteczka zbliża się do nanodrutu krzemowego (SNW), nośniki w SNW są wyczerpane (lub akumulują się). W konsekwencji przewodność SNWFET zmniejsza się (lub wzrasta)1. W związku z tym można wykryć każdą naładowaną cząsteczkę w pobliżu powierzchni SNW urządzenia SNWFET. Niezbędne biomolekuły, w tym enzymy, białka, nukleotydy i wiele cząsteczek na powierzchni komórki, są nośnikami ładunku i mogą być monitorowane za pomocą SNWFET. Dzięki odpowiednim modyfikacjom, w szczególności unieruchomieniu sondy biomolekularnej na SNW, SNWFET może zostać przekształcony w bioczujnik bez znaczników.

Nadzór za pomocą biomarkerów jest kluczowy dla diagnozowania chorób. Jak pokazano w Tabeli 1, w kilku badaniach wykorzystano bioczujniki oparte na NWFET do bezznacznikowego, bardzo czułego i w czasie rzeczywistym wykrywania różnych celów biologicznych, w tym pojedynczego wirusa2, trifosforanu adenozyny i wiązania kinazy3, sygnałów neuronalnych4, jonów metali5,6, toksyn bakteryjnych7, dopaminy8, DNA9-11, RNA12,13, biomarkerów enzymatycznych i nowotworowych14-19, hormonów ludzkich20i cytokin21,22. Badania te wykazały, że bioczujniki oparte na NWFET stanowią potężną platformę wykrywania dla szerokiej gamy gatunków biologicznych i chemicznych w roztworze.

W biosensorach opartych na SNWFET, sonda unieruchomiona na powierzchni SNW urządzenia rozpoznaje konkretny cel biologiczny. Unieruchomienie biosondy zwykle obejmuje szereg kroków i bardzo ważne jest, aby każdy krok był prawidłowo wykonany, aby zapewnić prawidłowe działanie bioczujnika. Opracowano różne techniki analizy składu powierzchni, w tym rentgenowską spektroskopię fotoelektronów (XPS), elipsometrię, pomiar kąta zwilżania, mikroskopię sił atomowych (AFM) i skaningową mikroskopię elektronową (SEM). Metody takie jak AFM i SEM dostarczają bezpośrednich dowodów na unieruchomienie sondy biologicznej na urządzeniu nanoprzewodowym, podczas gdy metody takie jak XPS, elipsometria i pomiar kąta zwilżania są zależne od równoległych eksperymentów przeprowadzonych na innych podobnych materiałach. W tym raporcie opisujemy potwierdzenie każdego kroku modyfikacji przy użyciu dwóch niezależnych metod. XPS służy do badania stężeń określonych atomów na płytkach polikrzemowych, a zmiany właściwości elektrycznych urządzenia są mierzone bezpośrednio w celu potwierdzenia zmian ładunku na powierzchni SNW. Wykorzystujemy biodetekcję DNA, używając polikrystalicznych tranzystorów SNWFET (pSNWFET) jako przykładu w celu zilustrowania tego protokołu. Unieruchomienie sondy DNA na powierzchni SNW obejmuje trzy etapy: modyfikację grupy aminowej na natywnej powierzchni hydroksylowej SNW, modyfikację grupy aldehydowej i immobilizację sondy DNA 5'-aminomodyfikowaną. Na każdym etapie modyfikacji urządzenie może bezpośrednio wykryć zmianę ładunku grupy funkcyjnej unieruchomionej na powierzchni SNW, ponieważ ładunki powierzchniowe powodują lokalne zmiany potencjału międzyfazowego na dielektryku bramki, które zmieniają prąd kanału i przewodność1. Ładunki otaczające powierzchnię SNW mogą elektrycznie modulować właściwości elektryczne urządzenia pSNWFET; w związku z tym właściwości powierzchni SNW odgrywają kluczową rolę w określaniu charakterystyki elektrycznej urządzeń pSNWFET. W raportowanych procedurach unieruchomienie biosondy na powierzchni SNW może być bezpośrednio określone i potwierdzone za pomocą pomiaru elektrycznego, a urządzenie jest przygotowane do zastosowań biosensorycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Produkcja i konserwacja urządzeń pSNWFET

  1. Produkcja urządzeń
    Uwaga: Tranzystor pSNWFET został wyprodukowany przy użyciu techniki przekładki ścian bocznych, jak wcześniej informowano23,24.
    1. Przygotuj warstwę dielektryczną bramy.
      1. Pokryć warstwę tlenku termicznego (SiO2) o grubości 100 nm na podłożu Si, stosując proces utleniania na mokro25 (gaz procesowyO2 iH2 w temperaturze 980 °C przez 4 godziny).
      2. Osadzać warstwę azotku o grubości 50 nm (Si3N4) za pomocą niskociśnieniowego chemicznego osadzania z fazy gazowej (LPCVD)25 w temperaturze 980 °C przez 4 godziny.
    2. Nałóż warstwę ortokrzemianu tetraetylu (TEOS) o grubości 100 nm za pomocą LPCVD25 w temperaturze 780 °C przez 4 godziny.
    3. Wykonaj standardową litografię za pomocą steppera I-line do zdefiniowania struktur atrap tlenków.
      1. Pokryj powierzchnię płytki warstwą fotorezystu o grubości 830 nm.
      2. Wstaw zdefiniowaną we wzorze maskę fotograficzną do steppera I-line.
      3. Przetwarzaj ekspozycję za pomocą steppera I-line (długość fali: 365 nm) o sile 1,980 J w temperaturze pokojowej.
      4. Rozwijaj wafel w wywoływaczu przez 5 minut.
      5. Proces trawienia izotropowego należy przeprowadzić przy użyciu standardowego wytrawiacza plazmowego sprzężonego indukcyjnie25 z gazem plazmowym HBr i Cl przez 1 min.
    4. Osadzanie warstwy krzemu amorficznego (α-Si) o grubości 100 nm przy użyciu LPCVD25.
    5. Wykonać etap wyżarzania w temperaturze 600 °C w temperaturze otoczenia N2 przez 24 godziny, aby przekształcić α-Si w strukturę polikrystaliczną.
    6. Implantacja jonów fosforu przez domieszkowanie źródło/drenaż (S/D) przy niskiej energii (5E15 cm−2)25.
    7. Wykonaj standardową litografię za pomocą steppera I-line, aby usunąć warstwę poli-Si i uformować nanodrut polikrzemowy (pSNW)25.
      Uwaga: Powtórz krok 1.1.3, aby wszczepić domieszki w miejscach innych niż obszary S/D z usunięciem poli-Si i uformować kanały Si ściany bocznej w sposób samowyrównany.
    8. Przeprowadź proces pasywacji (warstwa tlenku TEOS o grubości 200 nm) przy użyciu LPCVD w temperaturze 780 °C przez 5 godzin25.
    9. Wykonaj standardową litografię za pomocą steppera I-line do naświetlenia kanałów nanodrutowych i uformuj podkładki testowe przy użyciu dwuetapowego procesu trawienia na sucho/mokro.
      1. Powtórz krok 1.1.3.
      2. Przeprowadź proces trawienia na mokro (DHF: HF/H2O przez 1 min).
  2. Konserwacja wafli
    1. Zamknij wafel w worku do przechowywania próżniowego i przechowuj go w elektronicznej suchej szafce (wilgotność względna <40% w temperaturze pokojowej).

2. Wstępna obróbka urządzenia

  1. Czyszczenie urządzenia
    1. Opłucz urządzenie czystym acetonem.
    2. Sonikacja (46 kHz, 80 W) urządzenia w czystym acetonie przez 10 minut.
    3. Sonikacja (46 kHz, 80 W) urządzenia w czystym etanolu (99,5%) przez 5 minut.
    4. Wysuszyć powierzchnię urządzenia azotem.
  2. Plazma tlenowa
    1. Traktuj urządzenie plazmąO2 o mocy 18 W przez 30 sekund.

3. Unieruchomienie sondy DNA na powierzchni urządzenia

  1. Modyfikacja grup aminowych
    1. Zanurz urządzenie w 2,0% (3-aminopropylo)trietoksysilanowym (APTES)/roztworze etanolu na 30 minut.
    2. Umyj urządzenie trzykrotnie etanolem, a następnie poddaj je sonikacji (46 kHz, 80 W) w etanolu przez 10 minut.
    3. Podgrzej urządzenie na płycie grzejnej w temperaturze 120 °C przez 10 minut, aby utworzyć grupy aminowe na SNW.
  2. Modyfikacja grup aldehydowych
    1. Zanurz urządzenie w 12,5% aldehydzie glutarowym na 1 godzinę w temperaturze pokojowej, aby utworzyć grupy aldehydowe na powierzchni. Unikaj ekspozycji na światło.
    2. Umyj urządzenie trzykrotnie 10 mM buforem fosforanu sodu (Na-PB; pH 7,0), a następnie wysusz powierzchnię urządzenia azotem.
  3. Unieruchomienie sondy DNA
    1. Zanurz urządzenie w roztworze zawierającym 1 μM sondy DNA na noc.
    2. Zanurz urządzenie w 10 mM buforze Tris (pH 8,0) z 4,0 mM NaBH3CN na 30 minut, aby zablokować nieprzereagowane grupy aldehydowe.
    3. Umyj urządzenie trzykrotnie Na-PB (pH 7,0), a następnie wysusz powierzchnię urządzenia azotem.

4. Potwierdzenie i analiza modyfikacji powierzchni na pSNWFET

  1. Profil pH po każdym etapie modyfikacji powierzchni
    1. Przygotować 10 mM Na-PB o pH 3,0-9,0.
      1. Przygotować 10 mM trójzasadowego dwunastowodnego fosforanu sodu (Na3PO4) w wodzie dejonizowanej (pH 11,60).
      2. Przygotować 10 mM kwasu fosforowego (H3PO4) w wodzie dejonizowanej (pH 2,35).
      3. Umieścić elektrodę pH w 500 ml buforu 10 mM Na3PO4 i wymieszać ten roztwór z różnymi objętościami buforu 10 mMH 3PO4 podczas pomiaru wartości pH w celu uzyskania o wartościach pH 3,0, 4,0, 5,0, 6,0, 7,0, 8,0 i 9,0.
    2. Pomiar przewodności prądu przemiennego
      Uwaga: Obwód pomiarowy zawierał mały generator sygnału prądu przemiennego i mikroprzewód Au, który służył jako elektroda bramki cieczy.
      1. Określ optymalne napięcie bramki cieczy (VLG) dla pomiaru26 na każdym etapie modyfikacji (kroki 2.2, 3.1, 3.2 i 3.3).
        Uwaga: Właściwości elektryczne urządzenia po czterech modyfikacjach powierzchni na SNW zostały zmierzone zgodnie z opisem w tym rozdziale. W kroku 2.2 modyfikowany jest niezmodyfikowany pSNWFET zawierający natywną warstwę tlenku; krok 3.1 polega na modyfikacji urządzenia za pomocą grupy aminowej APTES; Krok 3.2 obejmuje modyfikację z nienaładowaną grupą funkcyjną aldehydu glutarowego; a krok 3.3 obejmuje modyfikację sondy DNA.
        1. Dostarczyć 10 mM roztwór Na-PB (pH 7,0) na powierzchnię SNW za pomocą pompy strzykawkowej (natężenie przepływu: 5,0 ml/h) do bezpośredniego kontaktu z SNW.
        2. Zmierz przewodność urządzenia w czasie rzeczywistym podczas zamiatania VLG od 0,80 do 1,30 V.
          1. Pomiar przewodności należy wykonać przy użyciu techniki lock-in27 w temperaturze pokojowej.
          2. Zamień sygnały prądu przemiennego na sygnał napięcia przemiennego za pomocą przedwzmacniacza prądowego o niskim poziomie szumów.
          3. Zbierz dane dotyczące przewodności (G) po zwiększeniu VLG z 0,80 do 1,30 V (przedział = 0,02 V).
        3. Określ optymalny VLG (najbardziej czuły VLG) urządzenia26.
          1. Wykreślić krzyweG-V LG z kroku 4.1.2.1.2.3, aby uzyskać równanie krzywej.
          2. Rozróżnij równanie i oblicz wartości w każdym punkcie VLG.
          3. Podziel wartość z kroku 4.1.2.1.3.2 przez G i określ optymalne VLG zgodnie z maksymalną liczbą.
      2. Zmierz przewodność profilu pH w czasie rzeczywistym na każdym etapie modyfikacji powierzchni.
        1. Pomiar przewodności należy wykonać przy użyciu techniki lock-in27 w temperaturze pokojowej.
        2. Zamień sygnał prądu przemiennego na sygnały napięciowe prądu przemiennego za pomocą przedwzmacniacza prądowego o niskim poziomie szumów.
        3. Ustaw optymalne VLG dla każdego kroku modyfikacji powierzchni (krok 2.2: VLG = 1.02, krok 3.1: VLG = 0.98, krok 3.2: VLG = 0.98 i krok 3.3: VLG = 1.0).
        4. Dostarczyć 10 mM roztwór Na-PB o wartościach pH od 3,0 do 9,0 na powierzchnię SNW (natężenie przepływu: 5,0 ml/h) i zebrać dane dotyczące przewodności przy napięciu drenu 0,01 V.
  2. Pomiar właściwości elektrycznych (krzywa ID-V GG) urządzenia w 10 mM Na-PB (pH 7,0) po każdym etapie modyfikacji powierzchni (kroki 2.2, 3.1, 3.2 i 3.3).
    Uwaga: Zmierzono właściwości elektryczne urządzenia po czterech modyfikacjach powierzchni na SNW: w kroku 2.2 zmodyfikowany pSNWFET zawierający natywną warstwę tlenku jest modyfikowany; krok 3.1 polega na modyfikacji urządzenia za pomocą grupy aminowej APTES; Krok 3.2 pociąga za sobą modyfikację z nienaładowaną grupą funkcyjną aldehydu glutarowego; a krok 3.3 pociąga za sobą modyfikację sondy DNA.
    1. Dostarczyć 10 mM roztwór Na-PB (pH 7,0) na powierzchnię SNW (kroki 2.2, 3.1, 3.2 i 3.3) za pomocą pompy strzykawkowej (natężenie przepływu: 5,0 ml/h) do bezpośredniego kontaktu z SNW.
    2. Zmierz ID urządzenia (kroki 2.2, 3.1, 3.2 i 3.3) za pomocą komercyjnego analizatora półprzewodników i oprogramowania.
      1. Wybierz tryb "nMOSFET".
      2. Wybierz moduły "ID-V BG".
        Uwaga: I D to prąd drenu/źródła, a VBG to napięcie bramki zwrotnej.
      3. Ustawić stałe napięcie polaryzacji (VD = 0,5 V) podczas przemiatania potencjału bramki (VBG) od -1 do 3,0 V (interwał = 0,2 V).
      4. Kliknij ikonę Uruchom, aby uzyskać krzywe ID-V BG.

5. Biodetekcja DNA

Uwaga: W typowym eksperymencie, krzywa ID-V BG jest wyznaczana trzy razy, aby upewnić się, że nie zaobserwuje się dalszych zmian.

  1. Określenie linii bazowej
    1. Dostarczyć 10 mM roztwór Na-PB (pH 7,0) do powierzchni SNW unieruchomionej sondą DNA przez 10 minut za pomocą pompy strzykawkowej (szybkość przepływu: 5,0 ml/h), a następnie inkubować SNW przez 30 minut.
    2. Zmierz ID urządzenia (powtórz krok 4.2.2).
  2. Wykrywanie hybrydyzacji DNA/DNA
    1. Załadować 10 pM komplementarnego docelowego DNA na unieruchomioną sondę DNA powierzchnię SNW przez 10 minut za pomocą pompy strzykawkowej (szybkość przepływu: 5,0 ml / h), a następnie inkubować SNW przez 30 minut.
    2. Dostarczyć 10 mM roztworu Na-PB (pH 7,0) na powierzchnię SNW przez 10 minut za pomocą pompy strzykawkowej (natężenie przepływu: 5,0 ml/h) w celu wypłukania niezwiązanego docelowego DNA.
    3. Powtórz krok 4.2.2, aby zmierzyć ID urządzenia.
  3. Ponownie potwierdź sygnał hybrydyzacji DNA/DNA.
    1. Załadować odzyskane DNA 1 nM na powierzchnię SNW unieruchomioną sondą DNA przez 10 minut za pomocą pompy strzykawkowej (szybkość przepływu: 5,0 ml / h), a następnie inkubować SNW przez 30 minut.
    2. Dostarczyć 10 mM roztwór Na-PB (pH 7,0) na powierzchnię SNW przez 10 minut za pomocą pompy strzykawkowej (natężenie przepływu: 5,0 ml/h).
    3. Powtórz krok 4.2.2, aby zmierzyć ID urządzenia.
  4. Kontrola ujemna
    1. Załadować 100 pM niekomplementarnego DNA na powierzchnię SNW unieruchomioną sondą DNA przez 10 minut za pomocą pompy strzykawkowej (szybkość przepływu: 5,0 ml / h), a następnie inkubować SNW przez 30 minut.
    2. Dostarczyć 10 mM roztwór Na-PB (pH 7,0) na powierzchnię SNW przez 10 minut za pomocą pompy strzykawkowej (natężenie przepływu: 5,0 ml/h).
    3. Powtórz krok 4.2.2, aby zmierzyć ID urządzenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W literaturze opisano różne tranzystory polowe z nanowłókien półprzewodnikowych (SNWFET), które służą jako przetworniki biosensorów (Tabela 1). Pojedynczo krystaliczne SNWFET (sSNWFET) oraz pSNWFET wykazują porównywalne właściwości elektryczne jako przetworniki w roztworach wodnych i oba typy były stosowane w wielu aplikacjach biosensorycznych. Zaletą urządzenia pSNWFET wykorzystanego w niniejszym badaniu jest prosta i niskokosztowa procedura jego wytwarzania. Na ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Komercjalizacja odgórnych i oddolnych podejść do produkcji sSNWFET jest uważana za trudną ze względu na koszt32,33, kontrolę pozycji SNW34,35 i niską skalę produkcji36. Z kolei wytwarzanie tranzystorów pSNWFET jest proste i tanie37. Dzięki podejściu odgórnemu i połączeniu z techniką formowania przekładki ścian bocznych (ilustracja 1), rozmiar SNW można kontrolować, dostosowując czas trwania reaktywnego trawienia plazmowego. Procedury przygotowania nanoprzewodów...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było finansowane przez Ministerstwo Nauki i Technologii Tajwanu (104-2514-S-009 -001, 104-2627-M-009-001 i 102-2311-B-009-004-MY3). Dziękujemy National Nano Device Laboratories (NDL) za cenną pomoc podczas produkcji i analizy urządzeń.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AcetonECHOAH-3102
(3-amonopropylo)trietoksysilan (APTES), ≥ 98%Sigma-AldrichA3648Niebezpieczny
etanol, bezwodny, 99,5%ECHO484000203108A-72EC
Roztwór aldehydu glutarowego (GA), 50%Sigma-AldrichG7651Unikaj lekkiego
cyjanoborowodorku sodu, ≥ 95.0% Fluka71435Niebezpieczeństwo i rozpływanie
się Fosforan sodu trójzasadowy dwunastowodny, ≥ 98%Sigma04277
Kwas fosforowy, ≥ 99,0%Fluka79622Rozpływający
fotorezystuł (iP3650)Tokyo Ohka Kogyo Co., LTDTHMR-iP3650 HP
Syntetyczne oligonukleotydy, oczyszczone HPLCProtech Technology
Tris (hydroksymetylo) aminometan (Tris), ≥ 99,8%USB75825
Keithley 2636 System SourceMeterKeithley
SR830 DSP Lock-In AmplifierStanford Research Systems
SR570 Niskoszumowy przedwzmacniacz prądowyStanford Research Systems
Ni PXI ExpressNational Instruments
się

Bibliografia

  1. Lin, C. H., et al. Surface composition and interactions of mobile charges with immobilized molecules on polycrystalline silicon nanowires. Sensor Actuat B-Chem 211. 211, 7-16 (2015).
  2. Patolsky, F., et al. Electrical detection of single viruses. P Natl Acad Sci USA. 101, 14017-14022 (2004).
  3. Wang, W. U., Chen, C., Lin, K. H., Fang, Y., Lieber, C. M. Label-free detection of small-molecule-protein interactions by using nanowire nanosensors. P Natl Acad Sci USA. 102, 3208-3212 (2005).
  4. Patolsky, F., et al. Detection, stimulation, and inhibition of neuronal signals with high-density nanowire transistor arrays. Science. 313, 1100-1104 (2006).
  5. Bi, X., et al. Development of electrochemical calcium sensors by using silicon nanowires modified with phosphotyrosine. Biosens Bioelectron. 23, 1442-1448 (2008).
  6. Lin, T. W., et al. Label-free detection of protein-protein interactions using a calmodulin-modified nanowire transistor. P Natl Acad Sci USA. 107, 1047-1052 (2010).
  7. Mishra, N. N., et al. Ultra-sensitive detection of bacterial toxin with silicon nanowire transistor. Lab on a chip. 8, 868-871 (2008).
  8. Lin, C. H., et al. Ultrasensitive detection of dopamine using a polysilicon nanowire field-effect transistor. Chem Commun. , 5749-5751 (2008).
  9. Hahm, J., Lieber, C. M. Direct ultrasensitive electrical detection of DNA and DNA sequence variations using nanowire nanosensors. Nano Lett. 4, 51-54 (2004).
  10. Lin, C. H., et al. Poly-silicon nanowire field-effect transistor for ultrasensitive and label-free detection of pathogenic avian influenza DNA. Biosens Bioelectron. 24, 3019-3024 (2009).
  11. Wu, C. C., et al. Label-free biosensing of a gene mutation using a silicon nanowire field-effect transistor. Biosens Bioelectron. 25, 820-825 (2009).
  12. Zhang, G. -J., et al. Silicon nanowire biosensor for highly sensitive and rapid detection of Dengue virus. Sensor Actuat B-Chem. 146, 138-144 (2010).
  13. Lu, N., et al. CMOS-compatible silicon nanowire field-effect transistors for ultrasensitive and label-free microRNAs sensing. Small. 10, 2022-2028 (2014).
  14. Zheng, G., Patolsky, F., Cui, Y., Wang, W. U., Lieber, C. M. Multiplexed electrical detection of cancer markers with nanowire sensor arrays. Nat Biotechnol. 23, 1294-1301 (2005).
  15. Choi, J. H., Kim, H., Choi, J. H., Choi, J. W., Oh, B. K. Signal enhancement of silicon nanowire-based biosensor for detection of matrix metalloproteinase-2 using DNA-Au nanoparticle complexes. ACS Appl Mater Interfaces. 5, 12023-12028 (2013).
  16. Lin, T. Y., et al. Improved silicon nanowire field-effect transistors for fast protein-protein interaction screening. Lab Chip. 13, 676-684 (2013).
  17. Chen, H. C., et al. A sensitive and selective magnetic graphene composite-modified polycrystalline-silicon nanowire field-effect transistor for bladder cancer diagnosis. Biosens Bioelectron. 66, 198-207 (2015).
  18. Lee, H. S., Kim, K. S., Kim, C. J., Hahn, S. K., Jo, M. H. Electrical detection of VEGFs for cancer diagnoses using anti-vascular endotherial growth factor aptamer-modified Si nanowire FETs. Biosens Bioelectron. 24, 1801-1805 (2009).
  19. Chua, J. H., Chee, R. E., Agarwal, A., Wong, S. M., Zhang, G. J. Label-free electrical detection of cardiac biomarker with complementary metal-oxide semiconductor-compatible silicon nanowire sensor arrays. Anal Chem. 81, 6266-6271 (2009).
  20. Lu, N., et al. Label-free and rapid electrical detection of hTSH with CMOS-compatible silicon nanowire transistor arrays. ACS Appl Mater Interfaces. 6, 20378-20384 (2014).
  21. Chen, H. C., et al. Magnetic-composite-modified polycrystalline silicon nanowire field-effect transistor for vascular endothelial growth factor detection and cancer diagnosis. Anal Chem. 86, 9443-9450 (2014).
  22. Zhang, Y. L., et al. Silicon Nanowire Biosensor for Highly Sensitive and Multiplexed Detection of Oral Squamous Cell Carcinoma Biomarkers in Saliva. Anal Sci. 31, 73-78 (2015).
  23. Lin, H. C., et al. A simple and low-cost method to fabricate TFTs with poly-Si nanowire channel. Ieee Electr Device L. 26, 643-645 (2005).
  24. Lin, H. C., Lee, M. H., Su, C. J., Shen, S. W. Fabrication and characterization of nanowire transistors with solid-phase crystallized poly-Si channels. Ieee T Electron Dev. 53, 2471-2477 (2006).
  25. Doering, R., Nishi, Y. Handbook of semiconductor manufacturing technology. , 2nd, CRC Press. (2008).
  26. Lu, M. P., Hsiao, C. Y., Lai, W. T., Yang, Y. S. Probing the sensitivity of nanowire-based biosensors using liquid-gating. Nanotechnology. 21 (425505), (2010).
  27. Gaspar, J., et al. Digital lock in amplifier: study, design and development with a digital signal processor. Microprocess Microsy. 28, 157-162 (2004).
  28. Vezenov, D. V., Noy, A., Rozsnyai, L. F., Lieber, C. M. Force titrations and ionization state sensitive imaging of functional groups in aqueous solutions by chemical force microscopy. J Am Chem Soc. 119, 2006-2015 (1997).
  29. Townsend, M. B., et al. Experimental evaluation of the FluChip diagnostic microarray for influenza virus surveillance. J Clin Microbiol. 44, 2863-2871 (2006).
  30. Wang, L. C., et al. Simultaneous detection and differentiation of Newcastle disease and avian influenza viruses using oligonucleotide microarrays. Vet Microbiol. 127, 217-226 (2008).
  31. Lin, C. -H., et al. Recovery Based Nanowire Field-Effect Transistor Detection of Pathogenic Avian Influenza DNA. Jpn J Appl Phys. 51 (02BL02), (2012).
  32. Lee, K. N., et al. Well controlled assembly of silicon nanowires by nanowire transfer method. Nanotechnology. 18 (445302), (2007).
  33. Li, Z., et al. Sequence-specific label-free DNA sensors based on silicon nanowires. Nano Lett. 4, 245-247 (2004).
  34. McAlpine, M. C., et al. High-performance nanowire electronics and photonics on glass and plastic substrates. Nano Lett. 3, 1531-1535 (2003).
  35. Cui, Y., Wei, Q., Park, H., Lieber, C. M. Nanowire nanosensors for highly sensitive and selective detection of biological and chemical species. Science. 293, 1289-1292 (2001).
  36. Patolsky, F., Zheng, G., Lieber, C. M. Nanowire-based biosensors. Anal Chem. 78, 4260-4269 (2006).
  37. Hsiao, C. Y., et al. Novel poly-silicon nanowire field effect transistor for biosensing application. Biosens Bioelectron. 24, 1223-1229 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

FET na bazie nanodrutów krzemowychprzygotowanie biosensoraimmobilizacja DNAmodyfikacja powierzchnispektroskopia fotoelektronów w promieniach Xpomiar właściwości elektrycznychprofilowanie pHtraktowanie APTESkonjugacja glutaraldehydembiosensing DNA
Przygotowanie tranzystora polowego z nanodrutu krzemowego do zastosowań chemicznych i biosensorycznych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.