Tutaj prezentujemy protokół oceny funkcji krążeniowo-oddechowej u obudzonych świń, w spoczynku i podczas stopniowanych ćwiczeń na bieżni. Przewlekła aparatura pozwala na wielokrotne pomiary hemodynamiczne bez wpływu kardiodepresyjnych środków znieczulających.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Chirurgiczne umieszczanie cewników do długotrwałych testów wysiłkowych układu sercowo-naczyniowego u świń
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną chronicznego instruowania świń oraz procedurę ćwiczenia świń na bieżni napędzanej silnikiem. Wczesna dysfunkcja krążeniowo-oddechowa jest trudna do zdiagnozowania, szczególnie w modelach zwierzęcych, ponieważ czynność krążeniowo-oddechowa jest często mierzona inwazyjnie, co wymaga znieczulenia. Ponieważ wiele środków znieczulających ma działanie kardiodegpresyjne, subtelne zmiany w funkcjonowaniu układu sercowo-naczyniowego mogą być zamaskowane. W przeciwieństwie do tego, przewlekłe oprzyrządowanie pozwala na pomiar funkcji krążeniowo-oddechowej w stanie czuwania, dzięki czemu pomiary można uzyskać w warunkach spokojnego spoczynku, bez skutków znieczulenia i ostrego urazu chirurgicznego. Ponadto, gdy zwierzęta są odpowiednio wyszkolone, pomiary można również uzyskać podczas stopniowanych ćwiczeń na bieżni.
Sondy przepływu są umieszczane wokół aorty lub tętnicy płucnej do pomiaru rzutu serca oraz wokół lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej do pomiaru przepływu krwi wieńcowej. Cewniki wypełnione płynem są wszczepiane do aorty, tętnicy płucnej, lewego przedsionka, lewej komory i prawej komory w celu pomiaru ciśnienia i pobrania krwi. Ponadto w żyle międzykomorowej przedniej umieszczono cewnik 20 G, aby umożliwić pobranie krwi z żył wieńcowych.
Po tygodniu rekonwalescencji, świnie są umieszczane na bieżni napędzanej silnikiem, cewniki są podłączane do mierników ciśnienia i przepływu, a świnie są poddawane pięcioetapowemu protokołowi ćwiczeń progresywnych, z których każdy etap trwa 3 minuty. Sygnały hemodynamiczne są stale rejestrowane, a próbki krwi są pobierane podczas ostatnich 30 sekund każdego etapu ćwiczeń.
Główną zaletą badania zwierząt z przewlekłym oprzyrządowaniem jest to, że umożliwia to seryjną ocenę funkcji krążeniowo-oddechowych, nie tylko w spoczynku, ale także podczas stresu fizycznego, takiego jak ćwiczenia. Co więcej, czynność układu krążeniowo-oddechowego może być oceniana wielokrotnie podczas rozwoju choroby i podczas przewlekłego leczenia, zwiększając w ten sposób moc statystyczną, a tym samym ograniczając liczbę zwierząt potrzebnych do badania.
Wprowadzenie
Odpowiednie funkcje krążeniowo-oddechowe są niezbędne do zaopatrywania organizmu w tlen i składniki odżywcze, szczególnie podczas warunków zwiększonego zapotrzebowania metabolicznego, takich jak podczas ćwiczeń1. Odpowiedź krążeniowo-oddechowa na wysiłek fizyczny charakteryzuje się szeregiem adaptacji w funkcji serca, tj. wzrostem częstości akcji serca, kurczliwości i objętości wyrzutowej oraz funkcją mikrokrążenia, tj. rozszerzeniem naczyń krwionośnych w łożyskach naczyniowych zaopatrujących mięśnie ćwiczące, a także w naczyniach płucnych oraz zwężeniem naczyń krwionośnych w łożyskach naczyniowych zaopatrujących układ pokarmowy, a także nieaktywne mięśnie1. Upośledzona wydolność wysiłkowa jest wczesną cechą charakterystyczną dysfunkcji krążeniowo-oddechowej, a testy wysiłkowe krążeniowo-oddechowe są stosowane jako skuteczna metoda określania dysfunkcji serca, dysfunkcji naczyń i/lub dysfunkcji płuc u pacjentów z upośledzoną wydolnością wysiłkową2. Wczesna dysfunkcja krążeniowo-oddechowa jest trudna do zdiagnozowania, szczególnie w modelach zwierzęcych, ponieważ czynność krążeniowo-oddechowa jest często mierzona inwazyjnie, wymagając znieczulenia, przy użyciu wielu środków znieczulających o właściwościach sercowo-depresyjnych3.
Przewlekłe oprzyrządowanie pozwala na pomiar funkcji krążeniowo-oddechowej w stanie czuwania, a gdy zwierzęta są w pełni przystosowane do warunków laboratoryjnych, pomiary można uzyskać w warunkach spokojnego spoczynku, bez efektów znieczulenia i ostrego urazu chirurgicznego. Ponadto, gdy zwierzęta są odpowiednio wyszkolone, pomiary można również uzyskać podczas ćwiczenia na bieżni z oceną4,5. Dokładniej rzecz ujmując, można ocenić czynność lewej i prawej komory i powiązać ją z perfuzją mięśnia sercowego, a także określić regulację napięcia naczynioruchowego w mikrokrążeniu wieńcowym, układowym i płucnym. Zastosowanie cewników wypełnionych płynem umożliwia pomiar ciśnienia, a także pobieranie próbek krwi bez dodatkowego stresu u zwierząt. Kolejną zaletą badania przewlekle oprzyrządowanych zwierząt jest to, że testy wysiłkowe krążeniowo-oddechowe można powtarzać, co pozwala na wykorzystanie zwierzęcia jako jego własnej kontroli, zarówno podczas rozwoju choroby, jak i podczas przewlekłego leczenia, zwiększając w ten sposób moc statystyczną, a tym samym ograniczając liczbę zwierząt wymaganych do badania.
Anatomia krążeniowo-oddechowa świń jest bardzo podobna do ludzkiej i możliwe jest wywołanie różnych form chorób krążeniowo-oddechowych, takich jak cukrzyca 6, zawał mięśnia sercowego 7, nadciśnienie płucne 8,9 i niewydolność serca wywołana stymulacją10,11. Co więcej, wielkość trzody chlewnej pozwala na przewlekłe oprzyrządowanie i wielokrotne pobieranie próbek krwi w ilości wystarczającej nie tylko do analizy gazometrii krwi, ale także do wykonywania pomiarów neurohumoralnych i/lub poszukiwania biomarkerów choroby.
Ten protokół opisuje operację używaną do chronicznego instrumentowania świń, jak również protokół ćwiczeń świń na bieżni napędzanej silnikiem.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami w Erasmus Medical Center w Rotterdamie (NL). Zastosowanie niniejszego protokołu z powodzeniem doprowadziło do instrumentacji świń o masie od 6 do 80 kg.
1. Adaptacja zwierząt do kontaktu z człowiekiem
- Po przybyciu do obiektu trzymać zwierzęta osobno, ale umożliwić im wzajemną interakcję.
- Przyzwyczaić świnie do kontaktu z człowiekiem oraz do transportu z pomieszczeń dla zwierząt do laboratorium eksperymentalnego poprzez kontakt ze zwierzęciem co najmniej raz dziennie przez jeden tydzień.
- Odpowiednio przeszkolić zwierzęta do eksperymentów wysiłkowych na bieżni napędzanej silnikiem, poddając je ćwiczeniom na bieżni minimum trzy razy przed operacją.
- Zwierzęta powinny pozostawać na czczo w nocy przed operacją, aby zapobiec nudnościom, wymiotom, a w konsekwencji potencjalnej aspiracji treści żołądkowej.
2. Przygotowanie do operacji
- Sedacja
- Przygotować lek do sedacji w strzykawce 10 ml. Premedykacja składa się z tiletaminy/zolazepamu (5 mg/kg), ksylazyny (2,25 mg/kg) oraz atropiny (1 mg).
- Wstrzyknąć lek domięśniowo w mięsień czworoboczny za pomocą igły 19 G 1,5'', aby zsedować świnię.
- Odczekać około 10 min i sprawdzić rozluźnienie mięśni oraz utratę przytomności, aby potwierdzić odpowiedni i stabilny poziom sedacji.
- Wprowadzić obwodowy kaniulę bezpieczeństwa 20 G do żyły ucha w celu późniejszego dożylnego podawania anestetyków i/lub płynów.
- Intubacja i wentylacja
- Umieścić zwierzę na stole i/lub wózku w pozycji na plecach.
- Otworzyć pysk zwierzęcia za pomocą rozwieraka jam ustnej.
- W przypadku niewystarczającego rozluźnienia żuchwy lub wystąpienia odruchów połykania, które utrudniają intubację, podać dożylnie tiopental (10 mg/kg) przez kaniulę w żyle ucha. Alternatywnie można zastosować maskę z izofluranem w celu indukcji sedacji.
- Użyć konwencjonalnego laryngoskopu z oświetleniem i łyżką Millera, aby umożliwić bezpośredni wgląd w krtań. W przypadku krtaniowego skurczu zastosować 2% lidokainę na struny głosowe i krtań, aby zmniejszyć skurcz i umożliwić intubację.
- Wprowadzić prowadnicę do rurki endotrachealnej, aby lepiej dopasować rurkę do anatomii górnych dróg oddechowych, a następnie przeprowadzić rurkę przez jamę ustną i między struny głosowe do tchawicy.
- Nadmuchać mankiet balonowy strzykawką 10 ml, aby pomóc w jego stabilizacji, zapobiec ucieczce gazów oddechowych oraz chronić drogi oddechowe przed ewentualną aspiracją treści żołądkowej.
- Podłączyć rurkę do filtra oddechowego (wymiennika ciepła i wilgoci) oraz do respiratora.
- Umieścić zwierzę na prawym boku na stole operacyjnym.
- Aby osiągnąć poziom pO2 wynoszący 10-120 mmHg, wentylować zwierzę mieszanką tlenu i azotu (1:2 v/v), stosując następujące ustawienia respiratora: tryb kontroli ciśnienia: dodatnie ciśnienie końcowowydechowe (PEEP) 4 cmH2O; szczytowe ciśnienie wdechowe 16 - 18 cmH2O; częstotliwość oddychania zależna od wielkości zwierzęcia (dla zwierzęcia o masie 20 kg należy zmniejszać częstotliwość wraz ze wzrostem masy ciała) — powinno to skutkować objętością oddechową ~10 ml/kg; monitorować wentylację za pomocą kapnografii.
- Monitorować temperaturę za pomocą termometru rektalnego i utrzymywać ją w przedziale 37 - 39 ºC, używając lampy grzewczej lub maty grzewczej. Ponadto monitorować częstość akcji serca za pomocą elektrokardiografii.
- Anestezja
- Indukować i podtrzymywać anestezję najlepiej poprzez dodanie 2,0% izofluranu (v/v) do mieszanki gazów wentylacyjnych lub alternatywnie poprzez dożylne podawanie fentanylu (10 μg/kg/h) przez kaniulę w żyle ucha.
- Przed rozpoczęciem operacji sprawdzić odpowiednią głębokość anestezji, testując odruchy bólowe poprzez ucisk palca kończyny tylnej. W razie potrzeby podać dodatkowe środki anestetyczne lub odczekać kilka minut. Regularnie sprawdzać odruchy bólowe w trakcie całej operacji.
- Płyny i antybiotyki
- Podać pierwszą dawkę amoksycyliny (25 mg/kg) dożylnie przez kaniulę w żyle ucha.
- Podłączyć system przetaczania do kaniuli w żyle ucha, aby umożliwić powolną infuzję 10% glukozy (50 ml) podczas operacji.
- Sterylizacja pola operacyjnego
- Ogolić i oczyścić skórę zwierzęcia na obszarze o szerokości około 25 cm od kręgosłupa aż do lewej pachy.
- Szorować nawilżoną skórę preparatem myjącym povidone-iodine (75 mg/ml) przez około 5 min.
- Usunąć mydło povidone-iodine ze skóry za pomocą wilgotnych sterylnych gazików przed sterylizacją skóry lotionem povidone-iodine (10 mg/ml).
- Przykryć zwierzę sterylnymi obłożeniami chirurgicznymi, aby ograniczyć przenoszenie bakterii i późniejsze zanieczyszczenie pola operacyjnego.
3. Operacja
- Otwarcie klatki piersiowej (torakotomia)
- Wykonaj nacięcie skóry, zaczynając 1 cm caudalnie od lewego dolnego kąta łopatki, w dół w kierunku lewej pachy (Rysunek 1). Użyj diatermii do koagulacji naczyń krwionośnych w skórze, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu.
- Przetnij mięsień zębaty oraz mięsień piersiowy większy, korzystając z trybu cięcia diatermii. Użyj również diatermii do koagulacji naczyń krwionośnych w warstwie mięśniowej, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu.
- Za pomocą tępej dyssekcji ostrożnie rozdziel mięsień międzyżebrowy w czwartej lewej przestrzeni międzyżebrowej, używając kleszczyków typu mosquito. Powinna zostać odsłonięta powierzchnia żebrowa lewego płuca pokryta opłucną lepkową i ścienną.
- Aby wejść do jamy opłucnej, ostrożnie przebij obie warstwy opłucnej i rozerwij je.
- Użyj rozwieraka klatki piersiowej, aby rozsunąć brzegi rany oraz żebra i siłowo rozsunąć tkanki, co pozwoli na dobrą ekspozycję jamy opłucnej.
- Odsuń lewe płuco w kierunku caudalnym i utrzymaj je w tej pozycji za pomocą mokrej gazy. Serce i główne naczynia powinny być teraz wyraźnie widoczne.
- Wprowadzenie cewników i sond przepływu (Rysunek 1)
- Za pomocą tępej dyssekcji usuń ~2 cm2 otaczającej tkanki łącznej zstępującej aorty piersiowej.
- Wykonaj szew pierścieniowy składający się z trzech ściegów w ścianie aorty, używając niewchłonną plecioną nici jedwabnej USP3-0 (Ø0.2 mm).
- Przebij ścianę naczynia aortalnego igłą stalową 16 G w środku szwu pierścieniowego.
- Wprowadź końcówkę wypełnionego cieczą cewnika (do poziomu pierścienia) do aorty, mocno ściągnij szew pierścieniowy i zawiąż oba końce nici.
- Aby utrzymać cewnik na miejscu, owiń nić 3 razy wokół cewnika powyżej pierścienia i ponownie zawiąż oba końce nici. Dodatkowo zabezpiecz cewnik nowym ściegiem około 1 cm kranialnie od miejsca wprowadzenia.
- Podłącz wypełniony cieczą cewnik do skalibrowanego przetwornika ciśnienia połączonego z komputerem, aby monitorować średnie ciśnienie tętnicze podczas operacji. Pobierz gazowy skład krwi tętniczej, aby zweryfikować lub dostosować ustawienia wentylacji.
- Otwórz osierdzie cięciem krzyżowym. Pamiętaj, aby nie uszkodzić nerwu przeponowego biegnącego po osierdziu.
- Zidentyfikuj tętnicę płucną i delikatnie odsuń ją w kierunku caudalnym za pomocą retraktora Farabeufa. Teraz powinny być widoczne aorta wstępująca i łuk aorty. Monitoruj średnie ciśnienie tętnicze podczas odsuwania tętnicy płucnej.
- Wykonaj niewielkie cięcie (~1 cm) w tkance łącznej między aortą wstępującą a tętnicą płucną za pomocą nożyczek Metzenbauma, aby móc rozsunąć aortę wstępującą lub tętnicę płucną dużym zakrzywionym kleszczykiem mosquito w celu umieszczenia sondy przepływu.
- Obłóż naczynie gumową opaską sondy przepływu. Aby ułatwić ten proces, przeprowadź nić przez jeden koniec gumki, zapętlij ją wokół naczynia i pociągnij, aż gumka otoczy naczynie.
- Zamocuj urządzenie pomiarowe sondy przepływu na gumce. Podłącz sondę do komputera i sprawdź sygnał rzutu serca na komputerze, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie sondy.
- Wprowadź wypełnione cieczą cewniki do tętnicy płucnej, prawej komory, lewej komory i lewego przedsionka w ten sam sposób, jak opisano dla cewnika aortalnego (3.2.2 - 3.2.5). Uwaga: w tych strukturach nie jest konieczne usuwanie tkanki łącznej przed wykonaniem szwu pierścieniowego.
- Odsłoń i wydziel proksymalną część lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej, najpierw podnosząc tkankę pęsetą i wykonując małe cięcie (2 - 3 mm) nożyczkami Metzenbauma, a następnie ostrożnie oddzielając tkankę od tętnicy za pomocą patyczka bawełnianego. Zapewnij całkowitą dyssekcję tętnicy wieńcowej, przesuwając pod nią mały prosty kątowy kleszczyk mosquito.
- Wykonaj ścieg równolegle do przedniej żyły międzykomorowej za pomocą nici połączonej z cewnikiem żylnym tętnic wieńcowych.
- Nakłuj żyłę wieńcową igłą 20 G cewnika żylnego i wprowadź kaniulę cewnika dożylnie.
- Usuń igłę i zabezpiecz cewnik wcześniej wykonanym ściegiem (3.2.14). Dodatkowo zabezpiecz cewnik nowym ściegiem około 1 cm od miejsca pierwotnego nakłucia.
- Umieść sondę przepływu wieńcowego wokół wcześniej wydzielonej lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej. Jeśli tętnica jest zwężona i słabo widoczna, użyj sprayu z lidokainą 10%, aby rozluźnić naczynie i uzyskać lepszą ekspozycję. Sprawdź sygnał przepływu wieńcowego na komputerze, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie sondy (Rysunek 2).
- Tunelowanie
- Przeprowadź sondy przepływu indywidualnie przez trzecią lewą przestrzeń międzyżebrową pod mięśniem i nad żebrem, używając dużego zakrzywionego kleszczyka mosquito.
- Przeprowadź wypełnione cieczą cewniki przez trzecią lub piątą lewą przestrzeń międzyżebrową, przebijając mięsień międzyżebrowy. Zaciśnij wypełnione cieczą cewniki i usuń trójdrożny kurek, aby zminimalizować obszar przebicia i zapobiec wyciekowaniu cieczy podczas tunelowania.
- Zafiksuj sondy przepływu i wypełnione cieczą cewniki niewchłonną plecioną nicią jedwabną USP2-0 (Ø0.3 mm) za pomocą szwu pierścieniowego na mięśniu międzyżebrowym. Szew ten służy również do zapobiegania ucieczce powietrza po przywróceniu ujemnego ciśnienia w klatce piersiowej.
- Wykonaj trzy nacięcia w skórze, około 2 cm na lewo i równolegle do kręgosłupa, o długości około 3 cm, w odstępach 3 cm od siebie.
- Przebij trokar pod lewym mięśniem najszerszym grzbietu od miejsca nacięcia rostralnego do nacięć na grzbiecie. Przesuń sondy przepływu i cewniki do grzbietu wewnątrz tego trokara.
- Załóż kurki na wypełnione cieczą cewniki i zdejmij zaciski. Odciągnij krew, aby usunąć skrzepy i pęcherzyki powietrza, a następnie wypełnij cewniki heparyną 1 0 IU/ml. Cewniki żylne wieńcowe powinny być wypełnione heparyną 5 00 IU/ml.
- Zamknięcie klatki piersiowej
- Wykonaj nacięcie o długości około 1,5 cm, 8 cm caudalnie i równolegle do pierwszego nacięcia.
- Wyprowadź dren z jamy opłucnej przez mięśnie szóstego żebra podskórnie do tego nacięcia, używając dużego zakrzywionego kleszczyka mosquito. Podłącz dren do urządzenia ssącego, aby usunąć pozostałą ciecz i przywrócić ujemne ciśnienie w jamie opłucnej podczas zamykania klatki piersiowej.
- Rozpręż i napompuj płuco podczas końcowej fazy wdechu. Zapewnij odpowiednie wypełnienie płuc poprzez monitorowanie wizualne.
- Zamknij klatkę piersiową, zbliżając żebra czwartej przestrzeni międzyżebrowej w dwóch osobnych miejscach niewchłonnym plecionym poliestrem USP6 (Ø0.8 mm).
- Zamknij mięsień zębaty i mięsień piersiowy większy szwem ciągłym, a skórę szwem podskórnym ciągłym, używając niewchłonnej plecionej nici jedwabnej USP2-0 (Ø0.3 mm).
- Zszyj nacięcia na stronie grzbietowej niewchłonnym plecionym poliestrem USP2-0 (Ø0.3 mm) pomiędzy cewnikami. Najpierw zawiąż węzeł bezpośrednio na skórze, aby zamknąć nacięcie, a następnie przymocuj cewniki do szwu węzłem 1 cm od skóry. W przypadku sond przepływu użyj wchłonnika plecionego polyglactin USP2-0 (Ø0.3 mm), aby zapobiec przecięciu nici w przewodzie sondy (Rysunek 1).
- Ostrożnie usuń dren, wywierając nacisk na stronę kranialną nacięcia, aby utrzymać ujemne ciśnienie w jamie opłucnej. Zamknij nacięcie szwem pierścieniowym, używając niewchłonnego plecionego poliestru USP2-0 (Ø0.3 mm) i uszczelnij ranę wazeliną.
Rycina 1. Przegląd zabiegu chirurgicznego. Panel górny lewy: Sterylny obszar zwierzęcia, który należy ogolić i wysterylizować, znajduje się pomiędzy niebieskimi liniami. Miejsce nacięcia zaznaczono czerwoną przerywaną linią. Panel dolny lewy: Zdjęcie cewników i sond przepływu: cewnik wypełniony płynem (A), sonda przepływu aorty/tętnicy płucnej wraz z gumką recepturką (B), cewnik żylny wieńcowy wraz z igłą 20 G (C) oraz sonda przepływu wieńcowego (D). Panel górny prawy: Schematyczny przegląd rozmieszczenia cewników i sond przepływu. MAP, średnie ciśnienie tętnicze; Cor venous, cewnik żylny wieńcowy; LAP, ciśnienie w lewym przedsionku; LVP, ciśnienie w lewej komorze; RVP, ciśnienie w prawej komorze; PAP, ciśnienie w tętnicy płucnej; CO, rzut serca; CBF, przepływ krwi wieńcowej. Panel dolny prawy: Cewniki tunelowe wychodzące przez plecy, zabezpieczone szwem i węzłem w odległości około 1 cm wzdłuż nici chirurgicznej. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
- Zakończenie znieczulenia i rekonwalescencja po operacji
- Przerwać znieczulenie po zamknięciu wszystkich miejsc nacięć.
- Zapewnić leczenie przeciwbólowe poprzez podanie buprenorfiny (0,015 mg/kg) i.m. w mięsień smukły.
- Wyłączyć wentylację, gdy zwierzę zacznie oddychać samodzielnie, a następnie odłączyć rurkę intubacyjną od respiratora. Regularnie sprawdzać, czy zwierzę oddycha w sposób wystarczający.
- Umieścić gaziki pomiędzy miejscami wyprowadzenia kaniul w celu wchłaniania wysięku z rany.
- Aby chronić zewnętrzne segmenty kaniul, założyć zwierzęciu elastyczną kamizelkę i owinąć kaniule dwoma kawałkami sztucznego futra owczego.
- Wyssać powietrze z balonika rurki intubacyjnej i usunąć rurkę, gdy zwierzę odzyska odruch połykania.
- Zapewnić długoterminowe leczenie przeciwbólowe za pomocą plastra Fentanylu o powolnym uwalnianiu (12 µg/hr dla świni o masie 20 kg; dostosować dawkę do masy ciała). Nakleić plaster na cienką część skóry (np. dolna część brzucha), aby zapewnić odpowiednią podaż leku przeciwbólowego.
- Przechowywać zwierzę w osobnej zagrodzie przez cały okres pooperacyjny. W pierwszym tygodniu po operacji zapewnić lampę grzewczą, aby utrzymać ciepłotę ciała zwierzęcia.
- Podawać odpowiednią ilość płynów i.v., jeśli zwierzę nie pije samodzielnie.
- Codziennie przemywać wypełnione płynami kaniule: najpierw odsysając krew w celu usunięcia skrzepów, następnie napełniając je solą fizjologiczną, a na koniec solą fizjologiczną z heparyną (1 0 - 5 0 IU/ml), aby zapobiec tworzeniu się skrzepów krwi. Należy uważać, aby podczas przemywania kaniul nie wprowadzić pęcherzyków powietrza.
- Podawać amoksycylinę (25 mg/kg) i.v. codziennie przez 6 dni po operacji, aby zapobiec infekcjom pooperacyjnym.
- Pozostawić zwierzę na tydzień rekonwalescencji przed rozpoczęciem eksperymentów na bieżni.
4. Eksperyment na bieżni (Rysunek 2)
- Przepłucz wypełnione cieczą cewniki zgodnie z opisem (3.5.10) i podłącz przepłukane cewniki do przetworników ciśnienia. Zmierz temperaturę rektalną, aby móc uzyskać wartości gazometryczne krwi skorygowane o temperaturę.
- Przepłucz przetworniki ciśnienia solą fizjologiczną, aby zapobiec tłumieniu sygnałów przez pęcherzyki powietrza. Przymocuj przetworniki ciśnienia do elastycznej kamizelki po stronie grzbietowej.
- Podłącz przetworniki ciśnienia i sondy przepływu do wzmacniacza. Rozpocznij pomiary w programie komputerowym i skalibruj przetworniki ciśnienia oraz sondy przepływu, przyjmując 0 mmHg przy otwarciu do powietrza (i zamknięciu do zwierzęcia) oraz 10 mmHg przy użyciu manometru.
- Przekręć trójdrożny kurek w taki sposób, aby cewniki cieczowe miały otwarte połączenie z przetwornikami ciśnienia. Zauważ, że od tego momentu można uzyskać pomiary ciśnienia krwi. Sprawdź kształt i amplitudę sygnałów (Rysunek 2).
- W razie potrzeby podłącz linię przedłużającą do jednego z cewników cieczowych w celu pobrania próbek mieszanej krwi żylnej i tętniczej.
- Zmierz parametry hemodynamiczne, gdy zwierzę leży, a także gdy stoi spokojnie na bieżni. Średnie ciśnienie krwi mierzy się w przedziale czasowym 10 sec.
- Pobierz próbki krwi tętniczej i mieszanej żylnej, odsysając najpierw 5 ml krwi za pomocą strzykawki 10 ml, tak aby można było uzyskać 1 ml czystej krwi przy użyciu heparynowanej strzykawki 1 ml. W przypadku próbek krwi z żył wieńcowych zamiast strzykawki 10 ml stosuje się strzykawkę 2 ml, a odessanie 1 ml jest wystarczające do uzyskania czystej krwi.
- Przechowuj szczelnie zamknięte strzykawki 1 ml w lodzie przed analizą próbek krwi analizatorem gazometrycznym w celu określenia stanu metabolicznego i wentylacyjnego zwierzęcia.
- Poddaj świnie pięcioetapowemu protokołowi wysiłkowemu na bieżni, 3 min na każdą prędkość, 1 - 5 km/hr (~85% maksymalnej częstotliwości akcji serca). Pobierz parametry hemodynamiczne i wyniki gazometrii krwi po 1,5 - 2 min przy każdej prędkości, analogicznie jak w pozycji spoczynkowej.
- Po zakończeniu protokołu wysiłkowego zamknij kurki i sprawdź, czy wystąpił dryft w kalibracji 0 mmHg, i zanotuj tę kalibrację. Zdejmij przetworniki ciśnienia z cewników wypełnionych cieczą i odłącz sondy przepływu.
- Przepłucz wypełnione cieczą cewniki solą fizjologiczną i heparyną (1,0 - 5,0 IU/ml). Zabezpiecz cewniki i sondy przepływu, umieszczając je pod elastyczną kamizelką pomiędzy dwoma kawałkami sztucznego runa owczego. Zwierzę może teraz wrócić do klatki.
Rysunek 2. Eksperyment na bieżni. Panele po lewej: Instrumentowana świnia na bieżni. Cewniki wypełnione płynem są podłączone do przetworników ciśnienia umieszczonych na grzbiecie świni. Panel w prawym górnym rogu: Przegląd całego zestawu eksperymentalnego, obejmujący bieżnię, wzmacniacz i komputer rejestrujący. Panel w prawym dolnym rogu: Typowy przykład zarejestrowanych danych hemodynamicznych. Od góry do dołu: ciśnienie w aorcie (AoP, niebieskie) i ciśnienie w lewej komorze (LVP, czerwone); ciśnienie w lewym przedsionku (LAP, niebieskie) i ciśnienie w lewej komorze (czerwone); ciśnienie w tętnicy płucnej (PAP, niebieskie) i ciśnienie w prawej komorze (RVP, czerwone); przepływ w aorcie/rzut serca (AoF, niebieskie); przepływ krwi w tętnicach wieńcowych (CBF, czerwone). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Wysiłek fizyczny do 5 km/hr doprowadził do dwukrotnego zwiększenia rzutu serca z 4,3 ± 0,3 do 8,5 ± 0,7 L/min, co zostało osiągnięte głównie poprzez wzrost częstotliwości pracy serca ze 137 ± 7 do 256 ± 8 uderzeń na minutę w połączeniu z niewielkim wzrostem objętości wyrzutowej z 32 ± 2 do 36 ± 3 ml (Rycina 3). Wzrost objętości wyrzutowej był wspomagany przez zwiększenie kurczliwości lewej komory, co potwierdza wzrost wartości maksymalnej pierwszej pochodnej ciśnienia w l...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W niniejszym badaniu opisano chirurgię przewlekłego oprzyrządowania świń, a także protokół ćwiczenia oprzyrządowanej świni na bieżni napędzanej silnikiem podczas pomiaru hemodynamiki i pobierania próbek krwi do pomiaru zawartości tlenu w tętniczej, mieszanej i wieńcowej krwi żylnej.
Kluczowe kroki w ramach protokołu
W protokole znajduje się kilka krytycznych etapów, które rozpoczynają się już podczas procedury intubacji. Tiopental (2.1.5) jest lekiem depresyjnym działającym na drogi oddec...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
To badanie było wspierane przez Netherlands Heart Foundation grant 2000T038 (dla D.J. Dunckera), grant 2000T042 (dla D. Merkusa), grant Komisji Europejskiej FP7-Health-2010 MEDIA-261409 (dla D.J. Dunckera i D. Merkusa), Netherlands CardioVascular Research Initiative: Dutch Heart Foundation, Dutch Federation for University Medical Centers, Netherlands Organisation for Health Research and Development oraz Royal Netherlands Academy of Sciences CVON- ARENA CVON 2011-11 (dla D.J. Dunckera), CVON-PHAEDRA CVON2012-08 (dla D. Merkusa) i CVON-RECONNECT CVON 2014-11 (dla D.J. Dunckera i D. Merkusa), Sophia Foundation (dla D. de Wijs-Meijler, D. Merkus i I.K.M. Reiss).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Kranki 3-drogowe | B. Braun | 16496 | |
| Przewody perfuzorowe PVC (bez DEHP) 150 cm/2,6 ml | B. Braun | 8722960 | Używany do cewników wypełnionych płynem |
| " python " rurki silikonowe | Guma BV | 1757 ID 1 mm, OD 2 mm | Używany do cewników wypełnionych płynem |
| Chlorek sodu 0,9% | Baxter | TKF7124 | |
| Glukoza 10% | Baxter | WE0163 | |
| Urządzenie | |||
| Ołówek elektrochirurgiczny Slim-Line z 2 przyciskami | ERBE ELEKTROMEDIZIN GMBH | 20190-066 | |
| Serwowentylator& nbsp; SV900C | Siemens-Elema AB | ||
| Laryngoscoop | Vererinary Technics Int. | 11.02.47 | |
| Sterylne rękawiczki | |||
| wiązana maska chirurgiczna | 3M | 1818FS | |
| czapka chirurgiczna | Klinidrape | 621301 | |
| Pakiet zabiegowy | Molnlycke Health Care | 97027809 | Serweta chirurgiczna, gaziki, strzykawki, zlewki itp |
| Krople | Alcon | 288-28282-01 | |
| Peeling betadynowy 75 mg/ml Jod powidonu | Meda Pharma BV | RVG08939 | |
| Roztwór betadyny 100 mg/ml Jod powidonu | Meda Pharma BV | RVG01331 | |
| Rurka dotchawicza z mankietem | zapory | zależy od wielkości zwierzęcia | |
| Filtr oddechowy Hyrdo therm 3HME | Intersurgical | 1560000 | |
| Laryngoskop Uchwyt+ Ostrze młynarskie rozmiar 4 | Kawe Niemcy | ||
| Resuscytator ręczny - Combibag | Weinmann | 6515-12-313-5596 | |
| Sonda przepływu okołonaczyniowego 3PS | Transonic | Do tętnic wieńcowych; Rozmiar 2,5 - 4 mm w zależności od wielkości zwierzęcia | |
| Sonda przepływu zaufania | Transonic | Do aorty/tętnicy płucnej, 16 - 20 mm; rozmiar zależy od wielkości zwierzęcia | |
| Venflon-Venisystem 20 G x 32 mm | BD | 393224 | Do cewnika do żył wieńcowych |
| igła 18 G | Do cewnika do żył wieńcowych | ||
| Tygon Rurki | gumowe BV | 2802 Średnica wewnętrzna 0,8 mm (1/32' '), średnica zewnętrzna 2,4 mm (3/32' ") | Do cewnika do żyły wieńcowej |
| Uchwyt ssący 17 cm 6 6/8 " Coupland 18/8 martinit z łącznikiem rurowym | KLS Martin Group | 18-575-24 | |
| Ostrze skalple | |||
| Rękojeść skalpela 13,5 cm 5 3/8 " Stal nierdzewna solidna | KLS Martin Group | 10-100-04 | |
| Kleszcze naczyniowe 20,2 cm 8 " De Bakey Stainless Stee | KLS Martin Group | 24-388-20 | ± 14 cm |
| Kleszcze opatrunkowe 17 cm 6 6/8 " Cushing Stal nierdzewna | KLS Martin Group | 12-189-17 | ± 18 cm |
| halsted-musquito prosty 12,5 cm - 5" | Rudolf Medical | RU-3100-13 | ± 12 cm |
| halsted-musquito zakrzywiony 12,5 cm - 5" | Rudolf Medical | RU-3101-12 | ± 12 cm |
| kleszcze preparacyjne i ligaturowe 13 cm 5 1/8 " Gemini ze stali nierdzewnej | KLS Martin Group | 13-451-13 | ± 12 cm |
| Kleszcze preparacyjne i ligaturowe 18,5 cm 7 2/8 " Schnidt Stainless Stalowy | KLS Martin Group | 13-363-18 | |
| Zwijacz żeber Finochietto, Baby Aluminium - | KLS Kleszczyki | 24-162-01 | |
| Mayo-Hegar 3 mm 18 cm - 7" | Rudolf Medical | RU-6050-18 | |
| Metchenbaum zakrzywiony 14,5 cm - 5(3/4)" | Rudolf Medical | RU-1311-14M | |
| Retrector farabeuf 12 cm - 4 (3/4)" | Rudolf Medyczne | RU-4497-12 | |
| Kleszczyki do ręczników schrä del zakrzywione 9cm - 3,5" | Rudolf Medical | RU-3550-09 | |
| nożyczki chirurgiczne 13 cm - 5" | Rudolf Medical | RU-1001-13 | |
| Gazy Cutisoft 10 x 10 cm 4-warstwowe | BSN Medical | 45846-00 | |
| Gazy Cutisoft 5 x 5 cm 4-warstwowe | BSN Medical | 45844-00 | |
| Przepływomierz -CM2 / SF2 - 2gaz (O2 i powietrze) | UNO BV | 180000008 | |
| Tec 7 Vaporizer | Datex-Ohmeda | ||
| Acederm Acederm Acederm | Ecuphar NV | ||
| Vaseline Album | Bufa | 165313 | |
| silkam 3-0 Jedwab naturalny, niewchłanialny | B. Braun | F 1134043 | nici do zakładania cewników |
| silkam 2-0 Jedwab naturalny, niewchłanialny | B. Braun | F 1134051 | nici do przybliżenia mięśniowego |
| dagrofil 3-0 Poliester, niewchłanialny | B. Braun | C 0842478 | szwy do płynowych cewników fille po tunelowaniu |
| Vicryl rapide 3-0, 1 x 45 cm FS2, V2930G | Daxtrio medische producten | 15560 | szwy do cewników elektrycznych po tunelowaniu |
| Vitafil 6 USP | SMI | 6080 | |
| Strzykawki | 10 ml i 2,5 ml | ||
| Heparyna LEO (heparyna sodowa) | LEO Pharma A/S | ||
| Zoletil | Virbac | tiletamine / zolazepam | |
| Sedazine | AST farma | 108855 | xylazine |
| Temgesic | RB Pharmaceuticals | 5429 | buprenorfina |
| Tensogrip | BSN Medical | 71522-00 | elastyczna kamizelka |
Bibliografia
- Laughlin, M. H., et al. Peripheral circulation. Compr Physiol. 2, 321-447 (2012).
- Datta, D., Normandin, E., ZuWallack, R. Cardiopulmonary exercise testing in the assessment of exertional dyspnea. Ann Thorac Med. 10, 77-86 (2015).
- Vatner, S. F., Braunwald, E. Cardiovascular control mechanisms in the conscious state. N Engl J Med. 293, 970-976 (1975).
- Duncker, D. J., Bache, R. J. Regulation of coronary blood flow during exercise. Physiol Rev. 88, 1009-1086 (2008).
- Tune, J. D., Gorman, M. W., Feigl, E. O. Matching coronary blood flow to myocardial oxygen consumption. J Appl Physiol. 97 (1985), 404-415 (2004).
- van den Heuvel, M., et al. Coronary microvascular dysfunction in a porcine model of early atherosclerosis and diabetes. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302, H85-H94 (2012).
- Zhou, Z., et al. Pulmonary vasoconstrictor influence of endothelin in exercising swine depends critically on phosphodiesterase 5 activity. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 306, L442-L452 (2014).
- Pereda, D., et al. Swine model of chronic postcapillary pulmonary hypertension with right ventricular remodeling: long-term characterization by cardiac catheterization, magnetic resonance, and pathology. J Cardiovasc Transl Res. 7, 494-506 (2014).
- Mercier, O., et al. Endothelin A receptor blockade improves regression of flow-induced pulmonary vasculopathy in piglets. J Thorac Cardiovasc Surg. 140, 677-683 (2010).
- Spinale, F. G., et al. Chronic supraventricular tachycardia causes ventricular dysfunction and subendocardial injury in swine. Am J Physiol. 259, H218-H229 (1990).
- Yarbrough, W. M., Spinale, F. G. Large animal models of congestive heart failure: a critical step in translating basic observations into clinical applications. J Nucl Cardiol. 10, 77-86 (2003).
- Duncker, D. J., Stubenitsky, R., Verdouw, P. D. Autonomic control of vasomotion in the porcine coronary circulation during treadmill exercise: evidence for feed-forward beta-adrenergic control. Circ Res. 82, 1312-1322 (1998).
- Stubenitsky, R., Verdouw, P. D., Duncker, D. J. Autonomic control of cardiovascular performance and whole body O2 delivery and utilization in swine during treadmill exercise. Cardiovasc Res. 39, 459-474 (1998).
- Zhou, Z., et al. Phosphodiesterase-5 activity exerts a coronary vasoconstrictor influence in awake swine that is mediated in part via an increase in endothelin production. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 306, H918-H927 (2014).
- Gross, D. R. Animal Models in Cardiovascular Research. , 3, Springer. (2009).
- Merkus, D., Duncker, D. J. Perspectives: Coronary microvascular dysfunction in post-infarct remodelled myocardium. Eur Heart J Suppl. 16, A74-A79 (2014).
- de Beer, V. J., de Graaff, H. J., Hoekstra, M., Duncker, D. J., Merkus, D. Integrated control of pulmonary vascular tone by endothelin and angiotensin II in exercising swine depends on gender. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298, H1976-H1985 (2010).
- Lautt, W. W. Resistance or conductance for expression of arterial vascular tone. Microvasc Res. 37, 230-236 (1989).
- Merkus, D., et al. Phosphodiesterase 5 inhibition-induced coronary vasodilation is reduced after myocardial infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304, H1370-H1381 (2013).
- Heusch, G. The paradox of alpha-adrenergic coronary vasoconstriction revisited. J Mol Cell Card. 51, 16-23 (2011).
- Merkus, D., Houweling, B., van den Meiracker, A. H., Boomsma, F., Duncker, D. J. Contribution of endothelin to coronary vasomotor tone is abolished after myocardial infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288, H871-H880 (2005).
- Haitsma, D. B., et al. Minimal impairment of myocardial blood flow responses to exercise in the remodeled left ventricle early after myocardial infarction, despite significant hemodynamic and neurohumoral alterations. Cardiovasc Res. 52, 417-428 (2001).
- Bender, S. B., van Houwelingen, M. J., Merkus, D., Duncker, D. J., Laughlin, M. H. Quantitative analysis of exercise-induced enhancement of early- and late-systolic retrograde coronary blood flow. J Appl Physiol. 108 (3), 507-514 (2010).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
Tagi
