Chirurgiczne umieszczanie cewników do długotrwałych testów wysiłkowych układu sercowo-naczyniowego u świń

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół oceny funkcji krążeniowo-oddechowej u obudzonych świń, w spoczynku i podczas stopniowanych ćwiczeń na bieżni. Przewlekła aparatura pozwala na wielokrotne pomiary hemodynamiczne bez wpływu kardiodepresyjnych środków znieczulających.

Streszczenie

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną chronicznego instruowania świń oraz procedurę ćwiczenia świń na bieżni napędzanej silnikiem. Wczesna dysfunkcja krążeniowo-oddechowa jest trudna do zdiagnozowania, szczególnie w modelach zwierzęcych, ponieważ czynność krążeniowo-oddechowa jest często mierzona inwazyjnie, co wymaga znieczulenia. Ponieważ wiele środków znieczulających ma działanie kardiodegpresyjne, subtelne zmiany w funkcjonowaniu układu sercowo-naczyniowego mogą być zamaskowane. W przeciwieństwie do tego, przewlekłe oprzyrządowanie pozwala na pomiar funkcji krążeniowo-oddechowej w stanie czuwania, dzięki czemu pomiary można uzyskać w warunkach spokojnego spoczynku, bez skutków znieczulenia i ostrego urazu chirurgicznego. Ponadto, gdy zwierzęta są odpowiednio wyszkolone, pomiary można również uzyskać podczas stopniowanych ćwiczeń na bieżni.

Sondy przepływu są umieszczane wokół aorty lub tętnicy płucnej do pomiaru rzutu serca oraz wokół lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej do pomiaru przepływu krwi wieńcowej. Cewniki wypełnione płynem są wszczepiane do aorty, tętnicy płucnej, lewego przedsionka, lewej komory i prawej komory w celu pomiaru ciśnienia i pobrania krwi. Ponadto w żyle międzykomorowej przedniej umieszczono cewnik 20 G, aby umożliwić pobranie krwi z żył wieńcowych.

Po tygodniu rekonwalescencji, świnie są umieszczane na bieżni napędzanej silnikiem, cewniki są podłączane do mierników ciśnienia i przepływu, a świnie są poddawane pięcioetapowemu protokołowi ćwiczeń progresywnych, z których każdy etap trwa 3 minuty. Sygnały hemodynamiczne są stale rejestrowane, a próbki krwi są pobierane podczas ostatnich 30 sekund każdego etapu ćwiczeń.

Główną zaletą badania zwierząt z przewlekłym oprzyrządowaniem jest to, że umożliwia to seryjną ocenę funkcji krążeniowo-oddechowych, nie tylko w spoczynku, ale także podczas stresu fizycznego, takiego jak ćwiczenia. Co więcej, czynność układu krążeniowo-oddechowego może być oceniana wielokrotnie podczas rozwoju choroby i podczas przewlekłego leczenia, zwiększając w ten sposób moc statystyczną, a tym samym ograniczając liczbę zwierząt potrzebnych do badania.

Wprowadzenie

Odpowiednie funkcje krążeniowo-oddechowe są niezbędne do zaopatrywania organizmu w tlen i składniki odżywcze, szczególnie podczas warunków zwiększonego zapotrzebowania metabolicznego, takich jak podczas ćwiczeń¹. Odpowiedź krążeniowo-oddechowa na wysiłek fizyczny charakteryzuje się szeregiem adaptacji w funkcji serca, tj. wzrostem częstości akcji serca, kurczliwości i objętości wyrzutowej oraz funkcją mikrokrążenia, tj. rozszerzeniem naczyń krwionośnych w łożyskach naczyniowych zaopatrujących mięśnie ćwiczące, a także w naczyniach płucnych oraz zwężeniem naczyń krwionośnych w łożyskach naczyniowych zaopatrujących układ pokarmowy, a także nieaktywne mięśnie¹. Upośledzona wydolność wysiłkowa jest wczesną cechą charakterystyczną dysfunkcji krążeniowo-oddechowej, a testy wysiłkowe krążeniowo-oddechowe są stosowane jako skuteczna metoda określania dysfunkcji serca, dysfunkcji naczyń i/lub dysfunkcji płuc u pacjentów z upośledzoną wydolnością wysiłkową². Wczesna dysfunkcja krążeniowo-oddechowa jest trudna do zdiagnozowania, szczególnie w modelach zwierzęcych, ponieważ czynność krążeniowo-oddechowa jest często mierzona inwazyjnie, wymagając znieczulenia, przy użyciu wielu środków znieczulających o właściwościach sercowo-depresyjnych³.

Przewlekłe oprzyrządowanie pozwala na pomiar funkcji krążeniowo-oddechowej w stanie czuwania, a gdy zwierzęta są w pełni przystosowane do warunków laboratoryjnych, pomiary można uzyskać w warunkach spokojnego spoczynku, bez efektów znieczulenia i ostrego urazu chirurgicznego. Ponadto, gdy zwierzęta są odpowiednio wyszkolone, pomiary można również uzyskać podczas ćwiczenia na bieżni z oceną^4,5. Dokładniej rzecz ujmując, można ocenić czynność lewej i prawej komory i powiązać ją z perfuzją mięśnia sercowego, a także określić regulację napięcia naczynioruchowego w mikrokrążeniu wieńcowym, układowym i płucnym. Zastosowanie cewników wypełnionych płynem umożliwia pomiar ciśnienia, a także pobieranie próbek krwi bez dodatkowego stresu u zwierząt. Kolejną zaletą badania przewlekle oprzyrządowanych zwierząt jest to, że testy wysiłkowe krążeniowo-oddechowe można powtarzać, co pozwala na wykorzystanie zwierzęcia jako jego własnej kontroli, zarówno podczas rozwoju choroby, jak i podczas przewlekłego leczenia, zwiększając w ten sposób moc statystyczną, a tym samym ograniczając liczbę zwierząt wymaganych do badania.

Anatomia krążeniowo-oddechowa świń jest bardzo podobna do ludzkiej i możliwe jest wywołanie różnych form chorób krążeniowo-oddechowych, takich jak cukrzyca ⁶, zawał mięśnia sercowego ⁷, nadciśnienie płucne ^8,9 i niewydolność serca wywołana stymulacją^10,11. Co więcej, wielkość trzody chlewnej pozwala na przewlekłe oprzyrządowanie i wielokrotne pobieranie próbek krwi w ilości wystarczającej nie tylko do analizy gazometrii krwi, ale także do wykonywania pomiarów neurohumoralnych i/lub poszukiwania biomarkerów choroby.

Ten protokół opisuje operację używaną do chronicznego instrumentowania świń, jak również protokół ćwiczeń świń na bieżni napędzanej silnikiem.

Protokół

Zabiegi z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami w Centrum Medycznym Erasmusa w Rotterdamie (NL). Trzoda chlewna o wadze od 6 do 80 kg została z powodzeniem oprzyrządowana przy użyciu tego protokołu.

1. Adaptacja zwierząt do obchodzenia się z człowiekiem

1. Po przybyciu do placówki należy umieścić zwierzęta w izolatce, ale umożliwić im interakcję ze sobą.
2. Przystosować świnie do obchodzenia się ze zwierzętami i transportu z obiektu dla zwierząt do laboratorium doświadczalnego, dotykając ich co najmniej raz dziennie przez jeden tydzień.
3. Trenuj zwierzęta odpowiednio do eksperymentów ruchowych na bieżni napędzanej silnikiem, ćwicząc je na bieżni co najmniej trzy razy przed operacją.
4. Zwierzęta powinny być na czczo O/N przed zabiegiem chirurgicznym, aby zapobiec nudnościom, wymiotom, a tym samym potencjalnemu zachłyśnięciu płynów żołądkowych.

2. Przygotowanie do operacji

1. sedacja
   1. Przygotować lek na sedację w strzykawce o pojemności 10 ml. Premedykacja składa się z tiletaminy/zolazepamu (5 mg/kg), ksylazyny (2,25 mg/kg) i atropiny (1 mg).
   2. Wstrzyknąć lek domięśniowo w mięsień czworoboczny za pomocą igły 19 G 1,5 cala, aby uspokoić świnię.
   3. Odczekaj około 10 minut i sprawdź, czy mięśnie są rozluźnione i nieprzytomne, aby potwierdzić odpowiedni i stabilny poziom sedacji.
   4. Umieścić bezpieczny cewnik obwodowy o sile 20 G w żyle usznej w celu późniejszego dożylnego podania znieczulenia i/lub płynów.
2. Intubacja i wentylacja
   1. Umieść zwierzę na stole i/lub wózku w pozycji leżącej.
   2. Otwórz pysk zwierzęcia za pomocą rozsiewacza doustnego.
   3. W przypadku niedostatecznego rozluźnienia szczęk lub obecności odruchów połykania, które utrudniają intubację, należy podać dożylnie tiopental (10 mg/kg) przez cewnik do żył usznych. Alternatywnie, świnia może być zamaskowana izofluranem w celu wywołania sedacji.
   4. Użyj konwencjonalnego laryngoskopu ze światłem i ostrzem Millera, aby laryngoskopista mógł bezpośrednio zobaczyć krtań. Jeśli występuje skurcz krtani, nałóż 2% lidokainy na sznury i krtań, aby zmniejszyć skurcz i umożliwić intubację.
   5. Włóż rurkę intubacyjną do rurki dotchawiczej, aby rurka lepiej dopasowała się do anatomii górnych dróg oddechowych i przeprowadź rurkę przez usta i między strunami głosowymi do tchawicy.
   6. Napompuj mankiet balonu za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml, aby zabezpieczyć go na miejscu, zapobiec wyciekowi gazów oddechowych i chronić drogi oddechowe przed możliwym zachłyśnięciem płynu żołądkowego.
   7. Podłączyć rurkę do filtra oddechowego (wymiennika ciepła i wilgoci) oraz do wentylatora mechanicznego.
   8. Połóż zwierzę na prawym boku na stole operacyjnym.
   9. Aby osiągnąć poziom pO2 100-120 mmHg, należy przewietrzyć zwierzę mieszaniną tlenu i azotu (1:2 v/v), stosując następujące ustawienia wentylatora: Tryb regulacji ciśnienia: dodatnie ciśnienie końcowo-wydechowe (PEEP) 4 cmH₂O; szczytowe ciśnienie wdechowe 16 - 18 cmH₂O; częstotliwość oddychania zależna od wielkości zwierzęcia (dla zwierzęcia o wadze 20 kg, Zmniejszaj częstość wraz ze wzrostem masy ciała) powinno to skutkować objętością oddechową ~10 ml/kg, Monitoruj wentylację za pomocą kapnografii.
   10. Monitoruj temperaturę za pomocą termometru doodbytniczego i utrzymuj temperaturę w zakresie 37 - 39 ºC za pomocą lampy grzewczej lub maty grzewczej. Ponadto monitoruj tętno za pomocą elektrokardiografii.
3. znieczulenie
   1. Znieczulenie należy wywołać i utrzymać najkorzystniej, najlepiej dodając 2,0% izofluranu (v/v) do mieszaniny gazów wentylacyjnych lub alternatywnie podając dożylnie fentanyl (10 μg/kg/h) przez cewnik do żył usznych.
   2. Sprawdź odpowiednią głębokość znieczulenia, testując odruchy bólowe za pomocą uszczypnięcia palca tylnej nogi przed rozpoczęciem operacji. W razie potrzeby dodaj dodatkowe znieczulenie lub odczekaj kilka minut. Regularnie sprawdzaj odruchy bólowe przez cały czas trwania zabiegu.
4. Płyny i antybiotyki
   1. Pierwszą dawkę amoksycyliny (25 mg/kg) należy podać dożylnie przez cewnik do żył usznych.
   2. Podłącz system transfuzji do cewnika do żył usznych, aby umożliwić powolny wlew glukozy 10% (500 ml) podczas operacji.
5. Sterylizacja miejsca operowanego
   1. Ogolić i oczyścić skórę zwierzęcia na obszarze o szerokości około 25 cm, od kręgosłupa aż do lewej pachy.
   2. Peeling nawilżonej skóry peelingiem powidonowo-jodowym (75 mg/ml) przez około 5 minut.
   3. Usunąć mydło powidonowo-jodowe ze skóry za pomocą mokrych, sterylnych gaz, a następnie wysterylizować skórę balsamem powidonowo-jodowym (100 mg/ml).
   4. Przykryj zwierzę sterylnymi obłożeniami chirurgicznymi, aby ograniczyć przenoszenie bakterii i późniejsze zanieczyszczenie miejsca operowanego.

3. Chirurgia

1. Otwieranie klatki piersiowej (torakotomia)
   1. Wykonaj nacięcie w skórze, zaczynając 1 cm ogonowo do lewego dolnego kąta łopatki w dół do lewej pachy (ryc. 1). Użyj diatermii do kauteryzacji naczyń krwionośnych w skórze, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu.
   2. Przeciąć mięsień zębaty i mięsień piersiowy większy, stosując metodę cięcia diatermii. Stosuj również diatermię do kauteryzacji naczyń krwionośnych w warstwie mięśniowej, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu.
   3. Użyj rozwarstwienia, aby ostrożnie podzielić mięsień międzyżebrowy czwartej lewej przestrzeni międzyżebrowej za pomocą zacisku na komary. Teraz należy odsłonić powierzchnię żebrową lewego płuca pokrytą opłucną trzewną i ciemieniową.
   4. Aby dostać się do jamy opłucnej, ostrożnie przebij obie warstwy opłucnej i rozerwij je.
   5. Użyj zwijacza klatki piersiowej, aby oddzielić krawędzie rany i żebra oraz mocno rozsunąć tkanki, aby uzyskać dobrą odsłonięcie jamy opłucnej.
   6. Wypchnij lewe płuco w kierunku ogonowym i utrzymuj je na miejscu za pomocą mokrej gazy. Teraz serce i wielkie naczynia powinny być wyraźnie odsłonięte.
2. Umieszczanie cewników i sond przepływu (ryc. 1)
   1. Użyj sekcji, aby usunąć ~2^cm2 otaczającej tkanki łącznej zstępującej aorty piersiowej.
   2. Wykonać szew sznurkowy torebkowy, składający się z trzech szwów, w ścianie aorty za pomocą niewchłanialnego jedwabnego szwu plecionego USP3-0 (Ø0,2 mm).
   3. Przebić ścianę naczynia aortalnego za pomocą igły ze stali nierdzewnej 16 G w środku szwu ze sznurkiem torebki.
   4. Włóż końcówkę cewnika wypełnionego płynem (aż do pierścienia) do aorty, mocno ściągnij szew ze sznurka i zawiąż dwie struny szwu.
   5. Aby utrzymać cewnik na miejscu, owiń szew 3 razy wokół cewnika nad pierścieniem i ponownie zawiąż dwa sznurki szwu. Następnie zabezpiecz cewnik nowym szwem w odległości około 1 cm od miejsca wprowadzenia.
   6. Podłącz cewnik wypełniony płynem do skalibrowanego przetwornika ciśnienia, który jest podłączony do komputera, aby monitorować średnie ciśnienie tętnicze podczas operacji. Uzyskaj gazometrię krwi tętniczej, aby sprawdzić lub dostosować prawidłowe ustawienia wentylacji.
   7. Otwórz osierdzie ze skrzyżowanym cięciem. Należy pamiętać, aby nerw przeponowy biegnący przez osierdzie pozostał nienaruszony.
   8. Zidentyfikuj tętnicę płucną i pociągnij ją lekko w kierunku ogonowym za pomocą retraktora Farabeufa. Teraz aorta wstępująca i łuk aorty powinny być odsłonięte. Monitoruj średnie ciśnienie tętnicze podczas cofania tętnicy płucnej.
   9. Wykonaj małe nacięcie (~1 cm) w tkance łącznej między aortą wstępującą a tętnicą płucną za pomocą nożyczek Metzenbauma, aby móc wyciąć aortę wstępującą lub tętnicę płucną za pomocą dużego zakrzywionego zacisku na komary w celu umieszczenia sondy przepływu.
   10. Umieść gumową opaskę sondy przepływu wokół naczynia. Aby to ułatwić, umieść szew przez jeden koniec gumki, umieść ten szew wokół naczynia i pociągnij go, aż gumka otoczy naczynie.
   11. Zamocuj urządzenie do pomiaru sondy przepływu na gumce. Podłącz sondę przepływu do komputera i sprawdź sygnał wyjściowy serca na komputerze, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie sondy przepływu.
   12. Cewniki wypełnione płynem należy umieścić w tętnicy płucnej, prawej komorze, lewej komorze i lewym przedsionku w taki sam sposób, jak opisano dla cewnika wypełnionego płynem aortalnym (3.2.2 - 3.2.5). Należy pamiętać, że nie jest konieczne usuwanie tkanki łącznej przed wykonaniem szwu sznurkowego w tych strukturach.
   13. Odsłoń i wypreparuj bliższą część lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej, najpierw podnosząc tkankę kleszczami i wykonując małe (2 - 3 mm) nacięcie nożyczkami Metzenbaum, a następnie ostrożnie odsuwając tkankę od tętnicy wacikiem. Upewnij się, że tętnica wieńcowa jest całkowicie rozcięta, przechodząc pod spodem małego zacisku na komary o prostym kącie.
   14. Wykonaj szew równoległy do przedniej międzykomorowej żyły wieńcowej za pomocą szwu, który jest połączony z cewnikiem do żyły wieńcowej.
   15. Nakłuć żyłę wieńcową igłą 20 G cewnika do żyły wieńcowej i wprowadzić dożylnie kaniulę cewnika.
   16. Wyjąć igłę i zabezpieczyć cewnik już wykonanym szwem (3.2.14). Następnie zabezpiecz cewnik nowym szwem około 1 cm od miejsca pierwszego nakłucia.
   17. Umieść sondę przepływu wieńcowego wokół wcześniej wypreparowanej lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej. Kiedy tętnica jest zwężona i jest ledwo widoczna, użyj lidokainy w sprayu 10%, aby rozluźnić naczynie, aby uzyskać lepszą ekspozycję naczynia. Sprawdź sygnał przepływu wieńcowego na komputerze, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie sondy przepływu (rysunek 2).
3. tunelowanie
   1. Tuneluj sondy przepływu indywidualnie przez trzecią lewą przestrzeń międzyżebrową pod mięśniem i nad żebrem za pomocą dużego zakrzywionego zacisku na komary.
   2. Przeprowadź tunel cewników wypełnionych płynem przez trzecią lub piątą lewą przestrzeń międzyżebrową, przebijając mięsień międzyżebrowy. Zacisnąć cewniki wypełnione płynem i wyjąć trójdrożny kurek, aby zminimalizować obszar przekłucia i zapobiec wyciekowi cewników wypełnionych płynem podczas tunelowania.
   3. Zamocować sondy przepływu i cewniki wypełnione płynem za pomocą niewchłanialnego jedwabiu w oplocie USP2-0 (Ø0,3 mm) za pomocą szwu sznurkowego na mięśniu międzyżebrowym. Szew ten służy również do zapobiegania wyciekom powietrza po przywróceniu ujemnego ciśnienia w klatce piersiowej.
   4. Wykonaj trzy nacięcia w skórze około 2 cm złowrogie i równoległe do kręgosłupa, o długości około 3 cm w odległości 3 cm od siebie.
   5. Przebij trochar pod lewym mięśniem najszerszym grzbietu od miejsca nacięcia rostralnego do nacięć na plecach. Tuneluj sondy przepływu i cewniki płynu do tyłu w tym trocharze.
   6. Umieść kurki na cewnikach wypełnionych płynem i zdejmij zacisk. Pobrać krew w celu usunięcia skrzepów i pęcherzyków powietrza, a następnie napełnić cewniki wypełnione płynem heparyną w ilości 1 000 j.m./ml. Cewniki do żył wieńcowych powinny być wypełnione heparyną w dawce 5 000 j.m./ml.
4. Zamykanie klatki piersiowej
   1. Wykonaj nacięcie o długości około 1,5 cm, 8 cm ogonowe i równoległe do pierwszego nacięcia.
   2. Poprowadź drenaż z jamy opłucnej przez szósty mięsień międzyżebrowy podskórnie do tego nacięcia za pomocą dużego zakrzywionego zacisku na komary. Podłącz drenaż do urządzenia ssącego, aby usunąć pozostały płyn i przywrócić podciśnienie w jamie opłucnej podczas zamykania klatki piersiowej.
   3. Odciąż i napompuj płuca za pomocą uchwytu końcowego wdechu. Zapewnić odpowiednie wypełnienie płuc poprzez monitorowanie wizualne.
   4. Zamknij klatkę piersiową, pociągając żebra czwartej przestrzeni międzyżebrowej razem w dwóch oddzielnych miejscach za pomocą niewchłanialnego plecionego poliestru USP6 (Ø0,8 mm).
   5. Zamknij mięsień zębaty i mięsień piersiowy większy ściegiem biegowym, a skórę biegnącym szwem podskórnym za pomocą niewchłanialnego jedwabiu plecionego USP2-0 (Ø0,3 mm)
   6. Zszyj nacięcia po stronie grzbietowej niewchłanialnym poliestrem w oplocie USP2-0 (Ø0,3 mm) między cewnikami. Najpierw zawiąż węzeł bezpośrednio na skórze, aby zamknąć nacięcie, a następnie przymocuj cewniki do szwu węzłem 1 cm od skóry. W przypadku sond przepływu należy użyć wchłanialnego nici poliglaktynowego w oplocie USP2-0 (Ø0,3 mm), aby zapobiec przecięciu szwu w przewodzie sondy przepływu (rysunek 1).
   7. Ostrożnie wyjmij dren, wywierając nacisk na czaszkową stronę nacięcia, aby utrzymać podciśnienie w jamie opłucnej. Zamknij nacięcie szwem sznurkowym z niewchłanialnego plecionego poliestru USP2-0 (Ø0,3 mm) i uszczelnij ranę wazeliną.

Rysunek 1. Przegląd zabiegu. Lewy górny panel: Sterylny obszar zwierzęcia, który powinien zostać ogolony i wysterylizowany, leży między liniami bleu. Miejsce nacięcia jest przedstawione jako czerwona przerywana linia. Dolny lewy panel: Zdjęcie cewników i sond przepływu: cewnik wypełniony płynem (A), sonda przepływu aorty/płuc wraz z gumką (B), cewnik do żył wieńcowych z igłą 20 G (C) i sonda przepływu wieńcowego (D). Prawy górny panel: Schematyczny przegląd rozmieszczenia cewników i sond przepływowych. MAP, średnie ciśnienie tętnicze; Cewnik żylny, wieńcowy; LAP, ciśnienie w lewym przedsionku; LVP ciśnienie w lewej komorze serca; RVP, ciśnienie w prawej komorze serca; PAP, ciśnienie w tętnicy płucnej; CO, rzut serca; CBF, przepływ krwi wieńcowej. Prawy dolny panel: Tunelizowane cewniki wychodzące z tyłu zabezpieczone szwem i węzłem w odległości około 1 cm wzdłuż szwu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

5. Zakończenie znieczulenia i rekonwalescencja po operacji
   1. Przerwij znieczulenie, gdy wszystkie miejsca nacięcia zostaną zamknięte.
   2. Środek przeciwbólowy należy zastosować poprzez podanie buprenorfiny (0,015 mg/kg) domięśniowo do mięśnia gracilis.
   3. Zatrzymaj wentylację, gdy zwierzę oddycha samodzielnie i odłącz rurkę dotchawiczą od respiratora. Regularnie sprawdzaj, czy zwierzę oddycha wystarczająco.
   4. Umieść gaziki między miejscami eksterioryzacji cewników, aby wchłonąć płyn z rany.
   5. Aby chronić zewnętrzne segmenty cewników, daj zwierzęciu elastyczną kamizelkę i zapakuj cewniki między dwa kawałki sztucznej owczej skóry.
   6. Opróżnij balon rurki dotchawiczej i ekstubuj, gdy zwierzę odzyska odruch połykania.
   7. Zapewnij długotrwałą analgezję za pomocą plastra o spowolnionym uwalnianiu z fentanylem (12 μg/h dla świni o wadze 20 kg; dostosuj siłę w zależności od masy ciała). Umieść plaster na cienkiej części skóry (takiej jak dolna część brzucha), aby zapewnić odpowiednie dostarczenie środka przeciwbólowego.
   8. Zwierzę należy trzymać oddzielnie przez cały okres pooperacyjny. Zapewnij lampę grzewczą przez pierwszy tydzień po operacji, aby utrzymać zwierzę w cieple.
   9. Dostarczyć wystarczającą ilość płynów dożylnie, jeśli zwierzę nie pije samodzielnie.
   10. Codziennie przepłukuj cewniki wypełnione płynem, najpierw pobierając krew w celu usunięcia skrzepów, następnie ponownie napełniając solą fizjologiczną, a na końcu heparynizowaną solą fizjologiczną (1,000 - 5,000 IU / ml), aby zapobiec tworzeniu się skrzepów krwi. Należy uważać, aby podczas płukania cewników nie wlewać żadnych pęcherzyków powietrza.
   11. Amoksycylinę (25 mg/kg) należy podawać dożylnie codziennie przez 6 dni po zabiegu, aby zapobiec zakażeniom pooperacyjnym.
   12. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie przez tydzień przed rozpoczęciem eksperymentów na bieżni.

4. Eksperyment na bieżni (Rysunek 2)

1. Przepłukać cewniki wypełnione płynem zgodnie z opisem (3.5.10) i podłączyć przepłukane cewniki do przetworników ciśnienia. Zmierz temperaturę w odbycie, aby móc uzyskać wartości gazometrii krwi skorygowane o temperaturę.
2. Przepłukać przetworniki ciśnienia solą fizjologiczną, aby zapobiec tłumieniu sygnałów przez pęcherzyki powietrza. Przymocuj przetworniki ciśnienia do elastycznej kamizelki po stronie grzbietowej.
3. Podłącz przetworniki ciśnienia i sondy przepływu do amplifier. Rozpocznij pomiar w programie komputerowym i skalibruj przetworniki ciśnienia i sondy przepływu przy 0 mmHg otwartym na powietrze (i zamkniętym dla zwierzęcia) i 100 mmHg za pomocą manometru.
4. Przełączyć zawór trójdrogowy w taki sposób, aby cewniki płynu miały otwarte połączenie z przetwornikami ciśnienia. Należy pamiętać, że teraz można uzyskać ciśnienie krwi. Sprawdź sygnały pod kątem kształtu i amplitudy (rysunek 2).
5. W razie potrzeby podłącz linię przedłużającą do jednego z cewników płynowych w celu pobrania próbki zmieszanej krwi żylnej i tętniczej.
6. Zmierz hemodynamikę, gdy zwierzę leży, a także stoi cicho na bieżni. Średnie ciśnienie krwi jest mierzone w czasie 10 sekund.
7. Próbki krwi tętniczej i mieszanej krwi żylnej należy pobrać najpierw 5 ml krwi za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml, tak aby można było uzyskać 1 ml czystej krwi za pomocą heparynizowanej strzykawki o pojemności 1 ml. Do pobierania próbek krwi żylnej używa się strzykawki o pojemności 2 ml zamiast strzykawki o pojemności 10 ml, a pobranie 1 ml jest wystarczające do uzyskania czystej krwi.
8. Szczelnie zamknięte strzykawki o pojemności 1 ml należy przechowywać na lodzie przed przetworzeniem próbek krwi za pomocą analizatora parametrów krytycznych krwi w celu określenia stanu metabolicznego i oddechowego zwierzęcia.
9. Poddaj świnię pięcioetapowemu protokołowi ćwiczeń na bieżni, 3 minuty na prędkość, 1 - 5 km/h (~85% maksymalnego tętna). Uzyskać hemodynamikę i gazometrię krwi po 1,5 - 2 minuty na prędkość przy każdej prędkości jak w pozycji spoczynkowej.
10. Po protokole ćwiczenia zamknij kurki i sprawdź, czy w kalibracji 0 mmHg nie wystąpił dryft, zanotuj tę kalibrację. Wyjmij przetworniki ciśnienia z cewników wypełnionych płynem i odłącz sondy przepływu.
11. Przepłukać cewniki wypełnione płynem solą fizjologiczną i heparyną (1 000 - 5 000 j.m./ml). Chroń cewniki i sondy przepływowe, umieszczając je pod elastyczną kamizelką między dwoma kawałkami sztucznej owczej skóry. Zwierzę można teraz wrócić do klatki.

Rysunek 2. Eksperyment na bieżni. Lewe panele: Oprzyrządowane świnie na bieżni. Cewniki wypełnione płynem są połączone z przetwornikami ciśnienia, umieszczonymi na grzbiecie świni. Prawy górny panel: Przegląd całego zestawu eksperymentalnego, w tym bieżni, wzmacniacza i komputera nagrywającego. Prawy dolny panel: Typowy przykład zarejestrowanych danych hemodynamicznych. Od góry do dołu; ciśnienie w aorcie (AoP, niebieskie) i ciśnienie w lewej komorze (LVP, czerwone); ciśnienie w lewej komorze (LAP, kolor niebieski) i ciśnienie w lewej komorze (kolor czerwony); ciśnienie w tętnicy płucnej (PAP, niebieskie) i ciśnienie w prawej komorze (RVP, czerwone); przepływ aortalny/pojemność minutowa serca (AoF, niebieski); przepływ krwi wieńcowej (CBF, czerwony). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Wyniki

Ćwiczenia do 5 km/h spowodowały podwojenie pojemności minutowej serca z 4,3 ± 0,3 do 8,5 ± 0,7 l/min, co zostało osiągnięte głównie dzięki wzrostowi częstości akcji serca ze 137 ± 7 do 256 ± 8 uderzeń na minutę w połączeniu z niewielkim wzrostem objętości wyrzutowej z 32 ± 2 do 36 ± 3 ml (Rysunek 3). Wzrostowi objętości wyrzutowej sprzyjał wzrost kurczliwości lewej komory, o czym świadczy wzrost maksimum pierwszej pochodnej ciśnienia w lewej komorze dP/dtmax wraz ze zwięk...

Dyskusja

W niniejszym badaniu opisano chirurgię przewlekłego oprzyrządowania świń, a także protokół ćwiczenia oprzyrządowanej świni na bieżni napędzanej silnikiem podczas pomiaru hemodynamiki i pobierania próbek krwi do pomiaru zawartości tlenu w tętniczej, mieszanej i wieńcowej krwi żylnej.

Kluczowe kroki w ramach protokołu
W protokole znajduje się kilka krytycznych etapów, które rozpoczynają się już podczas procedury intubacji. Tiopental (2.1.5) jest lekiem depresyjnym działającym na drogi oddec...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Kranki 3-drogowe	B. Braun	16496
Przewody perfuzorowe PVC (bez DEHP) 150 cm/2,6 ml	B. Braun	8722960	Używany do cewników wypełnionych płynem
" python " rurki silikonowe	Guma BV	1757 ID 1 mm, OD 2 mm	Używany do cewników wypełnionych płynem
Chlorek sodu 0,9%	Baxter	TKF7124
Glukoza 10%	Baxter	WE0163
Urządzenie
Ołówek elektrochirurgiczny Slim-Line z 2 przyciskami	ERBE ELEKTROMEDIZIN GMBH	20190-066
Serwowentylator& nbsp; SV900C	Siemens-Elema AB
Laryngoscoop	Vererinary Technics Int.	11.02.47
Sterylne rękawiczki
wiązana maska chirurgiczna	3M	1818FS
czapka chirurgiczna	Klinidrape	621301
Pakiet zabiegowy	Molnlycke Health Care	97027809	Serweta chirurgiczna, gaziki, strzykawki, zlewki itp
Krople	Alcon	288-28282-01
Peeling betadynowy 75 mg/ml Jod powidonu	Meda Pharma BV	RVG08939
Roztwór betadyny 100 mg/ml Jod powidonu	Meda Pharma BV	RVG01331
Rurka dotchawicza z mankietem	zapory		zależy od wielkości zwierzęcia
Filtr oddechowy Hyrdo therm 3HME	Intersurgical	1560000
Laryngoskop Uchwyt+ Ostrze młynarskie rozmiar 4	Kawe Niemcy
Resuscytator ręczny - Combibag	Weinmann	6515-12-313-5596
Sonda przepływu okołonaczyniowego 3PS	Transonic		Do tętnic wieńcowych; Rozmiar 2,5 - 4 mm w zależności od wielkości zwierzęcia
Sonda przepływu zaufania	Transonic		Do aorty/tętnicy płucnej, 16 - 20 mm; rozmiar zależy od wielkości zwierzęcia
Venflon-Venisystem 20 G x 32 mm	BD	393224	Do cewnika do żył wieńcowych
igła 18 G			Do cewnika do żył wieńcowych
Tygon Rurki	gumowe BV	2802 Średnica wewnętrzna 0,8 mm (1/32' '), średnica zewnętrzna 2,4 mm (3/32' ")	Do cewnika do żyły wieńcowej
Uchwyt ssący 17 cm 6 6/8 " Coupland 18/8 martinit z łącznikiem rurowym	KLS Martin Group	18-575-24
Ostrze skalple
Rękojeść skalpela 13,5 cm 5 3/8 " Stal nierdzewna solidna	KLS Martin Group	10-100-04
Kleszcze naczyniowe 20,2 cm 8 " De Bakey Stainless Stee	KLS Martin Group	24-388-20	± 14 cm
Kleszcze opatrunkowe 17 cm 6 6/8 " Cushing Stal nierdzewna	KLS Martin Group	12-189-17	± 18 cm
halsted-musquito prosty 12,5 cm - 5"	Rudolf Medical	RU-3100-13	± 12 cm
halsted-musquito zakrzywiony 12,5 cm - 5"	Rudolf Medical	RU-3101-12	± 12 cm
kleszcze preparacyjne i ligaturowe 13 cm 5 1/8 " Gemini ze stali nierdzewnej	KLS Martin Group	13-451-13	± 12 cm
Kleszcze preparacyjne i ligaturowe 18,5 cm 7 2/8 " Schnidt Stainless Stalowy	KLS Martin Group	13-363-18
Zwijacz żeber Finochietto, Baby Aluminium -	KLS Kleszczyki	24-162-01
Mayo-Hegar 3 mm 18 cm - 7"	Rudolf Medical	RU-6050-18
Metchenbaum zakrzywiony 14,5 cm - 5(3/4)"	Rudolf Medical	RU-1311-14M
Retrector farabeuf 12 cm - 4 (3/4)"	Rudolf Medyczne	RU-4497-12
Kleszczyki do ręczników schrä del zakrzywione 9cm - 3,5"	Rudolf Medical	RU-3550-09
nożyczki chirurgiczne 13 cm - 5"	Rudolf Medical	RU-1001-13
Gazy Cutisoft 10 x 10 cm 4-warstwowe	BSN Medical	45846-00
Gazy Cutisoft 5 x 5 cm 4-warstwowe	BSN Medical	45844-00
Przepływomierz -CM2 / SF2 - 2gaz (O2 i powietrze)	UNO BV	180000008
Tec 7 Vaporizer	Datex-Ohmeda
Acederm Acederm Acederm	Ecuphar NV
Vaseline Album	Bufa	165313
silkam 3-0 Jedwab naturalny, niewchłanialny	B. Braun	F 1134043	nici do zakładania cewników
silkam 2-0 Jedwab naturalny, niewchłanialny	B. Braun	F 1134051	nici do przybliżenia mięśniowego
dagrofil 3-0 Poliester, niewchłanialny	B. Braun	C 0842478	szwy do płynowych cewników fille po tunelowaniu
Vicryl rapide 3-0, 1 x 45 cm FS2, V2930G	Daxtrio medische producten	15560	szwy do cewników elektrycznych po tunelowaniu
Vitafil 6 USP	SMI	6080
Strzykawki			10 ml i 2,5 ml
Heparyna LEO (heparyna sodowa)	LEO Pharma A/S
Zoletil	Virbac		tiletamine / zolazepam
Sedazine	AST farma	108855	xylazine
Temgesic	RB Pharmaceuticals	5429	buprenorfina
Tensogrip	BSN Medical	71522-00	elastyczna kamizelka