Artykuł metodologiczny

Heterotopowy autotransplantacja nerki w modelu świni: protokół krok po kroku

12.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/53765

⸱

21 lutego 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery, Toronto General Hospital, 2Division of Nephrology, The Hospital for Sick Children, 3Programa de Doctorat en Medicina, La Universitat Autónoma de Barcelona, 4Laboratory Medicine and Pathobiology, Toronto General Hospital, 5Department of Medicine, Toronto General Hospital, 6Departments of Surgery (Urology) & Physiology, Developmental & Stem Cell Biology, The Hospital for Sick Children

W tym artykule

Podsumowanie

Świńskie modele transplantacji narządów stanowią ważną platformę do badania mechanizmów konserwacji narządów. W artykule opisano heterotopowy model autotransplantacji nerki świń, który pozwala na badanie nowych podejść do poprawy wyników przeszczepu przy użyciu brzeżnych przeszczepów nerki.

Streszczenie

Przeszczep nerki jest leczeniem z wyboru dla pacjentów cierpiących na schyłkową niewydolność nerek. Zapewnia lepszą oczekiwaną długość życia i wyższą jakość życia w porównaniu z dializą. Chociaż w ciągu ostatnich kilku dekad nastąpiła znaczna poprawa wyników leczenia pacjentów po przeszczepie nerki, rosnący niedobór dostępnych narządów stanowi poważny problem na całym świecie. Aby poszerzyć pulę dawców, brzeżne przeszczepy nerek odzyskane od dawców o rozszerzonych kryteriach (ECD) lub oddane po śmierci krążeniowej (DCD) są obecnie akceptowane do przeszczepienia. Aby jeszcze bardziej poprawić wyniki pooperacyjne tych brzeżnych przeszczepów, badania muszą koncentrować się na nowych podejściach terapeutycznych, takich jak alternatywne techniki konserwacji, immunomodulacja, transfer genów i podawanie komórek macierzystych.

Badania eksperymentalne na modelach zwierzęcych są ostatnim krokiem przed zastosowaniem nowo opracowanych technik w praktyce klinicznej. Przeszczepienie nerki u świń jest doskonałym modelem przeszczepiania u ludzi i umożliwia badanie nowatorskich podejść. Główną zaletą modelu świni jest jego anatomiczne i fizjologiczne podobieństwo do ludzkiego ciała, co ułatwia szybkie przełożenie nowych wyników na badania kliniczne. W tym artykule przedstawiono chirurgiczny protokół krok po kroku dla modelu autotransplantacji i podkreślono kluczowe czynniki zapewniające sukces eksperymentu. Odpowiednie warunki mieszkaniowe przed i po operacji, uważne znieczulenie i konsekwentne techniki chirurgiczne skutkują korzystnymi wynikami pooperacyjnymi. Resekcja przeciwległej nerki natywnej daje możliwość oceny funkcji przeszczepu po przeszczepie. Umieszczenie cewników żylnych i moczowych oraz zastosowanie klatek metabolicznych pozwala na dalszą szczegółową ocenę. W przypadku długoterminowych badań kontrolnych i badania alternatywnych technik konserwacji przeszczepów, modele autotransplantacji są lepsze od modeli allotransplantacyjnych, ponieważ unikają mylącego błędu wynikającego z odrzucenia i leków immunosupresyjnych.

Wprowadzenie

Przeszczep nerki jest leczeniem z wyboru dla pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek, ze względu na związane z tym niższe wskaźniki zachorowalności i śmiertelności w porównaniu do dializ 1-3. Pomimo znacznej poprawy wyników leczenia pacjentów po przeszczepie nerki, niedobór przeszczepów nadal stanowi poważne wyzwanie na całym świecie. Liczba pacjentów oczekujących na przeszczep nerki znacznie przewyższa liczbę dostępnych narządów 4-6. Aby zwiększyć liczbę nerek dostępnych do przeszczepu i skrócić czas oczekiwania pacjentów, potrzebne są dodatkowe źródła przeszczepów nerek.

Zazwyczaj wykorzystuje się przeszczepy nerek od dawców po śmierci mózgu (DBD) od dawców po śmierci mózgu (DBD) od dawców standardowych (SCD) i od dawców rozszerzonych (LDKT). Od lat dziewięćdziesiątych XX wieku coraz więcej przeszczepów nerek jest odzyskiwanych w scenariuszu dawstwa po śmierci krążeniowej (DCD), aby jeszcze bardziej rozszerzyć pulę dawców 7,8. Jednak przeszczepy nerek DCD i ECD wykazują akceptowalne, ale zmniejszone wyniki po przeszczepie, w zależności od różnych czynników, takich jak wiek dawcy, czas niedokrwienia ciepłem i zimnem oraz zastosowana technika konserwacji 9-11. W związku z tym potrzebne są dodatkowe badania, aby poprawić wyniki leczenia pacjentów otrzymujących brzeżne przeszczepy nerek i jeszcze bardziej zwiększyć pulę dawców.

Model przeszczepu nerki u świń jest dobrze ugruntowany i dostarcza klinicznie ważnego scenariusza do badania innowacyjnych podejść do poprawy wyników brzeżnego przeszczepu nerki. W przeciwieństwie do nerek gryzoni i psów, które są jednoiłobularne, nerki świń i ludzi są wielozrazikowe i anatomicznie podobne, szczególnie w odniesieniu do układu tętniczego, żylnego i moczowego 12,13. Ponadto nerki świń i ludzi wykazują podobieństwa w patofizjologii uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego (IRI), biochemii i parametrach immunologicznych 14. W związku z tym przeszczepienie nerki u świń jest dobrze przystosowane do badania nowych metod konserwacji narządów dla brzeżnych przeszczepów nerki 15-17, modelowania ludzkiego IRI 18, badania szlaków immunologicznych i tolerancji przeszczepu allogenicznego 19, prowadzenia szkoleń chirurgicznych 20-22, testowania nowych terapii farmakologicznych 23, wdrażania nowych urządzeń medycznych i badania nowych mechanizmów immunologicznych w ksenotransplantacji 24-26.

Ustawienia przeszczepu nerki, świni i człowieka nie są całkowicie analogiczne. W tym artykule skupiono się na ważnych szczegółach technicznych, które ułatwią pomyślne opracowanie modelu autotransplantacji nerki. Dostosowane do gatunku warunki mieszkaniowe przed i po operacji, podawanie znieczulenia przy ścisłym monitorowaniu oraz dopasowane techniki chirurgiczne są opisane w protokole i zademonstrowane na filmie. Resekcja przeciwległej natywnej nerki daje możliwość oceny funkcji przeszczepionej nerki. Umieszczenie cewników żylnych i moczowych oraz zastosowanie klatek metabolicznych pozwala na bardziej dogłębną ocenę. W przypadku badań mających na celu zbadanie alternatywnych metod zachowania przeszczepu i mechanizmów IRI, modele autotransplantacji są lepsze od modeli allotransplantacyjnych, ponieważ pozwalają uniknąć powikłań i mylących uprzedzeń związanych z odrzuceniem i stosowaniem leków immunosupresyjnych.

Protokół

Wszystkie zwierzęta były traktowane w sposób humanitarny, a wszystkie badania przeprowadzono zgodnie z zasadami i wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami (Canadian Council on Animal Care). Wszystkie procedury zostały wykonane zgodnie z protokołami wykorzystania zwierząt zatwierdzonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersyteckiej Sieci Zdrowia (University Health Network Institutional Animal Care Committee).

Uwaga: Schematyczny przegląd protokołu badania przedstawiono na Rysunku 1.

figure-protocol-1
Rysunek 1. Protokół badania. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

1. Zwierzęta

  1. W niniejszym protokole należy wykorzystać samce świń rasy Yorkshire (30 kg).

2. Pobieranie przeszczepu nerki

  1. Procedura przedoperacyjna
    1. Utrzymywać samce świń rasy Yorkshire w obiekcie badawczym przez co najmniej jeden tydzień w celu ich aklimatyzacji. Przez 3 dni stosować domięśniowe wstrzyknięcia cefalosporyny trzeciej generacji, np. ceftiofuru, aby zmniejszyć potencjalne ryzyko infekcji Streptococcus suis i Salmonella. Świnie należy poddać postowi przez minimum 6 hr przed indukcją znieczulenia, aby zapobiec aspiracji.
    2. Rozpocząć znieczulenie świni poprzez domięśniowy zastrzyk ketaminy (20 mg/kg), atropiny (0,04 mg/kg) i midazolamu (0,3 mg/kg). Następnie przetransportować zwierzę z pomieszczenia chlewni na salę operacyjną (OR).
    3. Umieścić świnię w pozycji na plecach na stole operacyjnym. Pozwolić świni na spontaniczny oddech 2 L tlenu z dodatkiem 5% izofluranu. Wyeksponować struny głosowe za pomocą laryngoskopu i spryskać je 2% miejscowym roztworem lidokainy, aby zapobiec indukowanemu intubacją skurczowi krtani. Po intubacji rurką o średnicy 6,5 mm, napompować mankiet 3-5 ml powietrza.
      Uwaga: Kapnometria potwierdza prawidłowe położenie rurki intubacyjnej.
    4. Zmniejszyć stężenie izofluranu do 2,5%. Ustawić respirator na 14-16 oddechów/min, a objętość oddechową na 10-15 ml/kg masy ciała. Ścisłe monitorować świnię. Częstotliwość akcji serca i saturacja tlenem są rejestrowane za pomocą pulsoksymetrii. Prawidłowe znieczulenie potwierdzić poprzez obniżoną częstość akcji serca (poniżej 150 uderzeń/min) i ciśnienie tętnicze (poniżej wartości skurczowych 100 mmHg) oraz brak ruchów zwierzęcia (bez stosowania leków rozluźniających mięśnie).
    5. W warunkach sterylnych wprowadzić jednoskładnikowy stały cewnik 9,5 Fr. do żyły szyjnej wewnętrznej, stosując technikę Seldingera 27. W skrócie: użyć igły do nakłucia żyły. Po wprowadzeniu drutu prowadzącego, zastąpić igłę wprowadzaczem typu peel-away, a następnie zastąpić drut cewnikiem naczyniowym. Przymocować cewnik do skóry za pomocą szwu z jedwabiu 3-0 lub niewchłanialnej nici monofilamentowej .
      1. Podać 500 mg metronidazolu, 1 g cefazoliny i 20 mg pantoprazolu. W trakcie operacji podawać dożylnie 200 ml roztworu Ringera z mleczanami z 5% dekstrozą (D5W) oraz 1 ml cytrynianu fentanylu na godzinę. Nałożyć weterynaryjną maść oftalmiczną na oczy, aby zapobiec ich wysychaniu podczas znieczulenia.
  2. Procedura chirurgiczna
    1. Po sterylnej dezynfekcji i obłożeniu pola operacyjnego, wykonać cięcie w linii środkowej o długości 25 cm. Wprowadzić rozwieracz. Przykryć jelita cienkie i grube ręcznikiem i przesunąć je na lewą stronę, aby zapewnić optymalny dostęp do prawej nerki.
    2. Uwolnić moczowód i prawą nerkę z przylegających tkanek za pomocą kauteryzacji.
    3. Wypreparować prawą żyłę i tętnicę nerkową za pomocą kauteryzacji, aż do momentu uwolnienia ich odpowiednio z żyły głównej dolnej i aorty. Aby uniknąć skurczu naczyń tętniczych, należy rozważyć podanie 30-65 mg papaweryny.
    4. Po całkowitej preparacji nerki, podwiązać (jedwab, 3-0) i przeciąć moczowód w części dystalnej. Przygotować miskę z lodem i sterylną torbę na narząd.
    5. Najpierw zaklepić tętnicę nerkową blisko aorty, a następnie żyłę nerkową blisko żyły głównej za pomocą zacisków naczyniowych. Następnie wyciąć graft nerki i niezwłocznie zakanulować tętnicę nerkową kaniulą do tętnicy nerkowej. Użyć 500 ml lodowatego roztworu histydyny-tryptofanu-ketoglutaranu (HTK) do wypłukania krwi. Przechowywać nerkę w lodzie do czasu transplantacji.
    6. In situ zamknąć pozostałą część tętnicy nerkowej podwiązaniem (jedwab, 2-0), a żyłę nerkową szwem ciągłym (prolene, 6-0).
    7. Po sprawdzeniu obszaru preparacji pod kątem krwawienia, zamknąć ścianę brzuszną szwem ciągłym (monofil, 1), a skórę szwem z jedwabiu 3-0 lub nici niewchłanialnej monofilamentowej .
  3. Procedura pooperacyjna
    1. Zamocować cewnik żylny podskórnie za pomocą szwu (jedwab, 3-0) i przeprowadzić go tunelem na grzbiet świni, aby zapobiec niepożądanym manipulacjom. Po ułożeniu świni w pozycji brzusznej, mocno przyszyć cewnik do skóry (jedwab, 3-0).
    2. Odłączyć świnię od respiratora i pozwolić jej dojść do siebie w pomieszczeniu chlewni po ekstubacji. Podać dożylnie mleczan Ringera w celu wyrównania objętości płynów oraz podać 0,3 mg buprenorfiny w celu przeciwbólowego. Nie pozostawiać zwierzęcia bez nadzoru, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję sternalną.

3. Transplantacja przeszczepu nerki

  1. Procedura przedoperacyjna
    1. Zanarkizować świnię za pomocą dożylnego wstrzyknięcia propofolu (1-2 mg/kg masy ciała), a następnie zastosować ciągły wlew propofolu z prędkością 50-100 mg/godz. Ponownie zaintubować świnię zgodnie z opisem w krokach 2.1.3 i 2.1.4 oraz ustawić stężenie izofluranu na 3-4%.
    2. Podać dożylnie 1 g cefazoliny i 20 mg pantoprazolu. Podczas operacji stosować ten sam protokół anestezji, który opisano w punkcie 2.1.4.
    3. Po sterylnej dezynfekcji wykonać nacięcie o długości 4 cm obok tchawicy. Rozdzielić tkanki, aby odsłonić tętnicę szyjną. Założyć kleszczyki Overholta i jedwabną nicią (2-0) związać tętnicę. Zastosować technikę Seldingera w celu wprowadzenia plastikowego cewnika do ciągłego pomiaru ciśnienia tętniczego podczas całej operacji. Alternatywnie można zastosować nieinwazyjne techniki pomiaru ciśnienia tętniczego.
  2. Procedura chirurgiczna
    1. Po sterylnej dezynfekcji ponownie otworzyć jamę brzuszną, przecinając szwy skórne i powięziowe, ponownie wprowadzić retraktor chirurgiczny w celu odsłonięcia jamy brzusznej i przesunąć jelita na lewą stronę, aby uzyskać lepszy dostęp do naczyń podnerkowych.
    2. Przeszczepić zachowany graft nerkowy metodą koniec-bok do podnerkowej żyły głównej i aorty. W tym celu rozdzielić żyłę główną i aortę na odcinku 5-8 cm powyżej rozwidlenia biodrowego, używając pęset i koagulatora. Jeśli to możliwe, nie uszkadzać naczyń limfatycznych; jeśli nie jest to możliwe, zamknąć je szwami z prolenu 5-0.
    3. Po zakończeniu rozdzielania tkanek sprawdzić, czy nie występuje krwawienie i usunąć pozostałe tkanki z naczyń. Upewnić się, że możliwe jest całkowite zaklemowanie żyły głównej i aorty klemą Satinskiego.
    4. Następnie wyciąć przeciwną (lewą) nerkę. W tym celu przesunąć jelita na prawą stronę; rozdzielić moczowód, samą nerkę, żyłę nerkową i tętnicę nerkową od przylegających tkanek. Podwiązać moczowód i naczynia krwionośne, a następnie wyciąć nerkę. Sprawdzić, czy nie występuje krwawienie.
    5. Przesunąć jelita na lewą stronę, aby odsłonić podnerkową aortę i żyłę główną. Wstrzyknąć heparynę (100 IU/kg masy ciała) i odczekać co najmniej 2 min.
    6. Anastomoza żylna:
      1. Użyć klemy Satinskiego do całkowitego zaklemowania żyły głównej i wykonać nacięcie szczelinowe odpowiadające rozmiarowi ujścia żyły nerkowej, używając ostrza nr 11. Do dalszego poszerzenia szczeliny można użyć nożyczek Potta.
      2. Po zawinięciu nerki w tkaninę zawierającą sterylny lód, wyjąć ją z lodu i umieścić w polu operacyjnym. Użyć dwóch dwustronnych szwów z prolenu 6-0 do wykonania szwów w narożniku kranialnym i kaudalnym.
      3. Zbliżyć nerkę, zawiązać górny narożnik i wykonać szew ciągły z prolenu 6-0, zaczynając od ściany tylnej. Po wykonaniu 2/3 szwu, użyć drugiego końca nici do dokończenia szwu od strony przedniej. Po zawiązaniu szwów kranialnych, zawiązać szwy w narożniku kaudalnym.
      4. Założyć klemę typu bulldog na żyłę nerkową i otworzyć klemę Satinskiego. Sprawdzić anastomozę pod kątem krwawienia.
    7. Anastomoza tętnicza:
      1. Ponownie użyć klemy Satinskiego do całkowitego zaklemowania aorty. Użyć ostrza nr 11 do wykonania nacięcia szczelinowego odpowiadającego ujściu tętnicy nerkowej. Użyć okrągłego wycinaka 4,0 mm, aby uzyskać czysty otwór.
      2. Użyć jednego szwu z prolenu 6-0 do wykonania anastomozy tętniczej, zaczynając od strony biorcy. Upewnić się, że w każdym szwie znajduje się śródbłonek tętnicy, aby zapobiec rozwarstwieniu. W międzyczasie rozpocząć ciągły wlew 10 ml norepinefryny (16 mg/250 ml) rozcieńczonej w 500 ml mleczanu Ringera i miareczkować, aby utrzymać ciśnienie skurczowe powyżej 100 mmHg.
      3. Wstrzyknąć werapamil wewnątrztętniczo przed ukończeniem anastomozy tętniczej i podać papawerynę miejscowo na zewnątrz naczynia, aby zapobiec wazospazmowi.
      4. Założyć klemę typu bulldog na tętnicę nerkową i otworzyć klemę Satinskiego. Sprawdzić anastomozy pod kątem krwawienia.
      5. Rozwinąć nerkę z tkaniny i usunąć lód. Najpierw otworzyć żylną klemę typu bulldog, a następnie tętniczą klemę typu bulldog. Po reperfuzji produkcja moczu powinna rozpocząć się natychmiast.
      6. Użyć tkaniny, aby ustabilizować korzystną pozycję przeszczepionego graftu i zapewnić homogeniczną reperfuzję.
    8. Anastomoza moczowodu:
      1. Użyć nożyczek Potta do otwarcia moczowodu graftu i biorcy na długości podłużnej 0,5 cm.
      2. Użyć dwóch szwów z poliestru 6,0, poli(p-dioksanonu) do anastomozy moczowodu bok-bok. Wykonać szew narożny po każdej stronie, następnie zaszyć najpierw ścianę tylną w sposób ciągły, a potem ścianę przednią.
      3. Po sprawdzeniu, czy nie występuje krwawienie, usunąć tkaninę i owinąć część jelita cienkiego wokół nerki, aby utrzymać ją w pozycji. Zamknąć ścianę brzucha dwoma szwami monofil 1. Zamknąć skórę szwem z jedwabiu 3-0 lub szwem monofilamentowym niewchłanialnym .
      4. Utrzymywać ciśnienie skurczowe powyżej 100 mmHg w sposób ciągły poprzez ostrożne miareczkowanie wlewu norepinefryny, aż do momentu ułożenia świni w pozycji brzusznej.
  3. Procedura pooperacyjna
    1. Po zamknięciu jamy brzusznej, jak wspomniano powyżej, utrzymywać ciepłotę ciała świni za pomocą podkładki grzewczej i koca z cyrkulacją ciepła. Usunąć linię tętniczą, zamknąć otwór punkcyjny w tętnicy szwem z prolenu 6-0 i zamknąć miejsce nacięcia.
    2. Ułożyć świnię w pozycji brzusznej, zatrzymać wlew norepinefryny i odłączyć świnię od respiratora. Pozostawić świnię do rekonwalescencji w jej boksie i ściśle ją monitorować, aby zapewnić sprawne dojście do siebie po zabiegu. Pobierać próbki gazometrii krwi co godzinę za pomocą wszczepionego cewnika żylnego. Podać mleczan Ringera w celu uzupełnienia objętości i podać 0,3 mg buprenorfiny w celu analgezji.
    3. Po ekstubacji ściśle monitorować świnię, aż będzie w stanie pić samodzielnie. Nie pozostawiać zwierzęcia bez nadzoru, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję sternalną. Nie oddawać zwierzęcia po operacji do towarzystwa innych zwierząt do czasu pełnego wyzdrowienia.

4. Obserwacja pooperacyjna

  1. Podawaj 0,3 mg buprenorfiny i.v. co 8 hr przez co najmniej 2 dni po operacji lub dłużej w razie potrzeby. Podawaj rutynowo pojedynczą dawkę profilaktyczną antybiotyku podczas operacji. W przypadku wystąpienia objawów infekcji podawaj cefazolinę 1 g i.v. dwa razy dziennie oraz metronidazol i.v. raz dziennie aż do uzyskania poprawy klinicznej. Podawaj mleczan Ringera, dopóki świnia nie zacznie pić wystarczającej ilości wody. W celu zablokowania cewnika i zapobiegania zakrzepom można zastosować 1 000 IU heparyny.
  2. Pobieraj próbki krwi żylnej przez cewnik żylny oraz próbki moczu w celu oceny stanu klinicznego i funkcji nerek świni.
  3. W celu eutanazji wprowadź świnię w stan znieczulenia za pomocą propofolu i.v. (5-10 ml) i podtrzymaj go izofluranem 5%. Wykonaj intubację świni zgodnie z powyższym opisem. Po relaparotomii i pobraniu próbek tkanki nerkowej wywołaj zatrzymanie akcji serca poprzez dożylny wstrzyknięcie 40 mval KCl.

Wyniki

Poniżej przedstawiono wyniki eksperymentów z autotransplantacją nerek (n = 4). Po początkowym pobraniu przeszczepu świnie doszły do siebie w boksach. W tym czasie przeszczepy nerek były przechowywane w lodzie przez średni czas 7 hr 35 min (± 18 min). Po ponownym wprowadzeniu znieczulenia i powtórnej laparotomii usunięto przeciwległe nerki, a przechowywane na zimno przeszczepy przeszczepiono heterotopowo zgodnie z opisem. Po odstawieniu od respiratora świnie wybudzono z narkozy i obserwowano przez 10 dni (patrz Rycina 1). Próbki krwi pobierano codziennie (1-4 doba po operacji; pod) lub co drugi dzień (6-10 pod) w celu wykonania analizy gazometrycznej krwi; aby ocenić funkcję nerek, określono wartości kreatyniny w surowicy oraz azotu mocznika we krwi (BUN). Dla porównania przedstawiono wyniki jednego allotransplantowanego przeszczepu nerki. W celu immunosupresji świnia ta otrzymywała cyklosporynę 100 mg p.o. oraz kortyzon 250 mg i.v. dwa razy dziennie (b.i.d.). Zastosowano tę samą technikę chirurgiczną, co w protokole autotransplantacji; nie zastosowano czasu niedokrwienia na ciepło.

Wszystkie świnie pozostawały w dobrym stanie klinicznym podczas okresu obserwacji. Wartości kreatyniny w surowicy oraz BUN wykazały najwyższy wzrost w pierwszym dniu po operacji (Crea 2,8 ± 0,7 mg/dl, BUN 25,3 ± 7 mg/dl) i spadały aż do 10. doby po operacji (Crea 1,7 ± 0,4 mg/dl, BUN 10,7 ± 4 mg/dl), zbliżając się do początkowych wartości bazowych. Allotransplantowany przeszczep nerki wykazał wyższe wartości kreatyniny i BUN po początkowo prawidłowym funkcjonowaniu przeszczepu w porównaniu z autoprzeszczepami, co najprawdopodobniej było spowodowane odrzuceniem (Rycina 2 i 3). Równowaga kwasowo-zasadowa (Rycina 4) oraz poziomy elektrolitów (Rycina 5) pozostały stabilne bez konieczności interwencji. Badanie histologiczne wykazało zachowane śródmiąższowo-kanalikowe w autotransplantowanej nerce (Rycina 6) oraz rozlane zapalenie śródmiąższowe, zapalenie kanalików i kłębuszków w allotransplantowanej nerce (Rycina 7).

figure-results-1
Rycina 2. Wartości kreatyniny w surowicy. Wartości kreatyniny w surowicy (średnia i odchylenie standardowe) dla stanu wyjściowego oraz 10 dni po operacji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-2
Rycina 3. Wartości BUN w surowicy. Wartości BUN w surowicy (średnia i odchylenie standardowe) w punkcie wyjściowym oraz 10 dni po operacji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-3
Rycina 4. Homeostaza kwasowo-zasadowa. Homeostaza kwasowo-zasadowa (średnia i odchylenie standardowe) w punkcie wyjściowym oraz 10 dni po operacji. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-4
Rycina 5. Poziomy elektrolitów. Poziomy elektrolitów (średnia i odchylenie standardowe) w punkcie wyjściowym oraz 10 dni po operacji. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-5
Rysunek 6. Histologia (H&E), powiększenie 100X. Normalna tkanka śródmiąższowa i kanalikowa w autotransplantowanej nerce 10 dni po operacji. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-6
Rycina 7. Histologia (H&E), powiększenie 100X. Rozległy stan zapalny śródmiąższowy, zapalenie kanalików nerkowych oraz kłębuszków, zgodny z odrzuceniem przeszczepu, w alloprzeszczepionej nerce 10 dni po operacji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Model przeszczepiania nerki u świń stanowi wyjątkową okazję do dalszego rozwoju w dziedzinie transplantacji ludzi ze względu na podobieństwa w aspektach chirurgicznych, fizjologii, biochemii i immunologii 14.

W zależności od celu badania eksperymentalnego, model autotransplantacji nerki ma kilka zalet w porównaniu z modelem allotransplantacji. Chociaż kilka grup zgłasza dobrą czynność przeszczepu nerki po allotransplantacji 28, immunosupresja u świń jest trudna, zwłaszcza w przypadku przeszczepu nerki. Przedoperacyjne analizy próbek krwi w celu zapewnienia zgodności z antygenem leukocytarnym świń (SLA) są wykonalne, ale kosztowne i niepraktyczne 14. Po operacji proponowane leki immunosupresyjne, takie jak takrolimus i cyklosporyna (inhibitory kalcyneuryny, CNI), podaje się doustnie lub dożylnie 28. Podawanie doustne jest niepraktyczne, ponieważ świnie zwykle odmawiają połykania leków doustnych. Ponadto niedrożność jelit może uniemożliwiać wystarczające wchłanianie leków immunosupresyjnych i utrzymanie ich poziomu terapeutycznego. Ciągła infuzja dożylna CNI u zwierząt aktywnych fizycznie jest wymagająca technicznie. Podanie dożylnie w bolusie prowadzi do wysokich wartości szczytowych, które powodują toksyczność. Tak więc, w celu zbadania nowych technik konserwacji, model autotransplantacji nerki ma kilka zalet. W reprezentatywnych wynikach alloprzeszczepionego przeszczepu nerki wykazanych powyżej, opóźniony i zwiększony szczyt kreatyniny i BUN wskazuje na odrzucenie, co wykazano w ocenie histologicznej.

Model autotransplantacji świń był wcześniej wykorzystywany do badania nowych technik konserwacji 14,18,29. Jednak podane pooperacyjne wartości kreatyniny i BUN w surowicy świń poddanych autotransplantacji w scenariuszu bicia serca różnią się znacznie w zależności od systemu eksperymentalnego 22,30. Przedstawiony przez nas protokół dawcy dotyczący bicia serca skutkuje niskim pooperacyjnym szczytem kreatyniny w surowicy wynoszącym 2,8 mg/dl (± 0,7) i szczytem BUN wynoszącym 25,3 mg/dl (± 7,4). Wyniki te są porównywalne z niskimi wartościami szczytowymi przedstawionymi przez Hanto i współpracowników 28 oraz Snoeijsa i współpracowników 31.

Aby zapewnić pomyślny wynik po przeszczepieniu nerki w modelu autotransplantacji świń, zidentyfikowaliśmy kilka kluczowych czynników technicznych, które minimalizują częstość występowania niektórych powikłań. Stosowanie roztworu histydyny-tryptofanu-ketoglutaranu (HTK) zmniejsza ryzyko skurczu naczyń krwionośnych ze względu na niższą zawartość potasu w porównaniu z roztworem University of Wisconsin (UW). Aby jeszcze bardziej zmniejszyć ryzyko skurczu naczyń krwionośnych w momencie reperfuzji, werapamil można wstrzyknąć do tętnicy nerkowej, a papawerynę można podawać miejscowo podczas pobierania i po reperfuzji. Ponadto ciągła kroplówka noradrenaliny miareczkowana w celu utrzymania skurczowego ciśnienia krwi powyżej 100 mmHg zapewnia jednorodną reperfuzję. Przydatne jest utrzymanie tego ciśnienia krwi przynajmniej do momentu, gdy świnia zostanie ułożona na brzuchu. Ponadto umiejscowienie przeszczepionego przeszczepu jest ważne, aby zapobiec załamaniu się nowo zespolonych naczyń krwionośnych. Dlatego pomocne jest wycięcie przeciwległej lewej nerki przed zszyciem zespoleń przeszczepu, aby uniknąć rozległych manipulacji mechanicznych. Po zakończeniu zespolenia moczowodowego, owinięcie jelita cienkiego wokół przeszczepionego przeszczepu zabezpiecza jego położenie po zamknięciu ściany jamy brzusznej. Powikłania, takie jak niedrożność jelit spowodowana załamaniem jelita, są rzadko obserwowane, ale mogą prowadzić do poważnych powikłań, w tym niedrożności jelit, perforacji jelit i śmierci. Ogólnie rzecz biorąc, dokładna technika chirurgiczna, uważne znieczulenie i ścisłe monitorowanie podczas obserwacji zapewniają dobre wyniki kliniczne i funkcję przeszczepu.

Zespolenia tętnicze i żylne mogą być wykonywane różnymi technikami. Ortotopowe umieszczenie przeszczepu umożliwia zespolenie tętnicy nerkowej i żyły nerkowej od końca do końca. W przypadku przeszczepu heterotopowego przeszczep można umieścić w przeciwległym dole nerkowym w przypadku zespoleń typu end-to-end, na naczyniach biodrowych lub bezpośrednio w aorcie dystalnej. W tym modelu preferowany jest przeszczep heterotopowy z zespoleniami z aortą i główną bezpośrednio w technice end-to-side, ponieważ może zmniejszyć ryzyko zakrzepicy i skurczu naczyń 32. Różnice anatomiczne z bardzo wczesnymi rozwidleniami żylnymi mogą prowadzić do konieczności wykonania dwóch oddzielnych zespoleń żylnych. Jeśli tętnica lub żyła są stosunkowo krótkie, przeszczep można obrócić o 180°, aby uzyskać długość naczyń. Zespolenie boczny-boczny moczowodu może osiągnąć dobre wyniki eksperymentalne bez komplikowania zwężeń lub nietrzymania moczu.

Ogólnie rzecz biorąc, model przeszczepu nerki u świń ma zalety w porównaniu z innymi modelami zwierzęcymi. Jak opisano powyżej, istnieją pewne podobieństwa między środowiskiem świńskim a ludzkim, co pozwala na stosunkowo szybkie zastosowanie nowych technik w praktyce klinicznej. Technika przeszczepu jest technicznie łatwiejsza w porównaniu z modelami gryzoni. Ponadto, dzięki umieszczeniu cewników żylnych, próbki krwi obwodowej mogą być łatwo pobierane i przetwarzane w celu dalszych badań. Pobranie moczu pozwala na dalszą ocenę uszkodzenia i funkcji nerek. W celu pobrania próbek moczu można wprowadzić cewnik przezskórny do pęcherza moczowego. Aby uniknąć manipulacji ze strony świni, dystalny koniec powinien być tunelowany podskórnie do grzbietu zwierzęcia. Inną opcją zbierania moczu jest zastosowanie klatek metabolicznych, które pozwalają na wydłużenie okresów zbierania w celu oszacowania klirensu kreatyniny i stężenia dodatkowych biomarkerów w moczu. Możliwe są badania ultrasonograficzne, tomografia komputerowa i obrazy MRI. Dawstwo po protokołach śmierci krążeniowej można naśladować, stosując ciepłe niedokrwienie przed pobraniem. Co więcej, świnie są stosunkowo łatwe w obsłudze, jeśli są kastrowane, aby ograniczyć ich agresywne zachowanie.

Wady obejmują wysokie koszty zakupu zwierząt, utrzymania, sprzętu chirurgicznego i innego sprzętu medycznego oraz siły roboczej. Czynniki te powodują, że nie jest możliwe włączenie dużej liczby zwierząt do każdej badanej grupy. Ponadto, w porównaniu z modelami gryzoni, w literaturze dostępna jest ograniczona liczba odniesień do normatywnych danych biologicznych dotyczących świń. Jako alternatywę dla oceny nowo opracowanych technik, takich jak nowatorskie metody konserwacji, inne grupy opisały normotermiczną reperfuzję ex vivo jako alternatywę dla przeszczepu nerki 33,34. Ta technika jest łatwiejsza do wykonania i tańsza. Jednak standaryzowany przeszczep nerki zapewnia model bardziej zbliżony do praktyki klinicznej i pozwala na dłuższe okresy obserwacji. Dlatego służy do bardziej realistycznej oceny przeszczepu.

Podsumowując, świński model heterotopowego autotransplantacji nerek stanowi ważny klinicznie scenariusz do zbadania innowacyjnych, nowatorskich podejść do poprawy wyników przeszczepów nerek. W szczególności protokół ten zawiera ważne szczegóły techniczne, które ułatwią pomyślne opracowanie modelu autotransplantacji nerki i umożliwią szybkie przełożenie nowych wyników na badania kliniczne.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Grupie Sorin (Mediolan, Włochy), XVIVO Perfusion Inc. (Göteborg, Szwecja) i Braun AG (Melsungen, Niemcy) za ich wsparcie. Bardzo doceniamy wsparcie Fundacji Johna Davida i Signy Eaton.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sprzęt anestezjologiczny< / strong>
Maszyna anestezjologiczna, OptimaxModuflex Sprzęt anestezjologicznySN5180
Pompa infuzyjna 3,000SIMS Graseby LTD.
Linia pomp infuzyjnychSmith Medical ASD Inc.21-0442-25
Cewnik stały dożylny (9,5 fr)Cook Medical CompanyG01865
Para izofluranu 19.1Draeger Medical Canada Inc.Nie dotyczy
Mallinckrodt, rurka tchawicza, 6,5 mmCovidien Canada86449
Podkładka do terapii temperaturowejRespirator Gaymar Industries IncTP26E
medycznyAV 800DRE 40800AVV
Ciepły dotyk, system ogrzewania pacjentaNellcor/ Covidien Canada5015300A
NazwaFirma<strong>Numer katalogowyKomentarze
Sprzęt chirurgiczny
Retraktor brzuchaMedite GmbH07-0001-00
Dziurkacz do żył 4,0 mm, okrągłyScanlan International Inc.1001-602
De Bakey, Atraumatyczne urządzenie peryferyjne, ClampAesculap Inc.FB463R
De Bakey-Beck, Atraumatyczne Vena Cava, ClampAesculap Inc.FB519R
De Bakey, atraumatyczny mini-buldog, StraightAesculap Inc.FB422R
De Bakey, atraumatyczny mini-buldog, CurvedAesculap Inc.FB423R
- De Bakey - Atraumatyczny zacisk koarktacyjny, kątowyAesculap Inc.FB453R
Ostrze preparacyjne #11Feather Safety Razor Co.089165B
Złącze (1/4") z męskim zamkiem luer SorinGroup Inc.AB1452
Zestaw administracyjny wątroby (linia do spłukiwania)CardioMed Supplies Inc17175
Maxon, 1Covidien Kanada606173
Rurka łącząca ssanie Med-RxBenlan Inc.70-8120
Torba na organyCardioMed Supplies Inc2990
Potts – De Martel, NożyczkiAesculap Inc.BC648R
Kaniula tętnicy nerkowej, 1.6 "Sorin Group Inc.VC-11000
Sofsilk, 2-0Covidien CanadaS405
Sofsilk, 3-0Covidien CanadaS404
Satinsky, Zacisk nadwątrobowy CavaAesculap Inc.FB605R
Tyco Healthcare Group LP8888501023
Surgipro II, 6-0Covidien CanadaVP733X
Valleylab, Ołówek kauterycznyCovidien CanadaE2515H
Valleylab, Force TxValleylab Inc.
Valleylab, Elektroda zwrotna pacjentaCovidien CanadaE7507
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Medicine
Siarczan atropiny 15 mg/30 mlRafter 8 Produkty238481
Buprenorfina 0,3 mg/mlRB Pharmaceuticals LDTN/A
Ceftiofur 3 mg/mlPfizer Canada Inc.11103
Cefazolin 1 gPharmaceutical Partners of Canada Inc.
Cytrynian fentanylu 0,25 mg/5 mlSandoz Canada Inc.
Heparyna 10 000 j.m./10 mlSandoz Canada Inc.10750
Roztwór histydyny-tryptofanu i ketoglutaranu (HTK)MethapharmCU001LBG
Izofluran 99,9%, 250 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.
Chlorowodorek ketaminy  5,000 mg/50 mlBimeda-MTC Animal Health Inc.
Dzwonek z mleczanami" s + 5% dekstroza 1 lBaxter CorporationJB1064
Dzwonek z mleczanem" s 1 LBaxter CorporationJB2324
Metronidazol 500 mg/100 mlBaxter Corporation870420
Midazolam 50 mg/10 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.
Noradrenalina 16 mg/250 ml Dekstroza 5%Baxter CorporationN/A Pantoprazol
40 mgSandoz Canada Inc.
Papaweryna 65 mg/2 mlSandoz Canada Inc.9881
Propofol 1,000 mg/100 mlPharmascience Inc.
Sól fizjologiczna 0,9%, 1 LBaxter Corporation60208
Solu-Medrol 500 mgPfizer Canada Inc.
VerapamilSandoz Canada Inc.
Xylocaine Endchaheal 10 mg/50 mlAstraZeneca2003767
SN300050447, sprzęt Końcówka ssąca 21615148022371382240434223192961231622429052306727224437923679632166739

Bibliografia

  1. Wolfe, R. A., Ashby, V. B., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N Engl J Med. 341 (23), 1725-1730 (1999).
  2. Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).
  3. Tonelli, M., Wiebe, N., et al. Systematic review: kidney transplantation compared with dialysis in clinically relevant outcomes. Am J Transplant. 11 (10), 2093-2109 (2011).
  4. Global Observatory on Donation & Transplantation. , Available from: http://www.transplant-observatory.org/Pages/home.aspx (2014).
  5. Matas, A. J., et al. OPTN/SRTR Annual Data Report 2012: Kidney. Am J Transplant. 14, Suppl 1. (2014).
  6. Rahmel, A. Annual Report 2013 - Eurotransplant International Foundation. . , Available from: https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf (2013).
  7. Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
  8. Maggiore, U., Oberbauer, R., et al. Strategies to increase the donor pool and access to kidney transplantation: an international perspective. Nephrol Dial Transplant. 30 (2), 217-222 (2014).
  9. Summers, D. M., Johnson, R. J., Hudson, A., Collett, D., Watson, C. J., Bradley, J. A. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).
  10. Wadei, H. M., Heckman, M. G., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).
  11. Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
  12. Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
  13. Bagetti Filho, H. J. S., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
  14. Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127(2011).
  15. Gallinat, A., Paul, A., et al. Role of oxygenation in hypothermic machine perfusion of kidneys from heart beating donors. Transplantation. 94 (8), 809-813 (2012).
  16. Thuillier, R., Allain, G., et al. Benefits of active oxygenation during hypothermic machine perfusion of kidneys in a preclinical model of deceased after cardiac death donors. J Surg Res. 184 (2), 1174-1181 (2013).
  17. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Yates, P. J., Snoeijs, M. G. J., van Heurn, E. L. W., Nicholson, M. L. A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. J Surg Res. 171 (1), 283-290 (2011).
  18. Delpech, P. O., Thuillier, R., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. Br J Surg. 101 (13), 1739-1750 (2014).
  19. Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).
  20. Golriz, M., Hafezi, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clin Transplant. 27, Suppl 25. 6-15 (2013).
  21. He, B., Musk, G. C., Mou, L., Waneck, G. L., Delriviere, L. Laparoscopic surgery for kidney orthotopic transplant in the pig model. JSLS. 17 (1), 126-131 (2013).
  22. Faure, A., Maurin, C., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplant Proc. 45 (2), 672-676 (2013).
  23. Hosgood, S. A., Yates, P. J., Nicholson, M. L. 1400W reduces ischemia reperfusion injury in an ex-vivo porcine model of the donation after circulatory death kidney donor. World J Transplant. 4 (4), 299-305 (2014).
  24. Ghanekar, A., Mendicino, M., et al. Endothelial induction of fgl2 contributes to thrombosis during acute vascular xenograft rejection. J Immunol. 172 (9), 5693-5701 (2004).
  25. Ghanekar, A., Lajoie, G., et al. Improvement in rejection of human decay accelerating factor transgenic pig-to-primate renal xenografts with administration of rabbit antithymocyte serum. Transplantation. 74 (1), 28-35 (2002).
  26. Cowan, P. J., Cooper, D. K. C., d'Apice, A. J. F. Kidney xenotransplantation. Kidney Int. 85 (2), 265-275 (2014).
  27. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiol. 39 (5), 368-376 (1953).
  28. Hanto, D. W., Maki, T., et al. Intraoperative administration of inhaled carbon monoxide reduces delayed graft function in kidney allografts in Swine. Am J Transplant. 10 (11), 2421-2430 (2010).
  29. Maathuis, M. -H. J., Manekeller, S., et al. Improved kidney graft function after preservation using a novel hypothermic machine perfusion device. Ann Surg. 246 (6), 982-991 (2007).
  30. Gallinat, A., Paul, A., et al. Hypothermic reconditioning of porcine kidney grafts by short-term preimplantation machine perfusion. Transplantation. 93 (8), 787-793 (2012).
  31. Snoeijs, M. G., Matthijsen, R. A., et al. Autologous transplantation of ischemically injured kidneys in pigs. J Surg Res. 171 (2), 844-850 (2011).
  32. Golriz, M., Fonouni, H., Nickkholgh, A., Hafezi, M., Garoussi, C., Mehrabi, A. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).
  33. Hosgood, S. A., Bagul, A., Yang, B., Nicholson, M. L. The relative effects of warm and cold ischemic injury in an experimental model of nonheartbeating donor kidneys. Transplantation. 85 (1), 88-92 (2008).
  34. Hoyer, D. P., Gallinat, A., et al. Influence of oxygen concentration during hypothermic machine perfusion on porcine kidneys from donation after circulatory death. Transplantation. 98 (9), 944-950 (2014).

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Funkcja przeszczepu nerkiprotokół chirurgicznyanastomoza naczyniowaanastomoza moczowodowakonserwacja nerekroztwór HTKwlew norepinefrynynefrektomia kontralateralna
Heterotopowy autotransplantacja nerki w modelu świni: protokół krok po kroku
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.